UNIVERSIDAD VERACRUZANA

Transcription

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
UNIDAD DE INGENIERÍA Y CIENCIAS QUÍMICAS
LICENCIATURA EN QUÍMICA FARMACÉUTICA BIOLÓGICA
“Caracterización de los efectos biológicos y
terapéuticos del gorgojo del maní (Ulomoides
dermestoides)”
Monografía
PARA ACREDITAR LA EXPERIENCIA RECEPCIONAL DEL
PROGRAMA DE LA LICENCIATURA EN QUÍMICA FARMACÉUTICA
BIOLÓGICA
Presenta:
Karla Maleny Tejeda Dorantes
DIRECTOR
Dr. F. Rafael Ramos Morales
Unidad de Servicios de Apoyo en Resolución Analítica
(SARA)
II
III
Institución donde se realizó el trabajo
Nombre: Unidad de Servicios de Apoyo en Resolución Analítica (SARA)
Dirección: Dr. Luis Castelazo Ayala S/N Col. Industrial Animas C.P. 91190
Teléfono: 01 228 8 42 17 00
Tipo de institución: Pública
Director del trabajo recepcional
Nombre: Dr. Fernando Rafael Ramos Morales
Dirección: Dr. Luis Castelazo Ayala S/N Col. Industrial Animas C.P. 91190
Teléfono: 01 228 8 42 17 00 Ext. 13553
Correo electrónico: [email protected]
Apoyos
M.C. Alejandro Salinas Castro (Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa, S.C)
Dra. Zaira J. Domínguez Esquivel (Laboratorio de Fisicoquímica y Productos
Naturales, Unidad de Servicios de Apoyo en Resolución Analítica)
M.C. Eloy Gasca Pérez
IV
A mis abuelitas, a Libo, Tere y Tis, que desde donde estén me siguen
cuidando, a Sofi y Bicha por creer en mí y apoyarme hasta el final.
Por todo su tiempo y amor, cada meta que yo alcance será por ustedes, las
amo abuelitas.
V
Agradecimientos
A mis maestros, Dr. Omar Muñoz Muñiz, Dr. Ángel Trigos Landa, Dra. Maribel
Vázquez Hernández, Dr. Miguel Ángel Domínguez Ortiz y Dra. Rosario Hernández
Medel por enseñarme a amar la Química.
A la Dra. Hilda Montero L. de Guevara y al Dr. Juan Francisco Rodríguez Landa
por ser un ejemplo para mí.
A las maestras Juana Ramírez Aguilera y Clara Elena Yerena Aguilar, por
brindarme el tiempo y la paciencia para aclarar todas mis dudas.
A la Dra. Zaira J. Domínguez Esquivel, por todos sus consejos durante la
realización del trabajo.
Al M.C. Eloy Gasca Pérez por brindarme su tiempo y apoyo.
A mi mamá, por apoyarme, aguantarme y siempre creer en mí, te quiero.
A mis tíos, Bicha y José Luis, gracias por sus consejos y regaños, por cuidarme
desde pequeña hasta ahora, por dedicarme su tiempo y permitirme ser parte de
sus vidas, los quiero muchísimos, han sido una parte muy importante en mi
formación.
A mi abuelito, por echarme porras siempre.
VI
A mis primos, Lili, Yuli, Karen, Diana y Brayan por ser como unos hermanos para
mí, motivándome a ser un ejemplo para ellos.
A mis primitos Ale, Baru, Yane y Dari, por llenar mi vida de felicidad y dejarme
consentirlos, los amo pequeños.
A mis amigos, por hacer más fácil el transcurso de la carrera y apoyarme siempre
que los necesite, Ney, Lili, Pollo, Jorge, Toto, Jobish, Dani, Diter, Iván, Jaszito,
Andrea, Elani, Yami, Abel, Lalo y Danno.
A Carlos, por entenderme, apoyarme en todo y por compartir cada triunfo
conmigo.
A mis tíos Lalo, Mari, Cuquita y Manolo por estar siempre al pendiente de mi y de
mi carrera.
A toda mi familia y amigos en general, por su cariño y apoyo, gracias.
VII
Contenido
Resumen ................................................................................................................ IX
Introducción ............................................................................................................. 1
Objetivos ................................................................................................................. 4
Objetivo general ................................................................................................... 4
Objetivos particulares........................................................................................... 4
Capítulo 1. Ulomoides dermestoides ....................................................................... 4
1.1. Taxonomia .................................................................................................... 5
1.2. Morfología ..................................................................................................... 5
1.2.1. Huevo ..................................................................................................... 5
1.2.2. Larva ....................................................................................................... 5
1.2.3. Pupa ....................................................................................................... 6
1.2.4. Adulto...................................................................................................... 7
1.2.4.1. Genitalia ........................................................................................... 8
1.2.4.2. Glándulas secretoras ...................................................................... 10
1.2.4.3. Composición orgánica .................................................................... 13
1.2.4.3.1. Secreciones volátiles ................................................................ 13
1.2.4.3.2. Hidrocarburos epicuticulares .................................................... 17
1.3. Ciclo biológico ............................................................................................. 19
1.4. Condiciones de crecimiento ........................................................................ 20
1.5. Acción biológica .......................................................................................... 21
1.5.1. Empírica ................................................................................................ 21
1.5.2. Comprobada ......................................................................................... 22
1.5.2.1. Antiinflamatoria ............................................................................... 22
1.5.2.2. Antiirritante ..................................................................................... 23
VIII
1.5.2.3. Antioxidante .................................................................................... 26
1.5.2.4. Citotóxica ........................................................................................ 27
1.5.2.5. Depresora del SNC......................................................................... 30
1.5.2.6. Genotóxica ..................................................................................... 35
1.5.2.7. Inmunomoduladora ......................................................................... 38
1.6. Tratamiento empírico .................................................................................. 39
Discusión ........................................................................................................... 40
Conclusiones ......................................................................................................... 42
Referencias bibliográficas ..................................................................................... 43
IX
Resumen
Existen testimonios provenientes de varios países alrededor del mundo, que
afirman las propiedades curativas que tiene el consumo del “gorgojo del maní”,
Ulomoides dermestoides. Se dice que funciona contra la impotencia sexual,
problemas oftalmológicos, reumatismo, debilidad, irritación de ojos, indigestiones,
afecciones cardiacas, mialgias, enfermedades renales, asma, Parkinson, diabetes,
artritis, VIH, cáncer y como fortificante. El presente trabajo busca informar sobre
las acciones biológicas demostradas hasta la fecha y su atribución a las diferentes
estructuras químicas presentes en el insecto.
1
Introducción
Los insectos son uno de los grupos más exitosos entre los animales.
Constituyen aproximadamente tres cuartas partes de los organismos totales
presentes en la tierra. Son únicos, no sólo en la diversidad, sino también en el
número de individuos de cada especie. Hay 200 millones de insectos por cada ser
humano, 40 millones de insectos por cada acre de tierra (Lokeshwari y Shantibala,
2010).
Desde tiempos antiguos los insectos y algunos productos extraídos de ellos
han sido usados como recursos terapéuticos en los sistemas médicos de muchas
culturas alrededor del mundo. Aunque sean generalmente considerados como
animales sucios, muchas
molidas, en
especies de insectos son usadas vivas, cocidas,
infusiones, pomadas, emplastos y ungüentos, tanto en medicinas
preventivas como curativas y también en rituales mágico-religiosos que favorecen
la salud y bienestar físico y mental. En general, los insectos son utilizados para el
tratamiento de afecciones respiratorias,
intestinales, parasitarias,
renales, hepáticas, estomacales,
pulmonares, bronquiales, cardíacas, endocrinas,
neuronales, circulatorias, dermatológicas, oftalmológicas, del bazo, del páncreas,
del aparato reproductor, entre otras (Ramos-Elorduy, 2001; Costa-Neto, 2005).
Aunque es considerado por muchos como superstición, la pertinencia de la
medicina tradicional basada en el uso de insectos no se puede negar, ya que ha
sido metódicamente probada por las compañías farmacéuticas como una fuente
potencial de fármacos para la ciencia médica moderna, al demostrarse las
propiedades inmunológicas, analgésicas, antibacterianas, diuréticas, anestésicas,
y anti-reumáticas de éstos (Costa-Neto, 2005).
El uso terapéutico de insectos y de productos derivados de ellos es
conocido como entomoterapia. Los conocimientos y prácticas concernientes a la
entomoterapia son transmitidos en gran parte por medio de la comunicación oral
de generación en generación, no teniendo por ello una difusión general. Aunque
la utilización de especies de insectos como recursos medicinales es una práctica
2
antigua, la entomoterapia aún es relativamente desconocida a nivel académico
(Carrera, 1993; Costa-Neto et al., 2006).
Varios autores clásicos y tradicionales abordan la práctica de la
entomoterapia, ejemplo de ello es el papiro de Ebers, un tratado médico egipcio
que data del siglo XVI antes de Cristo, contiene varios relatos de medicamentos
obtenidos a partir insectos y arañas. Dentro de ellos, está el gusano de seda
(Bombyx mori L.), el cual se ha utilizado en la medicina tradicional china desde
hace por lo menos tres mil años y las larvas de algunas moscas se han reconocido
durante siglos como agentes benéficos para la curación de heridas infectadas. En
su Naturalis Historiae, Plinio el Viejo grabó algunos medicamentos derivados de
insectos que se emplearon para el tratamiento de varias enfermedades en el
Imperio Romano en el siglo I después de Cristo. En el segundo libro de su materia
médica, Dioscórides menciona algunos remedios de insectos, por ejemplo, las
chinches de la cama eran usadas contra la fiebre cuaternaria; igualmente las
cucarachas molidas con aceite o cocidas, eran usadas contra dolor de oído y las
cigarras fritas eran usadas en las complicaciones de la vejiga; langostas y
saltamontes contra la enuresis en mujeres y utilizados contra picaduras de
alacrán, secos y con vino (Costa-Neto, 2005).
Entre la amplia variedad de insectos usados con fines medicinales, se
encuentra uno de los grupos más sobresalientes, los escarabajos. Éstos han sido
considerados como verdaderas fuentes de recursos medicinales. En la medicina
tradicional de varios países latinoamericanos, se conoce como coleopteroterapia
la ingestión de escarabajos con fines terapéuticos para tratar los síntomas de una
gran cantidad de enfermedades. Aunque no existen referencias sobre el
seguimiento clínico y/o de experimentación científica en los casos de pacientes
que practican la coleopteroterapia, su uso y eficacia se divulga a partir de
testimonios (Kriton, 2008). Estas prácticas empíricas han sido adoptadas
principalmente por la cultura hispana, difundiendo su uso medicinal y despertando
de este modo interés en la bioprospección de éstos, pero este dato aún no se ha
esclarecido, lo cual ha mantenido la ingesta de los escarabajos en forma empírica.
3
En México, se usa el Strategus julianus Burmeister, preparado como una
bebida eficaz para desarrollar la actividad sexual, mientras que los nativos de la
cultura Hñähñu en Hidalgo, combaten la tos ferina con sustancias obtenidas de la
especie Canthon humectus hidalgoensis, y creen en las facultades afrodisíacas de
las proyecciones del pronoto del escarabajo Strategus aloeus Linnaeus
(Dynastinae). Antiguamente en Europa fue muy divulgado el uso medicinal de la
especie Melolontha vulgaris Fabricius (Melolonthinae), debido a las propiedades
curativas de los aceites obtenidos de las larvas, utilizados para sanar heridas y
curar el reumatismo. De igual manera los adultos eran embebidos en vino para el
tratamiento de la anemia (Gasca, 2005).
Actualmente, uno de los ejemplares más utilizados es el tenebriónido
Ulomoides dermestoides, llamado “gorgojo del maní” o “gorgojo chino”, el cual fue
reportado por primera vez en junio de 2000, en Misiones, Argentina (Flores et al.,
2002). Éstos fueron criados en casa para ser utilizados como un tratamiento
alternativo para diversas enfermedades. Los insectos se distribuyen a través de la
llamada "cadena de gorgojo", que es una red de solidaridad que promueve un
tratamiento que implica el consumo de 4900 insectos vivos durante 140 días con
el propósito de aliviar o curar enfermedades como el asma,
el Parkinson, la
diabetes, la artritis, el VIH y el cáncer, por lo que cada día su consumo va en
aumento. De acuerdo a informantes en México, e información proporcionado en
internet a través de la “cadena del gorgojo”, estos escarabajos fortifican el sistema
inmune permitiendo así que el propio cuerpo “luche” contra cada padecimiento por
el mismo, propiedad que se le atribuye a sus compuestos de defensa, y por ello se
consumen vivos (Brown, 2011). Se ha sugerido que el gorgojo llega al estómago,
donde muere y libera sustancias curativas, sin embargo, existen muy pocas
investigaciones científicas dedicadas a la validación de esta hipótesis y de los
beneficios que se le atribuyen.
4
Objetivos
Objetivo general

Explicar las acciones biológicas del insecto Ulomoides dermestoides, de
manera clara y concisa, para el entendimiento del uso etnomédico de éste.
Objetivos particulares

Dar a conocer las acciones biológicas
de Ulomoides dermestoides
demostradas científicamente.

