Documento Final PDF

Universidad Estatal a Distancia.
Escuela de Ciencias Exactas y Naturales.
Programa Manejo de Recursos Naturales.
Informe Final del Proyecto Profesional Dirigido
como requisito parcial para optar por el Título de
Bachiller en Manejo y Protección de los Recursos
Naturales.
“Inventario Preliminar de las Especies de
Chrysomelidae (Coleoptera) del Valle del
Silencio, Parque Internacional la Amistad, C.R.”
Róger González Tenorio.
Centro Universitario de Pérez Zeledón.
II Semestre, 2004.
Universidad Estatal a Distancia.
Escuela de Ciencias Exactas y Naturales.
Programa Manejo de Recursos Naturales.
Informe Final del Proyecto Profesional Dirigido
como requisito parcial para optar por el Título de
Bachiller en Manejo y Protección de los Recursos
Naturales.
“Inventario Preliminar de las Especies de
Chrysomelidae (Coleoptera) del Valle del
Silencio, Parque Internacional la Amistad, C.R.”
Supervisor: Lic. Adrián Ugalde Chavarría.
Róger González Tenorio.
Centro Universitario de Pérez Zeledón.
II Semestre, 2004.
PRESENTACIÓN.
Recientemente el tema de biodiversidad ha adquirido crucial importancia en las áreas
de sistemática, ecología y conservación. La diversidad biológica en los trópicos ha
originado un debate sobre la magnitud del número de especies en el planeta (Erwin 1991
y Gaston 1991 citados por Contretas, A. 1993). Científicos y público en general están
conscientes de los problemas de crecimiento poblacional, contaminación, destrucción del
hábitat y la extinción de especies. La “crisis de biodiversidad” (Raven, 1983, Wilson,
1985b, 1985 y Knutson, 1989 citados por Contretas, A. 1993). ha dado un papel primario
a la biología de la conservación y se ha convertido en el núcleo de interacción entre las
disciplinas ambientales. Paradójicamente, la mayor parte de la riqueza biológica del
planeta se encuentra en los países en desarrollo en el llamado “tercer mundo” (Ball, 1982
citado por Contretas, A. 1993) dentro del cual está Costa Rica, mientras que la riqueza
económica es mayor en el “primer mundo”. Esta tendencia reflejada en los recursos
disponibles para el desarrollo del conocimiento científico se manifiesta en el liderazgo
intelectual del mundo desarrollado (Contretas, A. 1993). En el contexto de biodiversidad
y sistemática, el colonialismo científico continúa vigente en la exploración de la
biodiversidad de países en desarrollo principalmente por científicos del primer mundo.
Sin embargo, es la comunidad científica del primer mundo la que ha empezado a difundir
con fuerza la importancia de conservar y dar valor a la riqueza biológica. Es en el “primer
mundo” donde se siente la desesperación por obtener ejemplares de especies aún sin
descubrir, antes que su hábitat sea destruido. ¿Es justificable que el “primer mundo”
estudie la biodiversidad del tercer mundo? ¿Cuál es el papel que deben tomar las
comunidades científicas del mundo desarrollado y del mundo en desarrollo en apoyo a la
conservación de la biodiversidad? La mayoría de nosotros estamos de acuerdo en que el
valor de la diversidad biológica es universal e intrínseco (Naess, 1986 citado por
Contretas, A. 1993), no sólo unitario; que la biosfera no tiene barreras en el sentido
político al cual estamos acostumbrados a respetar y que el conocimiento científico es
patrimonio de la humanidad. Así que no importa quién tome la colosal tarea de explorar y
entender la biodiversidad. El fin es lo importante: la adquisición del conocimiento. Pero
el problema no es tan simple, pues existen diferentes éticas en la manera de practicar la
exploración taxonómica en el contexto internacional: la actividad taxonómica aislada, sin
interacción directa, es una modalidad éticamente débil. No es posible sentirse satisfechos
con descubrir especies nuevas, describirlas y elaborar hipótesis. La comunidad de
taxónomos principalmente del primer mundo debe involucrarse en mayor grado por
medio de diferentes vías de comunicación, puesto que ellos son quienes tienen un alto
grado de conciencia sobre el problema y además porque poseen mayores recursos. No es
que la comunidad científica nacional no tenga responsabilidad o sea ignorante, si no que
el flujo de información del primero al tercer mundo es insuficiente. La mayor
comunicación internacional en la práctica de la taxonomía es un factor crucial para
generar conciencia sobre la crisis de biodiversidad en el mundo en desarrollo, la
comunicación internacional podría verse beneficiada si hay un esfuerzo por parte de
taxónomos “visitantes” (de países en desarrollo) los cuales contacten y colaboren con
taxónomos nacionales para que haya un intercambio de visitas a museos y colecciones
entre los países del “primer mundo” y del “tercer mundo” como el nuestro, para que
cuando se describe una nueva especie se deposite el material tipo, duplicados y otros
ejemplares en museos nacionales (como el de la Universidad de Costa Rica, el Museo
Nacional y el Instituto Nacional de Biodiversidad), además que haya intercambio de
literatura e información general y que la publicación de los trabajos de difusión y técnicos
tales como las descripciones de nuevas especies se hagan también en revistas nacionales
y en español, asimismo que haya colaboración para establecer programas de
entrenamiento a corto plazo en universidades y estaciones biológicas de nuestro país y
que entomólogos y estudiantes nacionales puedan visitar instituciones de docencia e
investigación en el “primer mundo”. La práctica de estos puntos está muy lejos de ser
suficiente y parte de este problema se debe simplemente al idioma. Los taxónomos
extranjeros deben tener presente que pueden dictar una conferencia en inglés o interactuar
con investigadores y estudiantes locales aún sin tener dominio del idioma español debido
a que la mayoría de instituciones disponen de traductores y por lo general, un alto
porcentaje de investigadores locales habla o entiende inglés. Por otra parte, hace falta
difundir la utilización internacional de los museos en desarrollo, ya que las colecciones
científicas adquieren valor en la medida en que se utilizan, por lo que una relación
simbiótica entre fuentes de material y de experiencia puede rendir muchos frutos
(Contretas, A. 1993).
Los museos y colecciones costarricenses deben reflejar el conocimiento taxonómico
sobre la biota indígena. Cada país puede establecer una política más restrictiva para
garantizar que sus colecciones se mantengan al día con la actividad taxonómica de
investigadores extranjeros. Si se producen trabajos taxonómicos técnicos tales como
descripciones de especies, es muy razonable que los taxónomos visitantes publiquen por
lo menos catálogos sistemáticos, claves, manuales, folletos y otros trabajos con
aplicación práctica o de difusión en nuestro país y en español. Asimismo debe explorarse
medios económicos de producir algunas de las publicaciones en las imprentas de
universidades e instituciones relacionadas con la investigación científica. Como es usual,
la falta de recursos económicos es el mayor factor limitante, ante lo cual hay que ser
creativos e intentar todas las posibilidades tales como aprovechar diversas fuentes de
apoyo financiero (en forma de becas y ayudantías de enseñanza o investigación) tanto
nacionales como extranjeras, las cuales pueden aprovecharse para entrenar algunos de los
nuevos taxónomos que se requieren. Las instituciones proveedoras de fondos para
proyectos de investigación pueden requerir que parte de los recursos se destinen para el
entrenamiento de postgrado de estudiantes del país sede de la investigación, dicho país
también podría requisar el otorgar permisos de colecta o investigación a científicos
extranjeros bajo condiciones similares. El mismo procedimiento puede aplicarse hacia
costos de publicación y programas cortos de entrenamiento (por supuesto que la opción
de compartir gastos siempre debe considerarse).
Una manera algo distintiva de combinar el estudio de la biodiversidad tropical en
Costa Rica y su conservación en un contexto de alta comunicación internacional es el
caso del INBio (Instituto Nacional de Biodiversidad) (Hovore, 1991 y Jansen, 1991
citados por Contretas, A. 1993). El INBio tiene objetivos específicos para elaborar un
inventario de la biota costarricense el cual produce y seguirá produciendo diversas
publicaciones con utilidad en toda Centroamérica. Es importante saber que el INBio
recibe y canaliza el apoyo económico otorgado a investigadores extranjeros por sus
propios países, promoviendo además la interacción entre éstos y la comunidad científica
costarricense. Instituciones homólogas Latinoamericanas y mundiales deberían establecer
contacto y compartir sus experiencias con esta institución (INBio) que es única en el
ámbito mundial.
Hoy día es muy común escuchar hablar en términos de conservación del ambiente, de
protección de los recursos naturales, de uso sostenible del medio. Pero, ¿en qué se basan
estos conceptos?, es decir, ¿cómo sabemos que es lo que se debe proteger y qué no?,
¿Porqué o para qué se debe proteger un determinado recurso?¿Cómo sabemos si al
aprovechar o conservar un recurso natural estamos haciendo lo correcto?
De seguro que la respuesta a estas y otras preguntas la podremos encontrar en una
sola palabra: Investigación. Decía el pensador que, en última instancia, “Conservaremos
sólo aquello que amemos, amaremos sólo aquello que entendamos y entenderemos sólo
lo que se nos enseñe” (Baba Dioum) (Obando, 2002). De esta manera no podemos
proteger algo que no conocemos, con lo cual la investigación científica en las Áreas
Protegidas es primordial para darle un mayor peso a las leyes de conservación y uso de
los recursos naturales.
Esta investigación fue realizada con el propósito de abrir brecha en un campo donde
lo que se ha hecho hasta el momento es muy poco ya que es difícil trabajar en medio de
circunstancias adversas tales como la falta de medios de información, equipo y materiales
en el país, poca experiencia profesional, falta de comunicación entre las Áreas Protegidas
y los investigadores, poca relación entre los mismos investigadores, falta de tiempo y
principalmente falta de recursos económicos. Todos estos aspectos se trataron de superar
para aportar un granito de arena en la playa de la entomología, que es una de las tantas
playas que hay en el mar de la investigación científica.
Este trabajo se desarrolló haciendo uso de las ideas, conocimientos y experiencia
adquirida durante cuatro años de labor en el campo de la taxonomía en el Instituto
Nacional de Biodiversidad y tres años y medio de estudio en la Universidad Estatal a
Distancia. La investigación se desarrolló en el Valle del Silencio: el corazón de una de
las Áreas Protegidas más puras, grandes y diversas de Costa Rica: el Parque Internacional
la Amistad. El proceso mismo de la investigación requirió de casi un año durante el cual
se aprovecharon todos los medios y recursos humanos, logísticos y económicos que
aportó el Departamento de Inventario del Instituto Nacional de Biodiversidad en el
Programa de Investigaciones en Áreas Protegidas. El trabajo de campo de la
investigación consistió en hacer un inventario a pequeña escala (1 año) de las especies de
Chrysomelidae que habitan en el Valle del Silencio, para lo cual se utilizaron trampas
fijas de captura y muestreo de especimenes así como colectas directas en sitios y períodos
preestablecidos en diversos puntos del sitio de trabajo (Valle del Silencio). Los resultados
son una lista-inventario preliminar de las especies de Chrysomelidae que se colectaron
durante el período de la investigación (lista que puede crecer con póstumas
investigaciones y que por lo tanto no es definitiva), una serie de observaciones de los
hábitats donde se puede hallar cada una de estas especies así como algunos datos de
historia natural e ilustraciones fotográficas de especimenes representativos de cada
especie, lo cual puede ser tomado como una pequeña guía de Crisomélidos del Valle del
Silencio que a fututo pueda editarse y servir como un medio más de divulgación del
Parque Internacional la Amistad, además de ser una fuente de información científica para
el visitante de ésta Área Protegida y público en general y que sirva de base para que otros
investigadores y estudiantes se aventuren en el mágico mundo de los insectos.
Ahora bien, ¿qué es un inventario de especies?, en cuanto a esto hay discrepancias no
tanto sobre el qué es sino cómo hacerlo. Un inventario puede definirse como “...una base
de datos taxonómicamente limpia que indica, al menos, un punto geográfico donde se
encuentra una especie” (Janzen, 1993 citado por Martín, 1997). En una visión espacial
más amplia, inventario es “...la exploración, análisis filogenético y clasificación
predictiva de todas las especies de un taxón en todo el mundo” (Wheeler citado por
Martín, 1997). Las bases de esta investigación se sustentan en la primer definición.
AGRADECIMIENTOS.
Agradezco al excelentísimo Creador del Universo por haber hecho un mundo tan
grande y tan perfecto que no cabe en nuestras mentes. Gracias Jehová por enseñarme a
apreciar en las pequeñas cosas lo grande de tu creación de la cual yo mismo soy parte y
de nuevo gracias por darme el privilegio de conocer un lugar tan bello: el Valle del
Silencio y por haberme dejado hacer algo en la lucha tenaz de proteger lo que hiciste Tus
manos.
Gracias a mi madre, la mujer en la cual veo reflejada la lucha de la tierra por
sobrevivir aún en medio de las circunstancias más difíciles. Te agradezco madre querida
por darme el regalo de la vida, por dejarme crecer y nacer de tu vientre y por alimentarme
cada día con tu amor y tu afecto enseñándome siempre que soy parte de una Creación
perfecta a la cual debo amar y cuidar como lo tú lo has hecho con migo.
Quiero agradecer a la mujer más dulce y bella que me ha enseñado el secreto del
amor, pues junto a ella pasé largas horas elaborando y desarrollando esta investigación y
ella merece mi más sincera gratitud por acompañarme en todo el proceso de este trabajo,
pero sobre todo por estos años que hemos estado juntos. Gracias Alicia por amarme tanto
y apoyarme en mis proyectos.
Agradezco profundamente a una Institución que aparte de haberme dado un trabajo
me ha dado una profesión. Cada día de mi trabajo significa más conocimiento adquirido,
más aprecio hacia lo que tenemos a nuestro alrededor, más respeto por la naturaleza. Sí,
definitivamente tengo que agradecerle al Instituto Nacional de Biodiversidad y a su gente
que me ha extendido una mano amiga desde el inicio de mis labores y que cada día me
brindan su compañerismo acompañado de ideas e intercambio de conocimientos. Los
nombres de todos los funcionarios del INBio deberían aparecer aquí, pero el espacio no
es suficiente, siéntase por lo tanto aludidos quienes han estado desde el principio, los que
han llegado después y por supuesto, aquellos que ya se fueron. Gracias a todos y en
especial a un grupo de personas que me han ayudado mucho en todo el sentido de la
palabra: Elena Ulate, Ángel Solís, Carlos Guzmán, Carlos Víquez y Carlos Hernández.
Ellos están a cargo del departamento y de la colección general de Coleoptera y por ende
me ayudaron mucho en lo que respecta a la familia de Chrysomelidae. Gracias al Director
de la Unidad de Artrópodos del INBio: Sr. Manuel Zumbado, sus ideas, conocimiento
compartido y el apoyo brindado fueron elementales para desarrollar esta investigación.
Gracias a Randall Gutiérrez, Ana Lépiz y Cristian Granados, encargados del área de
etiquetado e ingreso de datos al sistema Atta, su ayuda fue muy importante para mí.
Igualmente agradezco al Sr. Luis Paniagua por su ayuda en la interpretación de los datos
obtenidos en el campo. Muchas gracias a todos ellos por sus ideas, atención y tiempo que
han tenido para mí desde el inicio.
Un agradecimiento muy grande al Dr. Sr. R. Wills Flowers, Profesor de Entomología
en la Universidad A&M de Florida, quien verificó e hizo identificaciones de los
especimenes de Chrysomelidae colectados. Gracias por compartir su conocimiento
profesional y por ser un gran amigo.
Le doy mil gracias a todo el personal del Parque Internacional la Amistad en el sector
de Altamira – Valle del Silencio. Les agradezco su compañerismo tanto en las labores
propias de control y protección del Área Protegida como el apoyo y oportunidad para
desarrollar esta investigación en tan hermoso lugar. En especial muchas gracias al
Administrador actual del PILA, Lic. Luis Sánchez.
Gracias también al Sr. Lic. Adrián Ugalde Chavarría, encargado del Programa de
Investigaciones del Área de Conservación la Amistad la Pacífico, quien estuvo dispuesto
a acompañarme en la travesía de esta investigación aportando su experiencia profesional
en el campo de la biología, dándome ideas y corrigiendo mis errores. Gracias por ser mi
profesor tutor y un excelente compañero de trabajo.
Muchísimas gracias al Lic. Oscar Esquivel Garrote y a su esposa Damaris Zúñiga,
ustedes representan dos personas que me han dado mucho aliento y ejemplo para
dedicarme a la investigación y protección de los Recursos Naturales.
Quiero agregar a esta lista de personas, los nombres de cinco compañeros de trabajo
que al igual que mí son Parataxónomos. Ellos han estado con migo la mayor parte del
tiempo durante los últimos años, pues de cada treinta días en el mes, veintidós los paso
con ellos compartiendo el mismo pan, bajo el mismo techo y abrigo, han sido como mis
hermanos, como una familia con la cual he compartido buenos y malos momentos.
Gracias a Roberto Delgado, a Milady Alfaro, a Didier Rubí y su esposa Cindy Miranda.
Esta investigación no hubiese sido posible sin el trabajo en grupo con ellos.
INDICE.
Contenido:
Página:
I. INTRODUCCIÓN................................................................................................1-6
II. JUSTIFICACIÓN DEL TEMA..........................................................................6-12
III. OBJETIVOS..........................................................................................................12
IV. DESCRIPCIÓN DEL SITIO............................................................................13-20
V. METODOLOGÍA.............................................................................................20-52
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN....................................................................52-164
VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES...........................................165-167
VIII. LITERATURA CONSULTADA.................................................................168-171
IX. SECCIÓN DE ANEXOS..............................................................................172-177
TABLA DE CONTENIDOS.
I. INTRODUCCIÓN.
1. Introducción a la familia Chrysomelidae ............................................................1-3
2. Comportamiento general de los Crisomélidos.....................................................3-5
3. La conservación de los insectos...........................................................................5-6
II. JUSTIFICACIÓN DEL TEMA.
Justificación...........................................................................................................6-12
III. OBJETIVOS.
a-) General................................................................................................................12
b-) Específicos..........................................................................................................12
IV. DESCRIPCIÓN DEL SITIO.
1. Antecedentes del Parque Internacional la Amistad..............................13-15
2. Antecedentes del Valle del Silencio.....................................................16-20
V. METODOLOGÍA.
1. Metodología de ubicación geográfica........................................................21
2. Metodología de colecta..............................................................................21
a. Equipo y métodos de recolecta activa...................................22-30
b. Equipo y métodos de recolecta pasiva...................................31-37
3. Metodología de montaje.......................................................................38-44
4. Metodología de identificación..............................................................45-46
5. Metodología de etiquetado...................................................................47-51
6. Metodología de curación......................................................................51-52
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.
Resultados generales............................................................................................52-92
Subfamilia Eumolpinae.......................................................................................93-95
Subfamilia Lamprosomatinae..............................................................................96-97
Subfamilia Galerucinae
Tribu Galerucini.................................................................................98-152
Tribu Hispini.....................................................................................153-156
Subfamilia Cryptocephalinae..........................................................................157-159
Subfamilia Chrysomelinae..............................................................................160-162
Subfamilia Cassidinae.....................................................................................163-164
VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES...........................................165-167
VIII. LITERATURA CONSULTADA.................................................................168-171
IX. SECCIÓN DE ANEXOS..............................................................................172-177
ÍNDICE DE CUADROS Y GRÁFICOS.
Cuadro1..............................................................................................................................14
Cuadro 2. .....................................................................................................................56-65
Cuadro 3. .....................................................................................................................66-67
Cuadro 4. .....................................................................................................................68-80
Cuadro 5. ...........................................................................................................................81
Cuadro 6. ...........................................................................................................................86
Cuadro 7. ...........................................................................................................................87
Cuadro 8. ...........................................................................................................................88
Cuadro 9............................................................................................................................89
Cuadro 10. .........................................................................................................................89
Gráfico 1. ..........................................................................................................................67
I. INTRODUCCIÓN.
Desde el inicio de la humanidad, al hombre le ha interesado conocer la diversidad del
mundo que lo rodea, no sólo para satisfacer su innata curiosidad, sino también para
aprovechar sus recursos y defenderse de sus pliegues. Esto lo indujo a reconocer con
nombres los organismos vivientes de su entorno, así como los diferentes ambientes a que
éstos estaban asociados. Este conocimiento ha venido en aumento gradual tanto en
cantidad como en calidad, conforme el desarrollo cultural le ha ido ofreciendo al hombre
más y mejores técnicas para desentrañar su ambiente físico y biológico. En la época
actual, en el umbral del tercer milenio, el desarrollo científico y tecnológico le ha dotado
de numerosas herramientas para la investigación, lo que le ha permitido lograr un
impresionante conocimiento sobre la diversidad de su mundo y aún del espacio exterior.
Esto no sólo en lo que respecta a la identificación de las especies y de sus ambientes, sino
también en lo que respecta a las causas y efectos de la diversidad. Entre lo mucho que se
sabe hoy día de la biodiversidad, está el hecho de que ésta alcanza su máxima expresión
en las condiciones del trópico húmedo, lo cual ha sido motivo para que tanto los
investigadores de estas regiones como los de todo el mundo hayan dedicado un gran
esfuerzo para descifrar la complejidad del ambiente tropical, tanto por su conocimiento
mismo como por los múltiples aspectos económicos que éste entraña (Monge, Gómez y
Rivas, 2001).
Uno de los campos de la biología en los cuales hay un gran vacío de conocimiento es
la entomología, que es la ciencia encargada del estudio de los insectos. Junto a ella está
otra rama de las ciencias biológicas: la taxonomía, que trata de agrupar y clasificar a cada
ser vivo comparando sus características feno y genotípicas con las de otros individuos. La
entomología y la taxonomía parecen ser dos hermanas inseparables que se benefician
mutuamente y que no podrían existir una sin la otra.
A través del tiempo, todos los seres vivos han sido agrupados tomando en cuenta los
grados de parentesco entre sí, con este fin se han establecido varias categorías dentro las
cuales hay una serie de características anatómicas y fisiológicas que permiten establecer
dichas comparaciones interindividuales. Las categorías más comunes y generales de tal
clasificación taxonómica son en orden decreciente: reino, clase, filo, orden, suborden,
serie, subserie, súper familia, familia, tribu, género y especie, siendo posible establecer
más subdivisiones entre cada una de ellas.
Introducción a la Familia Chrysomelidae:
Comenzando desde el nivel superior de clasificación, los Crisomélidos se encuentran
en la siguiente posición taxonómica:
 Reino: Animalia
 Clase: Insecta
 Filo: Arthropoda
 Orden: Coleoptera
 Suborden: Polyphaga
 Serie: Cucujiformia
 Subserie: Phytophaga
 Súper familia: Chrysomeloidea
 Familia: Chrysomelidae
 Subfamilias (presentes en Costa Rica):
o Cassidinae
 Tribu Cassidini
 Tribu Hispini
o Chrysomelinae
o Criocerinae
o Cryptocephalinae
 Cryptocephalini
 Clytrini
 Chlamisini
o Eumolpinae
o Galerucinae
 Tribu Alticini
 Tribu Galerucini
o Lamprosomatinae
o Donaciinae
o Bruchinae (que incluye algunas especies de los
comúnmente llamados gorgojos).
Estas nueve subfamilias tienen una gran diversidad de géneros y especies distribuidos
en todos los bosques y sitios agrícolas o rurales de nuestro país (Flowers, 2003).
El término Chrysomelidae se deriva del griego Chryso= “dorado” y melon= “una
manzana”, lo cual hace alusión a su apariencia generalmente colorida (Tomado del
Catálogo Preliminar de Coleoptera de Costa Rica, familia Chrysomelidae). Los
Crisomélidos (en algunos lugares conocidos como “escarabajos de las hojas”) junto a los
demás Coleópteros existen en nuestro planeta desde el período Pérmico, hace mas o
menos 250 millones de años. Los coleópteros representan cerca del 45% de todos los
insectos, un 40% de todo el reino animal y un 25% de todos los organismos vivos. En
todo el mundo existen cerca de 400 000 especies de coleópteros, 35 000 de ellas están
presentes en Costa Rica, y de éstas 7500 son gorgojos (Curculionidae), 5000 son de la
familia Staphylinidae, 2200 especies son de la familia Carabidae, otras 2200 especies son
Cerambycidae y alrededor de 3500 especies (10% de las especies de Coleoptera presentes
en Costa Rica) son de la familia Chrysomelidae1 (Solís, 1999).
La familia Chrysomelidae es una de la más grandes de escarabajos e incluye
alrededor de 35 000 especies descritas en todo el mundo (Jolivet 1988 citado por Arnett,
Thomas, Skellev y Frank 2002) y se estima que existen unas 60 000 especies en total
(Reid 1995 citado por Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002). Según el último catálogo
comprensivo del mundo (Coleopterorum Catalogus (1913-1940) y después
Sumpplementa (1958-1975), la diversidad más grande se encuentra en las regiones
tropicales donde la taxonomía del grupo está pobremente conocida (Arnett, Thomas,
Skellev y Frank 2002).
La familia Chrysomelidae es una de las 110 familias de Coleoptera que hay en Costa
Rica2, éstos se distinguen de los demás ordenes sobre todo porque tienen un cuerpo
compacto y duro protegido por los élitros, que corresponden al primer par de alas que se
han endurecido más de lo normal y ya no se utilizan para volar sino más bien para
protección del cuerpo. El segundo par de alas son membranosas y son las que permiten el
1
2
Según los resultados finales de este trabajo, en el Valle del Silencio hay 66 especies.
En el mundo hay 174 familias de Coleoptera.
vuelo de estos insectos, mientras que cuando están en reposo permanecen plegadas bajo
los élitros.
Los Crisomélidos al igual que los demás insectos tienen tres partes básicas en su
cuerpo que son: cabeza, tórax y abdomen (ver figura 110 y 111 en la sección de anexos).
En la cabeza se encuentra un par de antenas (elementos sensoriales, de orientación y
detección de olores), un par de ojos compuestos que permiten ver imágenes que van
desde los rayos infrarrojos hasta los ultravioleta. Además, en la cabeza están las
mandíbulas, un par de maxilas con palpos, el labro y el labio también con palpos, todos
los cuales intervienen en el proceso digestivo.
En el tórax se insertan los tres pares de patas y las cuatro alas, mientras que el
abdomen está formado por varios segmentos y en él se encuentra el sistema circulatorio,
el corazón, el sistema digestivo y el reproductor.
La familia Chrysomelidae es una de las más coloridas y variables en tamaño y forma
del orden Coleoptera. Los hay desde 2 mm hasta 25 mm. Las coloraciones más llamativas
(rojo, azul, naranja) indican a sus depredadores que en su cuerpo hay sustancias tóxicas o
de mal sabor que pueden causar irritación e indigestar a quien lo coma. Esto lo han
aprovechado otras especies de Chrysomelidae o de otros grupos que aunque no tienen
esas sustancias en su cuerpo, imitan de una forma muy similar el patrón de coloración de
las especies que sí las poseen (mimetismo) por lo cual van a estar “protegidos de sus
depredadores”.
La forma del cuerpo de los crisomélidos es muy inconstante y puede variar entre
alargado-cilíndrico, ovalado-convexo ó deprimido. La longitud del cuerpo puede variar
entre 1 a 17 mm, con una coloración muy variable, normalmente entre luminoso a
metálico. A menudo el pronoto es pálido y los élitros son oscuros; el dorso normalmente
es glabro. La cabeza normalmente es pequeña, extendida o a veces escondida bajo el
escudo del pronoto y con la partes bucales normalmente expuestas. Los ojos vistos desde
una posición lateral son redondos o elípticos y las antenas normalmente son filiformes
pero pueden ser cortas y aserradas. El pronoto normalmente es más ancho que la cabeza,
de forma muy variable. Las patas normalmente son cortas. Algunas especies poseen alas,
pero otras carecen de ellas parcialmente (micro ápteras) o totalmente (ápteras). El cuerpo
de las larvas es de forma muy variable y puede contener una “casita” hecha de su propio
material fecal. El colorido de las larvas varía entre blanco ó cremoso, éste último se
presenta principalmente en las especies que pasan su estadio larval en un ambiente
subterráneo (Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002).
1. Comportamiento general de los Crisomélidos:
La mayoría de especies de Crisomélidos son de hábitos diurnos y se les encuentra con
frecuencia en plantas herbáceas. También, es frecuente que larvas y adultos estén
alimentándose juntos en la misma planta hospedera, con la que tienen mucha
especificidad (Flowers, 2003).
La familia Chrysomelidae está representada por organismos que en su totalidad son
fitófagos, siendo una de las familias de insectos más diversas y eminentes en las plantas.
Los adultos normalmente se alimentan de material vegetativo vivo tal como las hojas y
las diferentes partes de la flor (incluyendo el polen). Muchas especies de larvas de
Crisomélidos se alimentan en las hojas, pero un gran número de ellas también lo hace en
las raíces y tallos subterráneos. Un menor pero significativo número de especies
presentan larvas que son minadoras de hojas o que viven en los espacios disimulados
entre las hojas cerradas (enrolladas) u otras partes de la planta. Las larvas de la subfamilia
Cryptocephalinae consumen material vegetal muerto que incluye hojas caídas y ramitas
muertas. Algunos miembros de este grupo visitan los nidos de las hormigas, para comer
los huevos de las éstas, material fecal y posiblemente los cuerpos de hormigas muertas.
La gran mayoría de especies de crisomélidos se alimentan en las plantas Angiospermas
(tanto monocotiledóneas como dicotiledóneas), un pequeño número de ellos lo hace en
Coníferas y unas pocas especies se alimentan en helechos y cícadas. La mayoría de las
especies de Chrysomelidae son bastante específicas en cuanto a sus preferencias en lo
que respecta a la parte y especie de la planta que comen. En muchos casos el alimento de
grupos de especies de crisomélidos está relacionado con grupos de especies de plantas
estrechamente relacionadas entre sí, y estos modelos de relaciones ínter específicas,
frecuentemente son evidentes a nivel mundial (Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002).
Un buen número de especies de Crisomélidos tienen gran importancia económica
tanto porque consumen especies de plantas económicamente valiosas como porque son
vectores de bacterias y / o virus. Sin embargo, algunas especies han demostrado ser
benéficas ya que son agentes de control biológico de malezas en varias regiones del
mundo. Generalmente, las plantas terrestres son los hospederos de los Crisomélidos, pero
algunas especies de éstos pasan su ciclo de vidas (o parte de éste) en las partes
emergentes de ciertas plantas acuáticas. Las larvas de la subfamilia Chrysomelinae,
algunos de la Criocerinae, y muchos de las subfamilia Galerucinae y Cassidinae (Hispini)
son folivoros que habitan en las superficies expuestas de sus plantas hospederas, el cual
es un lugar con una gran actividad de depredación, por lo que las especies que ahí habitan
han desarrollado varias estrategias defensivas. Algunas larvas de crisomélidos poseen
glándulas abastecidas con una sustancia química defensiva, la cual sintetizan
independientemente por medio de su organismo o a partir de los elementos obtenidos de
las plantas que consume. La mayoría de larvas de Chrysomelidae construyen una especie
de capullo o estuche dentro del cual se protegen, ya que los materiales que utilizan para
tal fabricación es nada más y nada menos que sus propias heces, y se especializan en
ingerir tejidos vegetales que contengan bastantes compuestos secundarios de los cuales
ya no se alimentan pero que utilizan como repelentes naturales, estas sustancias son
tóxicas o de mal sabor y hacen que sus heces y su capullo sean igualmente de mal olor y
sabor ante sus posibles depredadores (por ejemplo las heces de Criocerinae y Cassidinae
poseen saponinas que son buenos repelentes). Por su parte, los adultos han ideado otras
formas de evadir ser presas, así por ejemplo todos los miembros de la tribu Alticini tienen
sus patas traseras modificadas casi como las de un grillo, lo cual les permite brincar
grandes distancias y a grandes velocidades. Otros excretan (ya sea por su abdomen o por
las mandíbulas) sustancias irritantes, con mal olor o sabor y que incluso pueden ser
tóxicas (Flowers, 2003).
El uso defensivo de material fecal en visto en varios grupos, sobre todo en los
Cassidinae (Cassidini e Hispini) y en Criocerinae. Los últimos dos grupos simplemente
depositan el excremento en el dorso de sus cuerpos, mientras que las larvas de los
Cassidini (llamados comúnmente “escarabajos tortuga”) están provistos con una
proyección alargada en su cuerpo que se levanta desde la parte ventral del abdomen. Esta
proyección la logran construir gracias a que el diseño de su sistema excretor les permite
la construcción de una "sombrilla" fecal maniobrable que se sostiene sobre su cuerpo.
Este escudo fecal puede elaborarse mientras la larva se está formado y a éste se
pueden incorporar las exubias. Las hembras de la mayoría de los grupos cuyas larvas son
folívoras, ponen sus huevos directamente en sus plantas hospederas. Normalmente las
hembras ponen estos huevos en grupos pequeños y a veces con una capa de material fecal
a manera de “techado” el cual agregan para la protección de éstos. En algunas especies
las larvas se entierran cuando van a pupar, para lo cual pueden formar un "capullo", en
otros casos la larva se transforma en pupa “al desnudo” y permanece junto a su planta
hospedera. Por su parte, las larvas "porta casas" de Cryptocephalinae y Lamprosomatinae
viven en una variada forma de casas que ellos construyen con material fecal y a veces
con cáscaras y restos de verduras. Las hembras adultas de Cryptocephalinae capturan
cada huevo que ponen con la tibia posterior y lo sostiene en un bolsillo en forma de fosa
que tienen en el último ventrito. Un juego especializado de placas rectales esclerotizadas
(endurecidas) llamado el "kotpresse", es el encargado de comprimir pedazos de su
material fecal en forma de plaquitas las cuales se adhieren a la superficie de los huevos.
Cuando nacen las larvas y conforme crecen, agrandan dicho casco fecal agregando su
propio material fecal. En la tribu Cryptocephalini, cuyas larvas habitan en hojas muertas
y basura, la hembra simplemente pone los huevos directamente en la tierra (Arnett,
Thomas, Skellev y Frank 2002).
El hábito de “minador de hojas” ha sido desarrollado independientemente en unos
pocos grupos de crisomélidos. Por ejemplo, las larvas de muchos Hispini son minadoras
de hojas y producen manchas en forma de “caminitos” en las hojas de su planta
hospedera. Las larvas minadoras pueden salir de una hoja y entrar en otra incluso antes de
completar su desarrollo larval, el cambio de larva a pupa ocurre dentro de la hoja (en las
galerías o “minas.”) Algunas larvas de la tribu Alticini también son minadoras y pueden
pasarse de una hoja a otra antes de completar su desarrollo, cuando logran esto terminan
su excavación o “mina” y es en la tierra donde pasan del estado de larva a pupa. Las
larvas de la subfamilia Eumolpinae son subterráneas al igual que muchas especies de la
subfamilia Galerucinae. Éstas viven bajo la tierra cavando en las raíces, o minando bajo
la piel de las raíces y tallos del subsuelo. Las hembras de Eumolpinae ponen sus huevos
en el material vegetativo de la planta que está sobre la tierra (hojas, flores, tallos); las
larvas recién salidas de los huevos se dejan caer y entran en la tierra. En la subfamilia
Galerucinae, la hembra pone los huevos en la superficie de la tierra, muy cerca de la
planta hospedera. La longitud del ciclo de vida puede variar grandemente dentro del
grupo Chrysomelidae. Algunas especies probablemente tienen sólo una generación
durante todo el año, mientras que otras pueden tener dos o más generaciones. Para la
mayoría de Crisomélidos el tiempo gastado en las fases inmaduras generalmente es muy
corto. Por regla general los Crisomélidos son Ovivíparos; sin embargo algunos son
vivíparos y otros ovovivíparos (Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002).
2. La conservación de los insectos:
En un plan general de manejo de un área protegida se incluyen y justifican los
recursos que ésta pretende conservar, pero ¿incluyen a los insectos? ¿porqué hay que
conservarlos?. Para responder a esta pregunta primero hay que saber que existen varias
áreas de interrelación hombre-insecto y que la importancia de esta interrelación aún no se
ha establecido por completo. De todas las especies de insectos conocidas hasta el
momento (alrededor de 950 000) sólo 200 de ellas son realmente plagas serias y tienen un
impacto enorme al causar las pérdidas de al menos el 30% de todas las cosechas
mundiales. Actualmente se estima que el número de plagas de insectos potenciales ronda
las 10 000 especies, lo cual es tan sólo el 1% del total de especies descritas. Aparte de
esto son vectores de graves enfermedades algunas incluso mortales (malaria, dengue,
leishmaniosis, enfermedad del sueño, enfermedad de Chagas entre otras) lo cual coloca a
los insectos en una importante posición a nivel médico y veterinario (Martín, 1997).
Hay una gran dificultad para percibir la importancia de los insectos en los procesos y
dinámica de los ecosistemas, pero aún así, los planes de conservación de la biodiversidad
deben tomar en cuenta las necesidades de supervivencia en términos de funcionamiento
ecológico, del conjunto de la biota terrestre incluyendo al Homo sapiens y a los insectos,
que son el componente más importante de los ecosistemas terrestres aún cuando la
funcionalidad de la mayoría de especies es completamente desconocida.
Los insectos no tienen mucho que ofrecer al hombre (a excepción de la miel y
algunos tintes), esto junto a su tamaño pequeño, su esqueleto quitinoso y la gran
variabilidad de sus poblaciones los hace poco atractivos (Martín, 1997). Sus funciones
dentro de los ecosistemas (“servicios ecológicos”) son básicamente el ser predadores,
parasitoides, polinizadores, recicladores de nutrientes y de materia orgánica, razones por
las cuales los debemos conservar. Además, al proteger a los insectos nos estamos
asegurando la conservación de los hábitats y paisajes donde ellos viven tomando en
cuenta que las poblaciones de éstos migran en respuesta a las modificaciones del paisaje,
en respuesta a cualquier modificación biótica (patógenos) o abiótica (clima), debido a
esto, la variabilidad poblacional de los insectos cambia de categoría constantemente
incluso más rápidamente que las plantas, de manera que los insectos se deben conservar
aún cuando su valor económico aún se está por establecer (Samways, 1993 y 1994 citado
por Martín, 1997).
II. JUSTIFICACIÓN DEL TEMA.
El término biodiversidad se refiere a la variabilidad de todas las formas de vida que se
desarrollan en un lugar determinado y Costa Rica está en uno de los primeros lugares a
escala mundial en cuanto a diversidad biológica se refiere, pues cuenta con alrededor de
un 4% del total de las especies de seres vivos que hay en el mundo, a pesar de que su
superficie representa el 0.03% de la extensión mundial (Obando, 2002).
Según las estimaciones de los especialistas, en el mundo pueden existir entre 13 y 14
millones de especies de seres vivos, de lo cual únicamente se conoce el 10%. Debido a su
enorme diversidad, los microorganismos, bacterias e invertebrados son los grupos menos
conocidos, tomando en cuenta que solamente la Clase Insecta comprende un poco más de
950 000 especies (el 70% de todas las especies que habitan nuestro planeta) (Obando,
2002).
Otros autores (Erwin, 1991 citado por Lobo y Martín, 1993) afirman que la cantidad
de especies existentes en el mundo puede llegar incluso a los 30 millones y que debido a
las actividades humanas cada año se extinguen más de 17 000 especies (Wilson, 1988
citado por Lobo y Martín, 1993), lo cual hace urgente replantearse la metodología
taxonómica encargada de confeccionar el inventario de la biodiversidad y conocer las
causas de tal riqueza biológica, con lo cual quienes tienen asignada la difícil tarea de
hacer compatible la creciente demanda humana de recursos naturales y la protección del
ambiente tengan un mejor criterio de decisión (Lobo y Martín, 1993).
Con lo que se conoce hasta el momento, en Costa Rica se estima que existen un poco
más de 500 000 especies, de ellas 366 000 corresponden al Filo de los Artrópodos (arañas
e insectos entre otros). Sólo en insectos se espera un total de 360 000 especies (70% de la
biodiversidad esperada), sin embargo solamente 87 000 de ellas se han descrito y el
mayor porcentaje corresponde a los insectos (70%) (Obando, 2002).
De todas maneras, tomando en cuenta únicamente las especies descritas hasta la fecha,
dos de cada cinco organismos vivos son insectos. Si el número total de especies de
organismos vivos alcanzase solamente los 10 millones, la proporción 2:5 se incrementaría
en 4:5, pero probablemente menos del 10% de los insectos se han descrito formalmente
con un nombre científico (Samways, 1993 citado por Martín, 1997), lo cual implica que
cuando hablamos de extinción de especies y pérdida de biodiversidad nos referimos casi
por completo a los insectos y otros grupos como los ácaros, anélidos y hongos. Es muy
difícil documentar con precisión la extinción de muchas especies particularmente de
insectos que aún no están descritas.
El problema taxonómico es un verdadero paradigma: sabemos que el diámetro de la
Tierra es 12 742 Km., que la cantidad de estrellas presentes en la Vía Láctea es
aproximadamente 1011 , sabemos también que en un virus hay una cantidad de genes de
10 en el fago X174 y que la masa de un electrón es 9,1x1028 gr. , pero aún no sabemos
exactamente (ni siquiera en orden de magnitud) cuántas especies de organismos habitan
junto a nosotros en la Tierra (May, 1986, 1988, 1989, 1990b, 1992 y Hammond, 1995
citados por Martín, 1997).
Por otro lado, las medidas de la diversidad de cualquier tipo tampoco nos dicen nada
acerca de las relaciones funcionales de cada organismo y cada especie dentro del
ecosistema ni de la respuesta a las condiciones cambiantes del medio. El fondo del
problema es la pérdida global de la biodiversidad, no es sólo qué hay y dónde está, sino
también qué están ocasionando los cambios a pequeña y gran escala en la superficie y en
la atmósfera del planeta. Hay dos puntos diferentes de vista sobre la equivalencia
funcional: 1. Cada especie en el ecosistema juega un papel importante de manera tal que
la desaparición de cada especie debilita la integridad del ecosistema (“Hipótesis de
Remache”), en donde se compara cada especie con los remaches de los antiguos
aeroplanos: a medida que el avión pierde remaches, aumenta el peligro que su estructura
se debilite hasta no poder funcionar, lo cual, ecológicamente traducido equivale a decir
que cada especie ocupa un nicho ecológico único e irremplazable. 2. El ecosistema se
compone de grupos funcionales parcialmente redundantes cada uno con especies
ecológicamente equivalentes, de manera que se pueden perder especies sin que se
resienta el ecosistema en conjunto (“Hipótesis de las especies redundantes”) (Martín,
1997).
La enorme diversidad biológica con que hoy contamos es el resultado de millones de
años de evolución, tiempo durante el cual han ocurrido fenómenos de extinción,
migración y aparición de nuevas especies incluyendo la nuestra, y aunque la extinción se
considera como un evento natural de la evolución de la vida en la Tierra, el ser humano
es el causante de aumentar la tasa de extinción natural (0,2 a 2 especies por año) hasta en
un 50 y 100% (Watson et al., 1995, 2). Muchas especies en el mundo están amenazadas y
en peligro de extinción. Para algunos grupos de vertebrados y plantas (que como ya
mencioné son los más estudiados hasta el momento), un 5 al 20% de su total de especies
identificadas están amenazadas ó en peligro de extinción. Una enorme cantidad de
especies que aún se desconoce (especialmente del grupo de los insectos) desaparecerán
antes de tan siquiera intentar su identificación y conocer sus “servicios ecológicos”
(Martín, 1997).
Hay varias razones por las que los biólogos y taxónomos estamos interesados en
medir o inventariar la biodiversidad, pero tres de las principales son: 1. La diversidad es
un concepto intelectualmente muy atractivo que sigue suscitando un considerable debate.
2. Con frecuencia se acostumbra pensar que las medidas de la biodiversidad son buenos
indicadores del estado de salud de los ecosistemas y 3. La diversidad es un tema central
en la biología (Martín, 1997). Independiente del problema científico-conservacionista que
plantea el estudio de la biodiversidad, la diversidad entomológica complica aún muchos
de estos problemas, especialmente desde el punto de vista metodológico. El estudio de
los insectos evidencia muchas ficciones conservacionistas y no parece aportar soluciones
a corto plazo, debido a que frecuentemente los insectos se excluyen de los estudios sobre
Conservación de Áreas y Especies, pero hay que recordar que el ser humano está
dañando la estructura de la diversidad en la Biosfera y que los insectos son el
componente mayoritario de esta biodiversidad. En consecuencia, desde el punto de vista
científico no se ve con buenos ojos el hecho de que se excluya a los insectos de los
análisis sobre el reparto geográfico, evaluación y conservación de la biodiversidad, pues
generalmente constituyen la fracción más importante de la diversidad de un territorio
(Martín, 1997).
Si vemos la diversidad como una propiedad de los seres vivos y por lo tanto algo más
que el número de especies en un tiempo y lugar determinado entonces debemos buscar la
forma de medirla, pues sin una cuantificación de la diversidad biológica no se puede
movilizar una ciencia seria y rigurosa como la Biodiversidad, además, frecuentemente se
necesitan aproximaciones metodológicas (medidas) para dar solución a problemas de esta
índole. Así, para establecer una red de reservas naturales que alojen la mayor diversidad
en el mínimo número de áreas protegidas se necesita de medidas de diversidad espacial y
aproximaciones que combinen la información filogenética y biogeográfica. En cambio,
para investigar la importancia funcional de una o varias especies en un ecosistema
degradado, en franco retroceso ó con especies en peligro de extinción, tal investigación
debe dirigirse a conocer las relaciones funcionales de las especies en el seno del
ecosistema y así averiguar cuál es el estado de los procesos ecológicos que tienen lugar y
si se pueden aplicar medidas que permitan la inversión del proceso de regresión hasta que
se restaure las interrelaciones funcionales originales (Martín, 1997).
La falta de conocimiento sobre el estado de las poblaciones silvestres y sus hábitats
así como la condición de los ecosistemas naturales y los procesos ecológicos y evolutivos
que estos resguardan, han impedido que con los debidos criterios técnicos se dé el
oportuno manejo “in situ” de la vida silvestre tanto dentro como fuera de las áreas
silvestres protegidas. (Según Martín, 1997, el conocimiento de la distribución geográfica
de las especies de insectos es esencial para tomar decisiones sobre su conservación). Esta
falta de información ha implicado tanto el desconocimiento del estado y la condición en
que se halla la mayoría de las poblaciones de flora y fauna silvestres y sus hábitats
principales así como la relativa poca experiencia local para el manejo “in situ” de la vida
silvestre, pues la tradición conservacionista costarricense se fundamenta sobre todo en la
capacidad administrativa, relegando las prácticas de intervención directa (manejo
“activo” de los recursos) a un segundo plano (esto es lo que los biólogos de la
conservación denominan el paradigma del “laisser-faire” o del “dejarlo todo en manos de
la naturaleza”) (Calvo, J.J.; Madrigal, E. y Rodríguez, J., 2003).
Junto a esta situación existe poca capacidad y experiencia institucional tal como
recurso humano calificado, presupuesto operativo disponible, infraestructura adecuada y
otros más que garanticen el adecuado monitoreo y manejo de las poblaciones silvestres y
sus hábitats con fines de conservación. Esta situación es aún más seria en las propiedades
privadas que están fuera del Sistema Nacional de Áreas de Conservación (SINAC).
Además, la poca experiencia y capacidad institucional se revierte en la restauración
de ambientes alterados dados los altos costos económicos y prolongados períodos de
seguimiento que tal práctica implica. Estas limitantes chocan de frente con la cultura
cortoplacista de la institucionalidad costarricense, en lo que a planificación y priorización
de inversiones se refiere (Calvo, J. J.; Madrigal, E. y Rodríguez, J., 2003).
Este problema es aún mayor, al tomar en cuenta que los criterios de la biología de la
conservación no se incluyeron en el trazado original y diseño de los límites de las áreas
silvestres protegidas, por lo cual es frecuente encontrar dentro de ellas algunos problemas
como el aislamiento (paisajes funcionales fragmentados); un tamaño pequeño que no
garantiza la supervivencia de las poblaciones de especies nativas y migratorias a largo
plazo (requerimientos mínimos de hábitat, considerando migraciones estacionales, sitios
de alimentación, reproducción y refugio) y el efecto de borde o influencia del entorno
intervenido por el ser humano y otras especies introducidas, lo cual se refleja en el
tamaño y en la forma irregular de dichas áreas protegidas.
Según la Estrategia de Manejo del Ministerio del Ambiente y Energía para el año
2003, la investigación dentro de la institución ha carecido de una posición relevante. Fue
hasta el año 2000 que se formuló una estrategia en donde se presentaron las acciones y se
priorizaron los temas que cada Área de Conservación debía seguir. Sin embargo si se
pretende valorar, hacer uso racional o conservar la vida silvestre (objetivos muy claros de
la investigación dentro de las Áreas Protegidas) es necesario atacar algunos problemas
que se han detectado tales como:
 La investigación es dispersa y poco aplicada, pues normalmente responde a las
prioridades e intereses particulares de centros de investigación, de enseñanza
superior o de investigadores independientes.
 Hay poco personal capacitado en los campos de Vida Silvestre, bioprospección y
manejo de material genético entre otros.
 Baja capacidad institucional para la coordinación de las investigaciones
científicas tales como la supervisión, control, seguimiento, priorización,
divulgación y no uso de la información para la planificación.
 Sistemas de información inaccesibles, fragmentados, dispersos, desactualizados,
en otros idiomas o fuga de información.
 Poco material didáctico y de extensión.
 Los costarricenses en general asignan poco valor a los recursos de la vida
silvestre.
 Poca o ninguna divulgación investigativa.
 Escasos programas de Educación Ambiental.
La mayoría de profesionales en el área de la biología y afines, hacen sus estudios o
prácticas con mucho énfasis en las plantas o animales que tienen grande o mediano
tamaño, ya que son más vistosos y atractivos a simple vista y porque se puede estudiar
con mucho mayor facilidad sus hábitos ecológicos que un ser vivo de menor tamaño
como por ejemplo un insecto.
Aunado a todo esto, durante más de un siglo las recolecciones hechas con ligereza y
sin planificación han constituido la base de la mayoría de los inventarios tropicales (Reid,
Laird, Meyer, Gámez, Sittenfeld, Janzen, Gollin y Juma,1994). En contraste con ello, esta
investigación se sitúa en un sólo lugar (un kilómetro a la redonda de un punto
establecido: el Centro Ambientalista Valle del Silencio, conocido en adelante como “El
Refugio”) para garantizarse que los muestreos se tomen durante todo el año y que se
puedan recolectar especies que solo se capturan durante ciertos meses o épocas (períodos
seco y lluvioso). Resultado de esto es la familiarización con la flora y la fauna que se
encuentra en un bosque de altura como el del Valle del Silencio. Además, al realizar esta
investigación se adquiere un conocimiento sustancial de primera mano sobre la historia
natural y el comportamiento de las especies, que el INBio y otros administradores de la
biodiversidad empiezan a aprovechar para la prospección de la biodiversidad, para la
administración de la conservación, para el ecoturismo, para programas educativos, etc.
(Reid, Laird, Meyer, Gámez, Sittenfeld, Janzen, Gollin y Juma,1994). De hecho, durante
el desarrollo de esta investigación se recolectó mucho más material que el requerido solo
para fines taxonómicos, en gran parte porque hay muchos usuarios diferentes y porque se
necesitan múltiples especímenes para entender la variación en muchos de los rasgos
fenotípicos de las especies.
Las últimas dos décadas de la recolección intensiva en diversos lugares de Costa Rica
deja ver que casi toda la fauna de un hábitat importante se puede encontrar eventualmente
en un único sitio, con la condición de que dicho sitio se estudie durante todo el año y por
varios años (Reid, Laird, Meyer, Gámez, Sittenfeld, Janzen, Gollin y Juma,1994).
El monitoreo a un año plazo realizado en esta investigación es la base principal para
un inventario, cuyo propósito es lograr una nomenclatura taxonómica de la biodiversidad
existente en Costa Rica, en nuestro caso en los bosques de altura, y llegar a una idea
preliminar de dónde y cuándo se pueden encontrar las diversas especies y grupos. A su
vez, el inventario constituye el primer paso para acumular suficiente información de la
historia natural, para poder usar la biodiversidad sin destruirla.
Escogí trabajar con insectos desde que cursaba el segundo nivel en el Colegio
Técnico Profesional de Platanares en Pérez Zeledón; con ayuda de un profesor (Sr.
Ramiro Prado) hice mi primera colección y exposición para el grupo de la clase y
posteriormente para toda la población estudiantil y profesores de aquella época. Consistía
en una serie de insectos tan variados como pude encontrarlos montados en alfileres de los
que mi mamá usaba en la costura. Tres años más tarde, mientras estudiaba en la
universidad, ingresé a trabajar como Parataxónomo en el Instituto Nacional de
Biodiversidad donde tengo cuatro años de trabajar tanto haciendo colectas de insectos en
el campo y tomando datos de historia natural como en el laboratorio, donde se le da un
proceso de montaje e identificación a cada espécimen. Así que la idea de hacer mi
Práctica Dirigida en este tema nació hace bastante tiempo ya.
Los insectos tienen un comportamiento muy variado y debido a su tamaño corporal
tan pequeño muchas veces no les damos la atención merecida. Se nos olvida que en
cantidad de individuos ellos nos ganan a nosotros y que el Homo sapiens es sólo una
especie más en todo el variado ecosistema, que tanto ellos como nosotros y cada una de
las demás especies juegan un papel muy importante y específico en cada caso, y que si
alteramos la presencia de una especie sin conocer sus relaciones con las demás, estaremos
rompiendo lazos muy estrechos de interacción intra e ínter específica, lo cual llevará a la
postre que surjan especies que se reproduzcan en una cantidad muy grande y que
consumen por lo tanto grandes cantidades de alimento, en donde puede estar incluido el
alimento que nosotros creemos nuestro porque lo sembramos o almacenamos.
Aunque la especie humana no se considere así misma como una plaga, sí lo es para
otras especies a las cuales está afectando en muchas maneras. Si vemos a nuestro
alrededor nos damos cuenta que día a día crece nuestra familia, nuestra comunidad y la
población en el mundo entero, y el alimento es escaso cada vez más (y no se debe
únicamente a que hay una mal repartición de los bienes). Como si esto fuera poco, las
cosechas en almacenamiento y aún en crecimiento o en plena producción son atacadas
por muchas especies de insectos que no tienen un controlador biológico que los mantenga
bajo el umbral de existencia óptimo donde aún no es plaga, pero al no encontrar ninguna
barrera que los detenga entonces se multiplican y alimentan a gran velocidad, causando
así grandes pérdidas económicas y afectando por ende la disponibilidad de alimento para
nuestra especie y otras más.
Pero esto sucede únicamente en los lugares más alterados ecológicamente hablando.
Incluso las fincas que están en los bordes de los bosques y montañas tienen una
influencia muy baja de plagas, tal es el caso de las fincas de producción de naranja dulce
plantadas en las orillas del Volcán Orosí y su sistema montañoso: los controladores
biológicos que hay en estos bosques hacen que los costos de producción de la naranja
dulce bajen hasta en un 40% en algunos casos debido a que ya no hace falta la aplicación
de insecticidas o plaguicidas. Por este motivo, los productores de naranjas han decidido
reforestar en los alrededores de sus plantaciones de naranja (Flowers, 2003).
Este es sólo un ejemplo de lo que puede hacerse cuando se conoce o se estudian las
poblaciones ecológicas y sus interacciones que hay en cada lugar, con lo cual salen
beneficiados todos: el hombre no pierde sus cultivos, el controlador biológico tiene qué
comer y la especie controlada no se extingue del todo sino que se mantiene pero en una
cantidad tan pequeña que no causa mayores daños.
Para conocer éstas y otras relaciones es necesario ir primero a los lugares vírgenes
aún no alterados a estudiar las relaciones ecológicas y las cadenas alimenticias originales,
antes que el hombre haya dejado su huella. Así podremos entender mejor cada ser vivo
que nos rodea y conociendo lo que come cada especie y quién se come a quién,
tendremos un futuro agro ecológico muy seguro.
Entre las plagas más letales que arrasan con grandes plantaciones de cultivos están las
larvas de Lepidoptera y las larvas y adultos de algunos Coleópteros, especialmente los de
la familia Chrysomelidae y Curculionidae, sin embargo, este último grupo es demasiado
grande y el tiempo destinado a esta práctica no daría abasto para trabajar con él, por lo
que lo más conveniente es trabajar con la familia Chrysomelidae, de la cual hay bastante
información por lo menos para la identificación de cada espécimen.
El estudio de los géneros y especies de Crisomélidos que habitan en el Valle del
Silencio, así como su identificación y datos de historia natural brindan información muy
interesante desde el punto de vista taxonómico, pues permitirá conocer algunos de los
hábitos alimenticios, épocas en que aparece cada especie, microhábitats que frecuentan y
otros detalles que puedan ayudar en el inventario de las poblaciones de Chrysomelidae en
zonas de altura de Costa Rica, hacer comparaciones con otros sitios geográficos donde se
encuentren las mismas especies y tener una idea del papel que desempeña cada una de
estas especies incluso en el control de malezas.
El Valle del Silencio recibe la influencia de los vientos que provienen de ambas
vertientes (Caribe y Pacífico) por lo que su biodiversidad y endemismo es muy elevada (y
más aún si tomamos en cuenta que está en el corazón del Parque Internacional la
Amistad), pero a la vez, el Valle del Silencio es uno de los sitios menos estudiados en el
PILA en lo que a entomofauna se refiere. El Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio)
ha organizado varias giras con el grupo de Parataxónomos del Área de Conservación la
Amistad Pacífico; en cada una de las cuales se han descubierto un promedio de 6 especies
nuevas por gira, pero aún falta mucho por hacer en el campo ya que las colectas hechas
hasta el momento han sido esporádicas y en el transcurso del año hay muchas variaciones
en el ciclo de vida de los insectos, lo cual ha sido poco monitoreado, por lo que es muy
posible que al culminar este trabajo se hayan descubierto nuevos reportes de especies
para la ciencia, con lo cual veré compensado el esfuerzo de mi trabajo y más que
justificado el desarrollo de esta Práctica Dirigida.
III. OBJETIVOS.
a-) General:
 Hacer un inventario preliminar de las especies de Chrysomelidae (Coleoptera)
que habitan en el Valle del Silencio
b-) Específicos:
 Realizar una descripción física general de las especies de Chrysomelidae que
habitan en el Valle del Silencio.

