Kurzanleitung - Roche Diagnostics

Multiplate® Analyzer
Kurzanleitung
Inhalt
Allgemeine Hinweise
4
Elektronische Kontrolle
5
Liquid Control
6
Handhabung der Reagenzien
7
Lagerungsbedingungen der Reagenzien
8
Handhabung der Vorwärmröhrchen
9
Testdurchführung Autopipette
10
Pipettierfehler vermeiden
12
Vermeidung von Bedienungsfehlern
13
Testdurchführung manuelles Pipettieren
14
Pipettieranleitung Hirudin-/Heparinblut
16
Pipettieranleitung Zitratblut
17
Multiplate® – Parameter
18
Sensitivität für Plättchenhemmer
19
Pflege der elektronischen Pipette
20
Allgemeine Hinweise zum Gebrauch des Multiplate®
Die Multiplate®-Software basiert auf dem Betriebssystem
Windows XP. Bei Start des Systems muss ein Benutzername und
ein Kennwort eingegeben werden (Windows-Anmeldung):
Benutzername:
Kennwort:
multiplate
multiplate
Danach startet die Software, und die Aufwärmphase des Systems
auf 37Ρ
C beginnt. Die aktuelle Temperatur ist in der Statusleiste
(Farbbalken) und graphisch im Farbbalken ablesbar. Nach ca. 10
Minuten erreicht das Gerät die Soll-Temperatur.
Menüleiste
Statusleiste
Leiste mit
Befehlsschalt
flächen
Kanalanzeige
für 5 Kanäle
Hauptbildschirm
4
Roche empfiehlt vor der ersten Messung einer Schicht eine
Elektronische Kontrolle zur Überprüfung des Gerätes
durchzuführen (Menüpunkt: Multiplate > Elektronische Kontrolle).
Dabei ist zu beachten, dass vor dem Start der Elektronischen
Kontrolle die Software mindestens 20 Minuten in Betrieb ist.
Die Reagenzien wie auf Seite 7 beschrieben vorbereiten.
Vorwärmröhrchen mit NaCl 0,9% (NaCl/CaCl2 bei Citrat-Blut)
befüllen, in die Vorwärmposition des Multiplate® stellen und
Pipettenspitzen bereitstellen.
Stellen Sie bei Verwendung der Autopipette sicher, dass der Filter
nicht kontaminiert ist – bei Bedarf wechseln. (siehe Seite 18).
Messzellen bereitstellen (Kontrolle des Verfallsdatums und
Magnetrührers) und Probenröhrchen bei Raumtemperatur lagern
(z.B. im Reagenzienhalter). Die Probe muss im Zeitraum von 30 bis
180 Minuten nach Abnahme gemessen werden.
Allgemeine Vorsichtsmaßnahmen im Umgang mit
Patientenproben und Reagenzien sollten immer befolgt
werden. Die Entsorgung der Materialien hat in
Übereinstimmung mit den lokalen Vorschriften zu erfolgen.
Elektronische Kontrolle
1
Vergewissern Sie sich vor dem Starten der Elektronischen Kontrolle, dass sich alle Sensorkabel in der Parkposition befinden und
der Analyzer eine Temperatur von 37+/-1 Ρ
C erreicht hat.
2
Wählen Sie Multiplate > Elektronische Kontrolle. Es wird ein Fenster mit Anweisungen angezeigt.
Liegt die Temperatur außerhalb des empfohlenen Bereichs oder läuft der Analyzer seit weniger als 20 Minuten, wird jeweils eine
Meldung angezeigt, in der Sie aufgefordert werden, die Elektronische Kontrolle noch nicht auszuführen.
Klicken Sie in diesen Meldungsfenstern auf Nein, um den Vorgang abzubrechen, oder auf Ja, um trotzdem mit dem Vorgang
fortzufahren. (Letzteres darf nur in Sonderfällen erfolgen, so z. B. wenn die Software versehentlich beendet wurde.)
3
4
Klicken Sie im Anweisungsfenster auf Elektronische Kontrolle starten.
Nach Abschluss der Elektronischen Kontrolle wird ein Fenster mit den Ergebnissen eingeblendet.
Überprüfen Sie, ob die Ergebnisse in den Referenzbereichen liegen.
Wenn die Ergebnisse die Kriterien für die Elektronische Kontrolle nicht erfüllen, muss zunächst der Vorgang wiederholt
werden. Wenn die Ergebnisse den Kriterien auch weiterhin nicht entsprechen, wenden Sie sich an Ihren RocheSystembetreuer.