Relacionar las diferentes acciones terapéuticas no demostradas Ulomoides
dermestoides a algunos de sus componentes químicos.

Informar sobre las posibles consecuencias de la ingestión de Ulomoides
dermestoides.
Capítulo 1. Ulomoides dermestoides
La orden Coleoptera tiene aproximadamente 350,000 especies conocidas,
de las cuales la familia Tenebrionidae abarca aproximadamente el 6 % (De
Almeida et al., 2000). Esta familia es considerada importante debido a que la gran
mayoría de sus especies ocasionan plagas en los granos almacenados (Dias et
al., 2012). Dentro de ellas encontramos al Ulomoides dermestoides, llamado
vulgarmente “gorgojo del maní”, es un pequeño escarabajo cletrófago, eurífago,
incluido previamente en el género Palembus; es hospedero de Hymenolepis
diminuta, parásito intestinal que se aloja en los intestinos de los insectos
(Sandroni, 2001).
Se considera una plaga de granos almacenados, después de haber sido
encontrado por primera vez en el salvado de maíz y avena, en Malasia, pero su
incidencia ha sido reportada en granos de maní, arroz, avena, cereales de
salvado, frijoles, germen de trigo, maíz, soja y sorgo.
Este escarabajo, además de ser comprado para la alimentación de peces y
aves, se utiliza con fines terapéuticos, en el tratamiento múltiples enfermedades.
Se cree que éste insecto es originario de China o del sudeste asiático, y se ha
5
extendido a países de Latinoamérica debido al comercio de granos (Martins et al.,
2010; Gross-Hoffmann et al., 2005).
1.1. Taxonomia
Clase: Insecta
Orden: Coleoptera
Familia: Tenebrionidae
Subfamilia: Diaperinae
Género: Ulomoides
Especie: dermestoides (Marinoni y Ribeiro-Costa, 2001; Salinas-Castro, 2013)
1.2. Morfología
1.2.1. Huevo
Su coloración inicial es clara, y luego de apariencia translúcida. La forma
del huevo es oblonga, y su longitud promedio es de 0.82 mm en el eje polar y 0.22
mm en el eje ecuatorial (Figura 1).
Figura 1. Huevos de U. dermestoides cubiertos por partículas de harina. Tomado de
Yoshida, 1974.
1.2.2. Larva
Presentan coloración blanco-cremosa uniforme, aunque transcurrido el
tiempo, debido a la actividad de los pigmentos, las larvas alcanzan un color
6
carmelita (arcilla) claro (Figura 2). El tamaño varía de acuerdo con los instares,
siendo el menor registrado de 1 mm y el máximo de 11 mm. Son típicas
elateriformes, presentando su cuerpo visiblemente segmentado y pueden
apreciarse con gran facilidad las regiones del cuerpo: cabeza, tórax y abdomen.
Figura 2. Larvas de U. dermestoides. Tomada de Gross-Hoffmann et al., 2005.
1.2.3. Pupa
La pupa es del tipo exarata, de color blanco lechoso a café claro. En vista
ventral presentan los ojos bien desarrollados. Cada uno de los segmentos del
cuerpo presenta dos proyecciones laterales, con terminales esclerotizados y en el
último segmento o extremo posterior del abdomen presenta un par de urogonfos
con sus terminales endurecidas.
La diferencia sexual de U. dermestoides en la pupa se encuentran en la
forma de sus apéndices genitales (Figura 3). El macho tiene dos papilas
globulares, mientras que las papilas de la hembra son altamente protuberantes. El
sexo de la pupa es fácilmente distinguido por la diferencia de las papilas.
7
Figura 3. Segmento terminal de abdomen de pupa (macho y hembra), vista ventral.
Papilas genitales: macho-globular (izquierda), hembra-protuberante (derecha). Modificada
de Yoshida, 1974.
1.2.4. Adulto
Son de tamaño pequeño, con una longitud de 5 mm y 1 mm de ancho
(Figura 4). Las antenas poseen once artejos bien diferenciados y miden
aproximadamente lo mismo que el ancho del cuerpo. Son activos, móviles, de
gran capacidad de dispersión.
La forma del cuerpo es oblonga, aplanada, la cabeza es tipo prognata, sus
ojos compuestos prominentes, fácilmente diferenciables en cualquier posición de
los adultos. Poseen fuertes mandíbulas. Los élitros presentan surcos o estrías
longitudinales, formados por las punturas que son correspondientes a las venas
longitudinales. Las patas son caminadoras, y su abdomen presenta segmentos
bien diferenciados en número de 10. La coloración inicial es café claro y luego se
tornan de un color oscuro (Vergara-Ruíz et al., 1997).
Figura 4. A) Ulomoides dermestoides Chevrolat, 1878). B) Detalle de la tibia y el tarso de
la pata izquierda del primer par de patas. Tomado de Cupul-Magaña 2010
8
1.2.4.1. Genitalia
Tanto las hembras como los machos de U. dermestoides presentan un
abdomen formado por segmentos carentes de apéndices externos, que en su
estructura general proyecta una cutícula lisa cilíndrica a lo largo de los seis
segmentos abdominales externos del estadío adulto. Luego del sexto tergo y
externo abdominal, se encuentra una placa alargada y esclerotizada que forma la
placa subgenital, la cual es seguida por una membrana que resulta de la
modificación del octavo segmento abdominal, que se repliega internamente y a
partir de la cual se proyecta el ovipositor (Figura 5). Este último retiene sus
apéndices internos de forma modificada en dos pequeñas cerdas finales y
constituye los últimos segmentos genitales de las hembras. En el caso de los
machos, también se presenta la misma modificación del séptimo y octavo
segmento abdominal, pero los apéndices del último segmento genital se
encuentran modificados para la penetración en la cópula. En ambos sexos se
presenta el octavo segmento abdominal plegado, justo después de la placa
subgenital, elementos que forman la cavidad genital externa. Esta cavidad en
ambos géneros se ensancha para la cópula, lo cual permite extender el edeago en
los machos y la máxima longitud del ovipositor en las hembras.
Figura 5. Estructura genital externa de la hembra de U. dermestoides vista al
estereoscopio a 4X. A) Estructura esclerotizada alargada desde el interior abdominal. B)
Prolongaciones guías del ovipositor. C) Zona abdominal terminal esclerotizada en región
retráctil. D) Terminal redondeada endurecida del ovipositor. Tomada de Chacón-Castro et
al., 2009.
9
Respecto a la formación de los esternitos finales del macho, se presume
que al igual que en la mayoría de los géneros de coleópteros, estos se componen
de dos parámeros ubicados en los costados del noveno segmento y su función se
asocia con el enganche de la abertura genital de la hembra durante la cópula,
denominados órganos
de enganche. Además, en el
décimo
segmento
encontramos el edeago (ver Figura 6) resultante de la probable modificación del
crecimiento de los mesómeros. Estas estructuras de enganche y de cópula se
unen en la zona de unión del segmento 9 y 10, formando una región denominada
falobase, siendo ambos el resultado de la división de los falómeros o estructuras
de crecimiento secundario, a partir de lóbulos primarios fálicos producto del
crecimiento del ectodermo durante la maduración de los machos. Al final de éste
no se percibe la formación general del falotremo, más bien se da un abultamiento
con delineaciones que le rodean, las cuales forman un canal que tendría la función
particular del primero. Estos canales podrían explicar la ausencia de una cavidad
final evidente, ya que existen informes de la presencia de mecanismos de
secreción que emplean la forma de hendiduras y suturas en los órganos genitales
para la propulsión y dirección de las secreciones, lo que se conoce como el efecto
“Coanda”, el cual permitiría que la secreción seminal del insecto llegase al final del
edeago deslizándose, por un efecto de cohesión a las paredes del mismo.
Figura 6. Estructura genital del macho de U. dermestoides vista al estereoscopio a 2.5X.
A) Edeago y B) Zona esclerotizada marcada entre región retráctil. Tomado de ChacónCastro et al., 2009.
10
1.2.4.2. Glándulas secretoras
Una característica importante en la bioquímica del mecanismo de defensa
en los Tenebriónidos es la presencia de glándulas defensivas exocrinas en la
región terminal del abdomen, las cuales generalmente se encuentran en pares y
reaccionan ante estímulos táctiles que desencadenan respuestas hormonales y la
producción de proteínas (enzimas) específicas que promueven la eyección de la
secreción hacia el exterior. Estas glándulas se encuentran en ambos sexos
(Figura 7) y se atribuye a sus secreciones el papel de alomonas o semioquímicos
de interacción con distintas especies; sin embargo, no se descarta la posibilidad
de una función feromonal de comunicación. Por su parte, en esta especie el
mecanismo de defensa carece de propulsión violenta de la secreción en los
órganos genitales de ambos sexos, razón por la cual en ambos géneros se
observa un mecanismo de efecto al contacto, mediante la movilización de las
extremidades del pterotórax y el roce continuo de éstas con la región de la cavidad
genital, notándose que la secreción se producía sin necesidad de la extensión del
edeago o del ovipositor, sólo con el movimiento del sexto segmento abdominal. No
obstante, cuando el estímulo se produce en regiones lejanas al abdomen como la
cabeza y el tórax, en el caso de las hembras se produce la máxima extensión del
ovipositor con una orientación hacia el externo toráxico, el cual se impregna de la
secreción, evento que se repite en los machos, pues exhiben el edeago.
Como lo especificó Villaverde et al. (2005), Ulomoides dermestoides
presenta secreciones volátiles del tipo 1,4-benzoquinonas, concretamente metil y
etil 1,4-benzoquinonas (Figura 8), las cuales son producidas endógenamente y
son luego transportadas por medio de conductos aislantes hacia el exterior debido
a su carácter citotóxico. Se piensa que la ramificación de los conductos
glandulares internos podría ser también un medio de transporte de Compuestos
Orgánicos Volátiles (COV) hacia la glándula.
En esta especie se ha reportado algunos hidrocarburos epicuticulares
insaturados como el 1-pentadeceno y 1-trideceno (Figura 8), que funcionarían
como moléculas vehículo de las primeras benzoquinonas, con la función de
11
surfactante cuticular y de bloqueadores del olfato, la vista y el gusto en
depredadores (además de retardar la volatilización de las secreciones cuando
éstas son impregnadas por sus productores en los élitros como efecto residual).
Estas secreciones posiblemente se comuniquen con cámaras cuticulares
dispuestas por lo general en el hemocele y lleguen hasta el conducto secretor
principal para servir de transportadores y excretarse junto con las 1,4benzoquinonas. No obstante, también se presume que los conductos internos de
menor diámetro que se conectan al tabique antes mencionado podrían servir de
conducto transportador de precursores y enzimas para la ruta de síntesis de
benzoquinonas, producidas en células diferentes a las que forman las paredes
internas de cada glándula, de manera que al hacer referencia a la naturaleza de la
secreción defensiva, se reporta que el origen de las benzoquinonas es producto
de la formación de quinonas por medio de glucósidos fenólicos. Estas quinonas se
transforman en hidroquinonas-ß-glucósido y mediante la acción catabólica de
enzimas ß-glucosidasas, se escinden en hidroquinonas. Posiblemente el precursor
hidroquinona pueda ser transportado hasta el reservorio glandular desde células
aisladas del mismo y sean las células de las paredes glandulares las que aporten
las enzimas que las convierten en benzoquinonas, así como las organelas donde
se produzca esta reacción y posiblemente algunos conductos internos participen
en ese transporte hacia la glándula. Por otra parte, es posible que las mismas
células que forman la estructura interna de la glándula sean las que sinteticen
tanto la hidroxiquinona como la benzoquinona, mediante un sistema de organelas
protegidas por membranas cuticulares y luego liberen las 1,4-benzoquinonas en el
reservorio glandular. En este último caso, se pensaría que los conductos en la