Identificar los géneros y en la medida de lo posible las especies de
Crisomélidos que habitan en el Valle del Silencio.

Describir de manera general algunas interacciones entre los Crisomélidos y
sus hospederos en el Valle del Silencio.

Distinguir los microhábitats más comunes de los Crisomélidos del Valle del
Silencio.

Establecer las épocas del año en que aparecen y se encuentran en el Valle del
Silencio cada una de las especies de Chysomelidae.

Hacer una colección de Crisomélidos del Valle del Silencio debidamente
montados y procesados la cual se conservará en el Instituto Nacional de
Biodiversidad.
IV. DESCRIPCIÓN DEL SITIO.
1. Antecedentes del Parque Internacional la Amistad.
El Parque Internacional la Amistad se localiza en la Cordillera de Talamanca, en el
sureste de Costa Rica y continúa en el noreste Panameño por 207 000 hectáreas más. Fue
establecido mediante Decreto Ejecutivo el 4 de febrero de 1982 con una extensión (en
Costa Rica) de 194 129 hectáreas, que en ese momento correspondía a un 50% de la
superficie total que para entonces protegía el Sistema de Parques Nacionales de Costa
Rica (Plan de Manejo, PILA).
El Parque Internacional la Amistad (PILA) es considerado el Área Protegida con
mayor diversidad biológica del país tanto por su amplio rango latitudinal (se encuentra
entre los 9º y 10º Latitud Norte y 82º 45’ y 83º 30’ Longitud Oeste), fuertes cambios
climáticos y gran variedad de suelos como porque es el Área Protegida donde se
mantiene la masa de bosque lluvioso natural y virgen más grande de Costa Rica (3,68%
del territorio nacional) y porque es una de las Áreas Protegidas más grandes de
Centroamérica; estos aspectos hacen posible la presencia de muchos micro hábitat con
ecosistemas muy variados, además de un alto endemismo (Esquivel, 1992).
Según la clasificación de zonas de vida de Holdridge (1979), en Costa Rica se
encuentran representadas 12 zonas de vida3 y 7 zonas transicionales altitudinalmente
agrupadas en cinco pisos: trópico basal, premontano, montano, montano bajo y
subalpino. En el PILA están presentes 7 de esas zonas de vida y 6 de las zonas de
transición, lo cual pone a Costa Rica como un puente biológico entre Norte y Sur
América, se calcula con esto que de cada 100 especies de animales y plantas que existen
en Costa Rica, 60 ó 70 están presentes en Parque Internacional la Amistad (Plan de
Manejo, PILA).
El PILA fue denominado Sitio de Patrimonio Mundial Natural y además, al formar
parte de la Cordillera de Talamanca (la cual en agosto de 1982 fue declarada Reserva de
la Biosfera la Amistad por la UNESCO), se constituyó en el área núcleo de la Reserva de
la Biosfera de la Amistad4 que conserva vivos e intactos numerosos ecosistemas, lo cual
tiene un alto valor tanto desde el punto de vista científico, como de la conservación y la
belleza escénica.
La masa boscosa protegida en el PILA es señalada como un ecosistema forestal
crítico por el documento “Bosques Tropicales: un llamado a la acción”, que fue
preparado conjuntamente por el World Resources Institute, el Banco Mundial y el
Programa de las Naciones Unidas para el Medio Ambiente (PNUMA). Este documento
considera al PILA como una de las prioridades de acción para Costa Rica. Al mismo
tiempo, la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación
(FAO), en su documento “Programa de Acción Forestal en los Trópicos” recomienda la
protección del Parque Internacional la Amistad como parte de una acción global de
3
Bosque Húmedo Tropical, Bosque muy Húmedo Tropical, Bosque muy Húmedo Premontano,
Bosque Pluvial Premontano, Bosque muy Húmedo Montano Bajo, Bosque Pluvial Montano Bajo,
Bosque Pluvial Montano y Páramo Pluvial Subalpino.
4
El PILA forma parte de la Reserva de la Biosfera la Amistad (RBA) conjuntamente con los
Parques Nacionales Chirripó, Tapantí - Macizo de la Muerte, Barbilla, la Reserva Biológica Hitoy
Cerere, la Reserva Forestal Río Macho, Zona Protectora Tablas, el Jardín Botánico Robert y
Catherine Wilson y Las Reservas Indígenas Talamanca, Tayni, Telire, Chirripó, Ujarrás, Salitre y
Cabagra.
conservación de ecosistemas tropicales. Por otra parte, la Unión Internacional para la
Conservación de la Naturaleza y sus Recursos Naturales, en su Programa de Bosques
Tropicales asigna al PILA una gran prioridad en América Central (Plan de Manejo,
PILA).
Se sabe que la biodiversidad en el PILA es muy grande, sin embargo existe un gran
vacío de información en cuanto a fauna se refiere. Según los datos suministrados por el
Museo Nacional, en aves los registros tomados en cuenta constan de un total de 139
especies agrupadas en 110 géneros correspondientes a 35 familias, por lo que en el PILA
están representadas cerca del 16% de las especies de Costa Rica (Arias, E. 2001).
El PILA le da protección a 21 especies en peligro de extinción. En cuanto a mamíferos,
de las especies registradas en los catálogos del Museo Nacional, 16 de ellas aparecen
incluidas en alguna categoría especial de amenaza tanto por el MINAE, como por el
CITES y la UICN. Especies que se protegen dentro del PILA como el jaguar (Pantera
onca), el mono colorado (Ateles geoffroyi), el Tapir o Danta (Tapirus bairdii) y el oso
caballo u oso hormiguero gigante (Myrmecophaga tridactila) son de gran importancia ya
que aparecen registradas en las tres listas. Otras especies amenazadas que se protegen en
el PILA son el águila arpía (Harpia harpyja), el quetzal (Pharomachrus mocinno) y
alrededor de 50 especies que tienen poblaciones reducidas actualmente tales como el
tepezcuintle (Cuniculus paca).
Un grupo de mucho interés es el de los insectos, según datos registrados en el Sistema
de Información Atta del Instituto Nacional de Biodiversidad, hay 14 especies endémicas
que sólo han sido colectadas dentro del PILA (de las cuales una es de la familia
Chrysomelidae: Charidotella semiatrata) y cerca de 60 especies nuevas para la ciencia
colectadas en el PILA (una de ellas es de la familia Dryophthoridae: Rodobaenus tenorio,
comúnmente conocidos como Picudos o Gorgojos, la cual fue colectada en el Valle del
Silencio y dedicada a Róger G. Tenorio, quien realiza esta investigación) y otras 170
especies que solo se han colectado en la región de Talamanca, de las cuales 9 son de la
familia Chrysomelidae: Cephaloleia vicina, Charidotella irazuensis, Charidotella
semiatrata, Labidomera suturella, Lema plúmbea, Metrionella placans, Microctenochira
costarricensis, Stilodes quadristriata y Stolas illustris (Atta, INBio, 2002).
De acuerdo al cuadro 1, un total de 40 especies entre plantas, coleópteros, moluscos y
macro hongos son endémicas del PILA, mientras que alrededor de 60 nuevas especies
para la ciencia han sido colectadas en esta Área Protegida, 37 de ellas específicamente en
el Valle del Silencio, lo cual demuestra parte de la enorme diversidad que alberga el
Parque Internacional la Amistad y dentro del él: el Valle del Silencio.
Cuadro 1. Especies colectadas únicamente en el PILA.
Endémicas del PILA
Plantas
14
Macro hongos
2
Coleoptera
14
Moluscos
10
40
Total
Fuente: Sistema Atta del Instituto Nacional de Biodiversidad.
Nuevas para la Ciencia
colectadas en el PILA
23
1
36
60
La mayor parte de ésta Área Protegida está cubierta por bosques muy húmedos,
pluviales y nubosos en su mayoría compuestos por inmensos robledales (Quercus
bumelioides y Q. costarricensis) de los cuales cuelgan cientos de epifitas incluyendo la
lana, también son comunes los helechos arborescentes de más de dos metros de altura
(Cyathea sp) (ver Figura 1); existen también regiones coronadas con picos y macizos
donde hay ciénegas frías y páramos subalpinos: los de mayor altura de toda
Centroamérica.
Figura 1. Helecho arborescente (Cyathea sp.). Fotografía: Róger González, 2003.
2. Antecedentes del Valle del Silencio.
La Cordillera de Talamanca divide el Parque Internacional la Amistad en Costa Rica
en dos sectores: el Pacífico y el Atlántico, que corresponden a las Áreas de Conservación
la Amistad Pacífico, con una extensión de 24 253.2 ha. (13%) y la Amistad Caribe con
una extensión de 168 415.88 ha. (87%) respectivamente (Arias, E. 2001).
El Valle del Silencio está conformado por terrenos poco inclinados que dan formación a
una especie de planicie en medio de las estribaciones de la Cordillera de Talamanca (Ver
Figura 2).
Figura 2. Vista parcial del Valle del Silencio. Fotografía: Róger González, 2003.
Se encuentra localizado dentro del Área de Conservación Amistad Caribe, pero es la
Amistad Pacífico quien lucha y vela por su mantenimiento y protección, por lo que para
fines de este trabajo se manejará como si fuera parte del ACLA-P. Esto se debe a que el
territorio de este parque que se encuentra en el lado Caribe está rodeado por reservas
indígenas o grandes extensiones de bosque que hacen muy difícil el acceso desde esta
zona, por lo que la principal puerta de entrada al PILA (y por ende al Valle del Silencio)
es precisamente la Estación Altamira, donde está el Área Administrativa de éste Parque
Nacional5.
5
También se puede llegar por Limón, desde donde se continúa hacia el sureste hasta la
comunidad de Bribri, distrito central del cantón de Talamanca, en este trayecto se puede ingresar
al PILA a pie o a caballo por sitios como la Zona Protectora Río Banano o por el sector del Valle
la Estrella o la Reserva Biológica Hitoy Cerere. Si se continúa de Bribri hacia el sur se llega hasta
el Valle de Talamanca (Telire), desde donde se puede caminar hasta San José Cabécar o
Para llegar hasta el Valle del Silencio hay que desplazarse hasta Paso Real, sobre la
Carretera Interamericana Sur y desviarse camino a San Vito de Coto Brus durante 15
Km. hasta llegar al poblado de Las Tablas, de donde se toma otra desviación por un
camino de 20 kilómetros sobre lastre el cual conduce hasta el pueblo de Altamira, donde
está la Estación Biológica y Puesto Operativo. Es aquí donde nace el sendero que
conduce hasta el Valle del Silencio, el cual tiene una distancia de 13.8 Km., para una
duración promedio de recorrido de 8 horas a pie (no se permite el ingreso de caballos).
El Valle del Silencio está ubicado entre los 2 450 y 2500 m.s.n.m. en el sector caribe
costarricense de la Cordillera de Talamanca. El bosque nuboso está dominado casi en su
totalidad por robles (Q. bumelioides y Q. costarricensis) que llegan a medir hasta 40
metros de altura (Ver Figura 3).
De ellos cuelgan cientos de bromelias (Werauhia ororiensis)(Mez)
L.B.Sm.&Pittendr.) las cuales acumulan una gran cantidad de agua y materia orgánica en
proceso de descomposición (restos de hojas, tallos, flores, frutos) lo cual crea un
ambiente muy favorable para que vivan grandes comunidades de insectos que encuentran
allí un lugar seguro para que nazcan y se desarrollen sus hijos.
Estas epifitas cargadas de agua y materia orgánica en descomposición adquieren un
peso de hasta 5 Kg. (algunas menos, otras más), y cuando en una rama conviven 10 o más
de estas bromelias, sencillamente la rama no soporta tanto peso extra y se quiebra y cae al
suelo, abriendo así un espacio en medio del bosque que otras plantas como la Chusquea
longilligulata y Ch. amistaensis, Greigya sylvicola y G. colombiana aprovecharán para
colonizar y crecer en su lugar. Este proceso natural de recolonización también se ve
favorecido debido a que los robles (Q. bumelioides y Q. costarricensis) tienen sus
sistemas radiculares muy superficiales y están aglomerados uniendo sus raíces entre sí,
aspecto que les beneficia para sostenerse unos a otros, sin embargo es frecuente que estos
inmensos árboles caigan uno encima de otro y así sucesivamente, como cuando se desliza
una fila de fichas de dominós, cayendo a veces hasta 3 a 5 árboles seguidos y abriendo
con esto un amplio claro en el bosque.
Cachabri, que son comunidades indígenas ubicadas cerca de los límites del PILA. En el sector
Caribe -dentro del PILA no hay infraestructura como Estaciones Biológicas ó puestos de control-.
Figura 3. Bosque nuboso en el Valle del Silencio. Fotografía: Róger González, 2003.
En el sotobosque es muy común encontrar grandes parches de bambú enano o cañuela
(Chusquea longilligulata y Ch. amistaensis), (ver Figura 4) que además de ser una de las
fuentes alimenticias de la danta o tapir (Tapirus bairdii) también es el alimento y el
hábitat de una gran variedad de insectos, especialmente del orden Coleoptera (Familia
Chrysomelidae) (Hispini), los cuales se protegen del frío, viento y depredadores entre los
nudillos que forman las hojas al unirse a las ramas y tallos.
Fig. 4. Parches naturales del bambú o cañuela Chusquea longilligulata y Ch. Amistaensis
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
Figura 5. Piñuela (Greigya silvicola y Greigya colombiana) a ambos lados del sendero
dentro del bosque en el Valle del Silencio. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
Otra de las plantas típicas de la zona es una especie de piñuela (Greigya sylvicola y G.
colombiana) (ver Figura 5) que junto con la palma suita (Geonoma pittieri) cubren
grandes parches del sotobosque.
A veces aparece el helecho macho
(Pteridium sp) en lugares abiertos o
intervenidos. En la antigua zona de
campamento y en algunos otros
sitios aparece en forma natural un
repollito de hojas puntiagudas y
verdes que forma grandes cepas: se
trata
de
Paepalanthus
costarricensis (ver Figura 6). Ya
mas arriba, a mitad del sotobosque
crecen otras plantas como los
helechos arborescentes (Cyathea
sp) y el palmito morado (Phestodea
acuminata).
Figura
6.
(Paepalanthus
costarricensis) . Fotografía: Róger
González Tenorio, 2003.
V. METODOLOGÍA.
El desarrollo de esta investigación sustenta sus bases en la observación directa de los
Crisomélidos, así como los micro ambientes en los cuales se colectaron los especímenes
y la interacción entre éstos y su entorno, para lo cual se escogió una parcela demostrativa
del sitio que tiene una extensión de 1 Km2 y que tiene como centro el Refugio o Centro
Ambientalista Valle del Silencio, dentro de la cual se incluyen micro ambientes tales
como senderos, pequeños parches de vegetación natural enana, bosque cerrado de gran
altura y orillas del Río Terbi entre otros (ver figura en la sección de anexos).
Al respecto de la observación, Barrantes, 2002 dice lo siguiente: “la observación
depende del contexto en que se desenvuelve, del entorno que condiciona el fenómeno
observado”... de manera que la observación en este caso depende de variables tales como
la metodología empleada para colectar los Chrysomelidae (o sea, los tipos de trampas ó
técnicas de colecta), el número de trampas instaladas, la cantidad de tiempo que se
mantuvo instalada cada una de las trampas y el lugar específico que se escogió para
instalar cada una de ellas. Aparte de las variables anteriormente mencionadas (que en
determinado caso fácilmente podrían manipularse y quizá obtener resultados diferentes –
por ejemplo puede variar la cantidad de especímenes colectados por tipo de trampa-),
también las condiciones climáticas del sitio de la investigación inciden directamente en el
número de especies colectadas y la cantidad de especímenes colectados por cada especie
y este es un factor al cual la investigación debe amoldarse. Las condiciones topográficas
de la zona (Valle del Silencio) propician un ambiente en donde el tiempo atmosférico
cambia constantemente entre despejado y con sol picante, hasta un ambiente frío, con
neblina y lluvias esporádicas que con frecuencia se extienden varias horas. Esto hace que
en algunos días, semanas o meses del año haya mayor actividad y presencia tanto en la
diversidad de especies como en la cantidad de individuos que representan cada una de
ellas.
Continuando con lo que dice Barrantes, 2002 acerca de la observación...”sólo debe
comunicarse lo que se observa”, por lo que para efectos de este trabajo solamente se
expone lo que se logró observar durante el tiempo que se prolongó esta investigación (1
año). Expone además Barrantes, 2002 que...”la observación es uno de los medios más
importantes para llegar a comprender las cosas “tal y como son”, por lo cual debe ser
fiel a la realidad”, y en este sentido, toda la información que se expone acerca del tema
aquí investigado es absolutamente apegada a la realidad vivida en el medio
investigativo...”todas las observaciones están unidas a lo que interesa en ese momento
(en nuestro caso la diversidad de especies de Chrysomelidae en el Valle del Silencio), a
este interés se le denomina “teoría”, por lo tanto, el resultado final: el inventario
preliminar de las especies de Chrysomelidae del Valle del Silencio es una teoría
planteada con base en la observación, la cual como plantea Barrantes, 2002... “es un buen
punto de partida para la ciencia, pero ésta no es completa, pues para hacer una
observación científica se debe permanecer siempre en la observación.” Así que apegada
a este pensamiento, esta investigación utiliza una metodología que se ha utilizado durante
más de una década y con resultados excelentes en los estudios del Inventario Nacional de
Biodiversidad que realiza el Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio) en Costa Rica,
esperando así cumplir con las expectativas no sólo del investigador sino también del
público al cual la presente obra pueda tener acceso, sin dejar de recordar que esta
investigación es un inventario que se realizó durante un año y que el factor tiempo
(precisamente ese año) puede influir en gran manera en los resultados obtenidos.
Precisamente por este motivo a este trabajo se le denomina “Inventario Preliminar”, ya
que se pretende pueda ser perfeccionado con más observación a través del tiempo ya sea
por este u otro investigador.
1. Metodología de ubicación geográfica.
La ubicación geográfica del sitio donde se desarrolló esta investigación está dada por
medio del Sistema de Proyección Lambert Sur y se encuentra en la Hoja Cartográfica de
Pittier (Hoja 3643 III) de la escala 1:50 000, la cual se incluye (solamente en el trabajo
original) en la sección de anexos en la última página .
Las coordenadas fueron tomadas por medio de un GPS (Geografic Posicion System)
marca Magellan, modelo ColorTRAK complementado con una brújula y un altímetro
marca YCM. Además las ubicaciones se complementaron con identificación de puntos
claves tales como el Jardín los Sphagnum, el Jardín Natural, nacientes, ríos y cerros.
2. Metodología de colecta.
La colecta de animales (en nuestro caso: insectos), plantas, hongos y cualquier otros
ser vivo, así como su transporte y extracción de un lugar a otro puede ser interpretada
como una actividad ilegal, y dentro de un Área Protegida esto es cacería si no se cuenta
con un permiso de colecta para investigación científica (Pasaporte Científico), el cual es
otorgado por el Ministerio del Ambiente y Energía mediante un documento que debe ser
leído y firmado por el colector y un carné que debe portar el interesado en todo momento
y mostrarlo cuando alguna autoridad competente así lo solicite, motivo por el cual esta
investigación se hizo cumpliendo con tales requisitos.
La metodología empleada en el desarrollo de este trabajo es muy práctica y en
muchas ocasiones hay que improvisar, esto lo he comprobado durante mis cinco años de
trabajo con insectos de varios órdenes, pero básicamente el plan se apega a colectar en
lugares, horas y mediante técnicas específicas.
Con el uso de adecuados y diversos métodos y equipos de colecta se pueden colectar
especímenes de varias especies de Crisomélidos en forma eficiente y fácil, ya que aunque
pueden encontrarse en varios lugares y horas del día, también es cierto que la diversidad
de éstos varía con el micro hábitat y la hora, por lo que para obtener un buen inventario
es necesario colectar en diversos lugares y horas del día, empleando diferentes técnicas
de recolección.
Un Crisomélido puede estar en una infinidad de lugares sin estar asociado
necesariamente a cada uno en particular. Se les puede encontrar volando, posados sobre
las hojas o bajo ellas, en los tallos de plantas o de árboles, sobre las flores o dentro de
ellas, en frutos o incluso pueden estar asociados a las raíces de algunas especies de
árboles y plantas.
Los métodos de recolección pueden ser activos o pasivos. Los métodos de
recolección activa son aquellos en los cuales hay que colectar los insectos utilizando
redes, aspiradores, pinzas, los dedos o mediante cualquier otro sistema “directo”. Los
métodos pasivos son aquellos en los cuales se utilizan diversos tipos de trampas para
capturarlos. De esto puede concluirse que se obtienen menos cantidad de especímenes
pero más información y datos ecológicos empleando un método de recolección activa que
uno de recolección pasiva (Sáenz, M.R y De la Llana A.A., 1990). A continuación se
describen todas las técnicas o métodos de recolección y cada una de las herramientas y
equipo que se emplearon en el desarrollo de las actividades de la presente investigación.
a. Equipo y métodos de recolección activa. La colecta activa es la más comúnmente
usada y el equipo básico para la captura de los Crisomélidos (y de otros insectos) es el
siguiente:
 Cámara Fotográfica Digital: se utilizó una cámara digital Nikon Coolpix 3100
para tomar Figuras en el campo, de las trampas o técnicas de colecta, del ambiente
o medio donde se desarrolló la investigación y de los especímenes que se
pudieron colectar, aspecto último que representa un gran reto, pues la mayoría de
los insectos y en especial el grupo de los Crisomélidos tienen un sentido sensorial
muy desarrollado, lo cual les permite captar cualquier movimiento o alteración en
el medio donde están por más mínimo que éste sea. Muchas veces sucedió que al
llegar a una planta donde estaba posado un espécimen, mientras sacaba la cámara
y tomaba posición para fotografía, el insecto sentía la presencia humana y de
inmediato saltaba o volaba rápidamente, escapándose, incluso de ser colectado y
por ende de ser incluido dentro de los datos de esta investigación.

Lápiz y rapidógrafo: se necesitan frecuentemente para tomar las notas de campo
y escribir etiquetas que van dentro de cada frasquito con alcohol e insectos. En el
caso del rapidógrafo, se utiliza una pluma generalmente de punta 0.2 ó 0.3 que
utiliza tinta china, pues las etiquetas que van en alcohol se mantienen legibles a
largo plazo. Existen rapidógrafos desechables y aquellos que se pueden recargar,
éstos últimos tienen la desventaja de que su tinta suele derramarse al cambiar de
un sitio de presión atmosférica baja a uno de alta presión o viceversa (por ejemplo
al pasar por la ruta San José-Cerro de la Muerte-San Isidro del General) excepto si
están totalmente llenos o completamente vacíos. Las etiquetas que van en alcohol
también pueden hacerse con lápiz, ya que el grafito es resistente al alcohol aunque
sea por un corto período.

Cámara Fotográfica Mecánica: Se utilizó una Nikon FM2, modelo que tiene un
lente de 50mm y que complementado con tres anillos: PK-11, PK- 12 y PK-13
permite capturar imágenes excelentes de insectos de todos tamaños. Estas Figuras
se tomaron con
rollos de Slides
(diapositivas) que
una vez revelados
y enmarcados se
pasan
por
un
Scanner
de
Diapositiva
y
pueden guardarse o
imprimirse. Esta
cámara utilizó un
Flash
Vivitar
285HV
Zoom
Thyristor y su
respectivo cable.
Figura 7. Cámara fotográfica mecánica.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Rollos Fotográficos: Se utilizaron 5 rollos marca Velvia Fujichrome 35mm de 36
cuadros cada uno.

Red de barrido: tiene una bolsa al estilo embudo con la forma particular de las
bolsas de “chorrear café:” larga (generalmente su longitud es el doble del
diámetro de la boca), ancha en la base y se hace cada vez más angosta conforme
llega a su parte terminal, está hecha de tela fina, ligera y resistente (como el
organdí) al roce y golpes contra la vegetación, contra la cual se pasa rápidamente
en zig-zag de derecha a izquierda y viceversa conforme se va caminando. Dicha
bolsa es semitransparente debido a los pequeños agujeros (similar al marquiset
utilizado en las ventanas) por donde se puede ver y manipular el insecto
colectado. Esta bolsa de tela tiene en el borde de su boca una platina o alambre
enrollado en forma circular, el cual mantiene abierta la bolsa y además sirve como
base para sujetar el mango de la red, el cual está hecho de aluminio y mide
aproximadamente un metro, este mango tiene un extremo con tornillo y otro con
rosca interna, de manera que un mango puede unirse a otro sucesivamente hasta
formar una varilla de 5 metros o más, liviana y fácil de manipular para capturar
insectos que vuelan o que están posados muy alto. En general, toda la red es
desarmable y puede transportarse fácilmente a cualquier lugar. El color de la tela
generalmente es blanco, pero también se utilizan colores oscuros como el verde o
el negro cuando se está colectando especímenes de color claro (Monge, Gómez y
Rivas, 2001).
Una vez que los insectos están en el fondo de la red se pasan a un frascomorgue directamente o aún más fácil: se pasan a una bolsa plástica
preferiblemente transparente y que no tenga huecos y dentro de ésta se pone el
frasco-morgue destapado durante unos minutos (lógicamente la bolsa plástica
debe cerrarse haciendo unos cuantos pliegues y amarrándola con un nudo), esto
debe hacerse cada cierto número de barridos para evitar aglomerar muchos
insectos y con esto que no se dañen entre sí. Luego de los frascos-morgues los
especímenes se trasladan a la cámara húmeda (ver descripción en la pág. 37). La
red de barrido tiene la desventaja que sólo puede utilizarse cuando la vegetación
está bien seca, pues la humedad y el agua hacen que la bolsa de tela se empape y
los insectos colectados se adhieren a su superficie, por lo que pueden perder
información taxonómica importante al dañarse alguna de sus estructuras
(especialmente en especímenes muy pequeños como algunos Chrysomelidae y
también en Hymenoptera y Hemiptera, en cuyo caso se mojan las alas, se unen
entre sí y así quedan aún luego de que están secos, con lo cual su identificación se
dificulta).
Figura 8. Red de barrido. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Red de Noyes: es muy útil especialmente para colectar especímenes de tamaño
muy pequeño o que son de contextura frágil. Fue diseñada especialmente para
capturar micro Hymenoptera (Avispas y hormigas), pero igualmente sirve para
colectar otros insectos como los Chrysomelidae. La tela que conforma la bolsa red
es muy resistente, pues constantemente se frota contra la vegetación. Al igual que
la Red de Barrido, la Red de Noyes se utiliza durante las horas en que la
vegetación está seca (sin agua de lluvia o sereno) por lo motivos ya mencionados.
Esta red se sujeta del mango fuertemente y con ambas manos (es relativamente
pesada y puede causar cansancio ó sofocamiento e incluso caerse), luego se frota
rápidamente contra la vegetación con la abertura de la red siempre inclinada hacia
arriba para evitar se salgan los insectos colectados. La bolsa de la Red de Noyes
tiene una malla fina en su boca, la cual retiene la basura, hojas y otros materiales
grandes con los que pudieran revolverse los especímenes, quedando éstos
“colados” y listos para sacarlos, para lo cual el marco que sostiene la malla a la
red se saca hacia arriba.
Figura 9. Red de Noyes. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
 Red de golpe ó sombrereta: consiste en un retazo cuadrangular de tela blanca
(o un color claro que permita ver los insectos que caigan en ella) de mas o menos
1m en cada lado, en cuyo centro hay una cruz de aluminio cuyos extremos se
insertan en cada uno de los cuatro vértices del retazo de tela (Ver figura 10). Es
similar a una sombrilla en forma invertida y se utiliza para ponerla bajo la
vegetación verde, seca o cualquier material que se quiera golpear para que caigan
los insectos que ahí hay, los cuales son recogidos con pinzas o aspirador y luego
colocados en morgues o en frasquitos (viales) con alcohol al 75%. Aunque este
tipo de colecta no proporciona muchos datos de historia natural, sí permite
registrar las plantas hospederas donde se encuentra cada espécimen en particular,
relacionando de esta manera la especie con el micro hábitat. En general, este
método de colecta es muy sencillo y útil para colectar especímenes pequeños que
tienen el comportamiento de dejarse caer y quedarse inmóviles temporalmente
cuando se sienten amenazados, que son incapaces de volar o que simplemente
quedan “aturdidos” al sacudir fuertemente la vegetación en donde estaban, lo cual
se logra golpeando ó sacudiendo las ramas y el follaje con un trozo de madera
“palo” o con cualquier otro recurso disponible, pues en el campo siempre hay que
improvisar (Monge, Gómez y Rivas, 2001)
Figura 10. Red de golpe sombrereta. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
 Pincel: no requiere ser muy grande pero debe ser suave y fino, con la finalidad de
recoger los especímenes pequeños y delicados que generalmente caen en la
sombrereta, lo cual se logra mojando la punta del pincel en alcohol o agua (el
espécimen quedará adherido a la película de agua o alcohol) y luego se trasladan
hacia el vial.
 Pinzas: en la medida de lo posible
deben tratarse con mucha delicadeza
pues son muy frágiles más que todo
en sus finas puntas con las cuales se
manipulan los especímenes. De
acuerdo al modo en que terminan las
puntas, las pinzas suelen clasificarse
en rectas o planas y curvas.
Figura 11. Pinza curva, pinza plana y
pincel. Fotografía: Róger González
Tenorio, 2003.