base de la glándula serían principalmente de secreción y no de acarreo de
precursores, como se propone ante la aparente ausencia de un sistema de
cámaras de reacción que separen las reacciones, según lo reportado en otras
especies, donde el complejo de dos glándulas se convierte en dos reservorios de
especies químicas distintas (reactivas y no reactivas), las cuales se conectan por
cámaras de reacción que proyectan las secreciones violentamente hacia el
exterior (Chacón-Castro et al., 2009).
12
Figura 7. Forma general de las glándulas de U. dermestoides. A) Hembra, pliegues
glandulares (pg) (Barra: 0.43 mm). B) Machos, pliegues glandulares (pg) (Barra: 0.38
mm). C) Diámetro aproximado en hembras, final de pliegues corrugado (fc) (Barra: 350
µm). D) Diámetro aproximado en machos, final de pliegues corrugado (fc) (Barra: 302
µm). Modificado de Chacón-Castro et al., 2009.
Figura 8. Componentes químicos presentes en U. dermestoides.
13
1.2.4.3. Composición orgánica
1.2.4.3.1. Secreciones volátiles
Muchas especies de tenebriónidos producen y secretan una mezcla volátil
defensiva que contienen principalmente benzoquinonas y alquenos. Se ha
observado la presencia de mecanismos defensivos en la especie U. dermestoides,
relacionados con la secreción de sustancias repelentes y bloqueadoras de
quimiorreceptores, las cuales se almacenan en inclusiones cuticulares o glándulas
en las terminales abdominales de ambos géneros (Chacón-Castro et al., 2009).
Está comprobado que el 90 % de sus compuestos volátiles son metil-1,4benzoquinona (MBQ), etil-1,4-benzoquinona (EBQ), 1-trideceno (C13:1) y 1pentadecano (C15:1), y menor cantidad se encuentra el limoneno y pentadecadieno
(ver Figura 9) (Villaverde et al., 2009). En el 2010, en una investigación realizada
por Martins et al., se corroboró que los componentes mayoritarios eran los mismos
encontrados en la primera investigación.
Figura 9. Perfiles de microextracción fase sólida-cromatografía capilar de gases de
Ulomoides
dermestoides.
Los
componentes
mayoritarios
se
identificaron
por
espectrometría de masas; inyector: modo sin fraccionamiento a 290°C, temperatura del
detector de ionización de llama: 310ºC; temperatura del horno: de 40ºC durante 3 min,
5°C/min hasta 150°C, 20°C/min hasta 250°C, y 30°C/min hasta 310°C, con un tiempo de
retención de 15 min a la temperatura final. Muestras de insecto obtenidas en
diclorometano. Modificado de Villaverde et al., 2009.
14
Posteriormente, Mendoza y Saavedra en 2013 determinaron la composición
química de extractos metanólicos y hexánicos del cuerpo entero de U.
dermestoides por medio de cromatografía de gases acoplada a espectrometría de
masas (CG-EM). Identificaron 6 compuestos comunes en ambos extractos:
limoneno, y los ácidos grasos mirístico, palmítico, esteárico, oleico y linoleico. En
el extracto metanólico también se encontró: 1-pentadecanol, alfapineno, betafelandreno y alfa-terpineno; en el extracto hexánico: 2-metil-p-benzoquinona, 2,4dihidroxi-1-etilbenzeno, 2,5-dimetil-quinona, hidrocarburos saturados e insaturados
y alcoholes.
Las moléculas con la más alta cantidad relativa en el extracto metanólico
fueron pentadecanol (28.85 %), palmitato de metilo (27.55 %), limoneno (17.15 %),
y metil oleato (11.45 %) como se puede observar en la Tabla 1.
Tabla 1. Tiempos de retención (TR) y cantidades relativas de compuestos identificados en
la fracción volátil del extracto metanólico de U. dermestoides (Figura 10). Tomado de
Mendoza y Saavedra, 2013.
Número
TR (min)
Identidad
de pico
Cantidad
relativa (%)
1
16.31
Alfa-pineno
1.95
2
19.23
Alfa-terpineno
0.50
3
20.63
Beta-felandreno
2.10
4
20.53
Limoneno
17.15
5
44.55
Metil miristato
2.50
6
49.15
Metil palmitato
27.55
7
52.55
Metil linoleato
7.15
8
52.67
Metil oleato
11.45
9
53.15
Metil estearato
0.80
10
37.95
Pentadecanol
28.85
15
Tabla 2. Tiempos de retención (TR) y cantidades relativas de compuestos identificados en
el extracto hexánico de U. dermestoides (Figura 11). Tomado de Mendoza y Saavedra,
2013.
Número
TR
Identidad
Cantidad
de pico
(min)
1
7.531
Limoneno
4.60
2
9.076
2-etil-p-benzoquinona
9.93
3
11.558
1-trideceno
1.43
4
13.719
2,4-dihidroxi-1-etilbenceno
2.04
5
14.273
1-pentadeceno
32.88
6
16.880
2,5-dimetilquinona
1.24
7
17.119
Ácido mirístico
0.91
8
19.549
Ácido palmítico
1.61
9
19.803
Ácido esteárico
0.75
10
21.347
Ácido linoléico
24.13
11
21.518
Ácido oleico
1.40
12
22.373
Hexacosano
0.51
13
23.995
Heptacosano
2.46
14
24.146
5-nonadecen-1-ol
2.05
15
24.389
9-eicosen-1-ol
6.73
16
25.493
Octacosano
3.88
17
26.877
Nonacosano
2.13
18
28.167
Tetratriacontano
0.56
19
30.370
17-pentatriacontano
0.73
relativa (%)
16
Figura 10. Cromatograma de la fracción volátil del extracto metanólico de U.
dermestoides. La extracción simultánea y la concentración fueron hechas con los
componentes encontrados en la fase de vapor del extracto metanólico usando Headspace
y microextracción en fase sólida (HS-MEFS). Se utilizó una fibra de PDMS/DVB de 65-μm,
con un volumen de inyección de 1 μL. El extracto hexánico (1 μL) se inyectó
manualmente. El análisis cromatográfico de ambos extractos se realizó en un
cromatógrafo de gases Agilent Technologies 6890 Plus acoplado a un detector selectivo
de masas Agilent Technologies 5973.
Columna A J & W Scientific DB-5MS [5 %
fenilpolidimetilsiloxano), 60 m x 0,25 mm x 0,25 μm]. Los compuestos en cada muestra
fueron identificados a partir de datos de espectrometría de masas de la NIST MS Search
Program, versión 2.0. Tomado de Mendoza y Saavedra, 2013.
Por otra parte, los compuestos con la más alta cantidad relativa en el
extracto hexánico fueron 1-pentadeceno (32.88 %), ácido linoleico (24.13 %), y 2etil-p-benzoquinona (9.93 %). Otros compuestos encontrados fueron la 2,5dimetilquinona, 2,4-dihidroxi-1-etil-benceno, limoneno, hidrocarburos alifáticos,
saturados y ácidos grasos insaturados, y alcoholes de cadena larga (ver Tabla 2).
17
Figura 11. Cromatograma del extracto hexánico de U. dermestoides. Modificado de
Mendoza y Saavedra, 2013.
1.2.4.3.2. Hidrocarburos epicuticulares
Entre los hidrocarburos cuticulares encontrados por Villaverde et al. (2009)
se detectaron estructuras saturadas, insaturadas, ramificadas y con longitudes de
cadena que van desde 13 hasta 43 átomos de carbono; n-pentacosano (C25) y
9,11 pentacosadieno fueron los componentes más abundantes, lo que representa
más del 40 % de los hidrocarburos cuticulares. En la Tabla 3 se muestran los
hidrocarburos identificados en este estudio y su respectivo espectro en la Figura
12.
18
Tabla 3. Identificación y composición porcentual de los hidrocarburos epicuticulares de U.
dermestoides. Tomada de Villaverde et al., 2009.
Picoa
Hidrocarbonob
Índice
Kovats
Porcentaje de
hidrocarbono
Diagnóstico masa/ión
c
Hembra
Macho
1
C23:0*
2300
3.3±0.4
3.9±0.3
324
2
C24:0
2400
0.8±0.3
0.9±0.1
338
3
x,x-C24:2
2444
0.8±0.4
1.0±0.4
67, 82, 96, 334
4
C25:0
2500
21.8±1.8
20.6±1.3
352
5
x,x-C25:2
2513
4.9±0.7
5.0±0.6
67, 82, 96, 348
6
9,11-C25:2*
2549
20.0±2.7
23.7±2.5
(186, 199, 256, 269, 379, 474)
7
3-metil C25:0
2573
1.1±0.3
1.0±0.3
56/57, 336/337
8
C26:0
2600
0.7±0.3
0.9±0.2
366
9
C27:0
2700
11.0±1.0
10.2±1.1
380
10
x,x-C27:2
2745
0.5±0.2
0.7±0.1
67, 82, 96, 376
11
C28:0*
2800
0.7±0.1
0.6±0.1
394
12
C29:0
2900
7.7±0.8
7.2±1.0
408
13
C31:0
3100
2.9±0.8
2.5±0.5
436
14
C32:0*
3200
0.1±0.1
0.2±0.1
450
15
C33:0
3300
2.1±0.7
1.9±0.5
464
16
9,17-C35:2
3450
2.4±0.4
2.6±0.4
(173, 283, 299, 329, 409, 455,
535, 676)
17
15-; 16-; 17-; 9-; 11-;
3468
3.8±0.5
2.8±0.2
12-; 13-; 14-C35:1
(257, 327, 271, 313; 285,299,
537, 584)
18
C35:0
3500
1.3±0.4
1.3±0.3
492
19
11-; 13-metil C35:0
3536
0.3±0.2
0.5±0.1
168/169, 196/197, 224/225,
252/253, 280/281, 308/309,
336/337, 364/365
20
13,23-; 13,21-;
3561
0.6±0.2
0.5±0.1
11,23-dimetil C35:0
21
9,17-C37:2
168/169, 196/197, 224/225,
322/323, 350/351, 378/379
3650
3.6±0.6
4.5±0.7
(173, 283, 327, 329, 437, 483,
563, 704)
22
13-; 15-; 18-; 17-;
3676
6.4±0.7
5.1±0.5
16-; 11-; 9-; 12-; 14-
(229, 383, 257, 355; 299, 313,
565, 612)
C37:1*
23
13-; 15-; 17-; 11-;
3877
3.1±0.3
2.5±0.2
18-; 19-C39:1*
Los asteriscos indican diferencias significativas entre sexos.
a
Los números corresponden a los picos de la Figura 12.
(229, 411, 257, 383, 593, 640)
19
b
Los hidrocarburos de cadena lineal fueron identificados por comparación de sus índices de
Kovats y con las normas correspondientes. La ramificación metil se estimó sobre la base de sus
valores de índice Kovats y su patrón de fragmentación de masas (Juárez et al., 2001).
c
Los valores son medias de 9 repeticiones ± desviación estándar para cada sexo.
d
Para los hidrocarburos no saturados, los iones de diagnóstico después de derivatización DMDS
se muestran entre paréntesis. Sólo se muestran los iones de diagnóstico de los principales
isómeros.
Figura 12. Perfil cromatográfico de hidrocarbonos epicuticulares no volátiles de U.
dermestoides (pool de machos). Tomada de Villaverde et al., 2009.
1.3. Ciclo biológico
Las hembras ovipositan sobre los residuos, subproducto del proceso
alimenticio. Se les encuentra en grupos reducidos entre 3 a 9 huevos, pero cada
uno de ellos es fácilmente observable. El huevo recién ovipositado está recubierto
de una fina película mucilaginosa, en la cual se adhieren residuos de harina y/o
excrementos. El período de la ovoposición de la hembra apareada oscila de 35 a
20
50 días. El número total de huevos puestos por hembra es de aproximadamente
160. El huevo eclosiona después de unos 3-4 días.
Al eclosionar los huevos emergen larvas de gran movilidad. Éstas
presentan una duración prolongada, se alimentan del contenido de los granos,
durante este período manifiestan un hábito criptobiótico, tan sólo al consumir los
granos salen y rápidamente buscan otros granos sanos. Su promedio de vida es
de 43 a 74 días, y el número de instares que presenta son 10, aunque es bastante
variable y depende de factores como temperatura, humedad relativa, capacidad de
consumo, tipo de alimento y las interacciones entre estos factores.
Antes de iniciarse la fase de pupa, la larva en su último instar detiene su
crecimiento, disminuye su actividad y toma una posición a manera de la letra “c”,
quedando como tal entre 2.6 a 4 días. Esta puede ser denominada la fase de prepupa. Luego se inicia la fase de pupa, la cual dura entre 4 a 5 días, y emerge. Su
ciclo de vida completo consta de 53 a 94 días, dependiendo de sus condiciones de
crecimiento. En el estado pupal, como en el de larvas, hay una alta mortalidad por
deshidratación. Ya en su fase adulta logran longevidades en un rango de 492 a
1,386 días (Yoshida, 1974).
Toshiharu Yoshida, en 1974, descubrió que U. dermestoides presentaba
una tendencia al canibalismo. Al igual que varias especies de insectos, como
Tribolium spp., tienden a aumentar la alimentación mediante sus propios huevos al
aumentar la densidad de la población. Yoshida indica que al aumentar la densidad
de huevos aumentaba la alimentación de éstos por los escarabajos, y al disminuir
la densidad de los huevos, cesaba el canibalismo.
1.4. Condiciones de crecimiento
De acuerdo con los estudios realizados por Marinoni y Ribeiro-Costa en
2001, U. dermestoides muestra mayor viabilidad cuando es criado en frutos
abiertos (cáscaras y semillas) de maní (Arachis hypogaea), en comparación con la
dieta compuesta sólo de semillas, y no se desarrollan en los frutos completos. En
la dieta de frutas abiertas, exhibieron mayor viabilidad y tiempos de desarrollo más
21
cortos a temperaturas intermedias y probablemente mejores condiciones de
desarrollo (viabilidad y tiempo de desarrollo) en los niveles de humedad más altos.
El uso de granos como alimento podría acortar el ciclo reproductivo de los
insectos, y avanzar en su tiempo de la madurez sexual, haciendo que el intervalo
de desove sea más corto. Está comprobado también, por Xiaocan et al. (2008),
que la cría de insectos en el ambiente cálido y húmedo es más activa, mientras
que en condiciones frías y secas crecen lentamente y su desarrollo se ve
retrasado.
También, existen estudios que demuestran que el hongo entomopatógeno
Beauveria bassiana altera fuertemente el desarrollo del escarabajo, mostrando
una reducción significativa en la progenie, así como disminución de la secreción
de sus feromonas de defensa (Pedrini et al., 2010).
Basándose en testimonios, las personas que utilizan este insecto para uso
personal, principalmente tratamiento de enfermedades, lo alimentan con pan de
caja (integral generalmente), avena, germen de trigo, cacahuate molido,
combinado con manzana o cáscara de plátano eventualmente. Se recomienda
tenerlos en recipientes plásticos, cubiertos con una malla que permita su
ventilación pero que al mismo tiempo impida que se contamine con crías de otros
insectos.
1.5. Acción biológica
1.5.1. Empírica
La ingestión de este escarabajo se ha convertido en algo muy popular,
especialmente en los países asiáticos y suramericanos, como una manera de
combatir diversas enfermedades, especialmente el asma, procesos inflamatorios,
cáncer, vitíligo, psoriasis y diabetes, aún sin haber sido comprobada la eficacia de
este tratamiento químicamente (Gross-Hoffmann et al., 2005).
Se ha reportado que es utilizado para la impotencia sexual, problemas
oftalmológicos, reumatismo y debilidad (Alves y Alves, 2011). En la ciudad de
22
Andaraí este escarabajo es cocinado como fortificante, en Feira de Santana es
prescrito irritación de ojos, y según referencia popular en China y Malasia, las
heces de este insecto se utilizan para curar indigestiones, afecciones cardiacas,
mialgias, enfermedades renales y asma (Costa-Neto, 2002).
Se ha aplicado ampliamente en medicinas populares japonesas y chinas en
el tratamiento del dolor de espalda, tos, tuberculosis y problemas respiratorios
como el asma. También es utilizado como afrodisíaco, contra la dermatitis, artritis
reumatoide, hemorroides, inflamaciones y dolor en hígado y riñones,
en la
enfermedad de Parkinson, la diabetes mellitus, y diferentes tipos de cáncer
(Sandroni, 2001; Mendoza y Saavedra, 2013).
1.5.2. Comprobada
1.5.2.1. Antiinflamatoria
En 2009, Vianna-Santos et al., realizaron un estudio cuyo objetivo fue
evaluar, in vitro e in vivo, el efecto antiinflamatorio de U. dermestoides. Utilizaron
un modelo de lesión de inflamación aguda,
por medio de la inyección de
carragenina en la cavidad pleural de ratas. En los experimentos, la inyección
intrapleural de carragenina indujo una reacción inflamatoria aguda caracterizada
por una marcada acumulación de exudado pleural, la exudación de plasma e
intensa migración de polimorfonucleares (PMN) en las cavidades pleurales. El
tratamiento de los animales con extracto acuoso de U. dermestoides (8 mg/Kg y
16 mg/Kg) atenuó los parámetros de inflamación: leucocitos totales, número de
células PMN, concentración de proteína y el volumen de exudado pleural después
del
tratamiento
con
carragenina.
Además,
U.
dermestoides
inhibió
significativamente la migración de PMN y, por consiguiente disminuyó el número
total de leucocitos en la cavidad pleural, probablemente por la disminución de los
factores de liberación quimiotácticos. La activación de citoquinas y mediadores
pro-inflamatorios y anti-inflamatorios son los procedimientos clave de la reacción
inflamatoria y conduce al deterioro consecuente de la inflamación y a la
restauración.
23
Este efecto antiinflamatorio demostrado, se caracteriza por la inhibición de
tanto la afluencia total y diferencial de leucocitos, y la reducción de la exudación
en el edema inflamatorio.
1.5.2.2. Antiirritante
El efecto antiirritante de los extractos metanólico y hexánico, fue evaluado
por Mendoza y Saavedra en 2013 mediante un ensayo modificado de irritación de
la membrana corioalantoidea (CAM) de huevos fertilizados de gallina (HET-CAM);
los resultados fueron expresados como índice de irritación (IR).
El extracto metanólico mostró efecto antiirritante potencial en el ensayo
HET-CAM (IR = 3.09 ± 0.11), similar al observado con el fármaco Nimesulida
(IR=2.05 ± 0.14), un antiinflamatorio no esteroideo (AINE) usado como control
positivo de la inhibición de la irritación. El extracto hexánico no mostró capacidad
antiirritante.
Figura 13. Reacciones de irritación de la CAM. Estas cifras muestran la CAM antes de la
adición de dodecil sulfato de sodio (DSS) al 0.5 % y los efectos no deseados después de
la adición de DSS al 0.5 % (hemorragia, lisis y coagulación). a) CAM sin DSS; b)
Hemorragia y lisis; c) Coagulación. Tomado de Mendoza y Saavedra, 2013.
Los cambios en la reacción de irritación estándar que se producen en la
CAM se muestran en la Figura 13. Se observó una reacción de hemorragia en el
engrandecimiento de los principales vasos sanguíneos, y la aparición de pequeños
complejos con múltiples ramas vasculares; la reacción de lisis pone de manifiesto
la ruptura de los vasos sanguíneos y extravasación; la reacción de coagulación se
24
determinó por el oscurecimiento y endurecimiento de la CAM. La inhibición de las
reacciones irritantes en el grupo pre-tratado con control positivo, extracto
metanólico de U. dermestoides y extracto hexánico de U. dermestoides se
muestran en la Figura 14.
Figura 14. Inhibición de la reacción de irritación de la CAM pre-tratada con el control
positivo (Nimesulida) y muestras de prueba (ME=extracto metanólico de U. dermestoides;
HE=extracto hexánico de U. dermestoides). Estas cifras muestran los vasos sanguíneos
después de la adición de DSS al 0.5 %. a) El control positivo; b) CAM pre-tratada con ME;
c) CAM pre-tratada con HE. Tomado de Mendoza y Saavedra, 2013.
En la prueba de HET-CAM, el pre-tratamiento de la CAM con extractos
metanólicos de U. dermestoides disminuyó la hemorragia vascular y la
coagulación de la membrana producida por el agente irritante (DSS 0.5 %; media
de IR= 3.09 ± 0.11). Hubo una diferencia estadística significativa en el índice de
irritación entre el grupo pre-tratado con extracto metanólico de U. dermestoides y
grupo de control negativo, incluyendo el disolvente de control (p=0.00). Además,
se observaron diferencias estadísticas no significativas en la reacción de
hemorragia (p=0.041), reacción de coagulación (p=0.028) y lisis de reacción
(p=0.05) de la CAM entre el grupo tratado con extracto metanólico y el grupo de
control positivo. El extracto hexánico de U. dermestoides no mostró ningún efecto
anti-irritante en el ensayo CAM (media de 20.6± IR=0.14). No se observaron
diferencias estadísticamente significativas en el índice de reacción entre el grupo
del extracto hexánico y el grupo control negativo (p=0.00). Los resultados
demostraron el efecto antiirritante de los extractos metanólicos de
U.
dermestoides, lo que podría atribuirse a compuestos con actividad anti-inflamatoria
como el ácido oleico y el limoneno. El Omega-9, ácido graso monoinsaturado
25
(MUFA), y el Omega-6, ácido graso poliinsaturado (AGPI), podrían contribuir a la
capacidad antiirritante de los extractos metanólicos
Está demostrado que las
dietas ricas en ácido oleico (omega-9, ácido graso monoinsaturado) tienen efectos
beneficiosos sobre las enfermedades relacionadas con la inflamación (Carrillo et
al., 2012). Bartoli et al. (2000), informó que el ácido oleico puede influir en el
metabolismo del ácido araquidónico (omega- 6 PUFA), disminuyendo la
producción
de
eicosanoides
proinflamatorios.
Por
otra
parte,
el
efecto
antiinflamatorio de ácido linoleico (omega- 6 PUFA) no está claro, varios estudios
han expresado que un alto consumo de ácido linoleico en la dieta contribuye a un
exceso de inflamación crónica. El ácido linoleico puede ser metabolizado a ácido
araquidónico, el sustrato para la biosíntesis de una amplia gama de eicosanoides
proinflamatorios, vasoconstrictores, y/o proagregantes; pero el ácido araquidónico
también es el sustrato para la producción de eicosanoides antiinflamatorios y/o
antiagregantes,
tales como
la prostaciclina
,
la
lipoxina
A4
y ácidos
epoxieicosatrienoicos (Harris et al.,2009) .
Además, el extracto metanólico tiene alta concentración de monoterpenos
(21.7 %) con propiedades antiinflamatorias como el limoneno, alfa-terpineno y alfapineno. Hallazgos recientes sugieren que el D-limoneno podría ser utilizado como
un agente antiinflamatorio potencial para el tratamiento del asma bronquial,
suprimiendo las citoquinas proinflamatorias, la producción de especies de
radicales de oxígeno, y la inactivación de la migración de eosinófilos;
experimentos con células RAW 264.7 de macrófagos demostraron que D-limoneno
es un inhibidor eficaz del óxido nítrico inducido por lipopolisacárido y de la
producción de prostaglandina E(2), del mismo modo , D - limoneno disminuye la
expresión de las citoquinas pro-inflamatorias TNF-alfa, IL-1beta, IL-6 de una
manera dependiente de la dosis (Yoon et al., 2010). Las propiedades
antiinflamatorias de alfa-pineno y alfa-terpineno se han demostrado usando un
modelo experimental inflamatorio en ratones y la prueba de inhibición de
ciclooxigenasas ovinas (COX-1 y COX-2), respectivamente (Kawata et al., 2008;
Quintão et al., 2010).
26
En este estudio, el extracto hexánico utilizado en el ensayo HET-CAM fue
una muestra concentrada y esto pudo haber influido en los resultados. Se propone
que el alto índice de irritación de la CAM pre-tratada con extracto hexánico podría
ser causada por los hidrocarburos alifáticos y quinonas (2- etil-p-benzoquinona y
2,5-dimetilquinona). Los hidrocarburos alifáticos (43.85 % de extracto hexánico)
pueden causar irritación de la piel y las membranas mucosas (Patlolla et al.,
2009), mientras que las quinonas (11.17 % de extracto hexánico) han sido
reportadas como altamente citotóxicas y / o genotóxicas debido a la formación de
especies de radicales de oxígeno y la unión covalente a macromoléculas (Yang y
Zhou, 2010; Ruiz-Ramos et al., 2005).
1.5.2.3. Antioxidante
La capacidad antioxidante del extracto metanólico de cuerpo entero de U.
dermestoides fue evaluada en 2013 por Mendoza-Meza et al. Los extractos fueron
obtenidos mediante extracción discontinua con metanol del 48 % y 96 %, durante
24 h y 48 h. La capacidad antioxidante se determinó por el método ORAC
(Capacidad de Absorción de Radicales Oxígeno) y el ensayo de reducción del
radical 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH). La composición química de los
extractos fue determinada por cromatografía de gases acoplada a espectrometría
de masas (CG-EM). Todos los extractos mostraron capacidad antioxidante, pero el
extracto obtenido con metanol 48 %/48 h (UD4848) mostró mayor actividad:
ORAC= 3.65±0.5 equivalentes trolox, reducción DPPH30 min= 87.1% y CI50 del
DPPH30 min= 0.023 mg/mL. La composición química del extracto UD4848 fue:
ácido linoleico (29.1 %), palmítico (23.9 %), oleico (21.9 %), esteárico (5.6 %),
mirístico (0.5 %), n-pentadecanol (11.2 %) y 4 etilresorcinol 2 (6.8 %) (Figura 15).
27
Figura 15. Composición química del extracto UD4848.
1.5.2.4. Citotóxica
Crespo et al., en 2011, evaluaron la citotoxicidad de los principales
componentes volátiles liberados por U. dermestoides, en la línea celular A549 de
epitelio carcinomatoso de pulmón. Los compuestos de defensa de
U.
dermestoides se extrajeron con diclorometano (metil-1,4-benzoquinonas, etil-1,4benzoquinonas y 1-pentadeceno como componentes principales), se analizaron y
cuantificaron por cromatografía de gases con columna capilar, y mostraron
actividad citotóxica en células A549 demostrada por un ensayo de MTT
(Mosmann, 1983) y el ensayo de azul tripano, con valores de CI50 (concentración