Pinceta: Se utilizan para llenar los viales ya sea con alcohol de 95%, 75% o con
agua, por lo cual es conveniente mantenerlas bien identificadas con el nombre
respectivo de su contenido. No es conveniente dejarlas expuestas directamente al
sol, pues las que contengan alcohol se regarán.
.
Figura 12. Pincetas. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Viales: Son frasquitos pequeños de vidrio o plástico con tapa hermética en los
cuales generalmente se transporta alcohol de 75% y donde se echan todos los
especímenes pequeños y medianos para preservarlos hasta su montaje. Es
conveniente hacerles etiquetas provisionales en el campo (en el momento de la
colecta) donde se
especifique el sitio
exacto, el hospedero
y la técnica de
colecta, así como la
fecha, el nombre ó
iniciales
del
colector y alguna
otra
información
que sea importante.
Hay varios tamaños
de viales, pero las
medidas
más
utilizadas son las de
12, 7, 3 y 1 dram en
orden decreciente.
Figura 13. Viales de 12, 7, 3 y 1 dram (de izquierda a derecha)
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Cámara letal: Es un frasco de vidrio con
tapa también llamado “morgue.” Contiene
Cianuro de Potasio en el fondo, seguido de
una capa de yeso, que en conjunto
representa mas o menos el 50% del tamaño
del recipiente. Estos frascos deben
mantenerse bien identificados, tapados y en
lugares frescos, ventilados y seguros, fuera
del alcance de personas ajenas a la
investigación. Es aconsejable poner dentro
de estas cámaras un pedacito de papel
higiénico o servilleta para que absorba la
humedad y para que los insectos colectados
no se rocen y maltraten entre sí.
Figura 14. Cámara letal o frasco “morgue”.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Lupa y anteojo
relojero: son dos
herramientas muy
importantes en el
campo a la
hora
de darle una rápida
identificación
al
espécimen antes de
ser procesado en el
laboratorio con el
estereoscopio.
Se
deben cuidar de los
golpes, rayonazos y
de los hongos.
Figura 15. Lupas y anteojos relojeros.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Bolsas plásticas: su tamaño puede variar pero se requiere que sean transparentes
y cuyas medidas oscilen alrededor de 30 cm de ancho por unos 50 cm de largo, ya
que se necesitan para guardar material vegetal como muestras de plantas, frutos,
semillas o incluso insectos vivos.

Cámara húmeda: consiste en un recipiente preferiblemente plástico y hermético
o con una buena tapa dentro del cual se llevan servilletas, papel higiénico,
periódico o en dado caso papel comercial (se requiere que sea un material
absorbente incluso tela o algodón), éstos se humedecen con un poquito de agua,
de manera que el recipiente se mantenga húmedo y fresco, pues aquí se van a
mantener los especímenes colectados durante un período de tiempo (lo más corto
posible) hasta que puedan ser montados definitivamente, evitando con esto que
sus cuerpos se resequen y endurezcan, con lo cual pierden su forma natural y no
pueden ser montados debidamente.

Libreta de campo y papel suelto: son muy importantes para tomar notas en el
campo, en el momento mismo de colecta, pues hay muchos detalles que podrían
olvidarse luego de unas horas o incluso días de colectado cada espécimen en
particular.

Cuchilla o machete: son muy útiles a la hora de abrirse paso en el bosque (sin
causar destrucción) y además se usan en la búsqueda de insectos para abrir
material vegetal como semillas y troncos secos, bajar flores, frutos, etc.

Aspirador o succionador: el aspirador utilizado en esta investigación es manual
y funciona “a pulmón”, sin embargo existen otros diseños diferentes e incluso
algunos que funcionan con una bomba y un motor eléctrico o de combustible
(Monge, Gómez y Rivas, 2001). El modelo utilizado es un aparatito muy sencillo
pero útil que utiliza el sistema de cámara al vacío. Consiste de un frasquito de
vidrio o plástico con un tapón de hule, corcho u otro material que tiene dos
agujeros, de uno de los cuales sale una manguerita flexible (de unos 60 cm de
longitud) por la cual se aspira (con la boca), esta manguerita está sellada con una
mallita fina en la base del tapón para evitar que los insectos colectados pasen
directo a la boca. Del otro agujero sale un tubito hueco, doblado en forma de L, el
cual se proyecta apuntando hacia el espécimen que se desea capturar. El
succionador se utiliza para extraer especímenes individuales de las redes o para
tomarlos directamente del lugar donde éstos se encuentren, sin embargo no se
recomienda su uso en aquellos lugares donde hay esporas patógenas como en las
cavernas, lugares donde anidan los murciélagos o nidos de aves y mamíferos,
pues se corre el riesgo de contagio o transmisión de alguna enfermedad (Monge,
Gómez y Rivas, 2001). Cuando se va a succionar un espécimen se debe hacer en
forma segura y rápida pues la gran mayoría de insectos y especialmente los
Crisomélidos son muy listos, se debe acercar el orificio de entrada del
succionador lo más cerca posible del insecto tratando de llegarle “por las
espaldas” y de forma rápida se absorbe, acto que se hace mediante un jalón rápido
y fuerte y en cuanto el espécimen está dentro del frasquito se para de inmediato de
aspirar, puesto que muchos de ellos sueltan gases y sustancias defensivas que
pueden causar irritación en la boca y garganta además de que tales sabores no son
nada agradables como
“desodorante bucal”.
No es recomendable
utilizar el succionador
para colectar insectos
que están o provienen
de lugares putrefactos
como frutos podridos,
excrementos,
animales o carne
descompuesta u otros
sitios que pudieran
causar asco y malestar
en el colector, en tal
caso pueden utilizarse
otras herramientas de
colecta.
Figura 16. Aspirador ó succionador.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
b. Equipo y métodos de recolección pasiva.
 Batería de carro y cargador: la batería de 12 voltios se utiliza para alimentar
los fluorescentes (uno de luz blanca “dayligth” y otro de luz oscura “blackligth”)
de la manta con luz. La batería debe
recargarse cada vez que se pueda
(generalmente después de 8 -10
horas de uso), para evitar que se
descargue por completo y para
mantener una luz bastante viva o
fuerte, esto se logra con un cargador
de baterías que se conecta al
generador. El cargador que se
utilizó en el desarrollo de esta
investigación es un Dayton 6/2
AMP Modelo Nº 2Z197D, el cual
es pequeño y liviano especial para
andar
en
el
campo.
Figura 17. Baterías y cargador
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Generador: Es un motor que trabaja con gasolina pura y que convierte la energía
química del combustible en energía
eléctrica que se utiliza para
alimentar las bombillas de
mercurio instaladas durante las
noches en las mantas, a la vez que
se cargan las baterías de carro y la
batería del foco-lámpara de cabeza.
Conviene que sea un generador
compacto
y
liviano
para
transportarlo a cualquier parte en el
bosque, que tenga un alto amperaje
y que además sea económico
en el consumo de combustible,
características que reúne el modelo
Honda EU inverter 1000i.
Figura 18. Generador de electricidad.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Trampa de intersección: es una mallita muy fina (como la de un mosquitero)
que mide 70cm de alto por 2m de largo sobre la cual se extiende un plástico o
lona como techo y que se dispone bien tensa casi al ras del suelo (a manera de una
ned de boleiball) sobre uno o varios recipientes (pueden ser bandejas de plástico o
de aluminio como las utilizadas de molde en panadería o simplemente algunas
tazas cuadradas) que contienen agua con sal o unas gotitas de un detergente
líquido inodoro o un anticongelante para radiadores de automóviles. Los insectos
chocan con esta malla y caen en dichos recipientes, donde son colectados cada día
con una red de pecera muy fina y echados en un frasco con alcohol, después de lo
cual son llevados al laboratorio y lavados cuidadosamente con agua en la red fina
para eliminar residuos del jabón, sal o anticongelante usado y de nuevo se colocan
en alcohol limpio. Este tipo de trampa ayuda a conseguir insectos de vuelo bajo
(pues se instala casi a nivel del suelo) con una metodología que proporciona
mucho material no colectado con otros tipos de trampas, además es posible
obtener información adicional con respecto al micro hábitat donde se les
encuentra y captura. Se trata hasta donde sea posible de no perturbar el sitio
donde se va a instalar la trampa, con la finalidad de capturar insectos que vuelen
naturalmente en el hábitat. La trampa de Intersección es efectiva para capturar
insectos crepusculares, especialmente pequeños Coleópteros y es muy similar a la
Trampa Ventana (“Window Trap”), la cual está hecha de vidrio o de un plástico
transparente (J.E.H. Martin, 1978).
Figura 19. Trampa Intersección de Vuelo. Fotografía: Róger González Tenorio,
2003.

Trampa de luz artificial: consiste en colocar en un lugar bien visible (por
ejemplo un alto frente al dosel del bosque, un claro en el bosque, un sendero)
una manta blanca de 2 x
3 m) en la cual se
reflejará una bombilla de
mercurio de 220 ww
alimentada
por
un
generador
y
un
transformador de 110 a
220 ww. Atraídos por la
luz
llegan
muchas
especies de insectos de
diferentes órdenes, los
cuales se posan en la
manta blanca de la cual
son colectados en los
viales o en las cámaras
letales
directamente.
Esto significa que se
colecta únicamente los
especímenes en los
cuales se tiene interés.
Figura 20. Manta con luz de mercurio y generador.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
En lugar de este tipo de luz (mercurio), también se pueden instalar 2
fluorescentes (uno de luz negra y otro de luz blanca) que funcionan con una
batería de carro ya mencionada, pues aunque esta luz es un poco más opaca, los
insectos no ven los mismos colores que nuestros ojos captan y en cambio ven
diferentes longitudes de onda que van desde los rayos infrarrojos hasta los
ultravioleta, por lo que igualmente se ven atraídos hacia la luz de los
fluorescentes aunque en un menor grado. En el desarrollo de esta investigación
se utilizaron ambas opciones de luces (mercurio y fluorescentes), las cuales se
encendieron a las 6:00 pm y se apagaron a las 11:00 pm, haciendo colectas a las
8:00 pm, a las 10:00 pm y finalmente antes de apagar las luces.
Es muy importante recordar que las mantas con luces se instalan
preferiblemente en las tres noches antes de la luna nueva, en la noche de la luna
nueva y tres noches después de ella, pues generalmente son las noches más
oscuras, cuando no hay un sólo lucero en el cielo y por lo tanto es cuando más
cantidad y variedad de especies y especímenes son atraídos por la luz de la
trampa.
También hay que tener presente que en este y otros tipos de trampas en los
cuales hay acumulación de organismos vivos y libres, existe el peligro de que se
dañen unos a otros, además, los depredadores se vuelven muy activos al estar
rodeados de sus presas y dañan incluso a otros especímenes, razón por la cual
tales trampas se deben revisar frecuentemente(Monge, Gómez y Rivas, 2001).
Trabajar con este tipo de trampas implica un enorme esfuerzo por parte del
investigador, ya que éste debe acostarse muy tarde (casi a la media noche) y el
siguiente día debe levantarse muy temprano para procesar los especímenes
colectados en la noche anterior, además de cumplir con el resto de técnicas de
colecta diarias. Como si esto fuera poco, las mejores noches de colecta son las
más oscuras y lluviosas, por lo cual muchas veces hay que enfrentar el sueño, el
cansancio, el frío y la lluvia.
Figura 21. Manta con luz de fluorescentes y batería.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Trampa de Malaise: esta trampa lleva el nombre de su inventor el Dr. R.
Malaise (por lo cual su nombre inicia con mayúscula), quien en 1937 publicó el
artículo “A new insect trap” en una revista de entomología (J.E.H. Martin,
1978) y aunque se le han hecho varias modificaciones, la trampa de Malaise se
basa en el principio de que la mayoría de los insectos voladores o saltadores se
dirigen hacia arriba cuando se enfrentan con una barrera y también aprovecha el
hecho de que muchos insectos se mueven de un área oscura hacia una clara o
mayormente iluminada (J.E.H. Martin, 1978). La trampa de Malaise consiste en
una estructura en forma de tienda de acampar con paredes verticales de tela
similar a utilizada en la trampa de intersección. Como ya se mencionó, los
insectos chocan contra la tela (que es negra) y luego caminan o vuelan hacia
arriba donde se topan con el techo de la trampa (que es blanco). En este sitio los
insectos se dirigen hasta un punto específico en la parte terminal más alta de la
tienda, donde se coloca un recipiente con alcohol de 75% (el cual se observa en
la parte superior izquierda en la figura 22), y que se revisa y / o cambia cada 15
a 30 días (los recipientes pueden instalarse sin alcohol -secos- pero los
especímenes se apuñan mucho y no se conservan durante mucho tiempo). Al
igual que la trampa de intersección, la trampa de Malaise se instala en sitios
previamente establecidos, donde se haya observado el tránsito continuo de
insectos, como por ejemplo en senderos u otros espacios naturales abiertos en
medio del bosque, tomando en cuenta que estos lugares también son visitados
por turistas, cazadores y mamíferos grandes (dantas, coyotes, felinos) que
algunas veces suelen ocasionar daños a las trampas.
Figura 22. Trampa de Malaise. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Trampas amarillas:
consisten en tasitas,
bandejas plásticas o
cualquier recipiente de
color amarillo los
cuales se disponen en
el suelo en línea recta
o alternativa a lo largo
de un buen trayecto de
terreno
(unos
30
metros),
separados
entre sí por unos 2
metros
y
preferiblemente
instalados en lugares
vistosos como la orilla
de los senderos.
Figura 23. Trampas amarillas en un sendero.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
El color amarillo es muy sobresaliente en el verde del bosque y para los insectos
es muy atractivo, pues
casi siempre significa
polen y néctar, pero
esta vez encontrarán
un poco de agua salada
o
con
un
anticongelante
o
detergente inodoro que
los paraliza y mantiene
hasta ser colectados al
final de cada día,
cuando se pasan en
limpio a un frasco con
alcohol de 75%. En
estas trampas y en la
de intersección, no se
utiliza
alcohol
simplemente porque
éste se volatiliza muy
rápido
Figura 24. Recipiente de trampa amarilla.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Lámpara-foco de cabeza: es de mucha utilidad sobre todo porque se tienen
libres ambas manos y la luz va dirigida de inmediato al sitio exacto hacia donde
se gira la cabeza. La lámpara de cabeza que se utilizó en el desarrollo de las
actividades nocturnas de esta investigación es una adaptación hecha a una
lámpara de cuatro baterías en cuyo caso se le adaptó una batería seca recargable
marca Panasonic LCR6V4P de 7.5 voltios, cuya carga total energética puede
alumbrar durante 24 horas, sin embargo debe recargarse cada vez que se pueda,
lo cual se puede hacer durante las noches en que se pone la manta con luz y el
generador está encendido, con lo cual se aprovecha energía y se evita el
transporte y desecho de las pilas corrientes. El cargador que se utilizó para
cargar esta batería es de la marca Yeng Shern Battery Charger, Input: AC110V
50/ 60 HZ, Output: DC 6V 500mA. Esta combinación da excelentes resultados
siempre y cuando se logren conseguir bombillas de 6.2 V, 0.5 A lisos o de 7 V
con rosca, dependiendo de la base de la lámpara pues de lo contrario las
bombillas se quemarán cada cierto período.
Figura 25. Lámpara-foco de cabeza con batería seca recargable y su
respectivo cargador. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
3. Metodología de montaje: Generalmente, los insectos se montan con dos finalidades:
para exhibición y para investigación. Los primeros se montan con las patas, alas y demás
estructuras llamativas extendidas de manera que sean visibles y atractivas. Los segundos
en cambio, se montan con las extremidades, antenas y alas bien recogidos o pegados al
cuerpo del insecto con el fin de que durante su manipulación, mientras son estudiados, no
se vayan a quebrar y perder partes del cuerpo tan importantes en la identificación
taxonómica de cada espécimen.
Cuando se montan especímenes directamente en alfileres (no en triangulitos de papel,
en los cuales ya viene la altura establecida) la altura de montaje debe ser la misma para
todos los especímenes, o sea, no se puede dejar un pedazo de alfiler sobrante (por encima
del insecto montado) con una medida diferente al de los demás especímenes, pues a la
hora de ser colocados en la caja de exhibición o investigación se verán unos insectos
montados más arriba o más abajo que otros (lo que da un mal aspecto), esto debido a que
el tórax de los insectos tiene un grosor muy variable y entre mayor sea éste, mayor
cantidad de alfiler estará dentro del tórax. Esta diferencia de sobrantes de alfiler debe
quedar por debajo de donde está montado el insecto, tanto porque no es tan visible (en
caso de una exhibición) como porque donde debe quedar un pedazo de alfiler suficiente
para tomarlo con los dedos y manipular el insecto adecuadamente sin ocasionarle daños
es en la parte superior de donde está montado.
A continuación se mencionan y describen las herramientas y equipo necesario durante
el montaje de los especímenes.
 Alfileres: se utilizan alfileres entomológicos que son hechos de un material
anticorrosivo y con cabezas de nylon. De acuerdo a su grosor se les clasifica en
varios tamaños, entre los más comunes están: a-) los número 1, que son muy
flexibles y se usan para montar insectos muy delgados, b-) los número 2,
medianamente flexibles, y c-) los número 3, que son bien resistentes y son los más
usados en el montaje de insectos medianos y grandes y que además permiten
traspasar fácilmente las dos etiquetas (de ubicación geográfica y la del código de
barras) que se ubican en el mismo alfiler bajo el insecto montado. El tamaño
promedio de estos alfileres es de 3,5 cm. recordando que existen algunos mucho
más grandes y gruesos o muchísimo más pequeños y delgados de acuerdo con el
propósito de su fabricación.
Figura
26.
Alfileres
entomológicos
de
los
tamaños 3, 2 y
1
(de
izquierda
a
derecha).
Fotografía:
Róger
González
Tenorio, 2003.

Triangulitos de papel: son triángulos hechos con papel de tarjetas cardex
(similar a cartulina corriente pero con una textura más flexible) y que tienen una
medida de 2mm en la base por 6.5mm en cada uno de los otros dos lados y con
una punta bastante fina. Estos triangulitos se pueden hacer a mano, lo cual
requiere de mucho tiempo y paciencia, por lo cual se utiliza un sacabocados
especial de la marca M.C. Mieth Punch.
Los triangulitos de papel se utilizan en el montaje de insectos que son muy
pequeños (generalmente con un tamaño menor a 5mm) o que aunque su tamaño
es relativamente grande, tienen el cuerpo muy blando o delgado y el alfiler los
parte totalmente o les daña el tórax, lo cual no es conveniente a la hora de
presentar y mantener una colección de insectos y mucho menos a la hora de la
identificación de los especímenes. Estos triangulitos de papel se pinchan con un
alfiler número tres en el centro de su base (donde son más gruesos) sobre una
textura dura que no permita que el triangulito de papel se doble pero que deje
pasar libremente el alfiler. En este caso lo que se utiliza es el “taco” de papel (ver
figura 28), el cual le da la altura adecuada en donde quedará el triangulito
montado en el alfiler, y por ende, donde quedará montado el insecto que por cierto
se adhiere a dicho triangulito con goma.
Figura 27. Sacabocados M.C. Mieth Punch. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.

Taco de papel: Consiste en un arroyado de hojas de guía telefónica cortadas
todas a la misma medida con una guillotina (este trabajo lo hacen en algunas
litografías o editoriales, por ejemplo en Jiménez y Tanzi). Este taco de papel (ver
figura 28) debe arroyarse lo más apretado que se pueda y forrarse con masking
tape; su altura debe ser de 2.5 cm, de tal manera que al montar el triangulito en el
alfiler (que mide 3.5 cm) quede un espacio de 1 cm desde el triangulito de papel
hasta la cabeza del alfiler (lo reglamentario en entomología es que entre el insecto
y la cabeza del alfiler haya un espacio de 0.8 a 10 mm).

Escalerita de montaje: consiste de tres graditas o peldaños de 1.3 cm, 2.2 cm y
2.7 cm de alto respectivamente. Cada peldaño o gradita tiene un espacio de 3 cm
y como son tres peldaños, el total del ancho son 9 cm y el largo es de 20 cm. Está
hecha de madera pero en los peldaños o piso de las graditas tiene una esponjita
(también puede ser estereofón o un corte de hojas de guía telefónica de las que se
usan para hacer los tacos). La escalerita de montaje se utiliza para clavar
momentáneamente los alfileres con los triangulitos ya clavados y también para
poner los insectos boca arriba y con la cabeza “viendo a quien lo monta” para
pegar el triangulito de papel en la parte derecha longitudinal del insecto (de la
mitad del tórax hacia el borde lateral derecho del espécimen) de tal manera que
la mitad izquierda del insecto quede libre de goma, papel o del alfiler mismo
cuando se monta directamente o “clavado”. Esto se hace en la escalerita de
montaje cuando los especímenes a montar son lo suficientemente grandes (más
de 0.5 cm) como para ser montados a simple vista o con ayuda de anteojos
relojeros; pero cuando son menores a este tamaño y requieren ser montados bajo
el lente del estereoscopio se utiliza el taco de papel, pues es más cómodo darle
vuelta al taco que es de forma circular, que arrastrar la escalerita de montaje
hacia la izquierda o la derecha (de quien monta los especímenes) ya que el
espacio en la base del estereoscopio no es suficiente para moverla hacia adelante
o hacia atrás (de quien está montando).
Figura 28. Tacos y escalerita de montaje. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
 Estereofón: Es donde se montan los alfileres con los insectos y donde se le da la
posición definitiva de montaje a cada espécimen antes de ser pasado por el horno
o extractor de humedad. Usualmente se utiliza un estereofón que tenga un grosor
mínimo de 2.5 cm, ya que se acostumbra que el insecto tenga como piso de
apoyo una de las caras de tal estructura, que es donde se clavará el alfiler con el
insecto y los demás alfileres que serán puestos temporalmente recogiendo sus
extremidades hasta que se endurezcan y se mantengan en la posición segura ya
preestablecida. Si el estereofón es de menos grosor a 2.5 cm el espécimen
montado quedará “en el aire” (recordando la ley general entomológica de dejar
entre 0.8 a 10mm de alfiler desde la parte superior del insecto montado hasta la
cabeza del alfiler). Para solucionar el problema de grosor del estereofón,
simplemente se pueden unir por sus caras dos pedazos de estereofón con las
mismas medidas en sus cuatro lados y pegarlos en los bordes con masking tape o
cinta adhesiva.

Extractor de humedad: el secado de los especímenes se puede hacer de varias
maneras: 1- Sencillamente se exponen (debidamente montados) al sol y al aire,
pero se deben estar vigilando constantemente, pues se corre el riesgo de que las
aves, ratones, lagartijas u otros animales se den un “buen banquete” con nuestra
colecta. 2- Por medio de aparatos especiales llamados liofilizadores (Monge,
Gómez y Rivas, 2001) y 3- Los especímenes se “secan” en un horno que
funcione con una fuente de calor como una bombilla o los convencionales hornos
de cocina a gas (el cual se utilizó en este trabajo), los cuales permiten regular
muy específicamente la temperatura a la cual se van a secar los insectos
montados en el estereofón. Esta temperatura debe ser la que dé la más mínima
llama en el quemador del horno, además de lo cual se debe tener la puerta del
horno semiabierta de tal manera que salga la humedad y evitar además que el
estereofón se “achicharrone”, ya que en un descuido se puede perder todo el
material colectado. Entre más baja sea la temperatura a la cual está el horno
lógicamente se necesitará un mayor período de tiempo para hornear los
especímenes, pero tiene la ventaja que los insectos quedarán mucho mejor
acabados y presentados, sobre todo recordando que se busca eliminar todas las
sustancias y líquidos que tenga el insecto en su cuerpo, con lo cual va a adquirir
una textura más dura, fuerte y compacta y se podrá preservar durante mucho más
tiempo. Los insectos puestos en el horno nunca deben estar en la parte inferior
del mismo, pues sin duda el estereofón y los especímenes se quemarán. Este
inconveniente también suele presentarse aún en la parte superior del horno sobre
todo cuando no se logra regular bien la temperatura, pero puede corregirse
poniendo el estereofón sobre un pedazo de tabla, fibrolith o plywood, que
evitarán que el calor pegue directamente en el estereofón. El horno de cocina a
gas ofrece la ventaja que los insectos pueden montarse y procesarse en lugares
donde no hay servicio eléctrico (lo cual es muy común cuando se hacen este tipo
de investigaciones, pues son sitios muy alejados de las comunidades). Pero en los
casos donde exista el servicio eléctrico puede construirse fácilmente un horno
que hará más fácil y seguro el procedimiento de secado de los insectos. En este
caso se construirá un cajón cuyo tamaño variará de acuerdo a la cantidad de
especímenes que se necesitan secar. El material a utilizar puede ser tablas de
madera, pero será mucho más fácil y económica su construcción si se utiliza
plywood. En la parte superior de dicho cajón deben ir una serie de agujeros por
donde salga la humedad y en la parte inferior van instalados dos sokcetts o bases
para bombilla con el respectivo cable (cordón eléctrico) y el enchufe para toma
corriente. Las bombillas utilizadas en este caso deben ser de 50 ó 60 ww cada
una y deberán estar encendidas todo el tiempo que sea necesario hasta que las
extremidades de los especímenes hayan perdido toda su flexibilidad y se sientan
“duras”, lo cual dependerá del tamaño del insecto y de la cantidad de sustancias
y líquidos corporales que tenga en su interior. Esta misma señal se utilizará para
saber cuando los insectos ya están secos en el horno de la cocina a gas.

Estereoscopio: es uno de los instrumentos más indispensables a la hora de
identificar taxonómicamente cada espécimen. Se trata de un equipo sumamente
delicado y de alto valor económico y funcional que requiere de extremas
medidas de cuidado tales como la limpieza adecuada del aparato en general y
específicamente de los lentes, los cuales se pueden llenar de polvo y / o hongos
(que dificultan o impiden la visibilidad) tanto en su exterior como en su interior.
En este último caso se debe consultar a un técnico en limpieza de lentes de este
tipo, pero es mejor evitar que estos lentes se llenen de hongos y suciedad, lo cual
se logra protegiéndolos con un cobertor mientras no estén en uso, además, el
estereoscopio debe permanecer periódicamente cerca de una fuente de calor
precisamente para que extraiga la humedad que haya logrado ingresar al interior
del mismo y evitar con esto la proliferación de hongos. Asimismo se deben evitar
los golpes directos al estereoscopio y al mueble donde éste se encuentre y evitar
que los niños y personas sin experiencia lo utilicen. Otro aspecto muy importante
es el transporte del estereoscopio ya sea en trayectos cortos o largos, lo cual debe
hacerse con sumo cuidado y delicadeza, envolviéndolo en espuma, papel o
estereofón picado dentro de una bolsa (en caso de que pueda mojarse) y en una
caja o recipiente bien sellado donde se identifique muy bien su contenido.
Durante el proceso de esta investigación se utilizaron dos tipos de
estereoscopios: el Stereo Master de 4x y el Olympus de 10x. El primero trae una
fuente de luz incorporada (ver figura 30) y su aumento es de cuatro veces la
imagen real observada. El segundo modelo (ver figura 29) aumenta hasta 10
veces la imagen real observada aunque la fuente de luz hay que adaptarla por
aparte.
Figura 29. Estereoscopio Olympus 10x SZ60 y Luz Reichert-Jung.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
Figura 30. Revisión del material
colectado en un Stereo Master de 4x.
Fotografía: Róger González Tenorio,
2003.
4. Metodología de transporte.
Transportar los insectos colectados en
el campo, hacia el laboratorio o a
cualquier otro lugar requiere de
mucho cuidado y delicadeza, pues los
especímenes deben protegerse contra
posibles golpes, contra el agua, calor,
exceso de humedad, ácaros, hormigas,
hongos y contra todo agente natural o
artificial que por efecto directo o
indirecto pueda echarnos a perder
nuestra colección de insectos. Los
especímenes colectados se pueden
transportar básicamente de dos
maneras: secos y húmedos. Para el primer caso se han diseñado cajas de transporte de
insectos (ver figura 31) las cuales deben manipularse con seguridad y delicadeza, se
deben tener siempre al alcance de la mano, nunca llevarlas en el cajón de un vehículo o
en las gavetas de un autobús ni en el maletero de una motocicleta como le ha sucedido a
varios colegas, pues lo único que se logra llevar al laboratorio será una serie de
abdómenes y patas caídas. Estas cajas con insectos deben estar siempre en manos
responsables y nunca dejarlas al alcance de los niños o adultos sin el conocimiento y
experiencia necesaria. Deben tener una etiqueta por fuera que diga claramente los datos
personales del dueño, el material que transporta, el sitio de colecta y la fecha. En el caso
del transporte húmedo (conocido como “sopas”) se lleva el material en alcohol al 75% en
los viales o frasquitos (ver figura 13) o en bolsitas plásticas (ver figura 32), dicho
material debe ir previamente revisado, separado y sin basuras (hojas, tierra, piedras, etc)
y por sobre todo debe llevar una etiqueta con los datos de colecta en cada uno de los
frasquitos o bolsitas.

Viales o Frasquitos: Como ya se mencionó, están hechos de vidrio o de plástico y
su tamaño es variable. Ofrecen un medio de transporte mucho más seguro que el
anterior y tiene la ventaja de que ocupa menos espacio en la maleta, sin embargo
un frasquito quebrado o destapado sería suficiente para tener perdido casi todo el
lote de colecta, por lo que igualmente deben transportarse con mucho cuidado,
envolviéndolos en papel, algodón u otro material que permita amortiguar los
posibles golpes y rozaduras. Además, no todo el material colectado se puede
transportar en alcohol pues en el campo se van montando en seco todos los
especímenes que se pueda a fin de ir ganando tiempo en el montaje e identificación
del material tanto para esta como para cualquier otra investigación.

Cajas de transporte de insectos: son hechas de madera liviana (generalmente
playwood) y con medidas que resulten
cómodas para quien que las ande en el
campo. Las cajas utilizadas en el proyecto
de investigación del INBio y de este
trabajo tienen las siguientes medidas:
22,7 cm de ancho, 33 cm de largo y 6,5
cm de alto o fondo. Por dentro, pegado
con goma al fondo llevan una espuma o
estereofón, en el cual se insertan los
alfileres con los insectos. Antes de
introducir los insectos en estas cajas se
debe extraer toda la humedad que haya en
ellas, para lo cual se pueden poner entre
20 a 30 minutos en el horno con la
finalidad de prevenir el ataque de hongos
o que los insectos absorban esa humedad
y pierdan su posición de montaje.
Figura 31. Caja de Transporte.
Fotografía: Róger González, 2003.

Bolsitas Nasco Whirl-Pak: es una
manera aún más innovadora de
transportar material húmedo, ya que son
muy resistentes y seguras a la hora de
mantener dentro un líquido como el
alcohol. Estas bolsitas plásticas traen un
sistema de cierre en el cual el borde o
boca de la bolsa (color amarillo en la
figura 32) tiene una platina o alambre, la
cual se enrolla junto con el sobrante de
la bolsa arriba de su contenido (sobrante
que debe ser lo suficientemente grande
como para permitir hacer unos 5
dobleces mínimo, pues de lo contrario el
alcohol podría regarse). Al final de los
dobleces las platinas se doblan hacia una
de las caras de la bolsa (teniendo el
cuidado que la bolsita no quede con aire
embolsado y que no tenga mucha
presión y contenido pues podrían
reventarse), de esta manera queda
sellado el paquete.
Figura 32. Bolsitas Nasco Whirl-Pak.
Fotografía: Róger González , 2003.
5. Metodología de identificación: La identificación de los especímenes colectados
durante esta investigación fue uno de los pasos que requiso de más tiempo y dedicación
a fin de que ésta sea tan eficaz como sea posible. Cada insecto debe observarse
detenidamente bajo el lente del estereoscopio para examinar sus características
anatómicas y así poder determinar el género y si es el caso la especie de la que se trata.
Para la identificación de los especímenes de esta investigación se utilizaron varias
técnicas a saber: a) Uso de claves taxonómicas. b) Comparación con insectos ya
identificados en la colección del INBio y c) Identificación directa por parte de un
especialista. De esta manera los especímenes de más fácil reconocimiento se
identificaron mediante búsqueda y comparación con los especímenes ya identificados en
la Colección del Departamento de Coleoptera del Instituto Nacional de Biodiversidad.
Los especímenes que no se pudieron identificar de esta manera se pasaron por una clave
taxonómica de la familia Chysomelidae, y por último para corroborar las
identificaciones hechas además de conocer el género y / o especie de algunos
especímenes que no pudieron identificarse mediante las dos técnicas anteriores se
recurrió a la identificación por parte del señor Dr. R. Wills Flowers, Profesor de
Entomología de la Universidad A & M en Florida, EE.UU. Este científico es un
colaborador que trabaja junto a otros entomólogos6 en la identificación de
Chrysomelidae (y de otros grupos) desde hace ya varios años en el Instituto Nacional de
Biodiversidad, en la Universidad de Costa Rica y el Proyecto Alas que tiene la O.E.T. en
La Selva, Sarapiquí. El Sr. Wills Flowers identificó varios especímenes en marzo del
2003 y luego, en enero del 2004 verificó las identificaciones que yo hice, además
mediante las fotografías de cada espécimen que yo le hice llegar por medio del correo
electrónico fue posible la identificación de varios géneros e incluso especies.
La mayoría de los especímenes fueron identificados únicamente a nivel de género, lo
cual es bastante para un grupo tan diverso como es la familia Chrysomelidae y además
tomando en cuenta que esta investigación fue desarrollada en un lugar de altura (Valle
del Silencio, Cordillera de Talamanca) en donde lo que se ha hecho en este campo es
muy poco hasta el momento, lo cual causa que la base para hacer las identificaciones sea
muy superficial. Durante la identificación del material colectado se utilizó el siguiente
equipo y materiales:
 Capturador de Imágenes: es un equipo sumamente delicado, de alto costo y
además escaso en Costa Rica. Se trata de una cámara fotográfica adaptada a un
estereoscopio y a una computadora por medio de la cual se pueden tomar una
serie de fotos consecutivas de un mismo insecto iniciando con la primera
fotografía en la parte más baja o más alta del espécimen (que generalmente son
las antenas o los tarsos de las patas) y se continúa tomando fotos enfocando
hacia arriba o hacia abajo el lente del estereoscopio en las siguientes partes del
resto del cuerpo del insecto hasta tener unas 10 a 15 fotos de la totalidad del
cuerpo del insecto (entre más imágenes se capturen manipulando lo más
suavemente el ajuste micro del estereoscopio, mayor será la calidad y la nitidez
de la fotografía total). Luego la computadora hace un montaje de todas las
fotografía juntas en una sola, con lo que se puede ver la estructura completa del
insecto en una sola imagen “tridimensional, lo cual no se logra al tomar una
6
David G. Furth, Shawn M. Clark y Charles L. Staines, que trabajan con las tribus Alticini,
Galerucini y la subfamilia Hispinae de la familia Chrysomelidae, respectivamente.
fotografía digital o con rollo de película común, pues un insecto que mide por
ejemplo 2mm adquiere un aumento de hasta 20 veces el tamaño real del cuerpo.
En las fotografías tomadas con este equipo a veces es casi imposible eliminar
los tonos brillantes en la coloración natural de los insectos aún utilizando flash
de rebote, filtro o las luces o la luz del estereoscopio, sin embargo, especímenes
tan pequeños que apenas se ven a simple vista (2 mm) no podían ser
fotografiados con tanto detalle y aumento como se hizo con el capturador de
imágenes que está en el laboratorio de la Unidad de Artrópodos del Instituto
Nacional de Biodiversidad. Por estas razones los especímenes solamente tienen
fotografías tomadas con el capturador de imágenes lo cual fue posible cuando
ya estaban montados, esta fue la única manera en que estuvieron totalmente
quietos y fuera del riesgo de que escaparan, lo cual proporcionó muy buenas
fotografías que se presentan en la parte de resultados.
Figura 33: Equipo del Capturador de Imágenes. De derecha a izquierda: 1.
Fuente de luz Fiberoptic Light Source LS-150, 2. En una sola armazón Abajo:
Base del Estereoscopio SZH-ILLD Olympus Optical, Luz blanca Olympus ESD
Micro Lite FL-150, Estereoscopio Olympus SZ60 y en la parte superior Color
Video Cámara modelo KY-F55BV (JVC). 3. Adaptadores JVC AC Adaptador
AA-P700 V y Adaptador ES92. 4. Monitor View Sonic Graphics Series G 810.
5.Mouse y Teclado 6. CPU Gateway E-4200. Fotografía: Róger González
Tenorio, 2003.

Claves Taxonómicas de la Familia Chrysomelidae: Estas claves fueron
suministradas durante el Taller de Chrysomelidae impartido por el especialista
en este grupo Dr. R. Wills Flowers en la Escuela de Biología de la Universidad
de Costa Rica, en San José en los días del 15 al 24 de mayo del año 2003. La
mayoría de ellas son terceras y cuartas copias y forman parte de un documento
original que se desconoce.
6. Metodología de etiquetado: El etiquetado es un proceso mediante el cual se le asigna
a cada espécimen colectado dos etiquetas (unidas una bajo la otra) las cuales van en el
mismo alfiler montadas bajo el insecto.
El etiquetado además de cumplir la
función de identificar a cada espécimen en
particular, también le da protección a los
especímenes de tamaño igual o menor a las
medidas de la etiqueta (1 x 2cm), las cuales
están hechas de un material muy fuerte (papel
emplasticado) que no permite que entre los
mismos insectos se rocen y dañen unos a
otros, protegiendo con esto las partes más
vulnerables del insecto como las antenas y sus
extremidades, aspecto que compensa por
mucho el espacio que ocupan los insectos
etiquetados en relación con el espacio que
ocuparían sin estar etiquetados (que sería
hasta la mitad menor).
Figura 34. Espécimen montado y etiquetado.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
En la fabricación de las etiquetas y el proceso mismo de etiquetado se utilizan los
siguientes materiales y equipo:
 Etiquetas: están hechas de un material especial importado de EE.UU. de la marca
Intermec
Part
Nº
E18236, Lot Nº 929250,
Sensitivity Nº 36*. Cada
espécimen lleva con sigo
(en el mismo alfiler) dos
tipos de etiquetas: una
de
identificación
taxonómica y otra de
localización de colecta.
Fig. 35. Código de barras. Foto.: Róger González, 2003.
La primera consiste en un código de barras (el cual queda con la información para
ser leída si se toma el insecto “patas para arriba.”) El código de barras que se le
asigna a cada espécimen es único y lo liga directamente con la información que hay
escrita en la etiqueta de colecta y además lo mantendrá identificado a nivel de género
y especie durante el resto de su permanencia en la colección y aún fuera de ella,
pudiendo incluso mezclarse con otros especímenes de colectas de otros sitios y con
otras metodologías
sin correr el peligro
de revolverse o
extraviarse.
Figura 36. Etiqueta
de
localidad.
Fotografía:
Róger
González Tenorio,
2003.
La otra etiqueta (de localización de colecta) queda con la información para ser
leída por arriba (con el insecto en posición normal) y reúne los datos generales de
colecta los cuales en el orden correspondiente son: País (en letras mayúsculas),
Provincia, Nombre del Área Protegida ó localidad, Sitio exacto u otras señas
específicas, Altitud en metros sobre el nivel del mar (m.s.n.m.), Fecha de colecta
(día, mes escrito en palabras -y no con números pues hay confusiones- y año),
Nombre del ó los colectores (Inicial del nombre, punto y primer apellido),
metodología de colecta (trampa o técnica utilizada), Coordenadas Geográficas en la
Proyección Lambert y Número de Lote (un lote es un número consecutivo que se le
asigna a cada una de las colectas hechas mediante una técnica determinada y en un
lugar y fecha específicos, de manera que si una colecta es del mismo lugar y
metodología pero con diferente fecha será un lote diferente, si son de la misma fecha
y lugar pero con diferente metodología será un lote diferente y si son de la misma
metodología y fecha pero provenientes de diferente lugar obviamente será un lote
nuevo. Consecuentemente, todos los especímenes colectados en la misma fecha,
mediante la misma metodología y en el mismo lugar tendrán asignado el mismo
número de lote).
Toda esta información (incluyendo la que se generó durante este trabajo de
investigación) queda guardada en el Sistema Atta del INBio, disponible para que el
público en general tenga acceso y haga consultas de especies colectadas, sitios de
colecta, cantidad de especímenes en la colección y una serie de datos más
únicamente ingresando a la página de internet http://www.inbio.ac.cr, en la página
principal aparece un icono que se llama Base de Datos de Biodiversidad, una vez
ingresado a este sitio se escoge la opción de consulta de Especímenes, que está en la
“Página de Biodiversidad de Costa Rica”, el siguiente paso es ingresar a la opción de
Reportes Avanzados, en la cual se abre una página con una serie de campos (ver
Figura 37) que hay que llenar de acuerdo a las consultas que se quieran hacer, en
nuestro caso, los campos mínimos que se deben llenar para hacer una consulta
general de las especies de Chrysomelidae que se han colectado en el Valle del
Silencio son los que están señalados con las flechas de color rojo en la Figura 37,
una vez llenados estos espacios se da un “clic” donde dice OK y la búsqueda se
efectúa, luego de esto pueden llenarse varios campos más que jalen la información
que cada quien desee accesar.
En el campo donde señala la flecha número uno (las flechas se mencionan en
orden descendente y de derecha a izquierda) se debe seleccionar el nivel taxonómico
de “Familia”, en la segunda flecha se escribe el nombre del taxón:
“Chrysomelidae”. Luego hay que asegurarse que los espacios donde apuntan las
flechas tres y cuatro, los cuadritos estén debidamente seleccionados. Ya en la
sección de “Descripción del sitio”, en el campo asignado debe escribirse “el
Silencio”. Con estos campos llenos podemos hacer una búsqueda básica, pues se
recomienda ir buscando la información poco a poco y no llenar varios campos a la
vez ya que el sistema tarda mucho más tiempo en buscar la información.
Figura 37. Página del Sistema de Información sobre especímenes Atta.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
 Impresora de etiquetas: Es una impresora
especial que imprime ambos tipos de
etiquetas (de localidad y códigos de barras).
Es de la marca Intermec, modelo Easy
Coder 3240.
 Espumas molde de etiquetado: son dos
pedazos de una esponjita de polietileno
suave (de 9mm de grosor cada una) unidas
entre si con cinta adhesiva, que da un
espacio de 18mm en total entre la punta del
alfiler y la altura donde debe quedar la
etiqueta. Por supuesto que hay excepciones
y una de ellas es cuando el insecto es muy
ancho en su tórax y / o abdomen, por lo cual
la etiqueta queda a penas que pueda leerse
justo bajo el insecto.
Figura 38. (arriba) Impresora Intermec.
Figura 39. (abajo) Etiquetado en espumas.
Fotografías: Róger González, 2003.

Lector de códigos de barra: es uno de esos aparatos similares a los que tienen las
cajas de pago en la mayoría de los
supermercados y que se utilizan para
saber los precios de los productos que se
comercializan. Consiste en un rayo láser
que da lectura a las barritas que aparecen
en el código que se le asigna a cada
espécimen. De esta manera es posible
saber la información asociada a cada
insecto tal como su identificación
taxonómica, fecha y lugar de colecta,
colector y otros datos adicionales con
sólo pasar la etiqueta del código (que es
único para cada individuo) bajo el lector de código de barras. Esta tecnología aplicada
al estudio científico por parte del INBio en
la entomología costarricense es pionera en
América Central y el resto del mundo y
está siendo considerada como ejemplar
para adaptarla en las demás colecciones.
Figura 40: Lector de Código de barras
Marca Intermec modelo 1470 (el
espécimen y su código son ingresados a
una base de datos (Atta), la cual permite
consultar de manera una manera muy ágil
la información de colecta e identificación
del espécimen en particular. Fotografía:
Róger González Tenorio, 2003.
 Computadora: mediante un programa especial se ingresan los datos de cada
etiqueta (que corresponde a un espécimen en particular) en un sistema llamado Atta,
lo cual permite hacer una serie de consultas acerca de las colectas, relacionando la
información contenida en la etiqueta con el código de barras correspondiente.
7. Metodología de curación:
Durante el proceso de curación se identifica al máximo nivel cada espécimen
colectado y se corrobora y / o corrige la identificación taxonómica hecha en el campo.
Esta labor está a cargo de personal especializado en un grupo u orden de la clase Insecta a
los cuales se les denomina “Técnicos” y “Curadores”. Un Curador tiene a su cargo uno o
varios Técnicos y tienen la responsabilidad de mantener ordenada, identificada y limpia
la colección de un grupo taxonómico específico (por ejemplo el orden Coleoptera).
Con el fin de mantener a través del tiempo una colección en buen estado, ésta debe
mantenerse bajo condiciones ambientales reguladas, por lo cual la colección debe estar en
un salón con aire acondicionado donde se pueda regular la temperatura del aire y la
humedad relativa del ambiente. Los gastos que esto implique no serán tan altos si se
considera el gran costo que lleva hacer una colección de insectos y más aún si se valora
todo el conocimiento que ahí se almacena.
Una colección de insectos debe mantenerse ordenada y en ella el espacio debe
aprovecharse al máximo. Gracias a la identificación taxonómica se puede conocer con
exactitud la ubicación de un orden, una familia, un género o una especie en medio de un
cientos de gavetas y miles de especímenes. Si esto no fuera posible la colección no
tendría valor por sí misma. Por este motivo, la colección está ordenada de la siguiente
forma: los individuos de cada morfoespecie
(o de una misma especie) están juntos en
cajitas de cartón (con diferentes medidas)
con el fondo de espuma (de polietileno)
para insertar los alfileres con los
especímenes. Cada una de estas cajitas lleva
una etiqueta pequeña con el nombre
científico de los especímenes que contiene y
a su vez estará dentro de una gaveta de
madera con tapa de vidrio cuyas medidas
recomendadas son 48 cm x 42 cm en los
lados y 7 cm de altura. En una gaveta de
estas pueden estar representadas varias
especies o incluso varios géneros
dependiendo de la cantidad de material
colectado que se tenga de cada uno de los
grupos. Estas gavetas están enumeradas y
en letra pequeña pero legible llevan el
nombre de la subfamilia, tribu y / o géneros
que en ella se guardan.
Figura 41. Gavetas en gabinete.
Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
Las gavetas en conjunto se guardan dentro de los gabinetes (ver figura 41), los cuales
son muebles similares a un ropero o closet, con o sin puertas y con una serie de cejillas
instaladas con la medida exacta del ancho, fondo y alto de cada gaveta de modo que éstas
pueden sacarse y meterse como cualquier gaveta. Cada gabinete se enumera y lleva una
etiqueta con el nombre de la familia o familias que dentro de él se guardan (es
recomendable que estas familias estén
ordenadas por orden alfabético, lo cual da
mucha mayor facilidad a la hora de buscar una
especie en particular).
Todo el conjunto de gabinetes con varias
familias de un mismo orden se deben
diferenciar (por medio de un pasillo, flechas u
otro medio) de los demás gabinetes que
conservan otros grupos. Con todo esto se
pueden crear herramientas muy útiles tal es el
caso de “Perfiles de Coleoptera”, lo cual
permite a los funcionarios hacer una búsqueda
ya sea de una familia, género o especie
determinada y la computadora arrojará un
resultado con el número de especímenes que
hay registrados en la base de datos y el
gabinete y gaveta específicos en la cual se
encuentran.
Figura 42. Pasillo entre filas de gabinetes.
Fotografía: Róger González, 2003.
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.
Los datos incluidos en este apartado no provienen de ninguna fuente de información
secundaria, por lo tanto son de primera mano. Para el análisis de los resultados se
presentan varios cuadros cada uno de los cuales se explica en forma inmediata aclarando
de donde provienen los datos y / o números ahí presentes. Las especies colectadas se
analizan tomando en cuenta tres caracteres diferentes: a-) La cantidad de especímenes
que se colectó de cada una de ellas. b-) La metodología de colecta con la cual se obtuvo
cada especie y c-) La época del año en la cual se colectó la especie. Para este último
aspecto el año se dividió en dos períodos que ofrecen condiciones ambientales bastante
diferentes: la época seca (diciembre a marzo) y la época lluviosa (abril a noviembre).
Durante la época seca el ambiente es más frío y hay mucha neblina con algunas lluvias
esporádicas, por lo cual el ambiente dentro del bosque conserva bastante humedad. La
época lluviosa es algo así como un temporal: fuertes chaparrones algunos acompañados
de tormentas eléctricas, generalmente pasajeros y no hay tanta neblina, por lo que los
rayos del sol parecen calentar un poco más.
Además de los cuadros de análisis, se incluye una sección similar a una guía de
campo con las especies de Chrysomelidae del Valle del Silencio así como información
ecológica de cada una de ellas.
Las especies de Crysomelidae que se colectaron en el Valle del Silencio durante el
período de la investigación representan un inventario base o preliminar de las especies
que existen realmente en este sitio. La investigación se “detuvo” parcialmente para hacer
este informe final, pero es muy posible que el trabajo continúe y arroje aún más
información. Ante tal posibilidad surge una pregunta: ¿Cuánto tiempo más debe
continuar el muestreo para decir que el inventario de especies de Chrysomelidae en el
Valle del Silencio está completo?, en otras palabras, ¿Cuándo se va a detener la colecta
de especímenes? La respuesta a esta pregunta no la tengo y es algo muy difícil y
subjetivo de establecer. Para llegar a tal conclusión existen una serie de fórmulas
matemáticas que predicen el momento cuando debe detenerse el muestreo, lo cual ahorra
trabajo y dinero y lo principal: es un acto de buena ética biológica el no causar muertes
de insectos innecesariamente (Monge, Gómez y Rivas, 2001). En cuanto a este tema los
errores han sido enormes a nivel mundial, por lo cual es común que en las colecciones
haya una gran cantidad de individuos de la misma especie (material repetitivo) lo cual se
traduce en un enorme gasto de mantenimiento y espacio, así como la gran afrenta para la
naturaleza que esto representa (Monge, Gómez y Rivas, 2001). Sin embargo, uno de los
objetivos principales en un inventario de insectos es saber qué especies se encuentran en
un determinado sitio, cuál es su variación morfológica y cuál es su comportamiento de
aparición a través del año (Solís, 2004). En este sentido, el taxónomo cumple un papel
primordial y para lograrlo necesita colectar varios especímenes de cada especie y no
solamente uno o dos como normalmente se piensa, con la finalidad de identificar las
especies, establecer diferencias por dimorfismo sexual, describir posibles nuevas especies
y tener una colección de referencia ojalá con 1-2 duplicados.
Monge, Gómez y Rivas (2001), recomiendan un método muy antiguo y exitoso a
nivel nacional: detener los muestreos cuando dejan de aparecer especies nuevas, lo cual
se puede calcular con una fórmula matemática: el Chao 1 que es bastante simple en
comparación con las fórmulas de Chao 2, Jacknife de orden 1, Jacknife de orden 2 y
Bootstrap. El Chao 1 (y las otras 4 fórmulas mencionadas) son estimadores no
paramétricos de la riqueza de especies, mediante las cuales se puede estimar el número de
especies de uno o varios grupos de insectos (en este caso: la familia Chrysomelidae) que
se esperaría obtener en una localidad dada (Valle del Silencio) con una o un conjunto de
metodologías de colecta utilizadas por un tiempo definido o bajo un esfuerzo de colecta
similar (Solís, 2004), tales como las trampas amarillas, las trampas de Malaise, las
trampas de intersección, las trampas de luz, redes de barrido y de Noyes, golpe de
vegetación, colecta directa entre otras. La finalidad de obtener ese número estimado de
especies es utilizarlo para determinar cuándo la investigación se está aproximando al
máximo de especies posible de capturar (asíntota horizontal), utilizando esa o esas
metodologías en ese sitio específico, lo que ayuda a justificar el continuar o detener la
colecta y así sacar el máximo provecho al el esfuerzo personal e inversión económica
(Solís, 2004).
Monge, Gómez y Rivas (2001) ofrecen la fórmula del Chao 1 como un método no
paramétrico, basado en el número de especies raras en las muestras (Chao, 1984; Chao y
Lee, 1992 y Van Belle, 1984 citados por Moreno, 2001) y que se utiliza para estimar el
número de especies presentes en una comunidad, cuya fórmula matemática es:
S*1 = Sobs + (a2 / 2b)
en donde S*1 es el número de especies en la región, Sobs es el número de especies en la
colección, a2 es el cuadrado del total de las especies de las que sólo se tiene un individuo
y b es el total de especies de las que sólo se tiene dos individuos). De acuerdo a esta
fórmula y a los datos presentados en el Cuadro 2 tenemos que:
S*1 = 66+(142 /2*7)
S*1 = 66+(196/14)
S*1 = 66+14
S*1 = 80
Si 80 es el posible total de especies de Chrysomelidae que realmente habitan en el
Valle del Silencio, entonces hay 14 especies más que no se colectaron durante el proceso
de la investigación (80 – 66= 14), por lo que se puede seguir colectando durante un
tiempo más hasta llegar este resultado final: 0 (cero), sin embargo, y como ya se
mencionó, la colecta (y por ende la investigación) tiene un costo y los recursos
económicos disponibles para tal efecto son escasos. Por tal motivo es conveniente
maximizar tales recursos, y para esto es muy útil conocer el momento cuando la
investigación se está aproximando al máximo de especies que se pueden colectar
mediante una metodología en un período de tiempo determinado, con la finalidad de no
sobre colectar y no gastar recursos económicos y genéticos (cantidad de material repetido
colectado) innecesariamente. Dicho de otra manera, la cantidad de dinero gastado por
cada especie capturada aumenta a medida que se avanza en el muestreo de la
investigación, de manera que una suma de dinero de por ejemplo $1000 empleada en la
captura de unas 1000 especies no capturadas durante el primer mes de muestreo (a un
costo de $1 por especie), con el paso del tiempo (unos 10 meses después) se puede
transformar en $1000 invertidos en la captura de 10 especies no capturadas anteriormente
(a un costo de $100 por especie), lo cual incluso puede llegar hasta gastar unos $1000
mensualmente sin obtener ninguna especie nueva o diferente (Solís, 2004).
Cuanto mayor es el esfuerzo de colecta, mayor es el número de especies (y de
especímenes) colectadas ya sea con metodología de colecta directa o indirecta, y esto
puede influir directamente en los resultados finales obtenidos: cantidad de especies y
especímenes colectados. Por este motivo, este esfuerzo de colecta se trata de mantener
constante durante toda la investigación, a fin de que los resultados obtenidos no se vean
afectados por factores externos a la verdadera biodiversidad tales como el empeño o
cantidad de tiempo y trampas destinadas a la colecta en sí. Por otro lado, aplicando un
esfuerzo de colecta constante a través del tiempo, la cantidad de especímenes colectados
podría mantenerse igualmente constante, pero la probabilidad de encontrar especies
nuevas o no colectadas anteriormente va a disminuir (Solís, 2004).
Las poblaciones de crisomélidos (y de insectos en general) difieren
considerablemente en la constancia de sus niveles demográficos y sus comunidades son
muy dinámicas. Algunas especies son relativamente constantes de generación en
generación, otras varían con mucha frecuencia y algunas se mantienen a niveles
constantemente bajos y sólo ocasionalmente son abundantes. Muchos estudios realizados
demuestran que no es posible un buen conocimiento de las poblaciones de insectos sin
una amplia perspectiva temporal (Martín, 1997) Gaston & Lawton (1990 citados por
Martín, 1997) señalan que en insectos, lo más frecuente es una estrecha relación entre
abundancia local y rango geográfico, o sea, que una especie localmente abundante
generalmente tiene un amplio rango geográfico. Sin embargo no es posible establecer una
relación entre abundancia de especies/ área y su rango geográfico (Martín, 1997).
En cuanto a la distribución de especies, lo normal es que éstas aparezcan según
jerarquías de abundancia desde algunas especies abundantes hasta algunas muy raras. En
las comunidades no alteradas, lo normal es que haya bastantes especies raras, pocas
especies abundantes y muchas especies con abundancia intermedia (Martín, 1997) lo cual
se cumplió para esta investigación de acuerdo con los datos obtenidos (ver cuadro 2).
Esta regla también se cumple en las sociedades humanas: hay bastantes personas pobres,
pocas muy ricas y muchas de clase media. Es muy probable que este tipo de relación
especies /abundancia se dé siempre que los elementos del sistema interaccionan y
compiten por recursos limitados, observación que condujo a los modelos de distribución
de abundancia de especies (Martín, 1997).
Entender el problema de la biodiversidad implica discutir el problema de la rareza
biológica, y precisamente son las especies poco abundantes (raras) las que casi siempre
quedan por fuera de los muestreos, además, en la mayoría de los casos la diferencia entre
el número de especies observadas y el número de especies que integran la comunidad se
refiere precisamente a las especies raras. La rareza de un organismo es la condición de ser
infrecuente y puede darse como rareza de ocupación de áreas o como rareza de
individuos dentro de una área (una especie puede ser considerada rara en un país y
completamente común en otro, lo cual es un componente sociopolítico y hasta
sicológico), aunque no todas las especies con rangos de distribución geográfica
relativamente restringidos son localmente poco abundantes y viceversa (Williams et al,
1997b citado por Martín, 1997). En este sentido, una especie endémica difiere de una
especie rara por cuanto expresa la condición de estar restringida a un área en particular,
de rango geográfico preestablecido dentro de un área de estudio, sin embargo la rareza de
una especie entre áreas puede ser equivalente a una medida de endemicidad puesto que
el rango geográfico de las especies raras está comprendido dentro del área de estudio y la
medida del rango de rareza es una expresión relativa de la extensión total de dicha área
(Williams, et al., 1997b citado por Martín).
Cuadro 2. Cantidad y porcentaje del total de especímenes y especies de Chrysomelidae colectadas en el Valle del Silencio ordenadas
por metodología de colecta, y por época del año (seca o lluviosa). El porcentaje (%) corresponde a la época y metodología de colecta y
al gran total de especímenes colectados respectivamente.
Trampas
Trampas de
Golpe de
Colecta
Trampas de
Trampas de
Red de
Total de
Método de colecta
amarillas
Malaise
vegetación
(sombrereta)
manual
o directa
luz
intersección
barrido y de
Noyes
Especie colectada
1.
Acallepitrix sp.
2.
Acalymma subaeneum
%
1
100%
100%
%
3.
Antitypona sp.
4.
Brasilaphthona sp. 1
%
%
5.
1
8
0.83
6.61
%
%
7.44%
1
100%
100%
Brasilaphthona sp. 2
%
6.
Brasilaphthona sp. 3
7.
Cephaloleia gilvipes
%
%
2
50.0
%
50.0%
especímenes
por especie y
% de los 1755
especímenes
colectados
1
0.06%
1
100%
100%
9
29
7.44
23.97
%
%
31.40%
1
0.06%
5
16
4.13
13.22
%
%
17.35%
3
6
2.48
4.56
%
%
7.44%
1
23
0.83
15.01
%
%
19.83%
19
15.70
%
15.70%
1
0.83
%
0.83%
121
6.89%
1
0.06%
1
100%
100%
2
50.0
%
50.0%
1
3.23
%
3.23%
1
0.06%
4
0.23%
27
87.10
%
87.10%
1
3.23
%
2
6.45
%
9.68
31
1.77%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
O directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Especie colectada
8.
Chaetocnema sp.
9.
Cochabamba sp. 1
%
2
1
13.33
6.66
%
%
20.0%
7
4.32
%
4.32%
%
10. Cochabamba sp. 2
6
40.0
%
40.0%
1
0.62
%
0.62%
1
11.11
%
1
5
6.66
33.33
%
%
40.0%
10
32
6.17
15.75
%
25.93
3
33.33
%
69
43
42.59 26.54
%
%
69.14%
5
55.55
%
Red de
barrido y de
Noyes
Total de
especímenes
por especie y
% de los 1755
especímenes
colectados
15
0.65%
162
9.23%
9
0.51%
%
11. Cryptocephalus sp. 1
1
33.33
%
33.33%
%
12. Cryptocephalus sp. 2
1
33.33
%
33.33%
1
33.33
%
33.33%
2
100%
%
2
0.11%
100%
13. Diabrotica sp. 1
3
100%
100%
%
14. Diabrotica sp. 2
%
15. Dinaltica sp.
%
3
0.17%
7
2
41.18 11.77
%
%
47.06%
3
1
17.65
5.69
%
%
23.54%
1
5.69
%
5.88%
1
100%
100%
1
5.88
%
5.88%
3
0.17%
1
0.06%
1
1
5.88
5.88
%
%
11.77%
17
0.57%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Red de
barrido y de
Noyes
Especie colectada
16. Diphaltica sp.
1
100%
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
1
0.06%
%
100%
17. Dryadomolpus sp.
%
18. Epitrix sp.
%
19. Exoceras sp. 1
%
11
7
5.26
3.34
%
%
8.61%
79
45
59.40 33.83
%
%
93.23%
16
29
17.58 31.87
%
%
49.45%
18
29
8.61
13.88
%
%
22.49%
1
7
0.75
5.26
%
%
6.01%
1
8
1.10
8.79
%
%
9.89%
20. Exoceras sp. 2
%
21. Exoceras sp. 3
%
22. Genaphthona sp.
%
27
157
13.24 76.96
%
%
90.02%
7
1
43.75
6.25
%
%
50.0%
1
3
0.49
1.47
%
%
1.96%
5
31.25
%
31.25%
15
80
7.18
38.27
%
%
45.45
7
5
7.69
5.49
%
%
13.19%
1
2
33.33 66.66
%
%
100%
2
0.98
%
0.98%
1
6.25
%
6.25%
36
3
17.22
1.44
%
%
18.66%
1
0.75
%
0.75%
19
2
20.88
2.20
%
%
23.08%
1
9
0.48
4.30
%
%
4.78%
209
11.90%
133
7.58
1
1.10
%
1.10%
2
2.20
%
2.20%
1
1.10
%
1.10%
91
5.19%
3
0.17%
6
2.94
%
2.94%
1
6.25
%
6.25%
7
3.43
%
3.43%
1
6.25
%
6.25%
1
0.49
%
0.49%
204
11.62%
16
0.91%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
5
13
15.63 40.63
%
%
56.26%
2
50.0
%
50.0%
1
1
50.0
50.0
%
%
100%
1
3
16.66
50.0
%
%
66.66%
1
14.29
%
14.29%
2
5
3.77
9.43
%
%
13.20%
1
1
33.33 33.33
%
%
66.66%
6
3
18.75
9.37
%
%
28.12%
1
25.0
%
25.0%
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Especie colectada
23. Gioia sp. 1
%
24. Gioia sp. 2
%
25. Heikertingerella sp.
%
26. Hypanthus sp.
%
27. Hypolampsis sp. 1
%
28. Hypolampsis sp. 2
%
29. Hypolampsis sp. 3
%
2
6.25
%
6.25%
1
25.0
%
25.0%
3
9.37
%
9.37%
Red de
barrido y de
Noyes
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
32
1.82%
4
0.23%
2
0.11%
2
2
28.57 28.57
%
%
57.14%
7
2
13.20
3.77
%
%
16.97%
1
14.29
%
14.29%
12
9
22.64 16.98
%
%
39.62
14
26.42
%1
26.42%
1
1.89
%
1.89%
2
33.33
%
33.33%
1
14.29
%
14.29%
1
6
0.34%
7
0.40%
53
3.02%
1.89%
1
33.33
%
33.33%
3
0.17%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
1
1
7.69
7.69
%
%
15.38%
1
20.0
%
20.0%
1
100%
100%
3
7
23.08 53.85
%
%
76.93%
Trampas de
intersección
Especie colectada
30. Hypolampsis sp. 4
%
31. Hypolampsis sp. 5
%
1
7.69
%
7.69%
1
20.0
%
20.0%
2
1
40.0
20.0
%
%
60.0%
32. Isotes sexpunctata
%
33. Lobispa sp.
%
34. Longitarsus sp. 1
%
35. Longitarsus sp. 2
%
36. Lupraea sp. 1
%
2
4
22.22 44.44
%
%
66.66%
1
2
14.29 28.57
%
%
42.86%
1
50.0
%
50.0%
1
100%
100%
2
22.22
%
22.22%
2
28.57
%
28.57%
Red de
barrido y de
Noyes
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
13
0.74%
5
0.28%
1
0.06%
1
0.06%
1
11.11
%
11.11%
1
1
14.29 14.29
%
%
28.57%
1
50.0
%
50.0%
9
0.51%
7
0.40%
2
0.11%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Especie colectada
37. Lupraea sp. 2
1
100%
100%
%
38. Lupraea viridis
1
3.23
%
3.23%
%
39. Margaridisa sp.
%
9
3
30.0
10.0
%
%
40.0%
40. Metrioidea sp. 1
%
41. Metrioidea sp. 2
%
42. Metrioidea sp. 3
%
43. Metrioidea sp. 4
%
1
7.14
%
7.14%
13
43.33
%
43.33%
6
1
11.76
1.96
%
%
13.72
1
5
7.14
35.71
%
%
42.85%
3
23.08
%
23.08%
Red de
barrido y de
Noyes
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
1
0.06%
4
12.90
%
12.90%
3
10.0
%
10.0%
17
1
33.33
1.96
%
%
35.29%
2
15.38
%
15.38%
2
100%
100%
17
9
54.84 29.03
%
%
83.87%
2
6.67
%
6.67%
25
49.02
%
49.02%
2
14.29
%
14.29%
5
38.46
%
38.46%
31
1.77%
30
1.71%
1
1.96
%
1.96%
1
3
7.14
21.43
%
%
28.57%
1
2
7.69
15.38
%
%
23.08%
51
2.91%
1
7.14
%
7.14%
14
0.80%
13
0.74%
2
0.11%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Especie colectada
44. Metrioidea sp. 5
5
100%
100%
%
45. Nasigona sp.
%
46. Neodiphaulaca sp.
%
47. Neothona sp.
%
6
1
33.33
5.56
%
%
38.89%
2
1
66.67 33.33
%
%
100%
48. Oomorphus sp.
%
%
%
2
11.11
%
11.11%
1
9.09
%
9.09%
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
5
0.28%
2
66.67
%
66.67%
2
1
11.11
5.56
%
%
16.67%
3
0.17%
18
1.03%
3
0.17%
1
50.0
%
50.0%
1
20.0
%
20.0%
49. Paratriarius sp.
50. Philactitus sp.
1
33.33
%
33.33%
5
1
27.78
5.56
%
%
33.33%
Red de
barrido y de
Noyes
8
72.73
%
72.73%
1
50.0
%
50.0%
1
20.0
%
20.0%
1
9.09
%
9.09%
2
0.11%
1
2
20.0
40.0
%
%
60%
5
0.28%
1
9.09
%
9.09%
11
0.63%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Red de
barrido y de
Noyes
Especie colectada
51. Platyphora decorata
1
100%
100%
1
100%
100%
%
52. Platyphora panamensis
%
53. Sphaeronychus fulvus
%
3
8
2.48
6.61
%
%
9.09%
23
72
19.00 59.50
%
%
78.50%
54. Sphaeronychus sp.
%
55. Stenispa sp.
1
1
3.33
3.33
%
%
6.67%
%
4
2
3.31
1.65
%
%
4.96%
1
100%
100%
4
16
13.33 53.33
%
%
66.66%
56. Stolas sp.
%
57. Syphrea sp. 1
%
58. Syphrea sp. 2
%
38
58
24.20 36.94
%
%
61.14%
2
2
40.0
40.0
%
%
80.0%
3
7
1.91
4.46
%
%
6.37%
3
15
1.91
9.55
%
%
11.46%
1
20.0
%
20.0%
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
1
0.06%
1
0.06%
1
0.83
%
0.83%
2
6
1.65
4.96
%
%
6.61%
121
6.89%
1
0.06%
2
5
6.67
16.67
%
%
23.34%
2
100%
100%
3
16
1.91
10.19
%
%
12.10%
1
3.33
%
3.33%
30
1.71%
2
0.11%
1
0.64
%
0.64%
1
0.64
%
0.64%
12
7.64
%
7.64%
157
8.95%
5
0.28%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Especie colectada
59. Syphrea sp. 3
%
60. Syphrea sp. 4
%
1
100%
100%
2
100%
2
0.11%
100%
1
100%
%
%
63. Varicoxa sp.
%
64. Walterianella sp. 1
%
65. Walterianella sp. 2
%
Total de
especímenes
por especie y
% de los 1755
especímenes
colectados
1
0.06%
61. Syphrea sp. 5
62. Syphrea sp. 6
Red de
barrido y de
Noyes
1
0.06%
100%
2
50.0
%
50.0%
3
1
20.0
6.67
%
%
26.67%
1
2.56
%
2.56%
1
10.0
%
10.0%
1
25.0
%
25%
1
2
6.67
13.33
%
%
20.0%
4
9
10.26 23.08
%
%
33.34%
1
10.0
%
10.0%
4
26.67
%
26.67%
3
7.69
%
7.69%
1
10.0
%
10.0%
1
4
25.0
%
0.23%
25%
1
1
6.67
6.67
%
%
13.33%
2
20
5.13
51.28
%
%
56.41%
3
3
30.0
30.0
%
%
60.0%
1
1
6.67
6.67
%
%
13.33%
15
0.85%
39
2.22%
1
10.0
%
10.0%
10
0.57%
Método de colecta
Trampas
amarillas
Trampas de
Malaise
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Colecta
manual
o directa
1
50.0
%
50.0%
89
200
1
50.0
%
50.0%
147
141
Trampas de
luz
Trampas de
intersección
Red de
barrido y de
Noyes
Especie colectada
66. Walterianella sp. 3
%
367
108
225
2
0.11%
Número de especímenes
colectados por época
Número total de
especímenes por método
de colecta (%)
Número de especies
colectadas por época
Número total de
especies colectadas por
método y su respectivo
porcentaje con respecto
al total de las especies
232
83
87
9
51
38
(57.57%)
39
(59.09%)
34
(51.51%)
40
(60.60%)
14
(21.21%)
16
(24.24%)
Número de especies
exclusivas de cada época
Número total de
especies colectadas
exclusivamente en cada
método
3
2
4
5
0
0
0
16
599
333
289
288
170
60
16
(34.13%)
(18.97%)
(16.47%)
(16.41%)
(9.69%)
(3.42%)
(0.91%)
26
34
5
6
27
30
3
5
21
22
2
5
30
25
0
5
Total de
especímenes
por especie y
% de los
1755
especímenes
colectados
9
11
2
2
7
13
1
1
0
Gran Total:
1755
especímenes
colectados
(100%)
5
5
(7.57%)
0
0
0
Gran Total:
66 especies
colectadas
durante la
investigación
Gran Total:
24 especies
que no se
repiten entre
los métodos
de colecta
Nota: Cuadro elaborado por Róger González Tenorio con base en los resultados del análisis de cada una de las muestras y trampas
obtenidas durante el desarrollo de esta investigación. Este análisis exhaustivo fue posible gracias a la consulta hecha en el Sistema
Atta del Instituto Nacional de Biodiversidad.
Del cuadro anterior podemos concluir que las especies de Chrysomelidae con mayor
cantidad de individuos colectados (y en teoría las más comunes o frecuentes de encontrar
en el Valle del Silencio) en orden decreciente son:
1. Dryadomolpus sp. (209 especímenes).
2. Exoceras sp. 3 (204 especímenes).
3. Cochabamba sp. 1 (162 especímenes).
4. Syphrea sp. 1 (157 especímenes).
5. Epitrix sp. (133 especímenes).
6. Sphaeronychus fulvus (121 especímenes).
7. Antitypona sp. (121 especímenes).
8. Exoceras sp.1 (92 especímenes).
Además, haciendo una comparación entre cantidad de especies Vrs. el número de
especímenes colectados por cada una de ellas (ver cuadro 3), obtenemos que hay 14
especies que tienen solamente un espécimen colectado, 7 especies de las cuales se
colectaron 2 especímenes, 6 especies que tienen 3 especímenes colectados, 3 especies que
tienen 4 especímenes, 4 especies que tienen 5 especímenes colectados, 6 especies que
tienen 6 especímenes colectados, etc. (la información completa se presenta en el cuadro
3).
Cuadro 3. Cantidad de especímenes / número de especies.7
Cantidad de especímenes
Número de especies
1 espécimen
14
2 especímenes
7
3 especímenes
6
4 especímenes
3
5 especímenes
4
6 especímenes
6
7 especímenes
2
9 especímenes
2
10 especímenes
1
11 especímenes
1
13 especímenes
2
14 especímenes
1
15 especímenes
2
16 especímenes
1
17 especímenes
1
18 especímenes
1
29 especímenes
1
30 especímenes
1
31 especímenes
2
32 especímenes
1
39 especímenes
1
51 especímenes
1
53 especímenes
1
7
Nota: Cuadro realizado por Róger González Tenorio con base en los resultados presentados en el cuadro
Número 2.
78
92 especímenes
121 especímenes
133 especímenes
157 especímenes
162 especímenes
204 especímenes
209 especímenes
1
2
1
1
1
1
1
Del cuadro anterior podemos concluir que existen 45 especies (muy poco comunes)
que tienen entre 1 a 10 individuos colectados, 9 especies (poco comunes o raras) con 11 a
20 representantes, 6 especies (comunes) con 21 a 50 especímenes colectados y 10
especies (muy comunes) que tienen más de 50 especímenes colectados. O sea, que la gran
mayoría de especies (más del 50%) tienen muy pocos individuos y hay pocas especies
que tienen bastantes especímenes colectados, lo cual es un fenómeno muy normal dentro
de bosques y ecosistemas no alterados (Flowers, Conversación personal).
La información del cuadro 3 presentada en forma de gráfico permite ver de una
manera muy clara el fenómeno natural anteriormente descrito, de manera que en la curva
de acumulación de especies respecto a los individuos que existen de cada una de ellas en
los bosque naturales, la asintótica siempre será decreciente.
Gráfico 1. Número acumulado de especímenes por especie. 8
16
14
Especies
12
10
8
6
4
2
4
20
7
15
1
12
53
39
31
29
17
15
13
10
7
5
3
1
0
Individuos
8
Nota: Gráfico desarrollado por Róger González Tenorio y R. Wills Flowers con base en los datos del
cuadro Número 3.
79
Cuadro 4. Análisis de abundancia de cada especie de acuerdo a los resultados obtenidos durante la investigación9 y presentados en el cuadro 2.
1. Acallepitrix sp.
Es una especie muy rara, pues durante el período de la investigación se colectó sólo un espécimen y se obtuvo mediante las trampas amarillas
en la época lluviosa, por lo cual representa el 100% de la colecta de la especie.
2. Acalymma subaeneum
También es una especie muy rara, pues se colectó sólo un espécimen y se obtuvo mediante las trampas de Malaise en la época seca, por lo cual
representa el 100% de la colecta de la especie.
3. Antitypona sp.
Es una especie bastante común, pues se colectó mediante todos los métodos de colecta y estuvo presente prácticamente en ambas épocas del
año: seca (excepto por la trampa de intersección y red de barrido y de Noyes) y mayormente en la época lluviosa, pues claramente se nota que
en todas las metodologías de colecta se colectaron más especímenes en la época lluviosa que en la época seca: 8 contra 1 en las trampas
amarillas, 29 contra 9 en las trampas de Malaise, 16 contra 5 en golpe de vegetación, 6 contra 3 en la colecta directa, 23 contra 1 en las trampas
de luz, 19 contra 0 en las trampas de intersección y 1 contra 0 en la red de barrido y Noyes. Por otro lado, de acuerdo a los porcentajes de
especímenes colectados por método de colecta, se tiene que en orden decreciente el método donde más cayeron especímenes de Antitypona sp.
fue las trampas de Malaise (38 especímenes = 31.40%), seguido están las trampas de luces, donde se colectaron 24 especímenes (19.83%);
después está el golpe de vegetación con sombrereta mediante la cual se colectaron 21 especímenes (17.35%); le sigue las trampas de
intersección, en donde cayeron 19 especímenes (15.70%); luego están las trampas amarillas y la colecta directa, en cada una de las cuales se
colectaron 9 especímenes (7.44%) y por último está la red de barrido y de Noyes, en la cual solamente se obtuvo 1 individuo (0.83%).
4. Brasilaphthona sp. 1
Es una especie muy rara, pues durante el período de la investigación se colectó solamente un espécimen y se obtuvo mediante las trampas
amarillas en la época lluviosa, por lo cual representa el 100% de la colecta de la especie.
5. Brasilaphthona sp. 2
Es una especie muy rara, pues se colectó sólo un espécimen y se obtuvo mediante las trampas de Malaise en la época lluviosa, por lo cual
representa el 100% de la colecta de la especie.
9
Esto quiere decir que son los más comunes tomando en cuenta únicamente el período del tiempo en el cual se desarrolló la investigación y no necesariamente en
otras épocas, en las cuales puede variar la abundancia relativa de cada especie.
80
6. Brasilaphthona sp. 3
Esta especie es un poco rara, pues los 4 especímenes colectados se obtuvieron durante la época lluviosa: 2 especímenes mediante las trampas
amarillas y otros 2 mediante las trampas de Malaise, con lo cual cayó un 50% en cada una de esas dos metodologías de colecta.
7. Cephaloleia gilvipes
Es una especie común cuyos representantes se colectaron en la época lluviosa (excepto 1 espécimen colectado en forma directa que equivale al
3.23% de los especímenes colectados). Los 30 especímenes que se colectaron durante la época lluviosa equivalen al 96.77% de los individuos
de Cephaloleia gilvipes, de los cuales 1 espécimen se colectó en las trampas de Malaise (3.23%), 27 individuos más se colectaron mediante
golpe de vegetación (cifra que representa la gran mayoría si se compara cantidad de especímenes colectados por método de colecta: 87.10%) y
solamente 2 especímenes se capturaron por medio de colecta directa (6.45%).
8. Chaetocnema sp.
Esta especie es poco común: 15 especímenes colectados equitativamente en ambas épocas del año: 3 especímenes (20%) se colectaron
mediante las trampas amarillas (2 en la época seca y 1 en la lluviosa), 6 especímenes más (40%) se colectaron durante la época lluviosa por
medio de la sombrereta (golpe de vegetación) y otros 6 especímenes (40%)se lograron capturar directamente: 1 en época seca y 5 en época
lluviosa; de manera que las metodologías de colecta directa y trampas amarillas son las que más especímenes de Chaetocnema sp. aportaron.
9. Cochabamba sp. 1
Es una especie muy común. En su mayoría (69.14%) los especímenes se obtuvieron mediante las trampas de luces: 69 individuos en la época
seca y 43 en la lluviosa. Otro porcentaje importante (25.93%) se obtuvo de la colecta directa: 10 y 32 especímenes colectados en la época seca
y lluviosa respectivamente. Otros 7 especímenes se colectaron mediante las trampas de Malaise (todos en época lluviosa) y 1 espécimen se
colectó con sombrereta (golpe de vegetación) en la época lluviosa, de manera que durante la época seca se lograron colectar 79 de los
especímenes (48.76%) de Cochabamba sp. 1 y en época lluviosa se colectaron 83 individuos (51.24%), lo cual deja observar que la presencia
de la especie a través del año fue muy estable.
10. Cochabamba sp. 2
Especie poco común de la que se colectaron sólo 9 especímenes, todos en la época seca: 5 especímenes (55.55%) se obtuvieron de las trampas
con luces, 3 individuos más se colectaron en forma directa (33.33%) y 1 espécimen se capturó mediante las trampas amarillas (11.11%).
11. Cryptocephalus sp. 1
Es una especie muy poco común: únicamente se colectaron 3 especímenes (1 en Malaise, 1 en golpe de vegetación y otro mediante colecta
directa) todos en la época lluviosa.
81
12. Cryptocephalus sp. 2
Es una especie muy poco común, pues colectaron únicamente 2 especímenes, ambos en época seca y mediante las trampas de Malaise.
13. Diabrotica sp. 1
También se trata de una especie muy poco común, ya que durante todo el proceso de la investigación se lograron capturar únicamente 3
especímenes, todos (100%) en la época lluviosa y mediante las trampas de luces.
14. Diabrotica sp. 2
Es una especie muy rara pues se logró capturar sólo 1 espécimen, el cual se obtuvo durante la época seca y mediante colecta directa.
15. Dinaltica sp.
Esta es una especie relativamente abundante (17 especímenes colectados) que se logró capturar casi mediante todas las metodologías excepto
en las trampas de luces y en la red de barrido y Noyes. En su mayoría, los especímenes colectados se obtuvieron durante la época seca: en las
trampas amarillas se colectaron 7 especímenes (41.18%) en época seca y 2 especímenes (11.77%) en época lluviosa. En las trampas de Malaise
se colectaron 3 especímenes (17.65%) en la época seca y 1 (5.69%) en la lluviosa; tanto en golpe de vegetación con sombrereta como mediante
la colecta directa se colectó 1 espécimen en la época seca (5.88%) y 0 en la lluviosa. En las trampas de intersección se colectaron 2
especímenes (11.77%) uno en cada época del año, con lo cual el resultado final de la cantidad de especímenes de Dinaltica sp. colectados en
cada época del año llega a 13 individuos (76.28%) en época seca y a 4 (23.72%) en la época lluviosa.
16. Diphaltica sp.
Es una especie muy rara, pues el único espécimen colectado se obtuvo mediante las trampas de luz instaladas durante la época lluviosa.
17. Dryadomolpus sp.
Es una especie bastante común que se obtuvo mediante casi todas las metodologías de colecta empleadas en esta investigación, excepto en las
trampas de luz y red de barrido y de Noyes. En las trampas amarillas se colectaron 11 especímenes en la época seca (5.26%) mientras que sólo
7 (3.34%) se colectaron durante la época lluviosa. Por otra parte, en las trampas de Malaise se colectaron 18 especímenes en la época seca
(8.61%) contra 29 (13.88) que se colectaron en época lluviosa. Haciendo golpe de vegetación con sombrereta se colectaron 80 especímenes en
la época lluviosa (38.27%) y apenas 15 en la época seca (7.18%). Mediante la colecta directa se colectaron 36 especímenes en época seca
(17.22%) mientras que solamente 3 se colectaron en la época lluviosa (1.44%). Por otra parte, en las trampas de intersección se colectaron 1
(0.48%) y 9 (4.30%) especímenes en la época seca y lluviosa respectivamente. Como resultado tenemos que el 38.76% de los especímenes (81
individuos) de Dryadomolpus sp. que se colectaron se obtuvieron durante la época seca, en tanto que en la época lluviosa de lograron colectar
128 especímenes que corresponden al 61.24%
82
18. Epitrix sp.
Es una especie muy común, cuya gran mayoría (124 especímenes = 93.23%) se colectó mediante las trampas amarillas, de estos 124
individuos, 79 (59.40%) se colectaron en la época seca y 45 (33.83%) se colectaron durante la época lluviosa. Utilizando las trampas de
Malaise se lograron colectar 8 especímenes: 7 de ellos (5.26%) durante la época lluviosa y solamente 1 (0.75%) en la época seca. Únicamente 1
espécimen se colectó en forma directa (manual). En conclusión, el 60.15% de los especímenes (80 individuos) de esta especie que se colectaron
se obtuvieron durante la época seca, mientras que en la época lluviosa se colectaron 53 especímenes que representan un 39.84%.
19. Exoceras sp. 1
Esta es otra de las especies bastante comunes, pues se colectaron 91 especímenes, la mayoría de los cuales (45 individuos = 49.45%) se
colectaron mediante las trampas amarillas: 16 (17.58%) en época seca y 29 (31.87%) en época lluviosa. Otra de las metodologías que aportó
bastante material de esta especie fue la colecta directa: 19 individuos colectados en época seca y 2 colectados en época lluviosa para un total de
21 especímenes. Golpeando la vegetación se lograron capturar 12 especímenes: 7 (7.69%) en época seca y 5 (5.49%) en época lluviosa. En la
trampas de Malaise se colectaron 9 especímenes (9.89%): 1 (1.10%) en época seca y 8 (8.79%) en época lluviosa. Sólo 2 especímenes (2.20%)
se colectaron en las trampas de intersección, ambos en la época seca. En las trampas de luz y redes de barrido y de Noyes se capturó un
espécimen en cada una de ellas, ambos en la época lluviosa. Analizando estos datos tenemos que el 49.45% de los especímenes de Exoceras
sp.1 (45 individuos) se colectaron en época lluviosa, mientras en que en la época seca se colectaron 46 especímenes (50.55%), de lo cual se
concluye que la presencia de esta especie a lo largo del año fue muy estable.
20. Exoceras sp. 2
Es una especie muy poco común de la cual se colectaron únicamente 3 especímenes: 2 (66.66%) en época lluviosa y 1 solo espécimen
(33.33%) en época seca, todos con golpe de vegetación (sombrereta).
21. Exoceras sp. 3
Se trata de una especie muy común de la cual se capturaron 204 especímenes; la gran mayoría de ellos (184 especímenes = 90.02%) se
colectaron por medio de las trampas amarillas: 27 (13.24%) en la época seca y 157 (76.96%) en la época lluviosa. En las trampas de Malaise se
colectaron 4 especímenes (1.96%), 3 de ellos en la época lluviosa y el otro en la época seca. Además, sólo en la época lluviosa se colectaron 2
(0.98%), 6 (2.94%), 7 (3.43%) y 1 (1.10%) especímenes en las metodologías de golpe de vegetación, colecta directa, trampas de intersección y
redes de barrido y de Noyes respectivamente, lo cual deja muy en claro que esta especie predomina -en número de especímenes colectados- en
la época lluviosa (89.27%), mientras que en la época seca se colectaron 28 especímenes que representan el 13.73% de la especie.
83
22. Genaphthona sp.
Es una especie poco común de la cual se lograron colectar 16 especímenes. Un 50% de ellos se colectaron en las trampas amarillas: 7 en época
seca y 1 en época lluviosa. El restante 50% se colectó de la siguiente manera: 5 especímenes se colectaron mediante las trampas de Malaise:
todos en época seca. En las trampas de intersección cayó solamente 1 espécimen y fue durante la época seca. En las metodologías de colecta
golpe de vegetación (sombrereta) y colecta directa se capturó 1 espécimen en cada una de ellas, ambos en la época lluviosa. Retomando los
datos tenemos que el 81.25% de los especímenes de esta especie se colectaron en época seca y sólo un 18.75% se colectó en época lluviosa.
23. Gioia sp. 1
Es una especie común de la cual se colectaron 32 especímenes, 18 de ellos (56.26%) mediante las trampas amarillas: 5 (15.63%) en la época
seca y 13 (40.63%) en la lluviosa. 9 especímenes más se lograron capturar utilizando las trampas de Malaise: 6 en época seca y 3 en época
lluviosa (18.75% y 9.37% respectivamente). En las metodologías de colecta golpe de vegetación y colecta directa se colectaron 2 (6.25%) y 3
(9.37%) especímenes respectivamente (todos en época seca) de manera que la presencia de la especie a través del período de la investigación
fue muy estable (16 especímenes –50%- en total colectados en cada una de las épocas).
24. Gioia sp. 2
Es una especie poco común de la cual se colectaron solamente 4 especímenes: 2 (50%) en las trampas amarillas, 1 (25%) en las trampas de
Malaise y 1 (25%), mediante golpe de vegetación (sombrereta), todos en la época seca.
25. Heikertingerella sp.
Especie poco común de la cual se colectó únicamente 2 especímenes, ambos en las trampas amarillas: 1 en época seca y otro en época lluviosa.
26. Hypanthus sp.
Es una especie poco común de la cual se colectaron 6 especímenes, 4 de ellos (66.66%) provienen de las trampas amarillas (1 (16.66%) de la
época seca y 3 (50%) de la época lluviosa. Los otros 2 especímenes (33.33%) se colectaron mediante las trampas de intersección, ambos en la
época lluviosa. De ahí que un 83.33% de los especímenes se colectaron en época lluviosa y un 16.66% se colectó en época seca.
27. Hypolampsis sp. 1
Especie poco común de la cual se colectaron 7 especímenes, 4 de ellos (57.14%) provienen de las trampas de Malaise: 2 en época seca y 2 en
época lluviosa. Los restantes 3 especímenes se colectaron en las trampas amarillas, golpe de vegetación y trampas de intersección, 1 espécimen
en cada una de ellas, todos en época lluviosa, de manera que el 71.44% se los especímenes se colectaron en época lluviosa y sólo un 28.56% se
colectó en época seca.
84
28. Hypolampsis sp. 2
Especie común de la cual se colectaron 53 especímenes, la mayoría de los cuales (21 especímenes = 39.62%) se colectaron por medio de golpe
de vegetación (12 especímenes –22.64%- en época seca y 9 especímenes –16.98%- en la época lluviosa). Otra fracción importante (14
especímenes = 26.42%) se colectaron en forma directa, todos en época lluviosa. 9 especímenes más (16.97%) se obtuvieron por medio de las
trampas de Malaise: 7 (13.20%) en época seca y 2 (3.77%) en época lluviosa. Utilizando las trampas amarillas se lograron capturar 7
especímenes (13.20%) de esta especie (Hypolampsis sp. 2), 2 de ellos (3.77%) en época seca y 5 (9.43%) en época lluviosa. Tanto en las
trampas de luces como en las trampas de intersección se logró capturar 1 espécimen (1.89%) en cada una de ellas, ambos en época lluviosa.
Con estos datos se llega a la conclusión que de la especie Hypolampsis sp. 2 se lograron capturar 21 especímenes (39.62%) en época seca y 32
especímenes (60.38%) en época lluviosa: o sea que hay mayor abundancia de individuos de esta especie en la época lluviosa.
29. Hypolampsis sp. 3
Es una especie poco común de la cual se colectaron únicamente 3 especímenes: 2 de ellos (66.66%) se capturaron en las trampas amarillas (1
en cada época del año) y 1 espécimen (33.34%) se capturó en las trampas de intersección durante la época lluviosa.
30. Hypolampsis sp. 4
Es una especie poco común de la cual se colectaron 13 especímenes en total, de los cuales 10 (76.93%) se colectaron mediante las trampas de
luz: 3 (23.08%) en época seca y 7 (53.85%) en época lluviosa. Otros 2 especímenes (15.38%) se capturaron mediante la colecta directa o
manual, 1 espécimen (7.69%) en cada época del año. Finalmente, 1 sólo espécimen se colectó en las trampas amarillas y fue durante la época
lluviosa, con lo que esta época (lluviosa) se convierte en la mejor época en la que se colectaron especímenes de Hypolampsis sp. 4 (9
especímenes que representan un 69.23% contra 4 individuos –30.77%- colectados en la época seca).
31. Hypolampsis sp. 5
Especie poco común de la que en total se colectaron 5 especímenes, 3 de ellos (60%) se capturaron por medio de las trampas de Malaise: 2 en
época seca (40%) y 1 en época lluviosa (20%). Otro espécimen (20%) se colectó durante la época lluviosa mediante las trampas amarillas.
Solamente 1 espécimen de Hypolampsis sp. 5 se colectó en forma directa y fue durante la época seca.
32. Isotes sexpunctata
Es una especie muy extraña en el sitio de la investigación (Valle del Silencio) lo cual no se cumple en otros lugares, en donde Isotes
sexpunctata es bastante común. El único espécimen capturado se obtuvo mediante colecta directa durante la época seca.
33. Lobispa sp.
Es otra de las especies muy raras de encontrar, pues durante el período de la investigación, solamente se logró capturar 1 espécimen por medio
de las Trampas de Malaise y en fue época lluviosa.
85
34. Longitarsus sp. 1
Especie poco común de la que se colectaron 9 especímenes en total, 6 de ellos (66.66%) en las trampas amarillas, 2 (22.22%) en las trampas de
Malaise y 1 (11.11%) en las trampas de intersección. Durante la época seca se colectaron 3 especímenes (33.33%) mientras que en la época
lluviosa se colectó el doble (6 especímenes = 66.66%).
35. Longitarsus sp. 2
La abundancia de individuos de esta especie es muy reducida, pues durante el período de la investigación solamente se colectaron 7
especímenes: 3 de ellos mediante las trampas amarillas (1 en época seca y 2 en época lluviosa), otros 2 especímenes se obtuvieron de las
trampas de Malaise (ambos en época lluviosa) y 2 más se colectaron en forma directa (1 espécimen en cada época), de manera que la mayoría
de los especímenes colectados (5 individuos = 71.43%) se obtuvieron durante la época lluviosa y sólo 2 (28.57%) durante la época seca.
36. Lupraea sp. 1
Es una especie muy rara de la cual se colectaron únicamente 2 especímenes: uno en cada época del año (el de la época lluviosa se colectó
mediante las trampas amarillas y el de la época seca se colectó en forma directa).
37. Lupraea sp. 2
Esta especie es aún más rara, pues él único espécimen colectado se obtuvo de las trampas de Malaise durante la época lluviosa.
38. Lupraea viridis
Se trata de una especie relativamente común que puede encontrarse con frecuencia en ambas época del año. Durante el período de la
investigación se colectaron 13 especímenes (41.93%) en la época lluviosa y 18 especímenes (58.07%) en la época seca. El método de colecta
más eficiente para capturar esta especie fue la colecta directa, mediante la cual se obtuvieron 26 especímenes (lo cual representa el 83.87% de
los especímenes de esta especie colectados). Mediante golpe de vegetación se capturaron 4 especímenes (12.90%) y 1 espécimen se colectó en
época seca mediante las trampas de Malaise.
39. Margaridisa sp.
Es una especie de la cual se colectaron 30 especímenes, lo cual la hace relativamente común. Sin embargo la mayor proporción de individuos
de esta especie colectados se obtuvo durante la época lluviosa: 21 especímenes (que representan el 70% de la especie), de manera que durante
la época seca solamente se colectaron 9 individuos (30%). De los 30 especímenes colectados, 13 (43.22%) se obtuvieron mediante las trampas
de Malaise, 12 (40%) de las trampas amarillas, 3 (10%) con golpe de vegetación y 2 (6.67%) mediante la colecta directa.
86
40. Metrioidea sp. 1
Esta es una especie bastante común que cuenta con 51 especímenes colectados, 49 de los cuales se capturaron en el período de la época seca
(esta cantidad equivale al 96.07% de la colecta de la especie). Los otros 2 especímenes se colectaron en época lluviosa: uno mediante las
trampas de Malaise y el otro con golpe de vegetación (sombrereta). Analizando los datos del cuadro 2, tenemos que 1 sólo espécimen
Metrioidea sp. 1 se colectó en las trampas de luz, 25 especímenes (49.02%) se colectaron en forma directa o manual, 18 (35.29%) se capturaron
haciendo golpe de vegetación y 7 individuos más (13.72%) se obtuvieron de las trampas de Malaise.
41. Metrioidea sp. 2
Esta especie es poco común, pues de ella se colectaron únicamente 14 especímenes, de los cuales 6 (42.85%) se obtuvieron de las trampas de
Malaise, 4 (28.57%) se capturaron en las trampas de luz, 2 (14.29%) se colectaron en forma directa y en las trampas de intersección y amarillas
cayó 1 espécimen en cada una de ellas. Otro dato importante es que la mayoría de los especímenes colectados (12 individuos, que representan
el 85.71%) se capturaron durante la época lluviosa, mientras que solamente 2 de ellos (14.29%) se colectaron en la época seca.
42. Metrioidea sp. 3
Se trata de una especie poco común de la que en total se colectaron 13 especímenes, la gran mayoría de ellos (12 individuos que representan el
92.31%) se capturaron en época lluviosa y sólo 1 espécimen (7.69%) se colectó en época seca. De los 13 especímenes colectados, 5 se
capturaron en forma directa, 3 por medio de las trampas de Malaise, 3 mediante las trampas de luz y 2 con golpe de vegetación.
43. Metrioidea sp. 4
Es una especie muy rara de la cual se colectaron únicamente 2 especímenes, ambos mediante golpe de vegetación en época seca.
44. Metrioidea sp. 5
Al igual que la especie anterior, es una especie muy poco común de la que se colectaron solamente 5 especímenes, todos ellos se capturaron
por medio de la sombrereta (golpe de vegetación) en la época seca.
45. Nasigona sp.
Es otra de las especies poco comunes, de la cual se colectaron sólo 3 especímenes: 2 por medio de la colecta directa y 1 mediante las trampas
de Malaise, todos en la época seca.
46. Neodiphaulaca sp.
Es una especie relativamente común de la que se colectaron 18 especímenes, la gran mayoría de ellos (15 individuos que representan el
83.33%) se capturaron durante la época seca, mientras que en la época lluviosa se capturaron solamente 3 (16.67%). En cuanto a los
especímenes capturados por metodología de colecta tenemos que mediante las trampas amarillas se colectaron 7 especímenes (38.89%),
mediante las trampas de Malaise se colectaron 6 especímenes (33.33%), otros 3 especímenes (16.67%) se colectaron en forma directa y sólo 2
individuos se capturaron utilizando la sombrereta (golpe de vegetación).
87
47. Neothona sp.
Especie muy poco común de la cual solamente se lograron capturar 3 especímenes, todos mediante las trampas amarillas: 2 individuos en época
seca y 1 en época lluviosa.
48. Oomorphus sp.
Esta especie también es muy poco común. De ella se colectaron solamente 2 especímenes: 1 mediante las trampas de Malaise y 1 colectado en
forma directa, ambos capturados en época seca.
49. Paratriarius sp
Especie poco común de la que solamente se colectaron 5 especímenes, 3 de ellos en época seca y 2 en época lluviosa. En las trampas de
Malaise y mediante colecta directa se capturó 1 espécimen en cada una de ellas. Los restantes 3 especímenes se colectaron mediante las
trampas de luz.
50. Philactitus sp.
Especie poco común de la cual sólo 1 de los 11 especímenes colectados se capturó en época seca, el cual se colectó mediante golpe de
vegetación. Los restantes 10 especímenes se colectaron en la época lluviosa de la siguiente manera: 1 espécimen mediante las trampas
amarillas, 8 individuos mediante las trampas de Malaise y 1 espécimen mediante las trampas de intersección.
51. Platyphora decorata
Es una especie sumamente rara, pues solamente se logró capturar 1 espécimen durante la época seca y de forma manual.
52. Platyphora panamensis
Es otra especie sumamente rara, pues solamente se logró capturar 1 espécimen durante la época seca y de forma manual.
53. Sphaeronychus fulvus
Es una de las especies más comunes. De ella se lograron capturar 121 especímenes, de los cuales 32 individuos (26.44%) se capturaron en la
época seca y los restantes 89 especímenes (73.56%) se colectaron en la época lluviosa, lo cual apunta hacia una mayor abundancia de
individuos durante la época lluviosa, quizá debido a un aumento en el tamaño de la población. Además, la metodología de colecta que más
frutos rindió en la colecta de esta especie en particular fue las trampas de Malaise, mediante las cuales se logró capturar el 78.5% de los
especímenes de Sphaeronychus fulvus colectados (95 de 121). Por medio de las trampas amarillas se colectaron 11 especímenes que
representan el 9.09% y en las trampas de intersección cayeron 8 especímenes (6.61%). Por otro lado, mediante golpe de vegetación y colecta
directa se lograron capturar 6 (4.96%) y 1 (0.83%) especímenes respectivamente.
88
54. Sphaeronychus sp.
Especie bastante extraña de la cual solamente se logró capturar 1 espécimen -en época lluviosa- mediante la técnica de golpe de vegetación.
55. Stenispa sp.
De esta especie se lograron capturar 30 especímenes, 20 de los cuales (66.66%) se colectaron por medio de la técnica de golpe de vegetación:
16 en época lluviosa y 4 en época seca. Mediante la colecta directa se capturaron otros 7 especímenes (23.34%): 5 en época lluviosa y 2 en
época seca. 2 especímenes más cayeron en las trampas de Malaise (1 espécimen en cada época). Por medio de las redes de barrido y de Noyes
se capturó 1 sólo espécimen, casualmente en la época lluviosa. Resumiendo, tenemos que en la época lluviosa se logró capturar el 76.66% de la
especie (23 especímenes) y que durante la época seca se colectó el 23.34% de la especie (7 especímenes).
56. Stolas sp.
Esta especie es bastante extraña en un sitio como el Valle del Silencio, pero es muy común en otros sitios de menor altitud como Casa Coca y
Altamira (lugares que están en el sendero hacia el Valle del Silencio). De esta especie solo se logró capturar 2 especímenes, los cuales se
colectaron durante la época seca y mediante la técnica de colecta directa.
57. Syphrea sp. 1
Sin duda, esta es una de las especies más abundantes, pues se ella se colectaron 157 especímenes que provienen de todas las metodologías de
colecta y de ambas épocas del año. Sin embargo, fue mediante las trampas amarillas que se logró capturar la mayoría de estos insectos: 96
especímenes que representan el 61.14% de la especie (38 y 58 individuos en la época seca y lluviosa respectivamente). La colecta directa
permitió capturar 19 especímenes (12.10% de la especie): 3 individuos en época seca y 16 en la lluviosa. Golpeando la vegetación se colectaron
18 especímenes (11.46%): 3 en época seca y 15 en época lluviosa. Con las redes de Noyes y de barrido se capturaron 12 especímenes (7.64%),
todos en época lluviosa. Por medio de las trampas de Malaise se colectaron 10 especímenes (6.37%) 3 en época seca y 7 en época lluviosa.
Mediante las trampas de intersección y de luces se colectó 1 espécimen en cada una (ambas en época lluviosa).
58. Syphrea sp. 2
Esta es una especie poco común de la que en total se colectaron 5 especímenes, de los cuales 4 (80%) se capturaron por medio de las trampas
amarillas (2 individuos en cada época -seca y lluviosa.-) Solamente 1 espécimen se colectó golpeando la vegetación.
59. Syphrea sp. 3
Otra especie rara de la que se colectó solamente 1 espécimen, el cual se capturó en las trampas amarillas durante la época lluviosa.
89
60. Syphrea sp. 4
Especie muy poco común de la que en total se colectaron 2 especímenes, ambos se capturaron en las trampas amarillas durante la época seca.
61. Syphrea sp. 5
De esta especie se colectó únicamente 1 espécimen, el cual se capturó golpeando la vegetación durante la época lluviosa.
62. Syphrea sp. 6
Especie poco común de la que se colectaron 4 especímenes, 2 de ellos se capturaron en las trampas amarillas durante la época lluviosa, 1 se
colectó golpeando la vegetación en época seca y el otro se colectó en forma directa durante la época lluviosa.
63. Varicoxa sp.
Es una especie poco común de la cual se colectaron 15 especímenes repartidos de la siguiente manera: en las metodologías de colecta golpe de
vegetación y trampas amarillas se capturaron 4 especímenes (26.67%) en cada una de ellas, en la primera (golpe de vegetación) los 4
individuos se colectaron durante la época lluviosa y en la segunda (trampas amarillas) se colectaron 3 individuos en la época seca y 1 en la
lluviosa. En las trampas de Malaise se colectaron 3 especímenes (20.0%): 1 en época seca y 2 en época lluviosa. Mediante la colecta directa y
las trampas de intersección se colectaron 4 especímenes: 2 en cada una de ellas, 1 en cada época del año. Resumiendo, se colectaron 6
especímenes (40.0%) durante la época seca y 9 especímenes (60.0%) durante la época lluviosa.
64. Walterianella sp. 1
Es una de las especies comunes. De ella se colectaron 39 especímenes, la mayoría de los cuales (22 individuos = 56.41%) se capturaron en
forma directa: 2 especímenes en época seca y 20 en la lluviosa. En las trampas de Malaise cayeron 13 especímenes (33.34%): 4 en época seca y
9 en la lluviosa. Golpeando la vegetación se colectaron 3 especímenes (7.69%), todos en época seca. En las trampas amarillas cayó sólo 1
espécimen (durante la época lluviosa). En resumen, esta especie parece presentar un aumento de población durante la época lluviosa, en la cual
se colectaron 30 especímenes contra sólo 9 que se capturaron durante la época seca.
65. Walterianella sp. 2
Especie poco común de la que se colectaron 10 especímenes, de los cuales 6 (60.0%) se capturaron en forma directa (3 individuos en la época
seca y 3 en la lluviosa). Los restantes 4 especímenes se colectaron durante la época seca mediante las trampas amarillas, trampas de Malaise,
trampas de luz y golpe de vegetación (1 espécimen en cada una de dichas metodologías de colecta), de manera que 7 de los 10 especímenes
(70.0%) se colectaron en época seca.
66. Walterianella sp. 3
Especie muy poco común de la cual se colectaron 2 especímenes (ambos en época seca): 1 golpeando la vegetación y el otro en forma directa.
90
Comparación entre el número de especímenes colectados por cada época (seca y lluviosa)
Al sumar los subtotales de los especímenes colectados durante la época lluviosa de cada una de las metodologías de colecta (en su respectivo
orden: trampas amarillas, trampas de Malaise, golpe de vegetación, colecta directa, trampas de luz, trampas de intersección y redes de barrido y
de Noyes) tenemos el siguiente resultado: 367 + 225 + 200 + 141 + 87 + 51 + 16 = 1087 especímenes, lo cual corresponde al 61.94% 10 del
total de los especímenes colectados durante el proceso de la investigación. Aplicando el mismo razonamiento para los especímenes colectados
durante la época seca obtenemos el siguiente resultado: 232 + 108 + 89 + 147 + 83 + 9 + 0 = 668 especímenes, cantidad que representa el
38.06% del total de los especímenes colectados durante el proceso de la investigación. Con estos resultados se concluye que durante la época
lluviosa se colectó una mayor cantidad de especímenes de Chrysomelidae.
Comparación entre el número total de especímenes colectados por cada método de colecta
Haciendo una sumatoria de los subtotales de los especímenes colectados en la época seca, mas los especímenes de la época lluviosa de cada
metodología de colecta, obtenemos los siguientes resultados: en las trampas amarillas se logró colectar la mayor cantidad de especímenes: 599
individuos que representan el 34.13% del total de especímenes colectados (1755), en las trampas de Malaise cayeron 333 especímenes: un
18.97% del total de los especímenes colectados. La metodología de colecta golpe de vegetación permitió capturar 289 especímenes, o sea, el
16.47% del total de la colecta, porcentaje muy similar al de la metodología de colecta directa (16.41%) mediante la cual se colectaron 288
especímenes. A las trampas de luz llegaron en total 170 Crisomélidos (9.69%), en tanto que con las trampas de intersección se colectaron 60
especímenes de Chrysomelidae (3.42%) y sólo un 0.91% (16 especímenes) se colectaron por medio de las redes de barrido y de Noyes. De
acuerdo a los resultados obtenidos para esta investigación (recordando de nuevo que estos números pueden cambiar fácilmente al variar por
ejemplo la cantidad de trampas instaladas o las condiciones del tiempo atmosférico), se concluye que la metodología de colecta que más frutos
rindió en cuanto a cantidad de especímenes fueron las trampas amarillas. Le siguen (en orden descendente) las trampas de Malaise, golpe de
vegetación (sombrereta), colecta directa o manual, trampas de luz, trampas de intersección y redes de barrido y de Noyes.
Comparación entre el número de especies colectadas por cada época (seca y lluviosa)
Si hacemos un recuento de todas las especies que se colectaron en cada una de las épocas, obtenemos el siguiente resultado: de las 66 especies
colectadas, 50 de ellas (75.76%) se capturaron durante la época lluviosa. Para la época seca tenemos que se colectaron 55 de esas 66 especies,
lo cual representa un 83.33% (lógicamente hay especies repetidas que cuentan en número para ambas épocas; las exclusivas de cada época se
analizan en seguida). En conclusión, aunque en la época lluviosa se colectó mucho más cantidad de especímenes que en la época seca,
pareciera irónico, pero fue precisamente en la época seca cuando se colectó la mayor cantidad (y por ende, diversidad) de especies.
10
Estos porcentajes se calculan mediante la sencilla regla de tres.
91
Número total de especies colectadas por método de colecta y su respectivo porcentaje con respecto al total de las especies
La metodología de colecta que más especímenes permitió capturar no necesariamente fue la que más cantidad de especies (biodiversidad)
permitió inventariar. De esta manera, la metodología de colecta directa permitió colectar 40 de las 66 especies de Crisomélidos inventariadas,
lo cual representa el 60.60%. En las trampas de Malaise cayó una especie menos que en la colecta directa: 39 en total, eso significa que este
tipo de metodología tuvo un rendimiento del 59.09%. Por su parte, las trampas amarillas aportaron 38 especies de las 66 que en total se
colectaron (un 57.57%). El golpe de la vegetación con sombrereta permitió capturar 34 especies (51.51%), o sea, que casi la mitad de las
especies de Chrysomelidae inventariadas se lograron capturar mediante este método de colecta. En las trampas de intersección, trampas de luz
y redes de barrido y de Noyes se colectaron 16, 14 y 5 especies respectivamente.
Comparación entre el número de especies exclusivas colectadas por cada época (seca y lluviosa)
Analizando el cuadro 2, durante la época seca se colectaron 14 especies exclusivas de ese período, es decir, que no se colectaron durante la
época lluviosa. Por otra parte, durante la época lluviosa se colectaron 13 especies que aparecieron únicamente en ese lapso de tiempo que
presenta una mayor precipitación. De nuevo la época seca “rindió mayores frutos” que la lluviosa, en cuanto a diversidad biológica se refiere.
Comparación entre el número de especies exclusivas colectadas por cada metodología de colecta
En este caso, coincide la metodología de colecta que más cantidad de especímenes permitió colectar con la que más especies únicas (que no se
colectaron mediante otras metodologías) permitió capturar: las trampas amarillas; en ellas se colectaron 6 especies exclusivas que no hubiera
sido posible inventariar sin haber incluido tales trampas en la metodología de colecta de esta trabajo. De este mismo modo, las trampas de
Malaise, la colecta directa y el golpe de vegetación aportaron 15 especies exclusivas (5 para cada una de ellas) que justifican muy bien el uso
de tales metodologías de colecta en el trabajo de campo de esta investigación. Las trampas de luz y las de intersección permitieron capturar 2 y
1 especies exclusivas para cada una de ellas respectivamente. La redes de barrido y de Noyes no aportaron especies exclusivas para tales
metodologías de colecta al menos durante el período de tiempo de esta investigación.
Nota: Cuadro realizado por Róger González Tenorio con base en el análisis de los datos del cuadro Número 2.
92
Cuadro 5. Número de especies en común colectadas por época (seca o lluviosa) entre las diferentes metodologías de colecta
empleadas y su respectivo índice de similitud según el Coeficiente de Similitud de Jaccard (Moreno, 2001).
Metodologías
de colecta
Colecta directa
o manual
Trampas de
Malaise
Trampas
amarillas
Colecta
directa o
manual
Trampas
de
Malaise
Trampas
Golpe de
vegetación
(sombrereta)
Trampas de
intersección
Trampas de
luz
Red de
barrido
y Noyes
17
19
(0.42) (0.53)
29 (0.58)
12
18
15
21
(0.27) (0.44)
(0.39) (0.49)
amarillas
24 (0.44)
24 (0.45)
12
17
14
16
11
13
Golpe de
(0.31) (0.56) (0.41) (0.44) (0.30) (0.30)
vegetación
(sombrereta)
25 (0.51)
25 (0.52)
21 (0.41)
4
7
6
11
7
13
4
8
Trampas
(0.12) (0.26) (0.21) (0.34) (0.27) (0.38)
(0.16) (0.30)
de
intersección
7 (0.14)
14 (0.34)
16 (0.42)
12 (0.32)
7
8
5
7
3
6
3
6
1
4
Trampas
(0.20) (0.26) (0.17) (0.21) (0.09) (0.15)
(0.11) (0.22) (0.07) (0.20)
de
luz
12 (0.29)
10 (0.23)
8 (0.18)
8 (0.31)
5 (0.20)
0
5
0
5
0
4
0
5
0
4
0
3
Red de
(0)
(0.20) (0)
(0.16) (0)
(0.11)
(0)
(0.23) (0)
(0.20) (0)
(0.23)
barrido y
Noyes
5 (0.12)
5 (0.13)
4 (0.13)
5 (0.15)
4 (0.29)
3 (0.31)
Nota: Cuadro realizado por Róger González Tenorio con base en los datos presentados en el cuadro Número 2. Los respectivos
índices de similitud se desarrollaron por aparte mediante la fórmula de Jaccard (pág. 84) y solamente se presentan los resultados.
93
Previo al análisis de los datos presentados en el cuadro anterior, intentaré explicar en
forma resumida la forma en que se obtuvieron tales datos, ya que aquí importa conocer
tanto los resultados como la forma en que se llegó a ellos, aunque sin profundizar
demasiado en el tema de la matemática.
Según Moreno, 2001, los estudios sobre la medición de la biodiversidad se han
centrado en la búsqueda de parámetros para caracterizarla como una propiedad
emergente de las comunidades ecológicas. Sin embargo, las comunidades no están
aisladas en un entorno neutro. En cada unidad geográfica, en cada paisaje se encuentra
un número variable de comunidades. Por ello, para comprender los cambios de la