del compuesto ensayado requerida para producir una inhibición del 50% del
crecimiento celular después de un tiempo de exposición de 24 horas) de 0.26
equivalentes/mL y 0.34 equivalentes/mL, respectivamente (1 equivalente =
cantidad de componentes extraídos por escarabajo). La inhibición de la
proliferación de células A549 con la mezcla sintética (1,4-benzoquinona y 1pentadeceno) o solo 1,4-benzoquinona (BQ) era similar a la obtenida con el
extracto de insectos. 1-pentadeceno no mostró ningún efecto inhibidor.
28
Figura 16. Determinación de la citotoxicidad del extracto del insecto en células A549
usando el método MTT. Las células fueron incubadas con las dosis indicadas en
MEM+SFB por 24 h. **Diferencia muy significativa (p<0.001) del control. ***Diferencia
extremadamente significativa (p<0.001) del control. Los datos son reportados como la
media ± la desviación estándar de 8-16 pocillos (dosis replicada) realizado en 2-4
experimentos separados respectivamente. El análisis estadístico se realizó usando
análisis de varianza de una vía (ANOVA) y la prueba múltiple de Tukey-Kramer con un
nivel significativo de p<0.05 o un t-test impar (programa GraphPad inStat). Modificado de
Crespo et al., 2011.
Como se muestra en la Figura 16, las dosis por debajo o igual a 0.10
equivalentes/mL de extracto de insectos no redujeron significativamente la
viabilidad de las células A549, mientras que las dosis altas redujeron
significativamente la viabilidad. De las curvas de dosis-respuesta obtenidas por
incubación de las células con el extracto de insectos, BQ y mezcla sintética (ver
Figura 17), los valores de IC50 correspondientes se muestran en la Tabla 4. El
efecto del extracto de insectos, BQ pura o mezcla sintética en la inhibición del
crecimiento de las células A549 no difirió significativamente entre sí, mostrando
valores de IC50 similares (Tabla 4). Por el contrario, 1-pentadeceno no mostró
ninguna actividad citotóxica, incluso a una alta concentración (3 equivalentes/mL).
El efecto de la mezcla sintética en la inhibición del crecimiento de células
mononucleares expuestas a 0.15 equivalentes/mL fue de 72.2 ± 2.7 %. A
concentraciones mayores de 100 % las células se encontraban muertas. Los datos
29
son la media ± la desviación estándar, n = 4. Por el método azul de Tripano, el
valor IC50 de células A549 tratadas con extracto de insectos fue 0.34 ± 0.06
equivalentes/mL, no significativamente diferentes de los valores de IC 50 obtenidos
con el ensayo de MTT (P> 0,05).
Figura 17. Curva dosis-respuesta de células A549 incubadas con 1,4-benzoquinona,
mezcla sintética y extracto de insecto, expresado como inhibición de crecimiento celular
de acuerdo a la prueba MTT. Cada punto de la curva representa el valor medio ± la
desviación estándar de 8-16 pozos (dosis replicada) realizado en 2-4 experimentos
separados respectivamente. Tomado de Crespo et al., 2011.
En este estudio se demostró que las dosis de insecto de 0.15
equivalente/mL y mayores, redujeron significativamente la viabilidad de las células
tumorales un 85 % y cerca de un 70 % en células mononucleares. Los valores
similares de IC50
obtenidos con el extracto de insecto, benzoquinona pura y
mezcla sintética, en conjunto con la falta de actividad citotóxica del pentadeceno,
sugiere que las benzoquinonas en el extracto del insecto son las responsables de
la inhibición de la proliferación celular.
30
Tabla 4. Inhibición del crecimiento de las células A549 por los componentes de defensa
de U. dermestoides.
Compuesto ensayado
IC50a (equivalente/mL)
Extracto de insecto
0.26 ± 0.04
Benzoquinona
0.31 ± 0.01
Mezcla sintética
0.30 ± 0.07
Los datos representan el valor medio ± de desviación estándar, n=4. Los análisis
estadísticos fueron realizados por ANOVA de una vía y la prueba de Tukey.
a
IC50 es la concentración del compuesto (extracto de insecto o análogos sintéticos)
requeridos para reducir la densidad óptica un 50 % del control en el ensayo MTT. Los
valores son estimados de un análisis de regresión no lineal de las curvas de dosisrespuesta. Tomado de Crespo et al., 2011.
1.5.2.5. Depresora del SNC
El estudio realizado por Tobón et al. en 2011, investigó el perfil
neurofarmacológico del aceite extraído del U. dermestoides in-vivo para establecer
su efecto sobre el sistema nervioso central. La técnica que emplearon en el diseño
experimental fue bloques completamente aleatorizados de cuatro tratamientos:
sustancia
control
(solución
salina),
sustancia
problema
(aceite
de
U.
dermestoides), sustancia patrón estimulante (Anfetamina) y sustancia patrón
depresora (Diazepam y Difenhidramina), utilizando ratones albinos (Mus
musculus), cepa suizo ICR.
La evaluación preliminar del efecto del aceite en la conducta y en el sistema
autónomo de los ratones albinos, fue realizada mediante el método de Irwin
(Turner, 1965; Nakama, 1972; Lipman, 1978; Meneses et al., 1990), en términos
de la discriminación de presencia del efecto neurofarmacológico depresor o
estimulante (+) y aumento del efecto (++). Los efectos más relevantes que
presentaron los animales en esta prueba preliminar fueron somnolencia y
pasividad (++); mientras que la relajación y la autoacicalación se presentaron a
través del tiempo del experimento, comparándolo con el efecto depresor del patrón
Diazepam y el efecto estimulante de la Anfetamina en el SNC.
31
El efecto neurofarmacológico más notorio causado por
el aceite de U.
dermestoides (3 mg/Kg, vía oral) fue la depresión, demostrada como pasividad.
Este efecto depresor se confirmó mediante otra prueba por el método de Irwin,
comparando dicho efecto con el patrón depresor del SNC de la Difenhidramina
(37.50mg/Kg, vía oral), cuya prueba mostró disminución de la alerta y de la
reactividad, además de la presencia y el aumento de la pasividad a través del
tiempo del experimento. Las dos pruebas realizadas por el método de Irwin
sugieren que el aceite de U. dermestoides produce un efecto depresor leve sobre
el SNC de los ratones albinos, el cual desaparece después de seis horas de
administrado en una relación directa y dependiente de la dosificación en los signos
observados respecto al comportamiento, en los efectos neurológicos y en los
efectos en el sistema nervioso autónomo, tales como el estado de alerta (atento,
ubicación visual, pasividad); el estado de ánimo (autoacicalación, intranquilidad,
irritabilidad, temor), la actividad motora (reactividad, actividad motora espontánea,
respuesta al dolor); la postura corporal y de extremidades, la incoordinación
motora (marcha vacilante, marcha normal, reflejo de posición) y el tono muscular
(de extremidades, fuerza prensil, encorvadura corporal, tono corporal, tono
abdominal); comparados con el efecto producido por la Difenhidramina.
Las pruebas neurofarmacológicas confirmatorias del efecto depresor del
aceite de U. dermestoides fueron: memoria, aprendizaje y discriminación; actividad
motriz exploratoria; actividad motriz espontánea y neurosis experimental.
Aprendizaje y Discriminación: El animal se entrenó y fue sometido a un
ayuno de alimentos sólido durante 24 h, con el fin de que se estimulara durante el
experimento a buscar el alimento colocado al final de una ruta establecida como
un premio (Meneses et al., 1990). Se evaluó el tiempo que tardó el animal en
atravesar el recorrido trazado en el equipo (laberinto múltiple) hasta llegar al
alimento. El aceite originó una notable disminución en estas funciones del SNC
(ver Figura 18), comparado con el efecto depresor de la Difenhidramina (F=1.30;
gl=4; p≤0.05). El análisis estadístico de los promedios de los datos obtenidos
32
durante esta prueba, revela que el aceite de U. dermestoides produce una notable
disminución en estas funciones del cerebro de los animales.
Figura 18. Comparación del efecto del aceite de U. dermestoides (3 mg/Kg, vía oral) y la
Difenhidramina (37.5mg/Kg, vía oral) en la Memoria el Aprendizaje, y la Discriminación
sobre ratones albinos durante 360 minutos. Tomado de Tobón et al., 2011.
Actividad Motriz Exploratoria: La evaluación de este efecto farmacológico
muestra que el aceite de U. dermestoides produce un efecto depresor moderado
(F=11.09; gl=4; p≤0.0001) y que existe diferencia en el efecto depresor en el SNC
por lo menos entre dos tratamientos. Comparado con el efecto depresor de la
Difenhidramina (37. 50mg/Kg, vía oral) en el SNC, el aceite (3 mg/Kg, vía oral),
genera una disminución en el número de exploraciones del ratón, lo que sugiere
un estado de depresión. En este sentido, esta prueba confirmó un efecto depresor
moderado del aceite de U. dermestoides en esta función del SNC (ver Figura 19).
33
Difenhidramina (37.5 mg/Kg, vía oral) en el número de exploraciones realizadas por los
ratones albinos en un lapso de cinco minutos. Tomado de Tobón et al., 2011.
Actividad Motriz Espontánea: El análisis define que existe diferencia en el
efecto depresor sobre el SNC producido por los cuatro tratamientos. El aceite de
U. dermestoides (3 mg/Kg, vía oral) causa un efecto depresor en esta función del
SNC de los ratones, semejante al efecto producido por el patrón depresor, la
Difenhidramina (37.50 mg/Kg, vía oral) (ver Figura 20).
Difenhidramina (37.5 mg/Kg, vía oral) en el desplazamiento habitual de los ratones albinos
medido en cm. Tomado de Tobón et al., 2011.
34
Neurosis Experimental. En este experimento, la ansiedad generada por la
sed causa en el animal un conflicto entre si toma la decisión de calmar la sed, a
pesar del malestar que le causa el bebedero cuando intenta acercarse a él, o no
calmar la sed (Meneses et al., 1990). El análisis estadístico indicó que hay
diferencias estadísticas en la respuesta. Comparado con el efecto depresor de la
Difenhidramina (37.50 mg/Kg, vía oral) en el SNC, el aceite de U. dermestoides (3
mg/Kg, vía oral), inhibe la respuesta emocional del animal de experimentación,
compatible con un efecto ansiolítico del aceite (ver Figura 21). Esta prueba
confirma que existe diferencia en el efecto depresor sobre el SNC producido por
los cuatro tratamientos.
Difenhidramina (37.5 mg/Kg, vía oral) en el comportamiento reprimido de ratones albinos
por aplicación de 50 mA durante 30 seg. Tomado de Tobón et al., 2011.
En general se determinó que en las condiciones de esta investigación, el
aceite presenta un efecto depresor leve sobre el SNC y ciertos signos
neurofarmacológicos compatibles con un efecto ansiolítico moderado en los
biomodelos. Las pruebas neurofarmacológicas específicas al aceite, en especial el
ensayo de la Neurosis Experimental, muestran un efecto ansiolítico moderado,
probablemente por una acción farmacológica de tipo gabaérgico, como sucede
con la referencia (Diazepam).
35
1.5.2.6. Genotóxica
Crespo et al. (2011), evaluaron la genotoxicidad de los componentes
mayoritarios del extracto de U. dermestoides por medio del ensayo cometa (Singh
et al., 1988). Los resultados de este estudio demostraron que los compuestos de
defensa del insecto logran reducir la viabilidad celular e inducen daño al ADN.
También que las benzoquinonas de los insectos son las principales responsables
de esta genotoxicidad en las células en cultivo.
La Figura 22 muestra el porcentaje de células A549 con daño en el ADN
después de haber sido incubadas con dosis crecientes del extracto de U.
dermestoides. Cuando las células se expusieron a 0.15 equivalentes/mL de
extracto de insecto, el porcentaje de células dañadas (24.6 ± 8.4 equivalentes/mL)
se incrementó muy significativamente en comparación con los controles (p<0.01).
A concentraciones más altas, las diferencias fueron extremadamente significativas
(p < 0.001). La Tabla 5 resume el daño del ADN de las células incubadas con
diferentes concentraciones de extracto de U.dermestoides. Los niveles de daño