biodiversidad con relación a la estructura del paisaje, la separación de los componentes
alfa, beta y gamma (Whittaker, 1972) puede ser de gran utilidad, principalmente para
medir y monitorear los efectos de las actividades humanas (Halffer, 1998). La
diversidad alfa es la riqueza de especies de una comunidad particular a la que
consideramos homogénea, la diversidad beta es el grado de cambio o reemplazo en la
composición de especies entre diferentes comunidades de un paisaje, y la diversidad
gamma es la riqueza de especies del conjunto de comunidades que integran el paisaje,
resultante tanto de las diversidades alfa como de las diversidades beta (Whittaker, 1972).
En un siglo de tantas transformaciones de los ecosistemas naturales, conviene en gran
manera analizar la biodiversidad de esta manera, pues una simple lista de las especies que
habitan en un sitio determinado no es la gran cosa. Si el objetivo final es hacer un
monitoreo del efecto de los cambios en el ambiente, se necesita contar con información
de la diversidad biológica tanto en las comunidades naturales como en las intervenidas
(diversidad alfa), así como la tasa de cambio en la biodiversidad entre distintas
comunidades de un mismo sitio (diversidad beta) para conocer su contribución a nivel
regional (diversidad gamma) y así diseñar estrategias de conservación e implementar
acciones concretas a escala local (Moreno, 2001).
Ahora bien, entre los tres tipos de mediciones de la biodiversidad ya mencionados
(alfa, beta y gamma), en esta sección se escogió la medición de la diversidad beta o entre
hábitats, porque es el grado de reemplazamiento de especies (cambio biótico) a través de
gradientes ambientales (Whittaker, 1972 citado por Moreno, 2001). La diferencia entre
esos tres tipos de diversidades es que las diversidades alfa y gamma se pueden medir
fácilmente en función del número de especies, mientras que la diversidad beta se basa en
proporciones o diferencias (Magurran, 1998 citado por Moreno, 2001) que se pueden
evaluar con base en índices o coeficientes de similitud, de disimilitud o de distancia entre
las muestras a partir de:
a-) Datos cualitativos como la presencia o ausencia de especies,
b-) Cuantitativos como la abundancia proporcional de cada especie medida como
número de individuos, biomasa, densidad, etc.
c-) Índices de diversidad beta propiamente dichos (Magurran, 1998; Wilson y
Shmida, 1984 citados por Moreno, 2001).
Los índices de similitud / disimilitud como el Coeficiente de Similitud de Jaccard,
expresan el grado en que dos muestras (en el caso de esta investigación, las especies o
especímenes colectados en la época seca son una muestra y los colectados en la época
lluviosa son otra muestra) son semejantes entre sí por las especies que hay en cada una de
ellas (Moreno, 2001).
94
El Coeficiente de Similitud de Jaccard se expresa por la fórmula matemática:
I j = ____c___
a+b–c
donde
a = número de especies presentes en la muestra o sitio A (época seca)
b = número de especies presentes en la muestra o sitio B (época lluviosa)
c = número de especies presentes en ambas muestras o sitios.
El intervalo de valores para este índice va de 0 (cero) cuando no hay especies
compartidas entre ambas muestras (o sitios), hasta 1 (uno) cuando las dos muestras o
sitios tienen la misma composición de especies (Moreno, 2001). Al repasar una y otra vez
los datos del cuadro 2, es como se obtuvieron los datos del cuadro 5, donde se presenta el
número de especies en común que se colectaron en las dos épocas del año y entre dos
metodologías de colecta: trampas de Malaise Vrs. colecta directa, trampas amarillas Vrs.
colecta directa, trampas amarillas Vrs. trampas de Malaise, golpe de vegetación Vrs.
colecta directa, golpe de vegetación Vrs. trampas de Malaise, golpe de vegetación Vrs.
trampas amarillas, trampas de intersección Vrs. colecta directa, trampas de intersección
Vrs. trampas de Malaise, trampas de intersección Vrs. trampas amarillas, trampas de
intersección Vrs. golpe de vegetación, trampas de luz Vrs. colecta directa, trampas de luz
Vrs. trampas de Malaise, trampas de luz Vrs. trampas amarillas, trampas de luz Vrs.
golpe de vegetación, trampas de luz Vrs. trampas de intersección, redes de barrido y de
Noyes Vrs. colecta directa, redes de barrido y de Noyes Vrs. trampas de Malaise, redes de
barrido y de Noyes Vrs. trampas amarillas, redes de barrido y de Noyes Vrs. golpe de
vegetación, redes de barrido y de Noyes Vrs. trampas de intersección y redes de barrido y
de Noyes Vrs. trampas de luz.
La explicación de los datos presentados en el cuadro 5 es la siguiente: mediante las
trampas de Malaise se colectaron 29 especies que también se obtuvieron mediante la
colecta directa: de esas 29 especies (las cuales se buscaron una a una en el cuadro 2) hay
17 que se colectaron en la época seca tanto en las trampas de Malaise como en forma
directa, y hay 19 especies que se colectaron en la época lluviosa mediante la colecta
directa y en las trampas de Malaise, obviamente de esas 17 y 19 especies varias se repiten
para la época lluviosa en la época seca y viceversa, de manera que la suma de 17 + 19 no
es 29, esto sucede para el resto de los casos que se presentan a continuación. Los índices
de similitud entre métodos de colecta y entre épocas del año (que aparecen entre
paréntesis bajo cada cantidad de especies en común) se ordenaron en forma descendente
en los cuadros 6, 7 y 8 para ser analizados por separado en una forma más legible.
Continuando con el análisis de los datos del cuadro 5, al comparar las trampas
amarillas con la colecta directa nos damos cuenta que hay 24 especies en común que se
colectaron en cada una de ellas. De esas 24 especies, 12 se colectaron en la época seca de
ambas metodologías de colecta (trampas amarillas y colecta directa) y 18 se colectaron en
la época lluviosa tanto en las trampas amarillas como mediante colecta directa.
Comparando las trampas amarillas con las trampas de Malaise, se concluye que hay
24 especies que fueron capturadas en ambas trampas, en este caso, de esas 24 especies
hay 15 que se colectaron en época seca de ambas metodologías de colecta y 21 que se
colectaron en la época lluviosa tanto en las trampas amarillas como en la Malaise.
95
A continuación se compara la metodología de golpe de vegetación con las
metodologías:
a-) Colecta libre: hay 25 especies en común que se colectaron en ambas metodologías de
colecta, de las cuales 12 especies se colectaron en la época seca de cada una de dichas
metodologías (golpe de vegetación y sombrereta) y 17 especies se colectaron en la
lluviosa de ambas metodologías.
b-) Trampas de Malaise: en estas trampas cayeron 25 especies que también se
colectaron mediante golpe de vegetación. De esas 25 especies hay 14 que se capturaron
en la época seca tanto en las trampas de Malaise como en golpe de vegetación y hay 16
especies que se colectaron en época lluviosa de ambas metodologías de colecta).
c-) Trampas amarillas: golpeando la vegetación se colectaron 21 especies que también
se colectaron en las trampas amarillas, de las cuales, 11 especies se capturaron en la
época seca tanto de las trampas amarillas como del golpe de vegetación y 13 especies se
colectaron durante la época lluviosa de cada una de dichas métodos de colecta).
Ahora la comparación se da entre las trampas de intersección y:
a-) Colecta directa: Hay 7 especies en común que se colectaron en ambas metodologías
de colecta y de ellas, 4 se capturaron durante la época seca y 7 durante la lluviosa tanto en
las trampas de intersección como en colecta directa.
b-) Trampas de Malaise: en las trampas de Malaise se colectaron 14 especies que
también se capturaron con las trampas de intersección, de esas 14 especies, 6 se
colectaron en la época seca y 11 en la época lluviosa de cada una de dichas metodologías.
c-) Trampas amarillas: en las trampas amarillas cayeron 16 especies que también se
capturaron en las trampas de intersección. De ellas hay 7 especies que se colectaron en la
época seca tanto en las trampas amarillas como en las trampas de intersección y hay 13
especies que se colectaron en la época lluviosa de ambas metodologías mencionadas).
d-) Golpe de vegetación: hay 12 especies que se colectaron tanto mediante golpe de
vegetación como en las trampas amarillas, 4 de esas especies coinciden en la época seca
de cada una de dichas metodologías y otras 8 especies coinciden en la época lluviosa de
las trampas de intersección y el golpe de vegetación.
En seguida se compara las trampas de luz con:
a-) Colecta directa: este tipo de colecta permitió colectar 12 especies que también se
colectaron en las trampas de luz, de las cuales 7 especies coinciden en la época seca y 8
en la época lluviosa de ambas metodologías.
b-) Trampas de Malaise: hay 10 especies que se capturaron en las trampas de Malaise
que también llegaron a las trampas de luz, 5 de esas especies coincidieron en la época
seca y 7 en la lluviosa.
c-) Trampas amarillas: en las trampas amarillas se colectaron 8 especies que también
cayeron en las trampas de luces, de esas 8 especies 3 coinciden en la época seca y 6 en la
lluviosa.
d-) Golpe de vegetación: al igual que en el caso anterior, de las 8 especies que se
colectaron en total tanto en las trampas de luz como mediante golpe de vegetación, hay 3
que coinciden en la época seca y 6 en la lluviosa.
e-) Trampas de intersección: de las 66 especies de Chrysomelidae colectadas en el
Valle del Silencio, 5 de ellas se capturaron tanto en las trampas de luz como en las
96
trampas de intersección, de esas 5 especies 1 es común para la época seca de ambas
metodologías y 4 lo son para la época lluviosa.
Al comparar las redes de barrido y de Noyes con las metodologías de colecta directa,
trampas de Malaise y trampas de intersección, nos damos cuenta que en cada uno de los
casos hay 5 especies en común y que en las tres comparaciones, las especies coinciden
únicamente para la época lluviosa.
Para las comparaciones redes de barrido y de Noyes Vrs. Trampas amarillas y de
intersección, se concluye que en cada uno de los casos hay 4 especies en común que
coinciden únicamente en la época lluviosa. Finalmente, hay 3 especies en común
capturadas tanto en las trampas de luz como en las redes de barrido y de Noyes, las cuales
coinciden únicamente para la época lluviosa.
El cuadro Nº 6 presenta las comparaciones hechas entre las diferentes metodologías
de colecta de acuerdo a la similitud de especies colectadas en cada una de ellas. Luego,
en orden decreciente continúa bajando el índice de similitud de Jaccard a medida que
difiere el grado de parentesco de cada uno de los pares de metodologías de colecta
comparados.
De esta manera, las trampas de Malaise y la colecta directa son las dos metodologías
de colecta más similares entre sí en cuanto a especies colectadas se refiere. Por otra parte,
las redes de barrido y de Noyes Vrs. las trampas amarillas y las de Malaise son las dos
metodologías de colecta más diferentes entre sí de acuerdo a las especies que se
capturaron en cada una de ellas.
Los cuadros 7 y 8 muestran el índice de similitud de Jaccard aplicados para las
diferentes metodologías de colecta en las épocas seca y lluviosa respectivamente. En la
primera (época seca = cuadro 7) las dos metodologías de colecta más similares en cuanto
a las especies colectadas en cada una de ellas son (al igual que en la comparación general
de metodologías = cuadro 6) las trampas de Malaise y la colecta directa, sin embargo, el
hecho que durante la época seca no se hayan recolectado especies ni especímenes de
Chrysomelidae mediante las redes de Noyes y barrido hace que el índice de similitud sea
de cero (0) en las comparaciones red de barrido y de Noyes Vrs. trampas de intersección,
golpe de vegetación (sombrereta), trampas de luz, trampas de Malaise, trampas amarillas
y colecta directa o manual.
Las metodologías de colecta comparadas entre sí de acuerdo a las especies capturadas
únicamente en la época lluviosa se presenta en el cuadro 8. En este caso, las metodologías
golpe de vegetación (sombrereta) Vrs. colecta directa o manual son las más semejantes
entre sí, sin embargo el índice de similitud de Jaccard llega a sólo 0.56, lo cual quiere
decir que en ambas metodologías se colectaron bastantes especies diferentes. Las redes de
barrido y de Noyes Vrs. trampas amarillas son las dos metodologías de colecta con mayor
diferencia de especies capturadas en cada una de ellas, pues el índice de similitud de
Jaccard tan sólo llegó a 0.11.
En conclusión, en ninguna de las comparaciones de las metodologías de colecta el
índice de similitud de Jaccard llegó a uno (1), por lo cual las metodologías de colecta
empleadas son lo bastante diferentes entre sí (en cuanto a colecta de especies diferentes)
como
para
justificar
el
uso
de
todas
y cada
una
de
ellas.
97
Cuadro 6. Similitud de métodos de colecta empleados de acuerdo al índice de similitud de las especies colectadas * durante la
investigación.
Metodologías de colecta comparadas entre sí
Índice de similitud de las especies colectadas entre las
diversas metodologías de colecta empleadas*
1. Trampas de Malaise Vrs. Colecta directa o manual
0.58
2. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Trampas de Malaise
0.52
3. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Colecta directa o manual
0.51
4. Trampas Amarillas Vrs. Trampas de Malaise
0.45
5. Trampas Amarillas Vrs. Colecta directa o manual
0.44
6. Trampas de Intersección Vrs. Trampas Amarillas
0.42
7. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Trampas Amarillas
0.41
8. Trampas de Intersección Vrs. Trampas de Malaise
0.34
9. Trampas de Intersección Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.32
10. Trampas de Luz Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.31
11. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Luz
0.31
12. Trampas de Luz Vrs. Colecta directa o manual
0.29
13. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Intersección
0.29
14. Trampas de Luz Vrs. Trampas de Malaise
0.23
15. Trampas de Luz Vrs. Trampas de Intersección
0.20
16. Trampas de Luz Vrs. Trampas Amarillas
0.18
17. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.15
18. Trampas de Intersección Vrs. Colecta directa o manual
0.14
19. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Malaise
0.13
20. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas Amarillas
0.13
Nota: el cuadro anterior fue desarrollado por Róger González Tenorio con base en los resultados obtenidos en el cuadro número 5.
*
Según el Coeficiente de Similitud de Jaccard, (Moreno, 2001).
98
Cuadro 7. Similitud de métodos de colecta empleados de acuerdo al índice de similitud de las especies colectadas * durante la época
seca.
Metodologías de colecta comparadas entre sí
Índice de similitud de las especies colectadas entre las
diversas metodologías de colecta empleadas*
1. Trampas de Malaise Vrs. Colecta directa o manual
0.42
2. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Trampas de Malaise
0.41
3. Trampas Amarillas Vrs. Trampas de Malaise
0.39
4. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Colecta directa o manual
0.31
5. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Trampas Amarillas
0.30
6. Trampas de Intersección Vrs. Trampas Amarillas
0.27
7. Trampas Amarillas Vrs. Colecta directa o manual
0.27
8. Trampas de Intersección Vrs. Trampas de Malaise
0.21
9. Trampas de Luz Vrs. Colecta directa o manual
0.20
10. Trampas de Luz Vrs. Trampas de Malaise
0.17
11. Trampas de Intersección Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.16
12. Trampas de Intersección Vrs. Colecta directa o manual
0.12
13. Trampas de Luz Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.11
14. Trampas de Luz Vrs. Trampas Amarillas
0.09
15. Trampas de Luz Vrs. Trampas de Intersección
0.07
16. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Intersección
0
17. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0
18. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Luz
0
19. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Malaise
0
20. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas Amarillas
0
21. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Colecta directa o manual
0
Nota: el cuadro anterior fue desarrollado por Róger González Tenorio con base en los resultados obtenidos en el cuadro número 5.
*
Según el Coeficiente de Similitud de Jaccard, (Moreno, 2001).
99
Cuadro 8. Similitud de métodos de colecta empleados de acuerdo al índice de similitud de las especies colectadas * durante la época
lluviosa.
Metodologías de colecta comparadas entre sí
Índice de similitud de las especies colectadas entre las
diversas metodologías de colecta empleadas*
1. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Colecta directa o manual
0.56
2. Trampas de Malaise Vrs. Colecta directa o manual
0.53
3. Trampas Amarillas Vrs. Trampas de Malaise
0.49
4. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Trampas de Malaise
0.44
5. Trampas Amarillas Vrs. Colecta directa o manual
0.44
6. Trampas de Intersección Vrs. Trampas Amarillas
0.38
7. Trampas de Intersección Vrs. Trampas de Malaise
0.34
8. Trampas de Intersección Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.30
9. Golpe de Vegetación (sombrereta) Vrs. Trampas Amarillas
0.30
10. Trampas de Luz Vrs. Colecta directa o manual
0.26
11. Trampas de Intersección Vrs. Colecta directa o manual
0.26
12. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.23
13. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Luz
0.23
14. Trampas de Luz Vrs. Golpe de Vegetación (sombrereta)
0.22
15. Trampas de Luz Vrs. Trampas de Malaise
0.21
16. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Intersección
0.20
17. Trampas de Luz Vrs. Trampas de Intersección
0.20
18. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Colecta directa o manual
0.20
19. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas de Malaise
0.16
20. Trampas de Luz Vrs. Trampas Amarillas
0.15
21. Red de Barrido y de Noyes Vrs. Trampas Amarillas
0.11
Nota: el cuadro anterior fue desarrollado por Róger González Tenorio con base en los resultados obtenidos en el cuadro número 5.
*
Según el Coeficiente de Similitud de Jaccard, (Moreno, 2001).
100
Cuadro 9. Número de especies en común colectadas únicamente entre las metodologías
de colecta pasiva y su respectivo índice de similitud según el Coeficiente de Similitud de
Jaccard (Moreno, 2001).
Metodologías
de colecta
Trampas
Malaise
de Trampas
amarillas
Trampas de
intersección
Época del año
Trampas
de
Malaise
Trampas
15
(0.39)
21
(0.49)
amarillas
6
11
7
13
Trampas
(0.21) (0.34) (0.27) (0.38)
de
intersección
Nota: cuadro elaborado por Róger González Tenorio con base en los resultados
presentados en el cuadro número 5.
Cuadro 10. Similitud de métodos de colecta pasiva de acuerdo al índice de similitud de
las especies colectadas* durante cada época.
Metodologías de colecta comparadas
entre sí
Índice de similitud de las especies
colectadas únicamente mediante
metodologías de colecta pasiva
según la época de colecta
Época del año
Trampas amarillas Vrs. Trampas de Malaise
0.39
0.49
Trampas de intersección Vrs. Trampas amarillas
0.27
0.38
Trampas de intersección Vrs. Trampas de Malaise
0.21
0.34
Nota: cuadro elaborado por Róger González Tenorio con base en los resultados
presentados en el cuadro número 5.
*
Según el Coeficiente de Similitud de Jaccard, (Moreno, 2001).
101
Cuadro 11. Número de especies en común colectadas únicamente entre las metodologías
de colecta activa y su respectivo índice de similitud según el Coeficiente de Similitud de
Jaccard (Moreno, 2001).
Metodologías
de colecta
Golpe
de Colecta directa Red
de Trampas
vegetación
o manual
barrido y de luz
(sombrereta)
Noyes
de
Época del año
Golpe de
vegetación
sombrereta)
12
17
Colecta
(0.33)
(0.56)
directa
o
manual
0
5
0
5
Red
de
(0)
(0.23)
(0)
(0.20)
barrido y de
Noyes
3
6
7
8
0
3
Trampas
(0.11)
(0.22)
(0.22)
(0.29)
(0)
(0.23)
De
luz
Nota: cuadro elaborado por Róger González Tenorio con base en los resultados
presentados en el cuadro número 5.
Cuadro 12. Similitud de métodos de colecta activa de acuerdo al índice de similitud de las
especies colectadas* durante cada época.
Metodologías de colecta comparadas
Índice de similitud de las especies
entre sí
colectadas únicamente mediante
metodologías de colecta pasiva
según la época de colecta
Época del año
Colecta directa-manual Vrs. Golpe de vegetación
(sombrereta)
Trampas de luz Vrs. Colecta directa-manual
Trampas de luz Vrs. Golpe de vegetación
(sombrereta)
Red de barrido y de Noyes Vrs. Golpe de
vegetación (sombrereta)
Trampas de luz Vrs. Red de barrido y de Noyes
Red de barrido y de Noyes Vrs. Colecta directamanual
Nota: cuadro elaborado por Róger González Tenorio
presentados en el cuadro número 5.
*
0.33
0.56
0.22
0.11
0.29
0.22
0
0.23
0
0
0.23
0.20
con base en los resultados
Según el Coeficiente de Similitud de Jaccard, (Moreno, 2001).
102
Lo que nos dicen los datos presentados en los cuadros 9 y 10 es lo siguiente: entre las
metodologías de colecta pasiva, las trampas que más se asemejan entre sí (por el número
acumulado de especies iguales) son las amarillas y las de Malaise, pues hay 15 especies
que se colectaron durante la época seca tanto en las trampas amarillas como en las de
Malaise, y hay 21 especies capturadas en la época lluviosa en cada una de dichas
metodologías. Luego le siguen las trampas de intersección comparadas con las amarillas,
en las cuales se colectaron 7 y 13 especies en las épocas seca y lluviosa respectivamente.
Por último, de las metodologías de colecta pasiva, las trampas que más difieren entre sí
por las especies que se capturaron en cada una de ellas (y en ambas) son las trampas de
intersección y las trampas de Malaise, pues solo hay 6 especies comunes para ambas
trampas en la época seca y 11 para la lluviosa.
En los cuadros 11 y 12 se expone la similud / diferencia entre las metodologías de
colecta activa, a saber: la colecta directa, golpe de vegetación, redes de barrido y de Noyes
y trampas de luz. Entre ellas, las más similares son la colecta directa y el golpe de
vegetación, pues hay 12 especies comunes para ambas técnicas que se colectaron en época
seca y 17 que se colectaron en época lluviosa. Luego le siguen las trampas de luz
comparadas con la colecta directa, en ellas hay 7 y 8 especies en común colectadas en la
época seca y la lluviosa respectivamente. Entre las trampas de luz y golpe de vegetación
hay 3 especies en común colectadas en ambas metodologías durante la época seca y 6
durante la lluviosa. Las redes de barrido y de Noyes comparadas con el golpe de
vegetación y con la colecta directa tienen 5 especies en común en ambos casos, en cada
uno de los cuales las 5 especies se colectaron en la época lluviosa. De acuerdo a los datos
presentados, se puede afirmar que de las metodologías de colecta activa, las trampas de luz
Vrs. las redes de barrido y de Noyes son las que más difieren en cuanto al resultado de
especies capturadas con cada uno de dichos métodos.
A continuación se presenta la identificación de cada especie de la familia
Chrysomelidae que se colectó en el Valle del Silencio, la cual aparece en la parte inferior
de cada figura11. La identificación de cada especie está compuesta por dos palabras que
aparecen en letra itálica, la primera palabra hace referencia al género al cual pertenece la
el espécimen, la segunda representa la especie misma que se expone. Cabe recordar que
muchos especímenes quedaron identificados “sp” pues no se pudo identificar por falta de
información taxonómica o bien porque la especie aún no se encuentra descrita12, lo cual
significa que se trata de una especie que se presume puede ser nueva para la ciencia o que
pudiera ser una variación de alguna especie ya descrita, pero hasta que un experto en la
materia no haga oficial una publicación científica donde incluya las características
fisiológicas y anatómicas propias de la especie en cuestión que la diferencie de las demás
especies pertenecientes al mismo género, deberá permanecer así: inédita, sin describir
(cabe aclarar que “sp” no es el nombre de una especie en particular, por lo tanto no se
escribe en letra itálica.
Bajo el título de “Longitud del cuerpo” se especifica el tamaño del cuerpo en
milímetros de cada especie en particular. Este tamaño es el largo del cuerpo del espécimen
11
Todas las fotografías presentes en este trabajo fueron tomadas y arregladas por el autor de este trabajo de
investigación (Róger González Tenorio), por lo tanto son propiedad exclusiva del mismo.
12
En el grupo más diverso: los artrópodos, menos del 20% de las especies han sido descritas, situación que
es la misma para otros invertebrados excluyendo los moluscos (según página de internet del INBio).
103
y no incluye el tamaño de sus extremidades (por ejemplo patas y / o antenas extendidas),
por lo que tal medida equivale únicamente al cuerpo en sí.
Asimismo, se incluye una “Descripción general” de cada especie tal y como se aprecia
en la realidad, resaltando únicamente las características más sobresalientes de cada una de
ellas. Bajo el título de “Planta hospedera” aparece la identificación de la o las plantas
donde fueron encontradas cada una de las especies, estableciendo las relaciones directas o
no directas entre Crisomélido – Planta. En varios casos no se pudo ofrecer este tipo de
información debido a lo difícil que es establecer este tipo de relaciones tan específicas,
que por supuesto existen y están ahí en el bosque natural, esperando a ser descubiertas,
para lo cual se requiere de una mayor cantidad de tiempo al establecido para desarrollar
este tipo de Proyectos Universitarios, pero que me compromete a continuar con esta
investigación aún después de haber logrado el objetivo inmediato de mi trabajo.
En forma muy breve se describe el tipo de “Comportamiento observado” que
básicamente consiste en la reacción que presentaron los especímenes de cada especie
colectada ante la manipulación directa por parte del investigador, otros son producto de
varios años de trabajo y experiencia en el campo de la taxonomía y el trabajo en el campo
directamente con estos insectos.
Por último, en algunos casos se pudo reunir información de la “Distribución de la
especie” y se presenta un rango general de distribución geográfica de la especie o género
en cuestión (cuando la identificación está a sp).
Las especies de Chrysomelidae colectadas durante esta Investigación se exponen
siguiendo un orden de acuerdo a la Subfamilia a la cual pertenecen, por lo cual se hace una
breve introducción a cada Subfamilia en particular y seguido aparece el apellido de la
persona que describió la especie o el género (autor de la especie), luego está el año de la
publicación en que hizo oficial esa descripción y después de dos puntos se incluye la
página de la publicación en donde se describe la especie o género. En los casos en que no
se incluyeron los apellidos de los autores de las especies o géneros, así como el año de
publicación y el número de página de la misma (los cuales se obtuvieron del Checklist of
the Beetles of North and South America and the West Indies (1983)) se debe precisamente
a que tal información no está presente en dicho material de consulta.
104
Subfamilia Eumolpinae Hope 1840.
Introducción a la Subfamilia: El cuerpo de estos escarabajos generalmente es robusto, a
veces alargado y semiparalelo, glabro o cubierto con vellos. Un carácter muy distintivo
compartido por todos los miembros de esta subfamilia es la presencia de glándulas
vaginales (Reid 1995 citado por Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002)
Las especies de larvas conocidas se alimentan de raíces subterráneas. Las fases inmaduras
así como la biología del grupo son poco conocidos, salvo especies económicamente
importantes que han sido bien estudiados. Esta subfamilia representa una de las más
grandes de la familia Chrysomelidae, pues reúne aproximadamente 120 géneros a nivel
mundial (Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002).
Al respecto de esta subfamilia, Flowers (1996) se refiere de la siguiente manera:
...”entre los insectos neotropicales, la subfamilia Eumolpinae (Chrysomelidae) es una de
las más difíciles de clasificar e identificar, muy a pesar de que estos coleópteros tienen
colores muy llamativos y apariencias atractivas. Tan grave es este problema, que en el
siglo pasado, Martin Jacoby (1888) describió las colecciones de Eumolpinae como un
absoluto caos, hoy día las colecciones de la zona tropical continúan en esa condición, si
no en una peor (Flowers, 1996). Según este mismo autor, las larvas de los eumólpinos son
subterráneas y se alimentan de raíces, pero se conoce muy poco sobre ellas y su biología.
Las especies de Eumolpinae presentes en Costa Rica se alimentan principalmente de
plantas de la familias Rubiacea, Melatomatacea y Solanácea, de las cuales las últimas dos
tienen especies representantes en el Valle del Silencio a saber Miconia tonduzzi (Cogn.) y
Solanum sp. respectivamente, sin embargo no se encontró relación alguna entre estas dos
plantas y Dryadomolpus sp. y Antitypona sp., que son las únicas dos especies
representantes de esta subfamilia colectadas en el transcurso de esta investigación.
Autores de los géneros presentes de esta subfamilia:
Dryadomolpus Bechyné & Bechyné 1969:17
Antitypona Weise 1921:17.
105
Longitud del cuerpo: 3.5 mm.
Descripción general: cuerpo robusto, con
una coloración verde oscura, uniforme y con
lustre metálico. Patas y antenas amarillentas.
Las hembras presentan costillas y tubérculos
laterales a lo largo de los élitros (Flowers,
1996). Los especímenes colectados (en el
Valle del Silencio y en toda Costa Rica)
aparentemente representan especies aún no
descritas, por lo cual la identificación se
mantiene a sp. (especie no identificada).
Planta hospedera: Los adultos se observan
principalmente en los claros de los bosques
primarios en donde los rayos del sol pegan
Figura 43. Dryadomolpus sp.
directamente (también se les encuentra en los
Fotografía: Róger González, 2003.
bosques secundarios o sitios alterados), se les puede encontrar entre el follaje del Arrayán
(Macleania talamancensis) y del Arrayán o Bejuco Muela (Pernettya postrata) (familia
Ericaceae). También, y con mucha frecuencia esta especie está entre el follaje verde de los
robles (Quercus costarricensis y Q. bumeliodes) En Venezuela, Dryadomolpus singularis
está relacionado directamente con Coffea arabica (Rosales, J., González, E., Chirinos, D.,
de Fernandez, D., Rubio, Y. y Gamboa, M., 1997).
Comportamiento observado y distribución: Son muy activos y están listos para volar si
se les molesta. Saltan con mucha destreza a pesar que no tienen las patas engrosadas y
modificadas como los individuos de la tribu Alticini (Galerucinae). Los eumólpinos en
general se alimentan de las partes blandas de las plantas tales como tallos y hojas jóvenes
Flowers, 1996). Especies pequeñas (como la que se expone aquí) producen orificios
diminutos en las hojas, y aunque a los individuos colectados nunca se les vio con certeza
haciendo estos hoyos, si es frecuente encontrar muchos huequitos en las hojas de los
robles (Q. bumelioides) (que casualmente es una de las plantas hospederas donde se les
encuentra a menudo). En costa Rica este género se encuentra en las alturas de la Cordillera
Central y en la Cordillera de Talamanca.
106
Longitud del cuerpo: 4mm.
Descripción general: cuerpo convexo,
robusto,
liso,
élitros
con
puntuación
irregular, con una coloración verde azulado
oscura, uniforme y con lustre metálico.
Patas y antenas amarillo-cafezuscas con
setas presentes. Una especie no identificada
en Costa Rica es muy abundante en la costa
del Pacífico inmediatamente después al
inicio de las lluvias, cuando se encuentra
sobre una amplia variedad de las plantas
(Flowers, 2003). La especie colectada en el
Valle del Silencio parece diferir de ésta y
es muy interesante (aún no ha sido descrita).
Figura 44. Antitypona sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Antytipona sp. se encuentra principalmente en los claros del bosque.
principalmente entre el follaje del Arrayán (Macleania talamancensis) y del Arrayán o
Bejuco Muela (Pernettya prostrata) ambas plantas de la familia Ericaceae, las cuales
tienen un aspecto muy similar entre sí: sus hojas son pequeñas pero endurecidas
(coriáceas) y agrupadas entre sí dan como resultado un arbusto con una gran cantidad de
ramas y hojas que ofrece un excelente hábitat para vivir o para protegerse de sus posibles
depredadores. También, Antytipona sp. está entre el follaje verde de los robles (Quercus
costarricensis y Q. bumeliodes). Algunos especímenes se encontraron posados sobre las
hojas de Piper sp. (Piperacea). En Venezuela, la especie A. pythia está relacionada con las
plantas Lactuca sativa, Spondias purpurea y Theobroma cacao (Rosales, J., González, E.,
Chirinos, D., de Fernandez, D., Rubio, Y. y Gamboa, M., 1997).
Comportamiento observado: Son muy activos y están listos para volar en cualquier
momento, especialmente si el sol ha calentado el medio, incluso tienen una gran capacidad
para saltar grandes distancias. Cuando son manipulados suelen dejarse caer con sus
extremidades (patas y antenas) escondidas bajo su cuerpo. El género Antytipona es un
muy diverso y ampliamente distribuido en los países neotropicales.
107
Subfamilia Lamprosomatinae Lacordaire 1848.
Introducción a la subfamilia: Las larvas de Lamprosomatinae en inglés se conocen
como “casebearers” debido a que son portadoras de sus propias casas las cuales
construyen con su material fecal, al que a veces adicionan pequeñas partículas de madera.
Dichas larvas se alimentan con el material verde de la planta (hojas y tallos) y en
ocasiones raspan la corteza de algunas plantas leñosas. Este grupo se distribuye en casi
todo el mundo e incluye 12 géneros y alrededor de 190 especies conocidas, con lo cual
Lamprosomatinae es una de las subfamilias de Chysomelidae más pequeñas (Arnett,
Thomas, Skellev y Frank, 2002).
Autor del género presente de esta subfamilia: Oomorphus Curtis 1831:347.
108
Longitud del cuerpo: 3 mm.
Descripción general: Cuerpo
compacto,
semi
redondo,
fuertemente convexo; cabeza
no visible desde la parte
superior como lo muestra la
Figura 45, antenas cortas, un
poco aserradas (en forma de
sierra), con una coloración
verde azulada metálica igual
que el resto de su cuerpo. Las
puntuaciones elitrales están
bien definidas y en forma
linear.
Figura 45. Oomorphus sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: tres individuos se observaron (sólo 1 se colectó directamente) posados
sobre las hojas de la piñuela (Greigya sylvicola y Greigya colombiana), planta que es muy
común en los claros del bosque donde los rayos del sol pegan directamente y calientan el
ambiente, sitio en donde se instalaron trampas de Malaise y en donde 1 individuo de esta
especie cayó.
Comportamiento observado: son Crisomélidos pasivos que al sentirse en peligro
simplemente se dejan caer desde donde están y encogen sus extremidades (patas y
antenas) muy adentro de su cuerpo, haciendo muy dificultosa su observación en forma
natural, con lo cual simulan estar muertos, logrando además confundirse perfectamente
con el entorno verde que les rodea gracias a la coloración de su cuerpo.
109
Galerucinae: Latreille 1802.
Introducción a la subfamilia: Cuerpo ovalado u oblongo, cabeza expuesta, fácilmente
visible desde arriba, antenas más cortas que el cuerpo. Los adultos se alimentan de los
tejidos foliares (hojas) o de partes de la flor incluso el polen, mientras que las larvas
normalmente comen hojas o raíces. En muchas clasificaciones y trabajos anteriores, este
grupo de escarabajos se ha tratado como dos subfamilias separadas: Galerucinae y
Alticinae, sin embargo, para efectos de este trabajo se han seguido recientes publicaciones
en los que ambos grupos se tratan como si fuera uno sólo, pues Alticini se incluye como
una tribu parte de la subfamilia Galerucinae (Arnet, Thomas, Skellev y Frank, 2003).
Autores de los géneros presentes de esta subfamilia:
Acalymma subaeneum Jacoby, 1887:562
Cochabamba Bechyné
Diabrotica Chevrolat 1837:404
Isotes sexpunctata Jacoby, 1878:148
Metrioidea Fairmaire 1881:489
Paratriarius Scheffer 1906:243.
110
Tribu Galerucini.
Longitud del cuerpo: 4.5 mm.
Descripción general: La coloración de su
cuerpo es muy particular, pues se trata de un
anaranjado claro y opaco (sin ninguna
tonalidad de brillo). Sus élitros son casi
lisos, sin pelos y con una leve puntuación
elitral en forma desordenada (no linear) que
apenas se nota. Antenas de color negro. La
coloración de las patas es de la siguiente
forma: fémur amarillo, tibia y tarsos negros.
El pronoto tiene una ondulación muy
evidente y en forma alargada (para la
identificación de las diferentes partes del
cuerpo de los coleópteros, ver las figuras
109 y 110 en las páginas 198 y 199
respectivamente).
Figura 46. Metrioidea sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: los adultos de esta especie se encuentran sobre las flores de Miconia
tonduzzi (Cogn.) (familia Melastomataceae), muy probablemente chupando de su néctar o
comiendo sus tejidos. Estas flores tienen un olor muy agradable que se resalta cuando el
sol incide directamente con sus rayos en los tejidos foliares. Este mismo hábitat lo
comparten otras especies de Chrysomelidae como Syphrea sp.1 y Genaphthona sp.
Comportamiento observado: en el momento de ser manipulados se quedan muy queditos
en el lugar y posición como caen, pero pasados unos diez segundos comienzan
desesperadamente a caminar en todas direcciones y tratan de alzar vuelo, lo cual hacen
torpemente. En su estado natural (sin que se les perturbe) se ven bastante activos.
111
Longitud del cuerpo: 5 a 8 mm.
Descripción
general:
Su
cuerpo
(incluyendo su parte ventral) es de
color café claro-naranja (casi marrón),
con una tonalidad de brillo muy baja.
En la parte lateral posterior de cada
élitro hay tres manchas negras: la
superior alargada y las dos inferiores
semicirculares. El pronoto presenta una
serie de manchas negras. Sus élitros son
glabros (sin setas o pelos) y muestran
una puntuación elitral no muy marcada
y en forma irregular o desordenada (no
linear). Cada segmento antenal tiene su
base amarilla y su extremo negro, lo
cual le da una coloración amarillo y
negro a toda la antena.
Planta hospedera: el estado adulto de
esta especie suele encontrarse entre las
Figura 47. Metrioidea sp.2
hojas secas de Chusquea longilligulata
Fotografía: Róger González, 2003.
y Chusquea amistaensis, las cuales tienen un color cafezusco muy similar a la tonalidad de
este Crisomélido.
Comportamiento observado: estos insectos muestran ser muy activos al ser
manipulados, caminan de un lado a otro y tratan de volar, lo cual hacen con gran agilidad.
Se camuflan perfectamente con el color café de las hojas secas de Chusquea punctata.
Parece que el vuelo constante en espacios abiertos es el principal modo de desplazarse de
un lugar a otro, puesto que fue capturado en su mayoría en las trampas de Malaise;
también se colectó mediante los métodos de intersección, trampas amarillas y trampas de
luz.
112
Longitud del cuerpo: 4 a 6 mm.
Descripción general: coloración
en general amarillenta, aunque el
pronoto presenta unas manchas
de
un
color
negro
opaco.
Asimismo, las uniones tibia –
fémur y fémur - tarsos son
negras mientras que el resto de
las
patas
es
amarillento
cafezusco con una tonalidad más
oscura en el centro de cada
fémur. Las antenas son del
mismo color que los élitros:
amarillentos, éstos últimos tienen
una puntuación elitral muy débil
y en forma desordenada.
Figura 48. Metrioidea sp.3
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: varios especímenes de Metrioidea sp.3 se colectaron entre las hojas de
Chusquea longilligulata y Chusquea amistaensis, con menor frecuencia se encontraron en
el follaje de Quercus costarricensis y Quercus bumeliodes.
Comportamiento observado: estos insectos son muy activos y caminan de un lado a otro
tratando de volar cuando son manipulados, lo cual hacen con gran agilidad. Se camuflan
perfectamente con el color café de las hojas secas de Chusquea punctata. Son atraídos por
la luz y el hecho de encontrarlos en las trampas de Malaise nos indica que vuela con cierta
frecuencia en los espacios abiertos del sotobosque.
113
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción general: cuerpo de forma
ovoide, sus élitros y patas (incluyendo
las coxas) son de color amarillento
poco brillante. El pronoto, cabeza y
toda la parte ventral son de color café,
mientras que los primeros cinco
segmentos antenales (basales: cerca de
la cabeza) son amarillentos y los
demás
son
progresivamente
más
oscuros hasta llegar a ser cafés en su
parte terminal. La puntuación elitral es
muy débil y en forma desordenada (no
linear)
Planta hospedera: Los especímenes
de Metrioidea sp.4 fueron colectados
únicamente en el follaje de Chusquea
longilligulata y Chusquea amistaensis,
Figura 49. Metrioidea sp.4
sin embargo no se puede establecer una
Fotografía: Róger González, 2003.
relación entre planta e insecto.
Comportamiento observado: los especímenes colectados se capturaron mediante el
golpe de la vegetación (de la cañuela) y mostraron tener mucha agilidad y rapidez en sus
movimientos de caminar, sin embargo no presentaron señas de vuelo quizá debido a que
fueron colectados en horas de la mañana cuando el ambiente aún está muy frío y sus alas
están plegadas y frías.
114
Longitud del cuerpo: 6 a 9 mm.
Descripción general: Cuerpo de forma
alargada, sus élitros poseen una puntuación
desordenada y muy fina, de manera que a
simple vista parecen casi lisos, éstos
presentan un color que varía entre amarillo,
café claro, verde oscuro a casi morado
siempre con un tono brillante. El pronoto
algunas veces presenta manchas oscuras,
pero generalmente es rojizo al igual que el
abdomen. Las patas son de color café
oscuro y las antenas son amarillentas con
los últimos tres segmentos un poco más
claros, a veces el último segmento es café o
negro.
Figura 50. Cochabamba sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: puede encontrarse en varias especies de plantas sin estar
necesariamente asociados a alguna de ellas. Los especímenes colectados directamente se
encontraron en la cañuela (Chusquea longilligulata y Ch. amistaensis), roble (Quercus
costarricensis y Q. bumeliodes), Arrayán (Macleania talamancensis) y del Arrayán o
Bejuco Muela (Pernettya postrata), sin embargo no se puede establecer una relación entre
insecto – planta pues fueron colectas muy ocasionales. Se sospecha que este crisomélido
es de hábitos nocturnos, pues se encontró volando e incluso caminando únicamente
durante las noches, además su presencia en las trampas de luz de mercurio y de
fluorescente fue 100% segura en todas las noches y épocas del año.
Comportamiento observado: cuando estos insectos se colectaron durante el día no
mostraron ser muy activos, pues se quedaban muy queditos durante unos cuantos
segundos (15 en promedio), con sus extremidades (patas y antenas) encogidas bajo su
cuerpo, simulando que están muertos. Por el contrario, los que se colectaron durante las
noches (principalmente en la manta) mostraron ser más activos, pues vuelan y se dejan
caer al sentirse amenazados, luego de lo cual caminan rápidamente.
115
Longitud del cuerpo: 8 a 10 mm.
Descripción general: cuerpo de forma
alargada, élitros con una puntuación muy
fina y en forma desordenada,
de color
anaranjado. El pronoto puede ser negro con
los bordes exteriores amarillentos (como el
espécimen
ilustrado)
o
puede
ser
completamente amarillento al igual que las
patas y antenas. La cabeza, los ojos y las
partes bucales son oscuras (casi negras).
Planta hospedera: hasta el momento no se
puede establecer una asociación de insectohospedero, pues sólo unos pocos se
encontraron en las hojas de los robles
(durante
la
noche),
en
su
mayoría
Cochabamba sp.2 se colectó en las trampas
Figura 51. Cochabamba sp.2
de luz, las cuales estaban en medio del bosque
Fotografía: Róger González, 2003.
primario, dirigidas hacia las copas de los altos robles (Quercus costarricensis y Quercus
bumeliodes), por lo cual se sospecha que este crisomélido es de hábitos nocturnos y que su
hábitat se encuentra en el dosel del bosque, uno de los ecosistemas menos conocidos y
estudiados por su difícil acceso.
Comportamiento observado: esta especie se encontró durante las noches (principalmente
en las más frías, oscuras y con presencia de neblina) posado en la manta y mostró ser muy
pacífico y lento en sus movimientos tanto de caminar como de vuelo. Además, parece que
también muestra interés por el color amarillo, ya que uno de los especímenes colectados se
obtuvo mediante las trampas amarillas.
116
Longitud del cuerpo: 7 mm.
Descripción general: Cuerpo alargado y
ovalado. Élitros con una puntuación muy
débil (casi nula) y en forma desordenada, de
color amarillo brillante con varias manchas
negras ubicadas tanto en la parte anterior
como posterior del cuerpo. El pronoto es
amarillo opaco con una pequeña mancha
central negra justo al unirse a la cabeza, la
cual es negra. Patas y antenas amarillas al
igual que su abdomen. Justo en medio de las
patas media y posterior (en la parte ventral)
tiene una placa de color negro brillante.
Planta hospedera: algunos especímenes se
Figura 52. Diabrotica sp.1
observaron posados sobre las hojas de la
Fotografía: Róger González, 2003.
cañuela (Chusquea longilligulata y Chusquea amistaensis) y de roble (Quercus
costarricensis y Quercus bumeliodes), pero escaparon al intentarlos capturar.
Comportamiento observado: los especímenes colectados (todos mediante trampas de
luz) estuvieron queditos (con sus extremidades escondidas bajo su cuerpo) durante unos
10 segundos en promedio, después de lo cual demostraron tener gran agilidad para
caminar y volar. Se sabe que las especies del género Diabrotica pueden ser palinófagas (o
sea, que pueden ser atraídas por la fermentación de jugos que salen de las lesiones del
tejido de hojas , flores y / o cogollos), y que incluso comen ocasionalmente las hojas u
otras partes de las plantas (Bechyné, 1997). Las larvas son subterráneas y se encuentran
evidentemente fuera de los cultivos agrícolas (la búsqueda de larvas en estos sitios fue
negativa). Además, hay cambios etológicos de los adultos: 1-) En el transcurso del año
(por ejemplo la especie D. sinuata fue observada una vez comiendo flores y otra vez en las
hojas heridas en diferentes épocas en Brasil) 2-) En el sitio (ciertos especies de plantas o
árboles atraen determinadas especies de manera individual) y 3-) En el transcurso del día
(por ejemplo ciertas especies están en una especie de planta durante el día y en otra
durante la noche) (Bechyné, 1997).
117
Longitud del cuerpo: 7 mm.
Descripción general:
Cuerpo alargado y
ovalado. Élitros con una puntuación irregular
muy débil (casi nula) por lo que a simple vista
parecen lisos, su color en general es muy
llamativo: amarillo en la parte posterior y en los
márgenes de los élitros, con cuatro manchas
rojizo anaranjadas sobre un fondo negro
ubicadas tanto en la parte anterior (más
pequeñas y juntas) como en la parte posterior
(más grandes y separadas) del cuerpo. El
pronoto es rojizo anaranjado brillante y su
cabeza es completamente negra. Las patas son
amarillo – cremosas en la parte proximal (donde
se unen a la parte ventral del cuerpo, que
también es del mismo color excepto por una
placa negro brillante que está justo en medio de
Figura 53. Diabrotica sp.2
las patas posteriores y medias) y más oscuras
Fotografía: Róger González, 2003.
–cafés- en la parte distal. Antenas cafés con los últimos tres segmentos (distales) amarillo
cremosos.
Planta hospedera: algunos especímenes se observaron posados sobre las hojas de la
cañuela (Chusquea longilligulata y Chusquea amistaensis) y de roble (Quercus
costarricensis y Quercus bumeliodes), pero aún no se puede establecer una asociación
directa entre planta e insecto.
Comportamiento observado: el único espécimen que se pudo colectar (varios escaparon)
mantuvo sus extremidades (patas y antenas) escondidas bajo su cuerpo durante unos 10
segundos en promedio, después de lo cual demostró tener gran agilidad para caminar y
volar. Las actividades tanto de adultos como de larvas son similares a las que se
explicaron en Diabrotica sp.1
118
Longitud del cuerpo: 6.2 mm.
Descripción general: coloración
muy llamativa: pronoto y patas
anaranjadas, antenas cafezuscas con
los últimos tres segmentos más
claros (amarillentos) excepto en la
parte terminal o “punta” de cada
antena
que
es
completamente
negra.
Cabeza
negra,
élitros
amarillos con una mancha negra
muy grande en la base del pronoto
que a veces deja dos manchas
amarillas a manera de islas las
cuales pueden estar ausentes. En la
parte
posterior
hay
otras
dos
manchas negras de forma alargada.
Un cordón amarillo recorre todo el
borde de los élitros hasta desembocar
Figura 54. Paratriarius sp.
en el pronoto. Algunos especímenes
Fotografía: Róger González, 2003.
pueden ser amarillos casi por completo únicamente con tres manchas negras en cada élitro
en forma linear: una en la base del pronoto, otra en la parte media del élitro y la otra casi
en la parte terminal de los mismos. La parte ventral es amarilla excepto entre las patas
medias y posteriores, donde hay una placa de color negro brillante cubierta parcialmente
por setas.
Planta hospedera: algunos especímenes se observaron posados sobre las hojas de
Chusquea longilligulata y C. amistaensis y uno de ellos se logró colectar, a pesar de esto
no se puede establecer una relación específica entre planta e insecto, y más bien se
sospecha que es de hábitos nocturnos, pues en tres ocasiones llegó atraído por las trampas
de luz.
Comportamiento observado: Cuando son manipulados están quietos durante unos 10
segundos, repentinamente brincan y vuelan con gran rapidez.
119
Longitud del cuerpo: 3 mm.
Descripción general: sus élitros tienen una
apariencia rugosa debido a las múltiples y
marcadas puntuaciones que se encuentran
en forma desordenada (no linear). El color
de su cuerpo es amarillo cafezusco
(incluyendo sus patas y antenas, las cuales
tiene pequeñas setas) con una mancha
oscura presente en cada élitro la cual se
extiende a todo lo largo del mismo,
iniciando en la base del pronoto y
continuando hasta casi el ápice o punta de
cada élitro, dejando sólo una angosta franja
amarillenta en todo el borde interior
y
exterior del élitro (este borde no se observa
en la Figura 55 debido al ángulo de toma de
la fotografía).
Figura 55. Acalymma subaeneum
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: esta especie se colectó en un sitio abierto en donde es muy común la
planta Chusquea longilligulata y Chusquea amistaensis, pero no se le relaciona
directamente con esta planta.
Comportamiento observado: Acalymma subaeneum se colectó únicamente mediante la
trampa de Malaise, por lo cual su comportamiento mientras está vivo no se pudo observar.
Cabe destacar que esta especie ocasionalmente tiene el hábito de volar en o hacia lugares
abiertos en el sotobosque, incluyendo el sitio en donde se colocó la trampa de Malaise de
la cual se extrajo dicha especie.
120
Longitud del cuerpo: 12 mm.
Descripción
general:
antenas,
pronoto y patas amarillentas. Ojos
grises, parte superior de la cabeza
naranja
y
élitros
completamente
anaranjados, estos últimos con seis
manchas negras redondeadas: dos en
los extremos hacia la base de los
élitros, dos en la parte media de los
mismos y dos en la parte posterior. La
parte
ventral
está
cubierta
parcialmente por setas y el color de
las patas medias hacia la parte
anterior es amarillenta y hacia la parte
posterior es negra.
Planta hospedera: esta especie se ha
encontrado en Casa Coca y Cerro
Quemado (otros sitios por los cuales
Figura 56. Isotes sexpunctata.
hay que pasar para llegar al Valle del
Fotografía: Róger González, 2003.
Silencio) comiendo de las hojas de una planta de la familia Curcuvitaceae conocida
comúnmente como “tacaco silvestre” (Sechium pittieri) (Cong.) C. Jeffrey., sin embargo
esta planta no se encuentra en el Valle del Silencio debido a las condiciones climáticas que
este lugar tiene, y por ende, Isotes sexpunctata quizá tiene otros hábitos alimenticios aún
no conocidos o pueda que viaje grandes distancias sin necesariamente estar obligado a
alimentarse.
Comportamiento observado: es muy común observar estos crisomélidos posados o bien,
comiendo activamente del follaje de la planta hospedera muy tranquilamente. Sin
embargo, sus antenas son receptores muy potentes que les permiten percibir cualquier
movimiento en la vegetación o incluso cambios en la temperatura y sus ojos compuestos
permiten captar los cambios de luz y sombra, por lo que al acercarse a ellos vuelan
rápidamente o súbitamente se dejan caer.
121
Subfamilia Galerucinae.
Tribu Alticini.
Introducción a la tribu: Los altícinos también son llamados “escarabajos pulga” debido
a que casi todas las especies de esta tribu se distinguen por su alta capacidad para saltar,
para lo cual han modificado las tibias de sus patas posteriores (traseras) en las cuales
tienen un engrosamiento muy característico producto de la presencia de músculos fuertes.
Las larvas son folivoras, minadoras de hojas, o se alimentan de raíces subterráneas en las
cuales hacen túneles, también son minadoras bajo la piel de las raíces y tallos del
subsuelo. Hasta el momento no existe una clasificación satisfactoria para los géneros de
los “escarabajos de pulga”. En el mundo existen aproximadamente 500 géneros y se
reconocen entre 8000 a 10 000 especies (Scherer 1988), de lo cual la inmensa mayoría se
encuentra en el trópico, pobremente conocido (Arnett, Thomas, Skellev y Frank, 2002).
Autores de los géneros presentes de esta subfamilia:
Acallepitrix Jacoby 1959:323.
Longitarsus Latreille 1829: 155.
Brasilaphthona Bechyné 1956.
Lupraea viridis Jacoby 1885:359.
Chaetocnema Stephens 1831:325.
Margaridisa Bechyne, 1958:653.
Dinaltica Bechyné.
Nasigona Jacoby 1902: 203.
Diphaltica Barber 1941:66.
Neodiphaulaca Bechyné.
Epitrix Foudras 1860:147.
Neothona Bechyné 1955: 86.
Exoceras Jacoby 1891: 273.
Phylactitus ______________.
Genaphthona Bechyné 1956.
Sphaeronychus Dejean 1837: 407.
Gioia Bechyné 1955:77.
Sphaeronychus fulvus Baly 1879: 25.
Heikertingerella Sciki, 1940:350.
Syphrea Baly 1876:447.
Hypanthus__________.
Varicoxa Bechyne, 1955:81.
Hypolampsis Clark 1860:230.
Walterianella Bechyné.
122
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción general: cuerpo alargado,
totalmente de color amarillo con un tono
brillante,
ojos
grises,
puntuaciones
elitrales semiordenadas en líneas, bien
marcadas (las cuales en la Figura 57 dan
una apariencia de color negro), patas y
antenas
amarillentas,
cubiertas
totalmente de pequeñas setas.
Planta hospedera: Esta especie se
colectó en un área abierta en medio del
bosque primario de robledales, en este
sitio
abunda
la
cañuela
Chusquea
longilligulata y Chusquea amistaensis,
sin embargo no se colectó directamente
en ellas, por lo cual no se tiene una
relación específica entre insecto-planta.
Figura 57. Brasilaphthona sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Comportamiento observado: Brasilaphthona sp.1 se colectó únicamente por medio de
trampas amarillas, por lo que no se pudo observar el comportamiento del espécimen vivo,
sin embargo, se puede deducir que esta especie vuela en o hacia los lugares abiertos
dentro del bosque y que es atraído por los colores llamativos como el amarillo.
123
Longitud del cuerpo: 3.2 mm.
Descripción general: Patas y pronoto
amarillentas. La cabeza tiene una
coloración amarillenta un poco más
oscura al igual que las antenas, cuyos
segmentos son cada vez más oscuros a
medida que se alejan de la base. Ojos
grises. Élitros amarillo brillante con un
cordón café oscuro alrededor de todo
el élitro, el cual incluye también el
escutelo.
Abdomen
café
claro,
mesoesternito negro, metaesternito y
parte ventral de la cabeza amarillos.
Figura 58. Brasilaphthona sp. 2
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Brasilaphthona sp. 2 se colectó dentro del bosque cerrado constituido
básicamente por robles (Quercus costarricensis y Q. bumeliodes) y por palmas de suita
(Geonoma pittieri) en un ambiente cercano al Río Terbi. Sin embargo no se puede
establecer una relación específica entre estas plantas y el insecto.
Comportamiento observado: esta especie se colectó únicamente mediante la trampa de
Malaise, por lo cual no se pudo observar el comportamiento del espécimen mientras
estaba vivo. Sin embargo, puede deducirse que Brasilaphthona sp. 2 vuela en medio del
bosque cerrado y que tal vez frecuenta los lugares abiertos como los bordes del RíoTerbi.
124
Longitud del cuerpo: 1.9 mm.
Descripción general: El pronoto y las
patas son anaranjadas, las antenas son de
un color similar pero cada segmento
antenal se hace más oscuro a medida que
se aleja de la base. Parte superior de la
cabeza negra. Ojos gris oscuro. Élitros
cafés con un tono verde metálico.
Puntuación elitral bien marcada en
forma
desordenada
(no
linear).
Abdomen café claro. Mesoesternito
negro con setas repartidas en forma
irregular. Metaesternito y parte ventral
de la cabeza amarillentos.
Planta hospedera: Brasilaphthona sp.
3 se colectó en un ambiente en donde es
muy común la cañuela (Chusquea
longilligulata y Chusquea amistaensis),
Figura 59. Brasilaphthona sp. 3
sin embargo no se puede establecer una
Fotografía: Róger González, 2003.
relación directa entre planta e insecto.
Comportamiento observado: los especímenes colectados se obtuvieron por medio de
las trampas amarillas y de Malaise, las cuales se instalaron en lugares abiertos en medio
del bosque primario de robledal. De esto puede deducirse que Brasilaphthona sp. 3 vuela
en o hacia los sitios abiertos en donde los rayos del sol calientan el ambiente mucho más
rápido y donde quizá encuentra su alimento.
125
Longitud del cuerpo: 3 mm.
Descripción
patas
y
general:
las
antenas
están
por
setas
cubiertas
relativamente
grandes
y
además, son de un color café
oscuro con un tono brillante.
La cabeza, el escutelo, el
pronoto y los élitros son de
color azul oscuro con un tono
metálico.
La
puntuación
elitral está bien definida y en
forma
desordenada
(no
linear).
Figura 60. Lupraea viridis.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: con bastante frecuencia, estos crisomélidos se encontraron posados y
comiendo de las hojas de un bejuco rastrero o colgante que es muy común en las áreas
abiertas y claros del bosque, esta planta se identificó como Centropogon costaricae
(Familia Campanulaceae). Por este motivo, las hojas de dicha planta presentan huecos
tanto en el interior como en los bordes de la superficie laminar de la hoja.
Comportamiento observado: Lupraea viridis se encuentra en grupos grandes de hasta
10 o más individuos en una sola planta, sin embargo son sumamente listos pues con
mucha rapidez y precisión detectan cualquier movimiento en su entorno y “no esperan
razones” para quedarse donde están: vuelan o saltan a gran distancia y velocidad, por lo
cual se hace muy difícil su colecta directa.
126
Longitud del cuerpo: 1.9 mm.
Descripción general: las patas y las
antenas tienen setas muy evidentes y de
color amarillento, sin embargo cada
segmento antenal se torna más oscuro a
medida que se aleja de la base en la
cabeza, de manera que el último
segmento antenal (punta o ápice de la
antena) es casi café oscuro. Tanto la
cabeza como el pronoto y los élitros son
de un color café marrón y presentan una
puntuación bien definida y en forma
desordenada. Parte ventral totalmente
café oscuro y con un tono brillante.
Figura 61. Lupraea sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: esta especie se encontró en las hojas de la cañuela (Chusquea
longilligulata y Chusquea amistaensis) en la parte superior de dicha planta, en donde los
rayos del sol pegan casi directamente pues estaba en un sitio abierto en medio del bosque.
Comportamiento observado: al colectarla en forma directa, Lupraea sp.1 mostró ser
muy lista, saltando a gran velocidad y distancia aún mientras estaba a más de un metro de
distancia de dichos especímenes, lo cual nos indica que tiene un excelente sentido
sensorial. Esta especie también se colectó por medio de las trampas amarillas, de lo cual
se deduce que visita o vuela en lugares abiertos en medio del bosque cerrado y que es
atraído por colores llamativos como el amarillo.
127
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción
general:
amarillentas,
el
resto
Patas
del
y
antenas
cuerpo
es
anaranjado - cafezusco, algunos presentan
una mancha oscura (negra) en la base de los
élitros, los cuales muestran una puntuación
bien definida y en forma semidesordenada
formando líneas muy confusas. Abdomen y
mesoesternito café oscuro, metaesternito y
parte ventral de la cabeza anaranjado.
Planta Hospedera: Compartiendo el mismo
hábitat con las especies Epitrix sp. y
Exoceras sp.3, el estado adulto de Exoceras
sp1 se encontró dentro de los tallos tiernos de
la Cañuela (Chusquea longilligulata).
Los
tallos donde se encontraron presentaban una
Figura 62. Exoceras sp.1
serie de pequeños huequitos de alrededor de
Fotografía: Róger González, 2003.
2 mm de diámetro (ver figuras 108 y 109 en la sección de anexos). Al abrir el tallo con un
corte longitudinal, se encontró que por dentro hay una serie de cámaras que van en forma
de espiral (similar a una escalera de tipo caracol) en sentido de todo el largo del tallo, las
cuales son hechas por unos insectos de la subfamilia Scolitinae (Curculionidae:
Coleoptera), dentro de ellas cultivan un microhongo de color blanco el cual se encuentra
adherido a las paredes de dichas cámaras y el cual les sirve de alimento. Las cámaras más
viejas (generalmente hacia la base del tallo) son desalojadas por los Scolitinae los cuales
buscan brotes frescos y tiernos (hacia la parte superior del tallo) con los cuales alimentan
a su hongo, de esta manera las cámaras ya desalojadas se van pudriendo y toman un
aspecto acuoso y con mal olor, que es el sitio donde precisamente se encontró Exoceras
sp1.
Comportamiento observado: Muy activos y listos. Muestran gran capacidad de vuelo y
de salto usando sus patas traseras engrosadas y adaptadas para saltar.
128
Longitud del cuerpo: 3 mm.
Descripción general: Puntuación elitral
bien marcada dispuesta en líneas que son
paralelas sólo en la parte próxima a los
bordes internos de cada élitro, los cuales
son amarillentos con un tono de brillo.
Patas y antenas amarillentas, estas últimas
aparecen
bien
fuertes
(gruesas),
sin
embargo cada segmento antenal se torna
delgado y de un color más oscuro a
medida que se aleja de la base, de manera
que el último segmento (punta o ápice de
la antena) es de color café oscuro. Pronoto
y cabeza de color naranja. Parte ventral
cafezusco – anaranjada.
Figura 63. Exoceras sp.2
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: esta especie se encontró en el follaje de la cañuela (Chusquea
longilligulata y C. amistaensis) y ocasionalmente en hojas de roble (Quercus
costarricensis y Q. bumeliodes), pero es muy posible que tenga una asociación específica
únicamente con la cañuela, al igual que Exoceras sp.1.
Comportamiento observado: los especímenes colectados mostraron ser muy listos,
puesto que su vuelo y salto es muy veloz y repentino. Además, tienen un sistema
sensorial altamente desarrollado pues aún a 2-3 metros de distancia captan los más
mínimos movimientos de su entorno y están alerta ante cualquier posible ataque con sus
antenas bien extendidas.
129
Longitud del cuerpo: 1.5 mm.
Descripción
general:
Élitros
y
pronoto con una brillante coloración
naranja casi café. Puntuación elitral
lineal bien definida formando líneas
confusas. Engrosamiento marcado de
las tibias de las patas traseras
(adaptación característica de los
altícinos para brincar). Patas y
antenas amarillentas, estas últimas
con los segmentos 7, 8 y 9 más
oscuros (café claro). El pronoto se
une al resto del cuerpo en forma de
“pico de botella”, o sea, que es bastante
Figura 64. Exoceras sp.3
angosto en esta parte. Parte ventral café.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Al igual que Epitrix sp, el estado adulto de ésta especie se encontró
dentro de los tallos tiernos de la Cañuela (Chusquea longilligulata). Los tallos donde se
encontraron presentaban una serie de pequeños huequitos de alrededor de 2 mm de
diámetro (ver figuras 108 y 109 en la sección de anexos). Al abrir el tallo con un corte
longitudinal, se encontró que por dentro hay una serie de cámaras que van en forma de
espiral (similar a una escalera de tipo caracol) en sentido de todo el largo del tallo, las
cuales son hechas por unos insectos de la subfamilia Scolitinae (Curculionidae:
Coleoptera), dentro de ellas cultivan un microhongo de color blanco el cual se encuentra
adherido a las paredes de dichas cámaras y el cual les sirve de alimento. Las cámaras más
viejas (generalmente hacia la base del tallo) son desalojadas por los Scolitinae los cuales
buscan brotes frescos y tiernos (hacia la parte superior del tallo) con los cuales alimentan
a su hongo, de esta manera las cámaras ya desalojadas se van pudriendo y toman un
aspecto acuoso y con mal olor, que es el sitio donde precisamente se encontró Exoceras
sp.3.
Comportamiento observado: Son sumamente listos y brincan a gran velocidad y
distancia, camuflándose en el medio en cuestión de segundos.
130
Longitud del cuerpo: 2.5 mm.
Descripción general: Puntuación elitral bien
marcada, definida en líneas confusas en “zigzag”. Los élitros son amarillentos, con una
mancha café oscuro en la base de los mismos
(donde se unen al pronoto), mancha que se