del ADN obtenidos fueron calificados de grado 0 a 4, sus imágenes se muestran
en la figura 23.
Figura 22. Determinación de daño al ADN de células A549 evaluado por el método
cometa. Las células fueron incubadas con las concentraciones de extracto del insecto
indicadas en MEM+SFB por 24 h. **Diferencia muy significativa (p<0.01) del control.
***Diferencia extremadamente significativa (p<0.001) del control. Los datos representan la
media ± la desviación estándar, n=15 repeticiones de 100 células cada uno. Se utilizó el
mismo método estadístico de la Figura 16. Tomado de Crespo et al., 2011.
36
Tabla 5. Daño a ADN en células A549 expuestas a extracto de insecto.
Extracto de
insecto
Nivel de daño al ADN
Grado 0
Grado 1
Grado 2
Grado 3
Grado 4
87.1 ± 8.5
8.4 ± 6.5
2.8 ± 2.2
0.5 ± 0.7
0.3 ± 0.5
9.7 ± 5.1***
4.4 ± 4.3*
11.4 ± 3.5***
8.1 ± 3.9***
2.1 ± 1.1**
7.4 ± 2.7*
13.7 ± 4.4***
6.3 ± 2.3***
27.2 ± 11.2***
9.4 ± 5.3**
(equivalente/mL)
Control
0.15
75.3 ± 8.4
ns
7.4 ± 6.5
ns
0.30
50.9 ± 11.9***
25.3 ± 14.6**
0.40
46.5 ± 21.5***
20.1 ± 16.3
0.50
22.3 ± 6.3***
ns
30.2 ± 12.0
1.2 ± 1.3
1.2 ± 1.0
ns
ns
Los datos representan el valor medio ± la desviación estándar, n=15 repeticiones de 100 células
cada uno. El análisis estadístico fue realizado por ANOVA de una vía y la prueba de Tukey.
*Estadísticamente significativo comparado con respectivo control de cada columna, p<0.05
** Estadísticamente significativo comparado con respectivo control de cada columna, p<0.01
*** Estadísticamente significativo comparado con respectivo control de cada columna, p<0.001
ns
Estadísticamente significativo comparado con respectivo control de cada columna, p<0.05
Tomado de Crespo et al., 2011.
Las células tratadas con 0.15 equivalentes/mL sólo mostraron aumento
significativo en el daño del ADN, en comparación con las células control, en el
grado de la lesión 2 (p<0.001) y grado 3 (p<0.05). Las células expuestas a 0.30
equivalentes/mL mostraron un aumento significativo en los niveles de daño al
ADN, y las células expuestas a 0.40-0.50 equivalentes/mL mostraron un aumento
significativo en las células con los niveles más altos de daño al ADN (grado 3 y
grado 4, p<0.001). Como se muestra en la figura 31, las células expuestas a
concentraciones iguales o superiores a 0.40 equivalentes/mL mostraron un
incremento significativo en el porcentaje de células muertas. El índice de daño fue
directamente proporcional a la concentración de extracto de U. dermestoides,
mostrando diferencias muy significativas en el daño de ADN en las células A549
incubadas con extracto del insecto, en comparación con las células de control (p<
0.001), incluso a las dosis más bajas del extracto (ver Figura 24). El índice de
daño a las células mononucleares de control fue de 18.4 ± 4.2, mientras que las
37
células incubadas con 0.15 equivalentes/mL mostraron un índice de daño de 88.1
± 19.8. Los datos son la media ± error estándar, n= 9 repeticiones de 100 células
cada uno.
Figura 23. Niveles de daño al ADN visualizado por la tinción SYBR green de ADN de
células A549 después de electroforesis celular. Los fragmentos dañados de ADN exhiben
colas tipo cometa. Células en el nivel de daño grado 0 (A), grado 1 (B), grado 2 (C), grado
3 (D), grado 4 (E) y células muertas (F). Imágenes A-F, 400x. Tomado de Crespo et al.,
2011.
Figura 24. Índice de daño a células A549 obtenido por el método cometa. Las células son
incubados con las dosis indicadas de extracto del insecto en MEM+SBF por 24 h. ***
Diferencia extremadamente significativa (p<0.001) del control. Los datos representan la
media ± la desviación estándar, n=15 repeticiones de 100 células cada uno. Se utilizó el
mismo método estadístico de la Figura 16. Tomado de Crespo et al., 2011.
38
1.5.2.7. Inmunomoduladora
En el mismo estudio realizado por Vianna-Santos et al., en 2009, además
de la capacidad antiinflamatoria, se evaluó también el efecto inmunomodulador del
extracto acuoso de U. dermestoides en células mononucleares de sangre
periférica, in vitro, en presencia de fitohemaglutinina en 96 h. Los resultados
presentados en la Figura 25 muestran que el extracto acuoso de U. dermestoides
disminuyó significativamente la proliferación celular a concentraciones entre 400
mg/dL a 12.5 mg/dL.
Figura 25. Efecto inmunomodulador de U. dermestoides en la proliferación in vitro de
linfocitos-T. Los resultados fueron evaluados estadísticamente mediante un análisis de
varianza (ANOVA) con la prueba de Dunnet post hoc utilizando el programa SPSS
(Statistical Package for the Social Sciences) de software 12,0 y se expresaron como la
media ± desviación estándar. El nivel estadísticamente significativo se definió como
p<0.05. Los resultados están expresados por densidad óptica y las barras verticales
muestran la desviación estándar. $ P<0.05 comparado con el grupo de fitohemaglutinina.
# P<0.05 comparado con el grupo control. Tomada de Vianna-Santos et al., 2009.
Los resultados demostraron que el aumento de las concentraciones del extracto
acuoso, in vitro, en presencia de fitohemaglutinina estaba asociado con una
reducción en las células mononucleares de sangre periférica (Figura 25). Sin
39
embargo, los resultados indican que el extracto acuoso reduce la linfoproliferación
y demuestra un efecto citotóxico en dosis entre 400 mg/mL a 25 mg/mL (ver
Figura 26). Por lo tanto, este efecto inhibidor sobre la linfoproliferación producido
por el extracto acuoso de U. dermestoides en dosis que van desde 400 mg/dL a
25 mg/dL fue debido a la muerte celular. La dosis de 12.5 mg/dL no fue tóxica y
presentó acción antiproliferativa.
Figura 26. Efecto de U. dermestoides en la viabilidad celular de linfocitos-T in vitro. Los
resultados se expresan como media (% viabilidad celular) y las barras verticales muestran
la desviación estándar. #P<0.05 en comparación con el grupo control. Se utilizó el mismo
método estadístico de la Figura 25. Tomada de Vianna-Santos et al., 2009.
1.6. Tratamiento empírico
Su tratamiento ha consistido en tragar un coleóptero el primer día y
aumentar progresivamente la dosis hasta llegar a 70. Luego, reducir la cantidad
hasta llegar de nuevo a uno diario, y repetir esta secuencia varias veces (Cupul –
Magaña, 2010). Las personas que lo utilizan recomiendan seguir este
procedimiento en caso de buscar combatir el cáncer, y en caso de usarlo para otra
enfermedad diferente llegar solo a los 40 insectos, siguiendo la misma indicación.
40
Discusión
Ulomoides dermestoides ha demostrado ser una especie con gran potencial
de estudio y, además, su rápida reproducción y facilidad de crianza ayuda a la
posibilidad de utilizarlo para diversas investigaciones con una inversión de tiempo
y dinero menor.
Muchos de los beneficios empíricos de Ulomoides dermestoides se pueden
atribuir a cada uno de sus componentes químicos. Dentro de sus componentes
químicos encontramos el limoneno (Figura 27), el cual ha demostrado ser capaz
de aportar múltiples beneficios a la salud humana.
Figura 27. Limoneno
Este
terpeno
ha
demostrado
tener
propiedades
antioxidantes
y
antiinflamatorias, además de ser eficaz en el alivio de la acidez ocasional y el
trastorno de reflujo gastroesofágico (Yoon et al., 2010; Wilkins, 2002). Tiene
propiedades antibacterianas y antifúngicas (Mizrahi et al.2006; Singh et al. 2010).
Otros estudios en animales tratados con aceites ricos en limoneno muestran que
reduce la ingesta de alimentos y el peso corporal, y puede ayudar a disminuir los
lípidos en la sangre, tales como el colesterol. En los animales alimentados con una
dieta alta en grasa, el limoneno impidió la acumulación de grasa que resulta
posteriormente en un hígado graso, mientras que también ayuda a la prevención
de resistencia a la insulina (Kim et al., 2012; Asnaashari et al., 2010; Santiago et
al., 2012). Varias dosis de limoneno tienen un efecto ansiolítico potente. Incluso la
inhalación de los vapores de limoneno puede calmar los nervios, así como
reacciones alérgicas (De Almeida et al., 2012; Lima et al., 2013; Hirota et al.,
41
2012).
Podría
prevenir
la
formación
de
tumores
de
mama
inducidos
experimentalmente, así como erradicar los tumores de mama existentes
(Elegbede et al., 1984; Elegbede et al., 1986; Maltzman et al., 1989; Gould et al.,
1994) En cuanto a la prevención del inicio del cáncer de mama, se encontró que el
limoneno ayuda al hígado con la desintoxicación de toxinas químicas, evitando
que éstas generen daño en el ADN, lo que conlleva al cáncer. En el cáncer
establecido, el limoneno utiliza sus propiedades solventes para entrar en los
tumores e influir directamente en la señalización celular para ayudar a matar el
tumor. Se convierte en productor de radicales libres en las células cancerígenas
para ayudar a matarlas (Manuele et al., 2010). Otros investigadores han
demostrado que el limoneno tiene propiedades anticancerígenas para el cáncer
gástrico, cáncer de hígado, cáncer de pulmón, cáncer de páncreas, y cáncer de
próstata (Lu et al., 2014; Kaji et al., 2001; Raphael y Kuttan, 2003; Nakaizumi et
al., 1997; Rabi y Bishayee, 2009).
Otro de los compuestos presentes es al ácido linoleico (Figura 15), el cual
es un ácido graso esencial poliinsturado, de la familia Omega 6, el cual ejerce
efectos significativos sobre el sistema inmune.
Aunque se podría atribuir su actividad empírica a éstos compuestos, entre
la amplia constitución de los constituyentes del insecto, bien falta comprobarlo
científicamente, y constatar que se trata de un compuesto en particular el que está
ayudando a las personas a combatir sus enfermedades
y no una mezcla
procedente del insecto. También sería necesario informar que esta especie se
caracteriza por causar plagas, por lo que la gente que la consume debe
asegurarse de tenerlos controlados, en recipientes que permitan que los insectos
reciban la cantidad de aire adecuada pero que no logren abandonarlo, y si
decidieran en algún momento deshacerse de ellos, tomar las debidas
precauciones para su eliminación (sacrificarlos para evitar una plaga). Además
que es hospedero de Hymenolepis diminuta, por lo cual, al ser tedioso el hecho de
asegurarse que ningún ejemplar del insecto sea portador, se debería invitar a las
personas que los consumen a tomar una sola dosis de prazicuantel, repetida en
42
10 días, para prevenir cualquier alteración (diarrea, molestia gastrointestinal,
prurito anal, inapetencia, debilidad) que se pudiera presentar debido al parásito.
También tener en cuenta que la metil-1,4-benzoquinona y la etil-1,4benzoquinona son metabolitos irritantes elaborados por las arañas, escarabajos y
ciempiés, entre otros. Las benzoquinonas en general son un cancerígeno
potencial, producen irritación sobre la piel y se utilizan como oxidantes. Los
vapores de benzoquinona pueden producir conjuntivitis, fotofobia y daño hepatorenal, son lacrimógenos y ulcerantes (Gibaja, 1998). Esto da a la tarea de realizar
más investigaciones sobre Ulomoides dermestoides debido a su creciente uso
medicinal.
Conclusiones
Las medicinas de origen natural constituyen una perspectiva en la
investigación de la biodiversidad, como un beneficio sostenible enorme, lo que
convierte a ésta especie en una alternativa terapéutica que presenta bioactividad
con potencialmente menos eventos indeseados que alteren organismos y el
ambiente, comparados con los medicamento sintéticos tradicionales. Aun queda
mucho camino por recorrer en el conocimiento de Ulomoides dermestoides, pero
al menos ahora se han puesto de manifiesto algunas de sus actividades biológicas
y ciertas teorías dadas debido al conocimiento de su composición química, de
posible certeza en los beneficios empíricos del uso de U. dermestoides.
43
Referencias bibliográficas