extiende a todo lo largo del borde interior de
los élitros (donde ambos se unen al estar en
descanso y “cerrados”). El pronoto es
amarillento al igual que las patas y las
antenas,
estas
últimas
con
los
cinco
segmentos terminales de un color cada vez
más oscuro hasta llegar al café. Cabeza café
oscuro
y
ojos
grises.
Parte
ventral
amarillenta excepto en los metaesternitos
torácicos, los cuales son café oscuro.
Figura 65. Varicoxa sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: esta especie se encontró en el follaje de la cañuela (Chusquea
longilligulata y Chusquea amistaensis) principalmente en los lugares abiertos dentro del
bosque.
Comportamiento observado: los especímenes colectados mostraron ser bastante ágiles
tanto en su vuelo como en su salto. La especie fue colectada mediante las trampas de
Malaise, intersección de vuelo, trampas amarillas, red de noyes y sombrereta, lo cual
demuestra que está presente en varios tipos de hábitats, y que frecuenta las áreas abiertas
que encuentra en el sotobosque.
131
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas amarillentas, estas últimas
con su último segmento antenal un
poco más oscuro (casi café). Pronoto
anaranjado pazco con una fuerte
depresión muy cerca de los élitros,
los cuales son amarillentos con unas
manchas cafezuscas muy típicas de
esta especie tal y como se observa en
la figura adjunta. Parte ventral café
claro excepto en la cabeza, que es
del mismo color que el pronoto.
Planta hospedera: se les encuentra
en los frutos y flores de la planta
Figura 66. Syphrea sp.1
Miconia tonduzzi (Cogn.) (Familia
Fotografía: Róger González, 2003.
Melastomatacea) En Venezuela, el género está asociado a la planta Acalypha sp.
(Euphorbiaceae), en cuyas hojas hace perforaciones (Bechyné, 1997).
Comportamiento observado: Los especímenes colectados mostraron ser muy lentos en
sus movimiento de caminar, incluso casi no caminan, en cambio saltan y / o vuelan
repentina y velozmente a grandes distancias, lo cual es suficiente para escapar de sus
posibles depredadores. Syphrea sp.1 se colectó por medio de trampas amarillas, Malaise,
intersección de vuelo, mantas con luz, sombrereta, red de barrido, red de Noyes y en
forma directa, lo cual demuestra que está presente en la mayoría de microhábitats
presentes en el Valle del Silencio.
132
Longitud del cuerpo: 4 mm.
Descripción general: Patas y
antenas amarillentas, éstas últimas
con los tres segmentos terminales
un
poco
Puntuaciones
definidas
más
elitrales
formando
oscuros.
poco
líneas
confusas. Pronoto y élitros de
color anaranjado cafezusco con
una tonalidad brillante. Parte
ventral de color café claro opaco.
La cabeza y pronoto se unen al
resto del cuerpo abruptamente, de
manera que hay un segmento de
élitro saliente a cada lado del
pronoto.
Figura 67. Syphrea sp.2
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: algunos especímenes se observaron en el follaje de la cañuela
(Chusquea longilligulata y Chusquea amistaensis), uno de los cuales se colectó; además,
esta especie se colectó mediante trampas amarillas instaladas en sitios abiertos en medio
del bosque, en donde es muy común la presencia de dicha planta, por lo cual se sospecha
existe alguna relación estrecha entre insecto y planta.
Comportamiento observado: los especímenes observados mostraron ser muy listos, con
un sistema defensivo que consiste en un salto fuerte y veloz, con el cual logran escapar
fácilmente.
133
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción
amarillentas
general:
con
los
Patas
fémures
oscurecidos. Antenas y pronoto de
color café oscuro, este último con
una depresión bien pronunciada en
forma de “M” muy cerca de donde
se une a los élitros y al resto del
cuerpo. Cabeza y élitros negro
brillante, estos últimos con una
característica
muy
particular:
tienen una serie de abultamientos o
estrías en la mayor parte de su
superficie, lo cual les da la
apariencia de estar arrugados. La
puntuación elitral está definida
Figura 68. Syphrea sp.3
suavemente y corre formando líneas
Fotografía: Róger González, 2003.
algo confusas en medio de los “canales” formados por los abultamientos ya mencionados.
Planta hospedera: en el micro hábitat donde se encontró Syphrea sp.3 es muy común la
planta cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis) y es muy posible que exista
una relación entre el insecto y esta planta, la cual es una de las especies más abundante en
los sitios abiertos dentro del bosque primario de robledal, donde precisamente se
encontró este crisomélido.
Comportamiento observado: debido a que Syphrea sp.3 se colectó únicamente
mediante trampas amarillas no se pudo observar el comportamiento natural de los
especímenes vivos, sin embargo se puede deducir que es una especie que acostumbra
volar en o hacia los “claros” dentro del bosque primario y que además es atraído por
colores llamativos como el amarillo.
134
Longitud del cuerpo: 1.8 mm.
Descripción
bucales,
patas
amarillentas.
élitros
general:
de
y
Cabeza,
color
Partes
antenas
pronoto
verde
y
oscuro
metálico, éstos últimos presentan dos
abultamientos (uno en cada élitro)
muy cerca del escutelo. El pronoto
muestra
una
depresión
bien
pronunciada muy cerca del escutelo.
Puntuación elitral bien marcada,
definida en líneas que corren casi
paralelas a todo lo largo de los
élitros. Toda la parte ventral es de
color negro opaco.
Figura 69. Syphrea sp. 4
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: al igual que Syphrea sp. 3, esta otra especie se encontró en el micro
hábitat donde es muy común la planta cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis)
y es muy posible que también exista una relación entre el insecto y la cañuela, por ser una
de las especies de plantas más abundante en los sitios abiertos dentro del bosque primario
de robledal, donde precisamente se encontró Syphrea sp. 4.
Comportamiento observado: debido a que Syphrea sp.4 se colectó únicamente
mediante trampas amarillas no se pudo observar el comportamiento directo mientras los
especímenes están vivos, sin embargo se deduce que es una especie que acostumbra volar
en o hacia los “claros” dentro del bosque primario y que además es atraído por colores
llamativos como el amarillo.
135
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción general: patas y
antenas
amarillentas.
Cabeza,
pronoto y élitros de color naranja.
Puntuaciones elitrales muy poco
definidas,
apreciar
apenas
unas
se
cuantas
logran
líneas
confusas. Parte ventral naranja
oscuro casi café, especialmente en
el abdomen. El pronoto presenta
una suave depresión cercana al
escutelo.
Figura 70. Syphrea sp. 5
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: En el micro ambiente donde se colectó Syphrea sp.5 es muy común la
cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis), por ser un sitio abierto en medio del
bosque (orillas del sendero que va al Jardín Natural y que va paralelo al Río Terbi) donde
esta planta crece libremente. Puede ser que al igual que las demás especies de Syphrea,
esta otra especie tenga alguna relación estrecha con la planta mencionada.
Comportamiento observado: debido a que Syphrea sp. 5 se colectó únicamente
mediante el golpe de vegetación, no se pudo observar el comportamiento natural mientras
los especímenes están libres en su medio, sin embargo, en cautiverio este crisomélido
demostró tener gran habilidad para saltar en diferentes direcciones con bastante
frecuencia y velocidad.
136
Longitud del cuerpo: 1.5 mm.
Descripción
general:
Patas
amarillentas. Las antenas tienen los
segmentos 1 y 2 de color amarillo,
pero a partir del tercer segmento
antenal comienzan a oscurecerse
progresivamente
hasta
ser
casi
negros en la punta de la antena.
Pronoto y cabeza anaranjado oscuro
casi café. Los élitros son de color
verde azulado oscuro con un tono
brillante. La puntuación elitral está
bien marcada aunque en forma
desordenada
(no
linear).
Parte
ventral de color negro opaco.
Figura 71. Syphrea sp.6
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: En el micro ambiente donde se colectó Syphrea sp.5 es muy común la
cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis), pues es un sitio abierto a orillas del
sendero cercano del Refugio. Puede ser que al igual que las demás especies de Syphrea,
esta otra especie también tenga alguna relación estrecha con la planta mencionada.
Comportamiento observado: Los especímenes colectados mostraron gran capacidad de
salto y perciben los movimientos de su entorno con mucha precisión, pues “brincan”
mucho antes de llegar a 1 – 2 metros desde donde están. Algunos especímenes se
colectaron por medio de trampas amarillas instaladas en lugares abiertos, lo cual indica
que esta especie frecuenta estos lugares y que es atraída por colores llamativos como el
amarillo.
137
Longitud del cuerpo: 2.8 mm.
Descripción general: Élitros de color
verde azulado metálico con una
puntuación bien marcada y en forma
no linear. El pronoto es verde azulado
metálico casi liso, pues los puntos
presentes
son
minúsculos.
Parte
ventral negra incluyendo la coxa y el
fémur, a partir del cual el color es
amarillento.
Antenas
con
los
3
segmentos basales amarillentos, luego
son cada vez más oscuras hasta llegar
al café oscuro.
Planta hospedera: esta especie se
colectó en de las flores de Miconia
tonduzzi (Cogn.) Melastomataceae,
con la cual está estrechamente relacionada.
Figura 72. Genaphthona sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Comportamiento observado: Cuando se colectó en forma directa, Genaphthona sp.
Demostró que salta velozmente y a gran distancia, además, esta especie se colectó
mediante las trampas amarillas, intersección de vuelo, Malaise y sombrereta, lo cual
indica que esta especie suele frecuentar la mayoría de hábitats que fueron muestreados en
el Valle del Silencio. En cuanto a distribución del género, se sabe que tiene dos especies
descritas: Genaphthona transversicollis (reportada en Guatemala y El Salvador) y G.
virkkii (reportada en El Salvador)(Bechyné, 1997). La especie presente en el Valle del
Silencio pareciera no estar descrita.
138
Longitud del cuerpo: 4.5 a 6 mm.
Descripción general: Patas y segmentos
antenales 1 - 4 amarillentos, el resto de la
antena
es
negra.
Cuerpo un
poco
convexo, la cabeza y el pronoto están
unidas fuertemente al resto del cuerpo
por un borde lateral aplanado que rodea
casi por completo al pronoto. Puntuación
elitral
bien
arbitrariamente
marcada
(no
definida
linear),
élitros
amarillos con una mancha negra en forma
de “I” y un pequeño punto negro en la
parte posterior de cada élitro. El pronoto
es rojizo con los bordes amarillentos.
Parte ventral cafezusca. Cuando los
especímenes se colectaron en alcohol
perdieron parcialmente el color amarillo en
Figura 73. Walterianella sp.1
todo su cuerpo, por lo cual adquirieron una
Fotografía: Róger González, 2003.
coloración cafezusca.
Planta hospedera: varios especímenes se encontraron entre el follaje de la cañuela
(Chusquea longilligulata y Chusquea amistaensis) o posados sobre las hojas de la piñuela
Greigya sylvicola y G. colombiana, aunque no necesariamente se les relaciona
directamente con estas plantas debido a su comportamiento nocturno.
Comportamiento observado: como ya se mencionó, casi todos los representantes de
este género son de actividad nocturna (Bechyné, 1997), lo cual se cumple para esta
especie, ya que solamente se encontró en actividad (volando o caminando) en horas de la
noche. Sin embargo, tanto durante el día como en la noche, cuando se le encontró mostró
ser de movimientos rápidos y muy listo para brincar, lo cual hace de forma muy
particular: brinca (hacia arriba) y se deja caer a muy poca distancia de donde saltó, por lo
cual se puede encontrar en el suelo.
139
Longitud del cuerpo: 5 a 8 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas
cafezuscas, estas últimas con los segmentos 14 un poco más claros. La cabeza y el pronoto
(que es rojizo con los bordes amarillentos)
están unidas fuertemente al resto del cuerpo
por un borde lateral aplanado que rodea casi
por
completo
al
pronoto.
Élitros
con
puntuación desordenada (en forma no linear),
amarillos con una mancha negra en forma de
“I” que se cierra casi por completo al llegar al
pronoto, dejando en el centro una isla amarilla
en forma ovalada en cada uno de los élitros.
En ocasiones, la mancha negra se extiende
sólo hasta la mitad (donde termina línea la
Figura 74. Walterianella sp.2
Curva y sigue un “cuello de botella”) y queda
Fotografía: Róger González, 2003.
una mancha con forma como de corazón. También hay especímenes únicamente con dos
pequeñas manchas muy separadas una de la otra y en forma de “casquito”, en conclusión,
esta mancha es muy variable en cuanto a forma y tamaño, pero en ningún caso llega hasta
los bordes laterales de los élitros lo cual se cumple únicamente en Walterianella sp.1.
Planta hospedera: varios especímenes se encontraron en el follaje de la cañuela
(Chusquea longilligulata y C. amistaensis) y de la piñuela Greigya sylvicola y G.
colombiana, pero no se puede establecer una relación directa con estas plantas debido a
su comportamiento nocturno.
Comportamiento observado: es muy probable que esta especie también sea de hábitos
nocturnos, pues se encontró en actividad (volando o caminando) únicamente en horas de
la noche y además, fue atraído por las luces con mercurio que se instalaron en las mantas.
Sin embargo, tanto durante el día como en la noche, cuando se le encontró mostró ser de
movimientos rápidos y muy listo para brincar, lo cual hace de igual manera que la especie
anterior.
140
Longitud del cuerpo: 5 mm.
Descripción general: Patas y antenas
amarillentas, estas últimas con los
segmentos 6-11 de color café oscuro. La
cabeza y el pronoto se unen fuertemente
al resto del cuerpo mediante un borde
lateral aplanado que rodea casi por
completo
puntuación
al
pronoto.
bien
arbitrariamente,
Élitros
marcada
amarillos
con
definida
con
una
mancha café –rojiza que cubre casi toda
la parte anterior del cuerpo, excepto por
dos manchas amarillas aisladas y de forma
Figura 75. Walterianella sp.3
ovoide una en cada élitro y por una porción
Fotografía: Róger González, 2003.
de borde amarillo en cada élitro que inicia en la base del pronoto y que muere más o
menos en la mitad del cuerpo para luego reaparecer formando un gran parche amarillo en
la parte posterior del espécimen. En algunas ocasiones los puntos amarillos mencionados
y el borde amarillento de los élitros se unen totalmente. El pronoto es rojizo con los
bordes amarillentos. Parte ventral de color café claro.
Planta hospedera: estos crisomélidos se observaron posados sobre las hojas de la
piñuela (Greigya sylvicola y Greigya colombiana), de Coralillo, Colmillo o Quiquicirri
(Satyria warszewiczii según Alfaro y Gamboa, 1999) y de una palma de Suita (Geonoma
pittieri) aunque no se les relaciona directamente con estas plantas debido a su
comportamiento nocturno.
Comportamiento observado: es muy probable que esta especie también sea de hábitos
nocturnos. Los especímenes colectados mostraron gran rapidez para saltar y tienen un
sentido sensorial muy desarrollado ya que se van aún cuando se está a 1 o 2 metros de
ellos.
141
Longitud del cuerpo: 4 a 5 mm.
Descripción
general:
Pronoto,
escutelo, patas y antenas anaranjadas,
estas últimas con los segmentos 4 – 11
cada vez más oscuros hasta llegar a ser
negros en la punta de la antena. El
pronoto presenta una depresión muy
cerca del escutelo. Puntuación elitral
bien marcada, definida en forma
arbitraria. Parte ventral totalmente
amarillenta. La coloración de los
élitros puede variar desde verde
metálico, verde azulado metálico y,
azul metálico hasta casi lila, lo cual
posiblemente se debe a la diferenciación
Figura 76. Neodiphaulaca sp.
de sexos o incluso al hecho de que el
Fotografía: Róger González, 2003.
espécimen pierda su color natural cuando es colectado en alcohol, el cual puede disolver
o desteñir algunas de las sustancias que dan la coloración al insecto cuando está vivo.
Planta hospedera: algunos especímenes se colectaron directamente mientras estaban
posados sobre las hojas de la palma suita (Geonoma pittieri), sin embargo estas
observaciones no fueron muy frecuentes, por lo que aún no se puede establecer una
relación estrecha entre planta e insecto.
Comportamiento observado: Los especímenes de Neodiphaulaca sp. colectados en
forma directa mostraron ser muy listos y ágiles especialmente en su vuelo. Desde larga
distancia detectan las vibraciones, movimientos o cambios en la iluminación de su
entorno, ante lo cual están alerta con sus antenas extendidas, para volar ante cualquier
posible peligro.
142
Longitud del cuerpo: 1.5 mm.
Descripción
general:
patas
y
antenas amarillentas, estas últimas
con los segmentos 5-11 cada vez
más oscuros hasta llegar a ser
negros en la punta de la antena.
Élitros, cabeza y pronoto de color
verde oscuro metálico. Puntuación
elitral
moderadamente
marcada
dispuesta en líneas paralelas. El
pronoto presenta una serie de
puntos muy ligeros y repartidos al
azar, pero no presenta ninguna
prominencia o depresión. Cuerpo
Figura 77. Chaetocnema sp.
ovalado y semiconvexo. Ojos prominentes.
Fotografía: Róger González, 2003.
Parte ventral de color café oscuro.
Planta hospedera: con bastante frecuencia Chaetocnema sp. está en las hojas de la
cañuela (Chusquea longilligulata y C. Amistaensis) con la cual se establece una relación
muy estrecha. En Venezuela, la especie Chaetocema macgillavryi raspa y perfora las
hojas del Bambú (Bambusa longispiculata), que es de la misma familia (Poaceae) de la
cañuela (Chusquea longilligulata y Ch. amistaensis), además ataca otras poáceas como
Echinochloa colonum, Panicum maximun (pasto de corta) y Zea mays (maíz) (en esta
última especie, Chaetocema macgillavryi ataca principalmente a las plantas pequeñas
(plántulas)(Bechyné, 1997).
Comportamiento observado: son insectos muy listos y ágiles que saltan a gran
velocidad cuando perciben el menor movimiento en su entorno. Al parecer, el color
amarillo les resulta llamativo y además vuelan en lugares abiertos como los senderos.
143
Longitud del cuerpo: 3 mm.
Descripción general: Forma del
cuerpo alargado y poco convexo.
Patas y antenas de color café oscuro,
casi con la misma coloración que el
resto del cuerpo. Cabeza claramente
separada del pronoto, éste último
con fuertes puntuaciones ubicadas al
azar.
Puntuación
marcada,
definida
elitral
en
bien
líneas
confusas. Tanto la cabeza como el
pronoto y los élitros son de color
negro brillante. Parte ventral de
color negro opaco.
Figura 78. Nasigona sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: los especímenes colectados en forma directa se encontraron sobre el
follaje y entre los nudos que forman las hojas al unirse con el tallo de la planta cañuela
(Chusquea longilligulata y C. amistaensis). Es muy posible que Nasigona sp. descanse y
se proteja entre esos “nudos” vivos que ofrecen un hábitat muy seguro para tales insectos.
No se descarta que también sus hábitos alimenticios estén relacionados con la planta
mencionada.
Comportamiento observado: los especímenes observados directamente en el medio
natural mostraron ser excelentes voladores además de tener un excelente sistema de
detección de los movimientos y cambios que se dan en su entorno cercano, ante los que
reaccionan instantáneamente.
144
Longitud del cuerpo: 4 mm.
Descripción general: Patas verdes con
un tono metálico. Antenas un poco más
oscuras (casi negras) igualmente con un
tono metálico. Pronoto con una fuerte
depresión cerca del escutelo pero sin
puntuaciones. Cabeza, pronoto y élitros
de color verde metálico, estos últimos
con un abultamiento en cada uno casi al
unirse con el pronoto. Puntuación elitral
bien
marcada
dispuesta
de
manera
arbitraria (muy confusa). Parte ventral
igualmente de color verde metálico.
Planta hospedera: se sabe que la
mayoría de especies del género Diphaltica
Figura 79. Diphaltica sp.
presentes en Centroamérica y Colombia
Fotografía: Róger González, 2003.
están asociadas estrechamente con plantas del género Solanum sp. (Solanácea) (Bechyné,
1997), sin embargo, aunque Diphaltica y Solanum están presentes en el Valle del
Silencio, durante el proceso de esta investigación no se encontraron especímenes
asociados a alguna de estas plantas.
Comportamiento observado: esta especie mostró ser de rápidos movimientos tanto para
caminar como para volar durante horas de la noche, pues fue atraída por la trampa de
manta con luz de mercurio que se instaló dentro del bosque primario de roble (Quercus
costarricensis y Q. bumeliodes), la cual se dispuso hacia las copas de los árboles, en las
cuales es muy posible que desarrolla sus actividades, pues no se colectó con ninguna de
las demás trampas y métodos de colecta que se utilizaron en los diferentes sitios o micro
ambientes de la parte baja del bosque. Es muy posible que esta especie sea de hábitos
nocturnos.
145
Longitud del cuerpo: 4 mm.
Descripción general: Patas y antenas
amarillentas, estas últimas con los
segmentos 7-11 cada vez más oscuros
hasta llegar a ser café oscuro en la
punta de la antena. Cabeza, pronoto y
élitros totalmente de color naranja. El
pronoto presenta una fuerte depresión
muy cerca del escutelo. Élitros con
una puntuación débil y en forma
desordenada, de manera que a simple
vista parecen muy pulidos (casi lisos).
Parte ventral totalmente amarillenta.
Dinaltica es un género poli filético
caracterizado conjuntamente por la
presencia
de
numerosos
puntos
setíferos supraorbitales (Bechyné y
Springlova, 1975).
Planta hospedera: Algunos especímenes
Figura 80. Dinaltica sp.
se observaron y colectaron en las flores
Fotografía: Róger González, 2003.
de Miconia tonduzzi (Cogn.), la cual frecuentemente se encuentra en los espacios abiertos
en medio del bosque. Aunque estas observaciones no fueron frecuentes, es muy posible
que ambas especies (Dinaltica sp. y Miconia tonduzzi) estén estrechamente relacionadas.
Comportamiento observado: los especímenes colectados mostraron ser buenos
“saltadores” y cuando son manipulados caminan bastante rápido y vuelan. Aunque se les
capturó en las trampas de intersección y de Malaise, la mayoría de los especímenes de
esta especie se colectaron mediante las trampas amarillas. En cuanto a su distribución, el
género Dinaltica incluye dos especies descritas y distribuidas en Honduras y El Salvador:
Dinaltica anilina y D. aeneipennis respectivamente (Bechyné y Springlova, 1975), sin
embargo, la especie colectada en el Valle del Silencio y para toda Costa Rica
probablemente aún no está descrita.
146
Longitud del cuerpo: 1.9 mm.
Descripción general: Patas y antenas de color
café claro, sin embargo los segmentos antenales
7-11 se oscurecen cada vez más hasta llegar a ser
casi negros en la punta de la antena. Parte
ventral, cabeza, pronoto y élitros de color negro
brillante, estos últimos cubiertos totalmente de
setas muy evidentes que le dan una apariencia
“peluda”. Puntuación elitral bien marcada y
lineal, no así en el pronoto, donde los puntos
están distribuidos arbitrariamente.
Planta hospedera: El estado adulto de esta
especie se encontró tanto en el follaje como
dentro de los tallos tiernos de la Cañuela (Chusquea
Figura 81. Epitrix sp.
longilligulata). Los tallos donde se encontraron
Fot.: Róger González, 2003.
presentaban una serie de pequeños huequitos de alrededor de 2 mm de diámetro (ver
figuras 108 y 109 en la sección de anexos). Al abrir el tallo con un corte longitudinal, se
encontró que por dentro hay una serie de cámaras que van en forma de espiral (similar a
una escalera de tipo caracol) en sentido de todo el largo del tallo, las cuales son hechas
por unos insectos de la subfamilia Scolitinae (Curculionidae: Coleoptera), los cuales
cultivan un microhongo de color blanco el cual se encuentra adherido a las paredes de
dichas cámaras y el cual les sirve de alimento. Las cámaras más viejas (generalmente
hacia la base del tallo) son desalojadas por los Scolitinae los cuales buscan brotes frescos
y tiernos (hacia la parte superior del tallo) con los cuales alimentan a su hongo, de esta
manera las cámaras ya desalojadas se van pudriendo y toman un aspecto acuoso y con
mal olor, que es el sitio donde precisamente se encontró Epitrix sp.
Comportamiento observado: los especímenes colectados mostraron ser muy activos y
con excelentes cualidades tanto para volar como para caminar. Además, Epitrix sp. se
colectó por medio de las trampas Malaise y mayoritariamente amarillas, lo cual
demuestra su presencia en los “claros” del bosque, así como que es atraído por colores
llamativos como el amarillo.
147
Longitud del cuerpo: 1.8 mm.
Descripción
general:
Patas
cafezuscas. Antenas pequeñas
y amarillentas, con los últimos
tres segmentos más oscuros.
Cuerpo de apariencia ovoide
con un color café oscuro que
abarca tanto la parte ventral
como la cabeza, el pronoto y
los élitros. Puntuación elitral
bien marcada en la cual los
puntos
se
distribuyen
arbitrariamente extendiéndose
de igual manera en el pronoto.
Figura 82. Gioia sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: en varias ocasiones esta especie se colectó en el follaje de la cañuela
(Chusquea longilligulata y C. amistaensis) principalmente en aquellas plantas que se
encuentran a orillas del sendero o en otras áreas abiertas en el bosque, de manera que es
evidente la relación estrecha entre ambas especies.
Comportamiento observado: Gioia sp.1 tiene un comportamiento similar al de la
mayoría de especies colectadas: es sumamente listo, pues brinca o salta a gran velocidad
cuando se siente amenazado. Los especímenes colectados directamente se obtuvieron por
medio del golpe de vegetación con sombrereta además de la colecta libre. Gioia sp.1
también se colectó por medio de las trampas amarillas y la trampa de Malaise las cuales
se instalaron en áreas abiertas tales como senderos, alrededores de un árbol caído y
parches naturales de vegetación enana como la cañuela, de manera que es muy posible
que Gioia sp. 1 frecuenta o vive en estos micro ambientes.
148
Longitud del cuerpo: 2,1 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas amarillentas, estas últimas
con los segmentos 8-11 de color
progresivamente oscuro hasta llegar
casi a negro en la punta de la
antena.
Cabeza
y
pronoto
anaranjados. Parte ventral de color
negro. Élitros de color café con una
tonalidad
de
Puntuaciones
verde
elitrales
metálico.
bien
marcadas definidas arbitrariamente.
Planta hospedera: Aunque no se
pudo
establecer
una
relación
estrecha entre esta especie y alguna
planta específica, se observó que
Figura 83. Gioia sp. 2
Gioia sp. 2 acostumbra estar sobre las
Fotografía: Róger González, 2003.
hojas de la cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis), además de que los
especímenes colectados se hallaron únicamente en lugares abiertos dentro del bosque,
donde es muy abundante la “Chusquea”.
Comportamiento observado: Son especímenes sumamente listos, pues los que se
observaron en forma directa escapan fácilmente por medio de un fuerte y veloz salto que
logran gracias a los músculos de los fémures de las patas posteriores, los cuales están
bien desarrollados. Esta especie igualmente se colectó por medio de las trampas amarillas
y de Malaise que se instalaron en algunos “claros” dentro del bosque, lo cual demuestra
su presencia en estos lugares, además de su atracción por colores llamativos como el
amarillo.
149
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción general: Patas con
una tonalidad anaranjada, antenas
muy típicas de esta especie, pues a
partir del quinto segmento se
forma una masa antenal muy
evidente de color café oscuro. Los
segmentos antenales 1-5 son del
mismo color que las patas. Cabeza,
pronoto y élitros cubiertos de setas
de color oro que dan una tonalidad
brillante. Tanto el pronoto como
los élitros presentan una serie de
abultamientos en diferentes posiciones
Figura 84. Hypanthus sp.
los cuales tienen una tonalidad naranja,
Fotografía: Róger González, 2003.
el resto de los élitros, pronoto y del cuerpo incluyendo su parte ventral es de color café
oscuro.
Planta hospedera: es muy posible que esta especie tenga una asociación con la cañuela
(Chusquea longilligulata y C. amistaensis) pues los especímenes colectados se
obtuvieron de trampas instaladas en sitios donde esta planta es muy abundante.
Comportamiento observado: todos los especímenes colectados provienen de trampas
amarillas y de intersección, por lo cual no se pudo observar el comportamiento natural de
estos insectos mientras están vivos. A pesar de esto, es muy posible que tengan el salto
como medio de escape, pues sus fémures posteriores son bastante engrosados incluso, los
músculos que los constituyen están más desarrollados que otras de las especies de
Alticini colectadas en el Valle del Silencio. Esta especie se colectó mayoritariamente
mediante las trampas amarillas, lo cual indica su atracción por dicho color.
150
Longitud del cuerpo: 4 mm.
Descripción general: patas y
antenas amarillentas. Cabeza,
pronoto y élitros igualmente
amarillentos pero con una
serie de pequeñas manchas
oscuras
(casi
diversas
partes
negras)
de
en
éstos,
además de lo cual presentan
muchas setas de color oro que
le dan una coloración brillante
al individuo (bajo una luz
artificial) y que están ubicadas
en diferentes direcciones por
lo cual a veces forman “remolinos”.
Figura 85. Hypolampsis sp.1
Puntuación elitral desordenada,
Fotografía: Róger González, 2003.
poco marcada y visible bajo el gran número de setas. Parte ventral totalmente amarillenta.
Planta hospedera: es muy posible que Hypolampsis sp. 1 tenga una estrecha relación
con la cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis) pues los especímenes
observados directamente estaban en las hojas de estas plantas, además, también se
obtuvieron especímenes de trampas instaladas en sitios donde esta planta es muy común.
Comportamiento observado: los especímenes observados “saltaban” con gran
velocidad y fuerza, con lo cual desaparecían en un instante. El hecho que esta especie se
haya colectado también mediante las trampas amarillas, intersección y de Malaise
demuestra que Hypolampsis sp. 1 vuela en o hacia lugares abiertos en medio del bosque
y que es atraído por colores llamativos como el amarillo.
151
Longitud del cuerpo: 2.8 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas amarillentas, estas últimas se
oscurecen suavemente a partir del
quinto segmento antenal, por lo cual
la punta de las antenas son de color
café claro. La parte donde se une el
fémur posterior a cada tibia es un
poco más oscura. Cabeza, pronoto y
élitros de color cafezusco, con varias
manchas oscuras (casi negras) en
diferentes partes del cuerpo, además
presentan toda esta área cubierta por
setas de color oro dispuestas a
manera de “remolinos”. Puntuación
elitral bien marcada y definida en
líneas que a veces no se pueden visua-
Figura 86. Hypolampsis sp.2
-lizar bien debido a la capa de pelos o
Fotografía: Róger González, 2003.
Setas que las recubren. Parte ventral cafezusca excepto los últimos tres tergitos
abdominales, los cuales son amarillentos.
Planta hospedera: los especímenes colectados directamente se encontraron en su gran
mayoría sobre el follaje de la cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis).
También se colectaron varios especímenes en las hojas de roble (Quercus costarricensis
y Q. bumeliodes).
Comportamiento observado: son sumamente listos y detectan muy bien los
movimientos y cambios en su entorno, por lo cual son difíciles de capturar directamente.
Los especímenes manipulados “brincaron” tan rápido como lo hace una “pulga”.
Hypolampsis sp. 2 se obtuvo también por medio de las trampas Malaise, amarillas,
intersección, manta con luces, red de Noyes y golpe de vegetación con sombrereta, todas
ubicadas en diferentes micro hábitats dentro de la parcela de estudio, lo cual demuestra
que es una especie que está presente en varios ambientes diferentes.
152
Longitud del cuerpo: 3.5 mm.
Descripción general: Cuerpo de
forma ovoide. Patas
y antenas
amarillentas, estas últimas con los
segmentos
3-7
más
oscuros
(cafezuscos). Parte ventral, cabeza,
pronoto y élitros de color amarillento
cubiertos
de
pequeñas
setas.
Puntuación elitral muy evidente de
color café. Los fémures posteriores
son
bastante
abultados.
Los
especímenes colectados presentan un
abultamiento en forma de “pelotita”
en el último tarso de la pata
posterior.
Figura 87. Hypolampsis sp.3
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Hasta el momento no se tienen datos de la o las especies de plantas
con la cual se encuentra asociado Hypolampsis sp.3, sin embargo, cabe mencionar que en
los sitios donde se encontró esta especie es muy abundante la cañuela (Chusquea
longilligulata y C. amistaensis) y que posiblemente se asocia a ella ya sea como un
hábitat o como fuente de alimento.
Comportamiento observado: Debido a que Hypolampsis sp.3 únicamente se colectó por
medio de las trampas amarillas y de intersección, no se pudo hacer observaciones del
comportamiento natural de esta especie cuando está viva, sin embargo y debido al tamaño
de los músculos de sus fémures posteriores es evidente la gran capacidad de saltar que
tiene esta especie.
153
Longitud del cuerpo: 5 mm.
Descripción
general:
Patas
cafezusco - amarillentas. Cada uno
de los segmentos antenales son de
color café en su mitad inferior y
amarillo en la parte superior.
Cabeza,
pronoto
y
élitros
amarillentos, estos últimos con
setas que le dan una tonalidad
brillante y con una puntuación
linear bien marcada y de color
oscuro (negro). El pronoto es de
forma cuadrangular y presenta seis
protuberancias en forma de “pico”,
tres en cada borde externo lateral
del pronoto (los cuales son de
color café). Además, la superficie
del pronoto tiene varios abultamientos.
Figura 88. Hypolampsis sp.4
Parte ventral totalmente de color amarillento.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: algunos de los especímenes colectados se encontraron en las hojas
secas de los helechos arborescentes (Cyathea sp.), las cuales toman un aspecto cafezusco,
muy semejante al color de Hypolampsis sp. 4.
Comportamiento observado: Los especímenes colectados directamente se quedaban
queditos unos instantes, a veces con sus extremidades escondidas bajo su cuerpo, luego
saltaron con mucha fuerza. La mayoría de los especímenes colectados se obtuvieron por
medio de la manta con luz puesta durante la noche en sitios abiertos y con buena
proyección hacia el dosel del bosque, donde es muy probable que Hypolampsis sp. 4
desarrolle sus actividades, por lo que se sospecha es de hábitos nocturnos.
154
Longitud del cuerpo: 2.5 mm.
Descripción general: Patas y antenas de
color café claro. Parte ventral, cabeza,
pronoto y élitros café oscuro cubiertos por
completo de pequeñas setas brillantes
ubicados
a
manera
de
“remolinos”.
Puntuación elitral bien definida en líneas
que son
poco visibles debido a la
presencia de las setas. El pronoto presenta
una “espinita” en el borde extremo
cercano a cada ojo.
Planta hospedera: algunos especímenes
se encontraron (sólo 1 de ellos se logró
colectar directamente) en los nudos que
forman las hojas al unirse a los tallos de la
cañuela (Chusquea longilligulata y C.
amistaensis), principalmente en las partes
Figura 89. Hypolampsis sp.5
superiores de estas plantas.
Fotografía: Róger González, 2003.
Comportamiento observado: esta especie es muy activa y lista. Si se mantienen en
cautiverio caminan constantemente hasta encontrar un sitio donde ocultarse, durante las
mañanas (cuando el sol aún no ha calentado se mantienen inmóviles aunque se les
manipule) pero una vez que su cuerpo recibe el calor del medio brincan con mucha
rapidez escapando fácilmente. Hypolampsis sp.5 también se colectó por medio de las
trampas amarillas y de Malaise, las cuales se instalaron en lugares abiertos en donde
Chusquea longilligulata y C. amistaensis es muy común.
155
Longitud del cuerpo: 1.9 mm.
Descripción general: patas y
antenas de color café claro,
cubiertas por completo de setas.
Parte ventral, cabeza, pronoto y
élitros de color café oscuro con
una tonalidad brillante. La forma
de su cuerpo es muy característica
por tener una “cintura” muy
pronunciada entre el pronoto y el
abdomen, el cual termina en
forma de punta. Puntuaciones
elitrales muy débiles con un tono
de café oscuro casi negro.
Figura 90. Longitarsus sp. 1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Los especímenes colectados directamente se encontraron en las hojas
secas de la cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis), en las cuales muy
posiblemente pasa la mayor parte de su tiempo. Los especímenes colectados
indirectamente se extrajeron de aquellas trampas instaladas en lugares donde la cañuela
es bastante común.
Comportamiento observado: los especímenes colectados directamente mostraron ser
sumamente veloces y listos para “brincar”, incluso no se tienen registros de especímenes
colectados directamente debido a que escaparon con increíble listeza. En su mayoría,
Longitarsus sp. 1 se colectó mediante las trampas amarillas y algunos pocos llegaron a la
trampa de Malaise, lo cual indica su atracción por los colores llamativos como el amarillo
y además su presencia en los lugares abiertos en el sotobosque.
156
Longitud del cuerpo: 1.5 mm.
Descripción general: Patas y antenas
de color café claro, mientras que la
parte ventral, la cabeza, los élitros y el
abdomen son un poco más oscuros. La
forma
de
su
cuerpo
es
muy
característica por parecer un huevo
excepto por una pequeña “cintura” que
se observa entre el pronoto y los
élitros, además, el pronoto termina en
forma menos pronunciada o punteada
que Longitarsus sp. 1. La puntuación
elitral es muy débil y en forma
desordenada.
Planta
hospedera:
algunos
especímenes se encontraron en lugares
Figura 91. Longitarsus sp.2
Húmedos y oscuros, tales como las gambas
Fotografía: Róger González, 2003.
de los robles (Quercus costarricensis y Q. bumeliodes), sin embargo también se
encontraron en la vegetación en proceso de descomposición.
Comportamiento observado: son especímenes sumamente listos y brincan a gran
velocidad y distancia, escapando de la vista en un instante. Los especímenes colectados
indirectamente se obtuvieron de las trampas amarillas y de Malaise dispuestas a orillas
del sendero en los alrededores del Refugio. En cuanto a la distribución geográfica, el
género Longitarsus está repartido en todo el mundo en centenares de especies (Bechyné,
1997).
157
Longitud del cuerpo: 2.5 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas amarillentas, estas últimas
con
los
oscurecidos
segmentos
10
(café
claro).
y
11
Parte
ventral, cabeza, pronoto y élitros de
color café oscuro con una tonalidad
brillante. Puntuaciones elitrales bien
marcadas y dispuestas en forma
desordenada, las cuales se extienden
incluso hasta el pronoto y la cabeza,
donde son cada vez menos evidentes.
Planta hospedera: Debido a que esta
especie no se colectó de forma directa
no se tienen datos de alguna especie
de planta donde se haya encontrado
con frecuencia y con la cual se pueda
establecer alguna relación, sin embargo,
Figura 92. Neothona sp.
en Venezuela, la especie Neothona octava
Fotografía: Róger González, 2003.
está relacionada directamente con las hojas de Ipomoea batatas (Camote) (Bechyné,
1997).
Comportamiento observado: no se tienen datos del comportamiento natural de
Neothona sp. mientras los especímenes están vivos, pero se sabe que todas las especies de
este género (Neothona) normalmente son palinófagas (Bechyné, 1997). Los 3
especímenes colectados se obtuvieron mediante las trampas amarillas instaladas en el
sendero en los alrededores del Refugio.
158
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas amarillentas, estas últimas
con los segmentos antenales 8-11
de color negro. Además, los
fémures de las patas posteriores
son de color café oscuro. Parte
ventral, cabeza, pronoto y élitros
de color negro, cubiertos por
completo de setas muy evidentes y
de color plateado, lo cual le da un
aspecto
brillante
al
insecto.
Puntuación elitral poco marcada y
no visible debido a la presencia de
las setas.
Figura 93. Phylactitus sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Algunos especímenes se observaron posados en las hojas de la
cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis) pero no se pudieron capturar debido a
su increíble listeza. Los especímenes colectados indirectamente se obtuvieron de aquellas
trampas instaladas en lugares donde esta planta es muy común, por lo cual, es muy
posible que exista una relación muy estrecha entre ambas especies.
Comportamiento observado: Son expertos en “brincar” con sus poderosos músculos de
los fémures en las patas posteriores. Además, la mayoría de los especímenes se
colectaron mediante la trampa de Malaise, lo cual indica que Phylactitus sp. acostumbra
volar en lugares abiertos como senderos y claros con vegetación enana.
159
Longitud del cuerpo: 3 a 3.5
mm.
Descripción general:
Patas y
antenas
Pronoto,
amarillentas.
cabeza y élitros de color oro, estos
últimos con puntuaciones bien
marcadas y distribuidas en líneas
casi paralelas a todo lo largo de
los élitros. El pronoto también
presenta puntuaciones pero en
forma
presenta
desordenada,
una
además
depresión
bien
marcada cerca del escutelo y tiene
una mancha café oscuro hacia el
centro de la placa pronotal. Parte
ventral de color cafezusco.
Figura 94. Sphaeronychus fulvus
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Los especímenes colectados en forma directa se encontraron en las
hojas de una planta de la familia Melastomataceae (Miconia tonduzzi), por lo cual es muy
probable que Sphaeronychus fulvus se encuentre asociado a esta especie de planta.
Comportamiento observado: Los individuos de Sphaeronychus fulvus caminan muy
rápido y además tienen un excelente vuelo que practican principalmente en aquellas
áreas abiertas o claros en el bosque. Esto se comprueba al analizar que la gran mayoría de
especímenes colectados se obtuvieron por medio de la trampa de Malaise, seguido de las
trampas amarillas y de intersección del vuelo.
160
Longitud del cuerpo: 4 mm.
Descripción
general:
Patas
amarillentas en los fémures y
coxas y cafezuscas en las tibias y
tarsos. Segmentos antenales 1 y 2
amarillentos, 3 – 6 con la mitad
café y la otra mitad amarillenta, y
7 – 11 totalmente café oscuro.
Cabeza, pronoto y élitros de color
cafezusco – amarillento con un
tono
brillante.
elitrales
bien
Puntuaciones
marcadas
que
forman líneas un poco confusas.
Parte ventral completamente café.
Planta hospedera: Los pocos
especímenes de Sphaeronychus sp.
que se encontraron en forma
natural en el medio estaban en las
hojas
de
roble
(Quercus
bumelioides y Q. costarricensis) por
Figura 95. Sphaeronychus sp.
lo cual es muy probable se encuentre
Fotografía: Róger González, 2003.
asociado a esta especie de planta.
Comportamiento observado: Sphaeronychus sp. detecta los movimientos y cambios en
su entorno muy rápidamente, pues en dos ocasiones escapó mientras se manipulaba para
tomarle fotos, lo cual logró con un veloz y fuerte salto. Esta especie no se logró colectar
con ninguna de las trampas instaladas y en forma directa sólo se observó en tres
ocasiones, lo cual hace suponer que tiene su hábitat en el dosel del bosque, quizá en las
copas de los robles, a los cuales muy probablemente se encuentra asociada.
161
Longitud del cuerpo: 3.5 mm.
Descripción
general:
Patas
y
antenas de color negro oscuro
excepto en los segmentos antenales
1 – 3, que son de color café claro.
Cuerpo semiconvexo y de forma
ovoide. Tanto los élitros como el
pronoto y la cabeza son de color
negro
azulado
metálico.
Puntuación elitral bien definida,
completamente ordenada en filas
paralelas. El pronoto también tiene
una puntuación un poco más débil
y en forma desordenada. Su parte
ventral es de color negro opaco y
presenta pequeñas setas.
Figura 96. Acallepitrix sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Esta especie se colectó en un área abierta en donde la cañuela
(Chusquea longilligulata y C. amistaensis) es muy abundante, sin embargo no se colectó
directamente en esta planta, por lo que no puede establecerse una relación directa entre
insecto-planta.
Comportamiento observado: Acallepitrix sp.1 se colectó únicamente por medio de
trampas amarillas, razón por la que no se pudo observar el comportamiento del
espécimen vivo. Se puede deducir que esta especie ocasionalmente frecuenta los lugares
abiertos dentro del bosque y que es atraído por los colores llamativos como el amarillo.
162
Longitud del cuerpo: 1.5 mm.
Descripción general: Patas amarillentas.
Antenas con los segmentos 1 y 2
amarillentos y los demás segmentos
cafezuscos. Cabeza, pronoto y élitros de
color anaranjado brillante. El pronoto
carece de puntuaciones, es sumamente
arqueado y presenta una depresión muy
cerca del escutelo. Puntuación elitral bien
marcada y definida en líneas aunque no
paralelas. La parte ventral es cafezusca y
presenta numerosas setas.
Planta
Hospedera:
Compartiendo
el
mismo hábitat con Epitrix sp., Exoceras
sp.1 y Exoceras sp. 3, el estado adulto de
Figura 97. Margaridisa sp.
Margaridisa sp. se encontró dentro de los
Fotografía: Róger González, 2003.
tallos tiernos de la Cañuela (Chusquea longilligulata). Los tallos donde se encontraron
presentaban una serie de pequeños huequitos de alrededor de 2 mm de diámetro (ver
figuras 108 y 109 en la sección de anexos). Al abrir el tallo con un corte longitudinal, se
encontró que por dentro hay una serie de cámaras que van en forma de espiral (similar a
una escalera de tipo caracol) en sentido de todo el largo del tallo, las cuales son hechas
por unos insectos de la subfamilia Scolitinae (Curculionidae: Coleoptera), dentro de ellas
cultivan un microhongo de color blanco el cual se encuentra adherido a las paredes de
dichas cámaras y el cual les sirve de alimento. Las cámaras más viejas (generalmente
hacia la base del tallo) son desalojadas por los Scolitinae los cuales buscan brotes frescos
y tiernos (hacia la parte superior del tallo) con los cuales alimentan a su hongo, de esta
manera las cámaras ya desalojadas se van pudriendo y toman un aspecto acuoso y con
mal olor, que es el sitio donde precisamente se encontró Margaridisa sp.
Comportamiento observado: Muy activos y listos. Muestran gran capacidad de vuelo y
de salto. Se colectó también mediante las trampas amarillas, Malaise, manta con luz y red
de Noyes todas instaladas cerca o en medio de los “chusqueales.
163
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción
forma
general:
ovoide.
Patas
Cuerpo
y
de
antenas
amarillentas, estas últimas con el
segmento antenal 11 de color café. En
algunos especímenes la cabeza y el
pronoto son negros y los élitros son
café – marrón, mientras que hay otros
especímenes en los cuales la cabeza, el
pronoto
y
el
abdomen
son
amarillentos. Puntuación elitral bien
marcada definida en forma arbitraria.
Parte ventral cafezusca.
Planta hospedera: los especímenes
colectados se encontraron en un área
abierta en donde es muy común la cañuela
Figura 98. Heikertingerella sp.
(Chusquea longilligulata y C. amistaensis ),
Fotografía: Róger González, 2003.
sin embargo aún no se puede establecer una relación directa entre insecto y planta. Se
sabe que en Venezuela la especie Heikertingerella marini está asociada a Ruellia
tuberosa. (Bechyné, 1997), en cuyas hojas hace perforaciones. Este mismo género de
planta se encuentra en Costa Rica, representado por varias especies, sin embargo no hay
colectas de estas plantas en zonas tan altas como el Valle del Silencio.
Comportamiento observado: Debido a que Heikertingerella sp. únicamente se colectó
mediante trampas amarillas, no se pudo observar el comportamiento natural de los
especímenes mientras están vivos, sin embargo, se sabe que las especies de este género
son muy poco comunes debido a su forma de vida principalmente comiendo las hojas
terminales de plantas y árboles grandes poco accesibles para el hombre tales como los
robles (Quercus bumelioides y Q. costarricensis). En Venezuela, las especies
Heikertingerella nigrolineata, H. dermatologica, H. bernardina, H. vittata, H. avila y H.
selene se encuentran comiendo en el follaje alto de Cecropia sp. (Guarumo) (Bechyné y
Springlova, 1975).
164
Subfamilia Galerucinae.
Tribu Hispini: Gyllenhal 1813.
Introducción a la tribu: Estos crisomélidos muestran un cuerpo estrecho, paralelo o
ampliamente aovado, desde casi plano a muy convexo. Generalmente los élitros
presentan puntuaciones dispuestas en 10 filas. La forma del cuerpo de las larvas es muy
inconstante, éstas viven como minadoras de hojas, entre hojas cerradas (enrolladas),
abiertamente en el follaje o en otras partes de la planta. Las larvas que se alimentan en
lugares expuestos normalmente se protegen con una protuberancia lateral a base de
materia fecal (Arnett, Thomas, Skellev y Frank, 2002).
Autores de los géneros de la tribu Hispini:
Stenispa Baly 1858: 13 .
Cephaloleia gilvipes Uhmann 1930: 230.
Lobispa sp._____________.
165
Longitud del cuerpo: 3 a 3.5 mm.
Descripción general:
Cuerpo de forma alargada y
aplanado dorsoventralmente. Patas y antenas de color
café oscuro, en estas últimas los segmentos antenales
están muy unidos entre sí, por lo cual casi no se
diferencian uno del otro. Cabeza, pronoto y élitros de
color verde oscuro metálico, aunque algunos individuos
pueden ser azul oscuro metálico. Puntuación elitral bien
marcada definida en líneas un poco confusas. El pronoto
presenta una débil puntuación en el área cercana al
escutelo.
Los
segmentos
tarsales
presentan
una
vellosidad (setas) amarillentas que les dan un aspecto de
almohadillas. Parte ventral de color negro opaco.
Planta hospedera: Stenispa sp. se encuentra fácilmente
en cualquier época del año sobre las hojas y entre los
nudillos formadas por éstas al unirse a los tallos de la
cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis). Este
mismo hábitat lo comparte con Cephaloleia gilvipes.
Figura 99. Stenispa sp.
Foto.: Róger González, 2003.
Comportamiento observado: al ser manipulados, estos especímenes se quedan muy
queditos con sus extremidades (patas y antenas) escondidas bajo su cuerpo, en esta
posición están durante un largo período de tiempo hasta que sientan que no hay
movimientos extraños en su entorno cercano, ante lo cual muy despacio empiezan a
caminar. Rara vez se les ve volando y no “brincan”, lo cual se refleja directamente en la
manera en que fueron capturados los especímenes: únicamente dos llegaron a la trampa
de intersección, el resto se colectaron de manera activa. Stenispa sp. también se ha
colectado en todo el Macizo de la Muerte y Tapantí únicamente en la Chusquea de esta
zona.
166
Longitud del cuerpo: 4.0 mm.
Descripción general: Cuerpo alargado y aplanado
dorsoventralmente. Patas y antenas de color negro
opaco, estas últimas con los segmentos muy unidos
entre sí de manera que casi no se distinguen uno del
otro. Cabeza, pronoto y escutelo de color negro
brillante,
élitros
azul
oscuro
metálico
con
puntuaciones bien marcadas y definidas en líneas un
poco confusas. Los segmentos tarsales presentan una
vellosidad (setas) amarillentas que les dan un aspecto
de almohadillas. Parte ventral de color negro opaco.
Planta hospedera: La mayor parte del tiempo,
Cephaloleia gilvipes se encuentra sobre las hojas y
entre los nudillos formados por éstas al unirse con el
tallo de la cañuela (Chusquea longilligulata y C.
amistaensis), de manera que hay una estrecha
relación entre insecto y planta.
Comportamiento observado: es de carácter pasivo
y se mueve muy poco. Al ser manipulados, los
Figura 100. Cephaloleia gilvipes
Fotografìa: Róger González, 2003.
especímenes se quedan muy queditos con sus extremidades (patas y antenas) escondidas
bajo su cuerpo, en esta posición están durante varios segundos hasta que sientan que no
hay movimientos extraños en su entorno cercano, ante lo cual muy despacio empiezan a
caminar. Rara vez se les ve volando y no “brincan”, lo cual se refleja directamente en la
manera en que fueron capturados los especímenes: el 100% de ellos se colectó en forma
directa. Algunas otras especies de este género están asociadas estrechamente (al igual que
otros Hipini) a
plantas del género Heliconia, que conocemos comúnmente como
“platanillas”, en las cuales viven dentro de las hojas tiernas aún enrolladas, ahí las larvas
raspan los bordes e interiores de las hojas, ocasionando perforaciones muy notables
cuando la hoja madura y se extiende. El período larval puede tardar unos 60 días y
cuando llega al estado de pupa tardará otros 15 días para convertirse en adulto (Seifert,
R.P. and Hammett, F., 1976).
167
Longitud del cuerpo: 4 mm.
Descripción general:
Patas cafezuscas
con una superficie muy irregular, las tibias
son amarillentas. Antenas con la siguiente
coloración: primer segmento antenal de
color amarillo, segmentos antenales 2 – 5
cafezuscos, segmentos 6 y 7 amarillos y
del 8 al 11 negros y más abultados que los
anteriores. Cabeza y pronoto cafés, este
último con un tono de verde azulado
metálico en algunas partes y con una
superficie muy porosa e irregular con
varias protuberancias evidentes. Escutelo
y élitros amarillos, estos últimos con
varias crestas o protuberancias sobre todo en
Figura 101. Lobispa sp.
Los bordes. Puntuación elitral bastante
Fotografía: Róger González, 2003.
marcada y definida en líneas no muy ordenadas. Parte ventral cafezusco –amarillenta.
Planta hospedera: En el micro hábitat donde se colectó Lobispa sp. es muy común la
cañuela (Chusquea longilligulata y C. amistaensis) sin embargo, por más que se buscó en
esta planta, no se encontró directamente en ella. Es muy probable que esta especie
desarrolle sus actividades en la parte alta del bosque o que su población sea muy pequeña
con especímenes poco comunes, pues tan sólo se colectó un espécimen.
Comportamiento observado: el único espécimen colectado se obtuvo por medio de la
trampa de Malaise la cual se instaló en los bordes del Río Terbi, cerca del Refugio y en
medio de un “chusqueal”, por lo cual no se tienen observaciones del espécimen vivo, sin
embargo es muy posible que sea de movimientos lentos al igual que los demás “hispinos”
colectados y aunque no pareciera tener alas quizá pueda volar o sea uno más de esos
misteriosos insectos ápteros que se colectan en trampas de Malaise o intersección del
vuelo.
168
Subfamilia Cryptocephalinae: Gyllenhal 1814.
Introducción a la Subfamilia: El cuerpo de estos crisomélidos es robusto, cilíndrico y
normalmente compacto, con la cabeza normalmente retractada hacia el pronoto, por lo
cual no se observa completamente vista en una posición desde arriba del insecto. Las
larvas son “casebearers” (portadoras de su propia casa) y principalmente son ditritívoras
(comen ditrito orgánico), por lo cual viven en la basura en la superficie de la tierra,
aunque un número pequeño de ellas consume hojas verdes. Los miembros de esta
subfamilia están presentes en todo el mundo. Hasta donde se sabe, todas las fases larvales
de los criptocefálinos son “casebearers” y viven protegidos por un escudo construido con
su materia fecal y a veces con los desechos de algunas plantas. Las larvas ocupan una
gran variedad de nichos, y se ha demostrado que numerosas especies de Clytrini están
asociadas con las hormigas (Selman 1998 citado por Arnett, Thomas, Skellev y Frank
2002).
Autores de los géneros de la subfamilia Cryptocephalinae:
Crypthocephalus Muller: 1765: xiii.
169
Longitud del cuerpo: 2 mm.
Descripción general: Patas y antenas
amarillentas, estas últimas con los
segmentos antenales 5 – 11 cada vez
más oscuros hasta llegar al color negro
en la punta de la antena. Cuerpo
robusto, cilíndrico y compacto, con la
cabeza escondida dentro del pronoto,
el cual es de color anaranjado con
manchas esporádicas amarillentas tal
como se observa en la figura adjunta.
Los élitros presentan esta misma
coloración y además, tienen una
puntuación
elitral
bien
marcada
definida en líneas hacia el borde
interior de cada élitro (borde donde
ambos se unen) y conforme se alejan
de
éste,
aparecen
algunos
abultamientos que distorsionan dichas
líneas. Parte ventral de color marrón.
Figura 102. Crypthocephalus sp.1
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: los especímenes colectados en forma directa se encontraron posados
sobre las flores de un pequeño arbusto de “Moco” o “Moquillo” (Saurauia pittieri)
(Familia Actinidaceae), planta que es muy frecuente a orillas de los senderos y en otras
áreas abiertas tanto en el Valle del Silencio como en otros lugares (según Alfaro y
Gamboa, 1999).
Comportamiento observado: esta especie mostró ser pasiva durante un corto período de
tiempo, luego camina con rapidez y cuando se manipula simplemente se deja caer y
esconde sus patas y antenas bajo su cuerpo por un largo período de tiempo (1-2 minutos).
Puede volar y generalmente lo hace en los claros dentro del bosque, pues se colectó en las
trampas de Malaise ahí instaladas.
170
Longitud del cuerpo: 3.5 mm.
Descripción general: Cuerpo
robusto, cilíndrico y compacto.
Patas y antenas amarillentas,
estas últimas con los segmentos
antenales 5 – 11 cada vez más
oscuros hasta llegar al color
negro en la punta de la antena.
Cuerpo robusto, cilíndrico y
compacto,
con
la
cabeza
escondida dentro del pronoto, el
cual es de color amarillento con
una mancha negra en forma de
“m” tal como se observa en la
figura
también
adjunta.
son
Los
élitros
amarillentos
y
tienen una mancha negra con un
patrón bien establecido. Puntuación
Figura 103. Crypthocephalus sp. 2
elitral bien marcada, definida en
Fotografía: Róger González, 2003.
líneas hacia el borde interior de cada élitro (borde donde ambos se unen) y conforme se
alejan de éste, aparecen algunos abultamientos que distorsionan dichas líneas. Parte
ventral de color marrón.
Planta hospedera: los especímenes colectados se obtuvieron de una trampa de Malaise
instalada en un claro dentro del bosque primario (cerca del sendero) creado por la caída
natural de varios árboles de roble (Quercus bumelioides y Q. costarricensis), sin
embargo, no se tiene una relación específica con alguna especie de planta en particular.
Comportamiento observado: esta especie presenta grandes alas lo cual (y junto al hecho
de que se colectó únicamente mediante la trampa de Malaise) es un indicador de que
acostumbra volar en lugares abiertos dentro del bosque y que muy posiblemente es
atraído por el olor de la madera en proceso de descomposición.
171
Subfamilia Chrysomelinae: Latreille 1802.
Introducción a la Subfamilia: Cuerpo ampliamente ovalado y / o alargado, convexo,
más hemisférico que en las demás subfamilias. Las larvas se alimentan de los tejidos
externos de las hojas. Al contrario de las demás subfamilias, las larvas de esta subfamilia
no están provistas con los escudos o techos fecales. Sin embargo muchos se protegen de
sus depredadores con químicos muy fuertes que extraen de sus plantas hospederas y
algunos presentan coloraciones de advertencia.
Esta subfamilia contiene 133 géneros y está bien representada en la mayoría de
regiones alrededor del mundo, sobre todo en los países tropicales como Costa Rica
(Arnett, Thomas, Skellev y Frank 2002).
Autores de las especies:
Platyphora decorata: Jacoby, 1878: 992.
Platyphora panamensis: Jacoby, 1883:244.
172
Longitud del cuerpo: 10 mm.
Descripción general: Cuerpo convexo
relativamente grande en comparación con
las demás especies colectadas. Patas
amarillentas excepto en las uniones tibia –
fémur, y en los últimos dos tarsos de cada
pata, los cuales son de color negro.
Segmentos antenales 1 – 5 amarillos y 6 –
11 negros, aunque los segmentos 2 – 5 ya
presentan
pequeñas
manchas
negras.
Cabeza, pronoto y élitros amarillos con un
patrón bien establecido de manchas negras
con un tono de verde metálico tal y como
se observa en la figura adjunta.
Élitros
con puntuaciones lineales bien marcadas
Figura 104. Platyphora decorata
definidas en líneas un poco confusas. Parte
Fotografía: Róger González, 2003.
ventral totalmente amarilla con un “cacho” de tamaño mediano dirigido hacia la parte
anterior del insecto, el cual nace en el metaesternito torácico.
Planta hospedera: Platyphora decorata se encontró posada sobre las hojas de la cañuela
(Chusquea longilligulata) sin embargo no se encontró ninguna asociación específica
entre ambas especies.
Comportamiento observado: Al manipularlos se muestran tranquilos, incluso esconden
sus patas y antenas bajo su cuerpo durante unos segundos, luego de lo cual es bastante
activo: de movimientos rápidos tanto para caminar como para volar, lo cual hacen
perfectamente. Esta especie apareció una sola vez y no se volvió a encontrar en ninguna
época del año, lo cual es característico de las especies del género Platyphora, quienes
desaparecen misteriosamente incluso por décadas y aunque se conoce la planta hospedera
no se encuentran en ella (Flowers, 2004. Conversación personal). El rango de
distribución en Costa Rica es bastante amplio: se le puede encontrar entre los 400 y los
2500 m.s.n.m. Hay colectas registradas en la Cordillera de Guanacaste y Tilarán, en la
Cordillera Volcánica Central, en la Cordillera de Talamanca y en la Península de Osa.
173
Longitud del cuerpo: 11.5 mm.
Descripción general: Patas café –
naranja. Segmentos antenales 1 – 4
amarillentos y 5 – 11 café oscuro.
Cuerpo convexo, cabeza, escutelo
y pronoto del mismo color que las
patas, élitros amarillos con una
serie de puntos cafés – naranja (de
igual color que las patas, cabeza y
pronoto) bien marcados y que
corresponden
elitral,
a
ubicados
la
puntuación
en
forma
arbitraria, además, hay una mancha
café que cruza de élitro a élitro y
otras dos manchas más pequeñas
y separadas (una en cada élitro).
Figura 105. Platyphora panamensis
Parte ventral totalmente café – naranja
Fotografía: Róger González, 2003.
con un “cacho” bastante grande dirigido hacia la parte anterior del insecto, el cual nace en
el metaesternito torácico.
Planta hospedera: Al igual que la especie anterior, Platyphora panamensis se encontró
posada sobre las hojas de la cañuela (Chusquea longilligulata) sin embargo no se
encontró ninguna asociación específica entre ambas especies.
Comportamiento observado: Cuando se les manipula esconden las patas y antenas bajo
su cuerpo durante unos segundos, luego caminan y vuelan bastante bien. Platyphora
panamensis apareció una sola vez y no se volvió a encontrar en ninguna época del año, lo
cual es característico de las especies del género Platyphora, quienes desaparecen
misteriosamente incluso por décadas y aunque se conoce la planta hospedera no se
encuentran en ella (Flowers, 2004. Conversación personal). Esta especie se ha colectado
en la Cordillera de Talamanca, Península de Osa y Carara.
174
Subfamilia Cassidinae: Gillenhal 1813.
Introducción a la subfamilia: También son llamados “escarabajos tortuga” debido a que
presentan el cuerpo aovado y moderadamente convexo. La cabeza está oculta
ampliamente bajo el margen anterior de pronoto. Los cuerpos de los especímenes vivos
de muchos géneros presentan un tono brillante o metálico que se marchita después de que
mueren, pues estos colores se deben a sustancias que recorren el cuerpo del insecto
mientras éste está vivo. El estado larval se desarrolla en el follaje normalmente con un
escudo fecal bien-organizado. Las plantas hospederas incluyen varias familias de plantas
dicotiledóneas. Los crisomélidos de esta tribu están distribuidos a nivel mundial con
aproximadamente 90 géneros y 1700 especies (Arnett, Thomas, Skellev y Frank, 2002).
Autor del género Stolas:
Billberg 1820: 58.
175
Longitud del cuerpo: 12 mm.
Descripción general: Cuerpo de forma
ovoide, aplanado y además presenta un
borde alrededor de su cuerpo, lo cual le
da una apariencia como de “Platillo
volador.” Patas, antenas y pronoto de
color negro opaco. Élitros con una
coloración de negro verde - azulado con
un tono metálico pazco y cuatro manchas
rojizas de forma ovoide (las dos de los
extremos son de un rojo más llamativo).
Puntuación elitral casi nula excepto en
los bordes internos donde se unen ambos
élitros.
Figura 106. Stolas sp.
Fotografía: Róger González, 2003.
Planta hospedera: Esta especie está relacionada directamente con un bejuco identificado
como Mikania micrantha (Asteraceae), pues con frecuencia se encuentran posados en las
hojas de esta planta (de las cuales se alimenta) ocasionando que las hojas tengan una
apariencia de “zaranda” debido a los múltiples huecos que dejan al comer el tejido foliar.
Comportamiento observado: La relación entre Stolas sp. y Mikania micrantha sólo se
ha observado durante el trayecto Altamira - Cerro Quemado, que es donde la planta
mencionada crece comúnmente. A partir de Cerro Quemado la planta disminuye
conforme aumenta la altitud y por ende, Stolas sp. no tendría su alimento (Mikania
micrantha) en el Valle del Silencio, donde esta planta aún no se ha encontrado. Por lo
tanto, es muy posible que Stolas sp. se alimente de otra especie de planta presente en el
Valle del Silencio o que viaje largas distancias para alimentarse. Los especímenes
observados de Stolas sp se dejan caer cuando son manipulados y además recogen sus
antenas y patas bajo su cuerpo. Los especímenes manipulados soltaron una sustancia
defensiva de color amarillento de muy mal olor, la cual excretan por medio de sus
órganos bucales y la sintetizan a partir de elementos que obtienen de la planta hospedera.
Varios especímenes se han encontrado copulando entre los meses de mayo – agosto.
176
VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES.
 La fauna de Chrysomelidae (Coleoptera) en el Valle del Silencio es muy similar a
la existente en el Cerro de la Muerte y Génesis II, Costa Rica (según Flowers y
Hanson, 2003).