Alves RRN, Alves HN. The faunal drugstore: Animal-based remedies used
in traditional medicines in Latin America. Journal of Ethnobiology and
Ethnomedicine, 2011; 7:9.

Asnaashari S, Delazar A, Habibi B, Vasfi R, Nahar L, Hamedeyazdan S,
Sarker SD. Essential oil from Citrus aurantifolia prevents ketotifen-induced
weight-gain in mice. Phytother Res, 2010; 24(12):1893-7.

Brown RA. Biocultural models, cultural consonance and salutogenesis in
type 2 diabetes treatment; measuring the impact of symbol systems on
health within a mexican community. Tesis doctoral. Department of
Anthropology in the Graduate School of The University of Alabama, 2011.

Carrera, M. Terapéutica entomológica. Rev Brasileira de Entomología,
1993; 37(1): 193-198.

Carrillo C, Cavia-Medel M, Alonso-Torre S. Role of oleic acid in immune
system; mechanism of action; a review. Nutr Hosp, 2012; 27 (4): 978-90.

Chacón-Castro RE, Villalba-Velásquez V, Moreira-González I. Descripción
anatómica de los órganos genitales y glándulas secretoras abdominales del
escarabajo
Ulomoides
dermestoides
(Fairmare
1893)
(Coleoptera:Tenebrionidae). Tecnología en Marcha, 2009; 22 (4): 45-65

Costa-Neto EM. The Use of Insects in Folk Medicine in the State of Bahia,
Northeastern Brazil, With Notes on Insects Reported Elsewhere in Brazilian
Folk Medicine. Human Ecology, 2002; 30 (2): 245-63.

Costa-Neto EM. Animal-based medicines: biological prospection and the
sustainable use of zootherapeutic resources. Anais da Academia Brasileira
de Ciências, 2005; 77(1): 33-43.

Costa-Neto EM. Entomotherapy, or the Medicinal Use of Insects. Journal of
Ethnobiology, 2005; 25(1): 93-114.
44

Costa-Neto EM, Pacheco JM. Utilização medicinal de insetos no povoado
de Pedra Branca, Santa Teresina, Bahia, Brasil. Biotemas, 2005; 18(1):
113-33.

Costa-Neto EM, Ramos-Elorduy J, Pino JM. Los Insectos Medicinales De
Brasil: Primeros Resultados. Boletín Sociedad Entomológica Aragonesa,
2006; 38: 395−414.

Crespo R, Villaverde ML, Girotti JR, Güerci A, Juárez MP, de Bravo MG.
Cytotoxic and genotoxic effects of defence secretion of Ulomoides
dermestoides on A549 cells. Journal of Ethnopharmacology, 2011; 136:
204-9.

Cupul –Magaña FG. Sobre el uso de Ulomoides dermestoides (Chevrolat,
1878), (Coleoptera, Tenebrionidae, Diaperini) en la coleopteroterapia:
informe de un caso en Ixtapa, Jalisco, México. Boln Asoc esp Ent, 2010; 34
(3-4): 419-22.

De Almeida AA, Costa JP, de Carvalho RB, de Sousa DP, de Freitas RM.
Evaluation of acute toxicity of a natural compound (+)-limonene epoxide and
its anxiolytic-like action. Brain Res, 2012; 1448:56-62.

De Almeida MC, Ariza Zacaro A, Cella DM. Cytogenetic analysis of
Epicauta atomaria (Meloidae) and Palembus dermestoides (Tenebrionidae)
with Xy sex determination system using standard staining, C-bands, NOk
and synaptonemal complex microspreading techniques. Hereditas, 2000;
133: 147- 57.

Dias G, Yotoko KSC, Gomes LF, Lino-Neto J. Uncommon formation of two
antiparallel sperm bundles per cyst in tenebrionid beetles (Coleoptera).
Naturwissenschaften, 2012; 99: 773–7.

Elegbede JA, Elson CE, Qureshi A, Tanner MA, Gould MN. Inhibition of
DMBA-induced
mammary
cancer
Carcinogenesis 1984; (5):661-4.
by
the
monoterpene
d-limonene.
45

Elegbede JA, Elson CE, Tanner MA, Qureshi A, Gould MN. Regression of
rat primary mammary tumors following dietary d-limonene. J Natl Cancer
Inst, 1986; 76(2):323-5.

Flores GE, Padin SB, Stetson RE. First records of the Oriental species
Ulomoides dermestoides (Coleoptera: Tenebrionidae), Argentina. Rev de la
Sociedad Entomológica Argentina, 2002; 61: 3-50.

Gasca HJ. El significado de los escarabajos (coleoptera: scarabaeoidea) en
una comunidad Uitoto de Leticia, Amazonas (Colombia): una exploración
preliminar
a
su
conocimiento
etnoentomológico.
Boletín
Sociedad
Entomológica Aragonesa. Colombia, 2005; 36: 309–15.

Gibaja S. Pigmentos Naturales Quinónicos. Lima, Perú: Universidad
Nacional Mayor de San Marcos Fondo Editorial; 1998. p. 21-2.

Gould MN, Moore CJ, Zhang R, Wang B, Kennan WS, Haag JD. Limonene
chemoprevention of mammary carcinoma induction following direct in situ
transfer of v-Ha-ras. Cancer Res, 1994 ; 54(13):3540-3.

Gross-Hoffmann L, Galaschi Teixeira JS, Corseuil E. Imobilização de larvas
de Ulomoides dermestoides (Coleoptera, Tenebrionidae) sob baixa
temperatura. Biociências Porto Alegre, 2005; 13 (2): 119-21.

Harris WS, Mozaffarian D, Rimm E, Kris-Etherton P, Rudel LL, Appel LJ.
Omega-6 fatty acids and risk for cardiovascular disease: a science advisory
from the American Heart Association Nutrition Subcommittee of the Council
on Nutrition, Physical Activity, and Metabolism; Council on Cardiovascular
Nursing; and Council on Epidemiology and Prevention. 2009; 119 (6): 9027.

Hirota R, Nakamura H, Bhatti SA, Ngatu NR, Muzembo BA, Dumavibhat N,
Eitoku M, Sawamura M, Suganuma N. Limonene inhalation reduces allergic
airway inflammation in Dermatophagoides farinae-treated mice. Inhal
Toxicol, 2012; 24(6):373-81.
46

Kaji I, Tatsuta M, Iishi H, Baba M, Inoue A, Kasugai H. Inhibition by dlimonene of experimental hepatocarcinogenesis in Sprague-Dawley rats
does not involve p21(ras) plasma membrane association. Int J Cancer,
2001; 93(3):441-4.

Kawata, J.; Kameda, M.; Miyazawa, M. Cyclooxygenase-2 inhibitory effects
of monoterpenoids with a p-methane skeleton. Int J Essent Oil Ther, 2008; 2
(4): 145-8.

Kim JH, Lee HJ, Jeong SJ, Lee MH, Kim SH. Essential Oil of Pinus
koraiensis Leaves Exerts Antihyperlipidemic Effects via Up-regulation of
Low-density Lipoprotein Receptor and Inhibition of Acyl-coenzyme A:
Cholesterol Acyltransferase. Phytother Res, 2012; 26(9):1314-9.

Kriton K. El escarabajo del asma y su empleo en la medicina tradicional.
Reptilia, 2008; 70: 34-42.

Lima NG, De Sousa DP, Pimenta FC, Alves MF, De Souza FS, Macedo RO,
Cardoso RB, de Morais LC, Melo Diniz MD, de Almeida RN. Anxiolytic-like
activity and GC-MS analysis of (R)-(+)-limonene fragrance, a natural
compound found in foods and plants. Pharmacol Biochem Behav, 2013;
103(3):450-4.

Lipan A. Multidimensional screening as a pharmacology laboratory
experience. American Journal of Pharmaceutical Education, 1978; 42(1):
223-7.

Lokeshwari RK, Shantibala T. A Review on the Fascinating World of Insect
Resources: Reason for Thoughts. Hindawi Publishing Corporation, 2010; 111.

Lu XG, Zhan LB, Feng BA, Qu MY, Yu LH, Xie JH. Inhibition of growth and
metastasis of human gastric cancer implanted in nude mice by d-limonene.
World J Gastroenterol, 2004; 10(14):2140-4.
47

Maltzman TH, Hurt LM, Elson CE, Tanner MA, Gould MN. The prevention of
nitrosomethylurea-induced mammary tumors by d-limonene and orange oil.
Carcinogenesis, 1989; 10(4):781-3.

Marinoni RC, Ribeiro-Costa CS. Influence of Temperature and Diet on the
Development of Ulomoides dermestoides (Fairmaire, 1893) (Coleoptera,
Tenebrionidae, Diaperinae). Brazilian Archives Of Biology And Technology,
2001; 44 (2): 129-34.

Martins CBC, Zarbin PHG, Almeida LMA. Evidence For Sex-Specific
Pheromones In Ulomoides Dermestoides (Coleoptera, Tenebrionidae).
Florida Entomologist, 2010; 93(4): 639-41.

Mendoza-Meza DL, Saavedra-Ahumada S. Caracterización Bioquímica e
Inmunoquímica de Extractos Totales del Escarabajo de la Colepterapia:
Palembus
dermestoides
(Coleptera:
Tenebrionidae).
Memorias
XLV
Congreso Nacional de Ciencias Biológicas. Revista de la Asociación
Colombiana de Ciencias Biológicas. Armenia, 2010; 50-1.

Mendoza-Meza DL, Saavedra-Ahumada S. Obtención de extractos de
proteínas de cuerpo entero de Ulomoides dermestoides (Coleoptera:
Tenebrionidae). Memorias XLVI Congreso Nacional de Ciencias Biológicas.
Revista de la Asociación Colombiana de Ciencias Biológicas. Medellín,
2011; 73-4.

Mendoza DL, Saavedra S. Chemical composition and anti-irritant capacity of
whole
body
extracts
of
Ulomoides
dermestoides
(Coleoptera,
Tenebrionidae). VITAE, Revista de la Facultad de Química Farmacéutica.
Colombia, 2013; 20 (1): 41-8.

Mendoza-Meza DL, Salgado-Yepez M, Durant Ibarra L. Capacidad
antioxidante de extractos metanólicos de cuerpo entero del escarabajo
ulomoides dermestoides (Chevrolat, 1893). Edición Memorias XLVIII
Congreso Nacional de la ACCB Número 25 Suplemento 01 - ISSN 01204173. Bogotá, 2013; 193.
48

Menesnes B, Luna F, Maldonado C. Actividad neurofarmacológica del
extracto de Senecio vaccinoides. Revista Colombiana de Ciencias Químico
Farmacéuticas, 1990; 18: 11-6.

Mizrahi B, Shapira L, Domb AJ, Houri-Haddad Y. Citrus oil and MgCl2 as
antibacterial and anti-inflammatory agents. J Periodontol, 2006; 77(6):9638.

Mora JF. Soporte nutricional especial. 3. Bogotá: Editorial Médica
Panamericana; 2002. p. 340.

Mosmann, T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival:
application to proliferation and cytotoxicity assays. The Journal of
Immunological Methods. 1983; 65: 55–63.

Nakaizumi A, Baba M, Uehara H, Iishi H, Tatsuta M. d-Limonene inhibits Nnitrosobis(2-oxopropyl)amine induced hamster pancreatic carcinogenesis.
Cancer Lett, 1997; 117(1):99-103.

Nakama M. Effects of psychotropic drugs on emotional behavior.
Exploratory behavior of naive rats in holed open-field. Japanese Journal of
Pharmacology, 1972; 22:767-75.

Patlolla RR, Mallampati R, Fulzele SV, Babu RJ, Singh M. Dermal
microdialysis of inflammatory markers induced by aliphatic hydrocarbons in
rats. Toxicol Lett, 2009; 185 (3): 168-74.

Quintão NL, da Silva GF, Antonialli CS, Rocha LW, Cechinel-Filho V, Cicció
JF. Chemical composition and evaluation of the anti-hypernociceptive effect
of the essential oil extracted from the leaves of Ugni myricoides on
inflammatory and neuropathic models of pain in mice. Planta Med. 2010; 76
(13): 1411-8.

Rabi T, Bishayee A. d -Limonene sensitizes docetaxel-induced cytotoxicity
in human prostate cancer cells: Generation of reactive oxygen species and
induction of apoptosis. J Carcinog, 2009; 8:9.
49

Raphael TJ, Kuttan G. Effect of naturally occurring monoterpenes carvone,
limonene and perillic acid in the inhibition of experimental lung metastasis
induced by B16F-10 melanoma cells. J Exp Clin Cancer Res, 2003;
22(3):419-24.

Ravi C, Jeyashree A, Renuka-Devi K. Antimicrobial Peptides from Insects:
An Overview. Research in Biotechnology, 2011; 2(5): 1-7.

Ruiz-Ramos R, Cebrian ME, Garrido E. Benzoquinone activates the
ERK/MAPK signaling pathway via ROS production in HL-60 cells.
Toxicology, 2005; 209 (3): 279-287.

Sandroni P. Aprhrodisiacs past and present: a historical review. Clinical
Autonomic Research, 2001; 11: 303-7.

Santiago VA, Jayachitra J, Shenbagam M, Nalini N. Dietary d-limonene
alleviates insulin resistance and oxidative stress-induced liver injury in highfat diet and L-NAME-treated rats. Eur J Nutr, 2012; 51(1):57-68.

Singh NP, McCoy MT, Tice RR, Schneider EL. A simple technique for
quantitation of low levels of DNA damage in individual cells. Experimental
Cell Research, 1988; 175: 184–191.

Singh P, Shukla R, Prakash B, Kumar A, Singh S, Mishra PK, Dubey NK.
Chemical profile, antifungal, antiaflatoxigenic and antioxidant activity of
Citrus maxima Burm. and Citrus sinensis (L.) Osbeck essential oils and their
cyclic monoterpene, DL-limonene. Food Chem Toxicol, 2010; 48(6):173440.

Tobón
FA,
Gutiérrez
ZGP,
Mejía
GML.
Evaluación
del
perfil
neurofarmacológico del aceite de Ulumoides dermestoides (Coleoptera:
Tenebrionidae). Rev Colombiana de Entomología, 2011; 37: 251-5.

Turner R. Screening methods in pharmacology. Ed. Academic Press. New
York, 1965; 312.
50

Vianna-Santos RC, Lunardelli A, Caberlon E, Alves-Bastos CM, BordignonNunes F, Simoes-Pires MG, Biolchi V, Lozza-Paul E, Campolongo-Vieira
FB, do Carmo-Aquino AR, Corseuil E, Rodrigues de Oliveira J. Antiinflammatory and Immunomodulatory Effects of Ulomoides dermestoides on
Induced Pleurisy in Rats and Lymphoproliferation In Vitro Springer Science,
Inflammation, 2010; 33 (3): 173-9.

Vergara-Ruíz
RA,
Escobar-Soto
C,
Galeano-Olaya
PE.
Ulomoides
dermestoides (Fairm) (Coleoptera: Tenebrionidae), aspectos sobre biología
y capacidad de consumo en maní (Arachis hypogaea). Aconteceres
Entomológicos. Seminario. GEUN, SOCOLEN. Medellín, 1997: 125-149.

Villaverde ML, Girotti JR, Mijailovsky SJ, Pedrini N, Juárez MP. Volatile
secretions and epicuticular hydrocarbons of the beetle
Ulomoides
dermestoides. Elsevier Inc, Comparative Biochemistry and Physiology,
2009; B 154: 381-6.

Wilkins J Jr. Method for treating gastrointestinal disorder. Patent (642045).
E.U.A, 2002.

Yang F, Zhou J. Cytotoxicity and DNA damage induced by 1,4benzoquinone in v79 Chinese hamster lung cells. J Toxicol Environ Health,
Part A, 2010; 73 (7): 483-9.

Yoon WJ, Lee NH, Hyun CG. Limonene suppresses lipopolysaccharideinduced production of nitric oxide, prostaglandin E2, and pro-inflammatory
cytokines in RAW 264.7 macrophages. J Oleo Sci, 2010; 59 (8): 415-21.

Yoshida T. Rate of Oviposition and Effect of Crowding on Egg Cannibalism
and Pre-adult Mortality in Martianus dermestoides Chevrolat (Coleoptera,
Tenebrionidae). Sci Rep Fac Agr, 1974. (44): 9-14.

UNIVERSIDAD VERACRUZANA

Transcription

Similar documents

por Suzanne Slade ilustrado por Erin E. Hunter

Presencia de Trypanosoma rangeli Tejera, 1920, en el Perú. 1. El

los productos - LA DIFERENCIA USANA

Protéjase de las picaduras de mosquitos

EXTRACCIÓN DE LA FRACCIÓN PROTEICA UTILIZANDO DOS

(Dactylopius coccus COSTA). - RIA-UAEH Principal

Mortalidad de Bemisia tabaci en un sistema de cultivos múltiples

Efecto de la concentraciÃ³n de saponinas en la

Actividad biológica de extractos de plantas usadas para el

impacto de los cultivos orgánicos sobre la diversidad de insectos