Los múltiples conceptos de especie en diferentes grupos e incluso dentro de un
mismo grupo de organismos son una causa importante de incertidumbre inherente
a todos los aspectos de la investigación sobre biodiversidad que utilizan la especie
como “unidad estándar”, de manera que si la unidad de medida es variable, las
conclusiones basadas en ella han de tomarse con mucha precaución. El concepto
biológico de especie se ha utilizado para hacer comparaciones entre organismos
diferentes, comparación que no siempre es posible entre organismos
evolutivamente distantes (por ejemplo un hongo y un insecto), lo cual cuestiona la
fiabilidad de las múltiples especies descritas únicamente con uno o algunos
cuantos ejemplares preservados en colecciones (Martín, 1997).

La separación entre machos y hembras de los crisomélidos colectados no se hizo
debido al gran tiempo que esto amerita y por supuesto a la enorme tarea que esto
significa, ya que hay que habría que examinar cada uno de los especímenes y en
cada uno de ellos buscar las características distintivas de macho o de hembra, para
lo cual muchas veces se requiere de la disección de genitalias o en otros casos
puede darse mediante la examinación del quinto esternito abdominal visible (en la
placa ventral apical)(Smith, 1979) pero la observación de tales características es
bastante laboriosa y escapa a los objetivos de esta investigación aunque fuese una
herramienta para hacer comparaciones entre la cantidad de machos versus las
cantidad de hembras de cada especie en particular.

La biodiversidad ha sido una de las últimas consideraciones en la política
ambiental, pues siempre se ha visto como un concepto muy vago y amplio como
para ponerse en práctica en las regulaciones y en el manejo de problemas
ambientales reales. Este problema puede corregirse si la diversidad biológica es
reconocida como un fin por sí misma y si se pueden seleccionar indicadores
cuantificables para determinar el estado de la biodiversidad a través del tiempo.
Los proyectos de monitoreo e inventario de la biodiversidad se beneficiarán de
una unión directa con la investigación ecológica a largo plazo y de un
compromiso para probar hipótesis relevantes en la conservación de la
biodiversidad. De esta manera, la investigación intensiva y el monitoreo puede ser
dirigido a los ecosistemas de alto riesgo, mientras que un monitoreo o inventario
menos intenso se puede dirigir al total del paisaje o a muestras del mismo (Noss,
R.F., 1989).

Muchos autores han argumentado las razones éticas, económicas, estéticas y
científicas que aconsejan detener urgentemente la actual tasa de pérdida de
biodiversidad (Wilson, 1988 y 1989; Krebs, 1992; Leveque & Glachant, 1992
citados por Lobo y Martín, 1993). Si estamos de acuerdo con estos argumentos
debemos plantear soluciones que detengan el problema. Es una cuestión de
177
voluntad, de objetivos y criterios en la cual hay que respondernos si afrontamos el
problema, si deseamos conservar y qué nivel de pérdida del patrimonio biológico
estamos dispuestos a aceptar así como los criterios que se han de adoptar, los
tipos o especies de organismos que es necesario conservar, las áreas objeto de
protección y sus características ya que después de todo, cualquier decisión,
criterio o estrategia necesita una base bien establecida: El Inventario de la
Biodiversidad, sin el cual es difícil aclarar los patrones y procesos que determinan
la diversidad de esta burbuja de vida a la que llamamos Tierra. Sin embargo
sabemos muy bien que no es posible dar por terminado tal inventario para
comenzar a tomar decisiones, y muy a pesar de todo, quienes practicamos esta
disciplina científica enfrentamos barreras como la escasa proyección social, los
recursos cada vez más limitados y problemas teóricos y metodológicos aún no
resueltos por completo: La Sistemática Biológica, problemática (política y
científica) que deja con incertidumbre la capacidad de los sistemáticos para
proporcionar el Inventario de la Biodiversidad a la sociedad en un tiempo
razonable que cada vez es más corto. Con esto en mente nos damos cuenta que ya
no podemos esperar a inventariar la biodiversidad para luego conservarla y que
parece que debemos hacer conservación de nuestros recursos incluso a ciegas
(Lobo y Martín, 1993).

La conservación es una ciencia de crisis y como tal se espera de ella decisiones
urgentes, puesto que necesitamos conservar y proteger las especies tomando en
cuenta su rareza, riqueza y singularidad así como los hábitats, ecosistemas y
paisajes en los que estas características se representen óptimamente, para lo cual
es necesario aceptar que no todas las especies son iguales (Martín, 1997).

Si las poblaciones de crisomélidos (y de insectos en general) fluctúan en el
espacio y tiempo tan ampliamente ¿cómo adscribirlas a una categoría de rareza
demográfica o de hábitat y qué extensión debe tener el área geográfica para tener
una cierta garantía de éxito en la conservación? Las respuestas son muy difíciles y
nos reafirman que la conservación de insectos es una ficción sin un conocimiento
bien fundamentado en estudios a largo plazo y en varios lugares a la vez, lo cual
requiere de estudios que necesitan una inversión de recursos humanos y
materiales que los gestores de la política científica y ambiental rara vez están
dispuestos a financiar.

Si no somos capaces de acelerar el Inventario de la Biodiversidad, la única opción
razonable es conservar, término que se indica un uso ponderado o “sustentable”
de los recursos naturales. La otra opción disponible es preservar, que se entiende
como mantener intactos algunos legados evolutivos singularmente valiosos
(Samways, 1994 citado por Martín, 1997).

Un desarrollo social como el siglo XXI que no cause daños al medio natural y con
éste a la biodiversidad es totalmente un mito. Pero aún así, si las sociedades
humanas quieren ser dueñas de su propio destino tendrán que regular su actividad
y crecimiento, aceptando que el mayor obstáculo de cualquier modelo de
178
desarrollo es el deterioro del legado más importante de la evolución: La
Biodiversidad (Halffer & Ezcurra, 1992 citados por Martín, 1997), puesto que
todo indica que en la conservación y preservación de la diversidad biológica a
escala global y mediante un uso razonable (sustentable) asegura nuestra propia
supervivencia.

La concientización mundial de la importancia de la diversidad de especies va más
allá de uno de los conceptos más tribales, autistas y querido de nuestra sociedad:
La Soberanía Nacional, debido a que la biodiversidad y los problemas
ambientales no se pueden resolver regionalmente, pues los seres vivos y sus
ecosistemas no conocen el reparto político, por lo que es necesario dirigir recursos
económicos para los países depositarios de las reservas de biodiversidad (Martín,
1997) como lo es Costa Rica.

El Parque Internacional la Amistad y en general toda el Área de Conservación la
Amistad Pacífico debería prestar mayor interés a los trabajos de investigación
como este, que al fin y al cabo somos los propios estudiantes quienes decidimos
dónde desarrollarlos, y que, si no contamos con el apoyo y atención básicos,
simplemente habrá un fracaso para ambas partes.

Durante el proceso de esta investigación, se logró colectar e identificar 66
especies de una sola familia (Chrysomelidae) del orden Coleoptera en un área de
1 Km2 . Tomando en cuenta que existen muchísimos más órdenes de insectos y de
otros grupos de seres vivos y que el PILA cuenta con una extensión de 194 129
hectáreas nos damos cuenta que falta muchísimo por hacer si de verdad se quiere
hacer un inventario de las especies que se protegen en el Parque Internacional la
Amistad.
179
VIII. LITERATURA CONSULTADA.
 Alfaro, E. y Gamboa, B. Plantas comunes del Parque Nacional Chirripó.
Editorial Instituto Nacional de Biodiversidad, Heredia, Costa Rica. 1ª Edición,
1999. 283 pp.

Arias, E. Caracterización Biofísica del Parque Internacional la Amistad.
Documento elaborado como apoyo al proceso de planificación para la
conservación de sitios desarrollado por The Nature Conservancy (TNC). Instituto
Nacional de Biodiversidad. Junio, 2001. 96 pp.

Arnett, R.H.; Thomas, M.C.; Skellev, P.E. and Frank, J.H. American Beetles,
Polyphaga: Scarabaeoidea through Curculionoidea. Library of Congress
Cataloging-in- Publication Data. United States of America. Volumen 2. 2002. 861
pp.

Barrantes, Rodrigo. Investigación, un Camino al Conocimiento. Editorial UNED,
San José, Costa Rica. 5 ª Reimpresión, 2002. 264 pp.

Bechyné, B. “Clave para la tribu Aphtonini”. Revista de la Facultad Agronómica
de Maracay. Vol. 14, Nº 1-2, 1985.

Bechyné, J. Evaluación de los datos sobre Phytophaga dañinos en Venezuela.
Boletín Entomológico Venezolano. Serie Monografías Nº1. 1997. 273 pp.

Bechyné, J. y Springlova, B. Notas sobre la serie filética de Monomacra y sus
formas convergentes (Col. Phytophaga, Alticidae). Revista de la Facultad
Agronómica de Maracay, Venezuela. VIII (4): 25-140. 1975.

Bechyné et Springlova. “Tribus de Chrysomelidae de Venezuela”. Revista de la
Facultad Agronómica de Maracay. Vol. 3, Nº 4, 1965

Bechyné y Bechyné. “Clave para el Género Acalymma”. Revista de la Facultad
Agronómica de Maracay. Vol. 4, Nº 4, 1968.

Borror, D. y White, R. Insects. Paterson Field Guides. Unites States of America.
1st Edition, 1970. 404 pp.

Calvo, J. J.; Madrigal, E.; Rodríguez, J. Conservación de la Vida Silvestre.
Estrategia de Manejo. Gestión, Documentación e Información, Gerencia General
del Instituto Costarricense de Electricidad. 1 ra Edición. 2003. 26 pp.

__________.“Clave a Chrysomeloidea”. Adaptada de Ivie, 2002.

__________. “Clave para los géneros de Cassidini de Panamá”. Adaptada de
Riley, 1992.
180

__________.”Clave provisional para los adultos de los géneros de Eumolpinae de
América Central”.

__________. “Clave de las (sub) tribus de Hispini conocidas de la Selva.
Adaptada de Staines, 1997.

__________. “Clave correcta cladísticamente a la súper familia Chrysomeloidea”
Adaptada y Simplificada de Reid, 2001.

__________. “Clave para la determinación de los Géneros Argentinos de
Megalopodinae”. Revista de la Sociedad Entomológica Argentina. Vol. XIII,
1997.

Catálogo Preliminar de Coleoptera de Costa Rica, Familia Chrysomelidae.
Documento inédito y sin autor. Propiedad del Instituto Nacional de Biodiversidad.
s.n.t.

Contreras, A. Biodiversidad, Sistemática y Conservación: un llamado desde el
Mundo en Desarrollo. Ensayo. Folia Entomológica Mexicana. (87): 103-108.
1993.

Eco, U. Cómo se hace una Tesis. Romanya-Valls Pza. Verdaguer. Barcelona,
España. 5ª Edición, 1983. 263 pp.

Esquivel Garrote, Oscar. Parque Internacional la Amistad. San José, Costa Rica.:
El Autor, 1992. Documento inédito.

Flowers, R.W. Entrevista con Wills Flowers. Especialista del grupo
Chrysomelidae. Entrevistado por Róger González. Heredia, C.R. 9 de enero,
2004.

Flowers, R.W. Taller de Chysomelidae. Escuela de Biología, Universidad de
Costa Rica. Impartido del 16 al 28 de febrero del 2003.

Flowers, R.W. “The Subfamily Eumolpinae (Coleoptera: Chrysomelidae) in
Central America”. Revista de Biología Tropical. Special Publication No. 2,
febrero de 1996.

Hernández, R.; Fernández, C. y Baptista, P. Metodología de la Investigación. Mc
Graw Hill Interamericana Editores , S.A. de C.V. 2ª Edición. México D.F. 2001.
501 pp.

http://www.inbio.ac.cr, 7 de enero del 2004, 10:00 pm.

Imes, R. The Practical Entomologist. Leefung-Asco Printers Ltd, Hong Kong. 10
Edition, 1992. 159 pp.
181

J.E.H. Martin. The Insects and Arachnids of Canada Part 1. Collecting,
Preparing and Preserving Insects, Mites and Spiders. Research Branch Canada
Department of Agriculture and Biosystematics Research Institute Ottawa,
Ontario. 1978. 182 pp.

Lobo, J. M. y Martín, F. Las Causas de la Biodiversidad. Arbor CXLV (570)
1993. 91-113 pp.

Martín, F. Apuntes sobre Biodiversidad y Conservación de Insectos: Dilemas,
Ficciones y ¿Soluciones?. Boletín de la Sociedad Entomológica Aragonesa. Nº20:
25-55. 1997.

Monge, J.; Gómez, P. y Rivas, M. Biodiversidad Tropical. Editorial Universidad
Estatal a Distancia. 1ª Reimpresión. San José, Costa Rica. 2001. 305 pp.

Monrós, F. 1951. “Revisión de las especies Argentinas de Chlamisinae
(Coleoptera: Chrysomelidae)”. 5 a contribución al conocimiento de Clamisinae.
Acta Zoológica Lilloana, Vol. 10: 5-274.

Morales, J.F. Bromelias de Costa Rica. Editorial Instituto Nacional de
Biodiversidad. 2ª Edición. Heredia, Costa Rica. 2000. 184 pp.

Moreno, C. E. Métodos para medir la biodiversidad. M&T- Manuales y Tesis
SEA, 1ra Edición, Zaragoza, España. 2001. 84 pp.

Moreno, N. Glosario Botánico Ilustrado. Instituto Nacional de Investigaciones
sobre Recursos Bióticos. Compañía Editorial Continental, S.A. de C.V. 1 ra
Edición. México, D.F. 1984. 287 pp.

Nicholson, S.W. The Torre Bueno Glossary Entomology. The New York
Entomological Society. 1st Edition. New York. 1989. 840 pp.

Obando, V. Biodiversidad en Costa Rica. Estado del conocimiento y gestión.
Editorial Instituto Nacional de Biodiversidad. 1ª Edición. Heredia, Costa Rica.
2002. 81 pp.

Reid, W.; Laird, S.; Meyer, C.; Gámez, R.; Sittenfeld, A.; Janzen, D.; Gollin, M.;
Juma, C. Prospección de la Biodiversidad: El Uso de los Recursos Genéticos
para el Desarrollo Sostenible. Imprenta Don Bosco. 1ª Edición, San José, Costa
Rica. 1994. 388 pp.

Reid, 1995 a. “List of characters and their states used in cladistic analysis of
Chrysomeloidea”. Numbers refer to original character set.

Rojas, A. Helechos Arborescentes de Costa Rica. Editorial Instituto Nacional de
Biodiversidad. 1ª Edición. Heredia, Costa Rica. 1999. 174 pp.
182

Sáenz, M. R y De la Llana A. A. Entomología Sistemática. Imprenta de la UCA,
Managua, Nicaragua. 1ra Edición, 1990. 225 pp.

Seifert, R.P. and Hammett, F. Natural History of Insects in Inflorescences of Two
Species of Heliconia. Journal of the New York Entomological Society. Vol.
LXXXIV, Nº 4. 1976.

Smith, E. Techniques for the dissection and mounting of the male (aedeagus) and
female (spermateca) genitalia of the Chrysomelidae (Coleoptera). The
Coleopterists Bulletin. 33 (1). 1979.

Solís, A. Escarabajos de Costa Rica. Litografía e Imprenta LIL, S.A. San José,
Costa Rica. 1ª Edición, 1999. 110 pp.

Solís, A. Hasta cuándo detenerse. Heredia, C.R.: El Autor, 2004. Documento
inédito.

Staines, Ch. L. “The Genus Cephaloleia (Coleoptera: Chrysomelidae) in Central
America and the West Indies”. Revista de Biología Tropical. Special Publication
No. 3, agosto de 1996.

Staines, Ch. “Clave para las Subfamilias de Chrysomelidae”.____________

Styles, C and Horwood, J. The Oxford Spanish desk Dictionary. Oxford
University Press Inc. New York. Second Edition. 2001. 997 pp.

Torres, H.; Hurtado, L. Plan General de Manejo y Desarrollo, Parque
Internacional la Amistad. Convenio Fundación de Parques Nacionales y Centro
Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza. Turrialba, Costa Rica. 1987.
280 pp.

Ulate, E. Familias de Coleoptera. Heredia, C.R.: La Autora, 1998. Documento
inédito.

Watson, R. T, Heywood, V.H. et al. Evaluación Mundial de la Biodiversidad.
PNUMA. Cambrigde University Press. 1995. U.S.A.

White, R.E. 1993. “A revision of the subfamily Criocerinae (Coleoptera:
Chrysomelidae) of North América morth of México”. U.S. Dep. Agric. Tech Bull.
1805, 158 pp.

Wilcox, J.A. 1983. Checklist of the beetles of North and Central America and the
West Indies. Vol. 8. The Leaf Beetles and the Bean Weevils. Family 129.
Chrysomelidae. E, J, Brill. New York, 166 pp.
183
IX. SECCIÓN DE ANEXOS.
Figura 107. Corte longitudinal de un tallo de cañuela (Chusquea longilligulata) donde se
aprecian las galerías hechas por especímenes de Scolitinae (Curculionidae: Coleoptera),
uno de los cuales aparece en la segunda “cámara”(de izquierda a derecha y de arriba
hacia a abajo). Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
Figura 108. Tallo de la cañuela Chusquea
longilligulata con el hoyo de entrada y
salida de las galerías hechas por
especímenes de Scolitinae (Curculionidae:
Coleoptera). Fotografía: Róger González
Tenorio, 2003.
184
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Antena
Cabeza
Pata anterior
Tórax
Escutelo
Élitro
Pata media
Meso y meta
tergito
9. Ala
10. Coxa
11. Fémur
12. Tibia
13. Tarso
14. Tergitos
abdominales
15. Esternitos
abdominales
16. Meso
y
metaesternitos
torácicos
17. Músculo del
vuelo
Figura 109. Ejemplar de Cornizuelo hembra (Dinastes hercules: Scarabaeidae,
Coleoptera) desarmado en sus partes principales y que muestra la constitución general de
un coleóptero como los Chrysomelidae. Fotografía: Róger González Tenorio, 2003.
185
Figura 110. Morfología general de un coleóptero. Ilustración tomada de la Clave para la
identificación de Familias comunes del Orden Coleoptera Modificada de Daly, H. V. et
al. 1978., por Ángel Solís, 2004.
186
Figura 111. Mapa de sitios de colecta. Elaborado por Róger González y Luis Paniagua, 2004.
187
Glosario:















Antenas filiformes: son largas y delgadas, semejando un hilo que se
caracteriza por tener los segmentos cilíndricos y de igual diámetro (Ulate,
1998).
Antenas aserradas: en este tipo de antenas, un lado de cada segmento se
proyecta un poco, de manera que asemeja los dientes de una sierra (Ulate,
1998).
Características genotípicas: se refiere a la información que lleva cada uno de
los genes de un ser vivo, la cual se manifiesta directamente en la apariencia
externa de cada individuo.
Características fenotípicas: son las características físicas que se pueden
observar a simple vista (color de los ojos, tamaño corporal, presencia de setas
o pelos, etc).
Exubia: cada una de las mudas o “pellejos” que se desprende del cuerpo de
las larvas y pupas cuando éstas pasan de uno a otro estadio durante el proceso
de metamorfosis de su ciclo de vida.
Fitófago: organismo que se alimenta de las diferentes partes vegetativas de
las plantas.
Folivoro (a): organismos que comen solamente las hojas de las plantas.
Glabro: organismo que carece de pelos o setas en la superficie de su cuerpo.
Herbácea (o): planta que tiene poco tejido leñoso (no lignificado),
generalmente de poca estatura y con color de hierba (verde) (Moreno, 1984).
Larva: segunda etapa de desarrollo en los insectos que tienen metamorfosis
completa. Se da entre las etapas de huevo (que es la primera etapa de
desarrollo) y pupa (que es la tercera). La cuarta etapa de desarrollo es el
adulto, el cual tiene todas las características y adaptaciones para vivir en el
medio que le rodea.
Larva minadora: algunas especies de insectos, cuando están es su período de
vida larval, realizan perforaciones en forma de túnel en los tejidos de las
plantas (principalmente en las hojas) con el fin de alimentarse de dichos
tejidos y así completar su desarrollo.
Ovíparo: grupo de seres vivos en los que la reproducción de por medio de un
huevo, en el cual están incluidas todas las sustancias nutritivas para que el
embrión se desarrolle por completo, este huevo sale del interior de la hembra,
la cual en la mayoría de los casos lo incuba.
Ovovivíparo: los seres vivos clasificados dentro de este grupo también
utilizan el huevo como medio de reproducción, sin embargo en este caso, las
hembras lo llevan dentro de su organismo hasta que el embrión se desarrolle
por completo y esté listo para salir al medio.
Palinófago (a): organismo que se alimenta del polen de las flores.
Poli filético: se refiere a un determinado filo de clasificación taxonómica (por
ejemplo género), en el cual las especies que se clasifican dentro de él, tienen
un origen diferente y por lo tanto sus identificaciones no son válidas a nivel
biológico (Flowers, entrevista personal).
188








Pronoto: Placa superior del tórax, localizada entre la cabeza y los élitros y
que normalmente es convexa en la mayoría de los coleópteros.
Puntuación elitral: es la forma en que se distribuyen los puntos o huequitos
presentes en los élitros de cada coleóptero.
Pupa: Uno de los estadíos de vida de los insectos que tienen metamorfosis
completa el cual se presenta después del estadío larval pero antes del adulto,
durante este período el individuo no se alimenta ni se traslada pero es cuando
ocurre una gran cantidad de transformaciones.
Pupar: Es cuando un individuo pasa del estadío de larva a pupa.
Segmento antenal: cada uno de los segmentos o pedacitos en que se divide la
antena.
Setas: son pequeños pelitos que a veces presentan los insectos en diferentes
partes de su cuerpo, estos pelitos les brindan coloraciones estupendas, además
de utilizarlos para repeler el agua e incluso como censores de los movimientos
o cambios que se dan en su entorno inmediato.
Ventrito: también llamados esternitos, son los segmentos en que se divide el
abdomen de los insectos.
Vivíparo: grupo de los seres vivos en los que la reproducción se da por medio
de un embrión que se desarrolla dentro de la madre y ésta lo nutre
directamente hasta que el feto se desarrolle por completo.
189