Wenn ein oder mehrere Kanäle die Elektronische Kontrolle aufgrund eines Kurzschlusses oder eines elektronischen
Kontaktproblems nicht bestehen, werden Sie in diesem Ergebnisfenster darüber informiert, welche Kanäle Probleme aufweisen. In
diesem Fall wird der Anwender aufgefordert, das betroffene Sensorkabel an einen anderen Kanal anzuschließen bzw. die
Verbindung in der Parkposition zu überprüfen und die Elektronische Kontrolle durch Klicken auf Elektronische Kontrolle starten
im Meldungsfenster zu wiederholen. Wenn das Problem weiterhin besteht, schließen Sie die defekten Kanäle vom weiteren
Gebrauch aus, indem Sie auf Defekte Kanäle sperren klicken. Bei einer ggf. erforderlichen Auswechslung des Sensorkabels,
erhalten Sie über die Hotline entsprechende Unterstützung.
5
Klicken sie auf Ergebnisse drucken, um die Ergebnisse der Elektronischen Kontrolle zu drucken. Alle Ergebnisse der
elektronischen Kontrolle werden automatisch gespeichert.
5
Liquid Control Set
Zur Verwendung als Qualitätskontrolle (Level 1 und Level 2) bei der auf der Analyse eines artifiziellen flüssigen Kontrollmaterials
basierenden Impedanzaggregometrie.
Sie dient zur Darstellung der Aggregation im oberen und unteren Messbereich.
Die Vollblut-Impedanzaggregometrie basiert auf der Messung einer durch die Aggregation von Thrombozyten auf einem
Elektrodenpaar hervorgerufenen Änderung der elektrischen Impedanz. Die spezifische Evaluierung und Beurteilung des Gerätes zur
Erfassung einer Änderung im elektrischen Strom kann mit artifiziellem Kontrollmaterial durchgeführt werden. Das Kontrollset
besteht aus zwei Flüssigkeiten, "Lösung 1" und "Lösung 2", mit unterschiedlicher Ionenstärke. Werden beide Flüssigkeiten gemischt,
ändert sich die elektrische Leitfähigkeit, was im Multiplate® Analyzer als Impedanzänderung aufgezeichnet wird. Im Set ist
Kontrollmaterial für Level 1 sowie Level 2 für alle fünf Kanäle des Multiplate® Analyzer enthalten.
- Automatische Testdurchführung durch Auswahl der Tests im Menü Testparameter.
- Manuelle Testdurchführung siehe Anleitung in der Packungsbeilage.
6
Handhabung der Reagenzien
Ungeöffnete Reagenzien
Ungeöffnete Reagenzien bei 2-8Ρ
C lagern. Die Reagenzien sind
dann bis zum aufgedruckten Verfallsdatum haltbar.
Anlösen der Reagenzien
Jedes Reagenz wird mit 1,0 ml Aqua dest. angelöst. Das
Reagenzfläschchen leicht schwenken und für 10 Minuten bei 1825Ρ
C stehenlassen. Vor Gebrauch das Fläschchen nochmals leicht
schwenken, um eine homogene Lösung zu erhalten. Vermeiden
Sie heftiges Schütteln (Schaumbildung).
Originalgefäß
Aliquotieren von Ein-Tages-Portionen
Wenn das Reagenz über mehrere Tage verwendet wird, sollten
Aliquots abgefüllt werden (z.B. 5 x 200 μl oder 10 x 100 μl) und
entsprechend gelagert werden. Es sollte generell darauf geachtet
werden, dass die Aliquots zwischen den Messungen geschlossen
werden, um Konzentrationsschwankungen durch Verdunstung zu
vermeiden. Wir empfehlen aus diesem Grund Aliquots nicht kleiner
als 100 μl herzustellen.
Nach dem Portionieren das / die Aliquotgefäß/e mit dem
Sicherheitsverschluss fest verschließen. Die
Lagerungsbedingungen werden auf der folgenden Seite
beschrieben.
Gefäße mit dem Datum des Reagenzansatzes beschriften.
Sicherheitsverschluss
Auf Raumtemperatur gebrachte Reagenzien nicht wieder
einfrieren.
Aliquotgefäß
Originalgefäß nach Anlösen stets gekühlt halten. Nur für die
Messungen der Kühlung entnehmen, öffnen, dann wieder
verschließen und der Kühlung zurückführen.
7
Lagerungsbedingungen der Reagenzien
ADPtest
TRAPtest
RISTOtest
ASA Reagent
Prostaglandin E1 Reagent
Nach Anlösen 7 Tage stabil bei Lagerung bei 2-8Ρ
C (Originalgefäß stehend lagern).
Bei Lagerung < -20Ρ
C erhöht sich die Stabilität auf 4 Wochen. Nach einmaligem Auftauen bei 18-25Ρ
C (Raumtemperatur) für 24 Stunden
haltbar.
Nach Anlösen 24 Stunden haltbar
bei Lagerung bei 2-8Ρ
C
(Originalgefäß stehend lagern).
.
ASPItest
Nach Anlösen 7 Tage haltbar bei
Lagerung bei 2-8Ρ
C (Originalgefäß
stehend lagern).
Bei Lagerung < -20Ρ
C erhöht sich
die Stabilität auf 4 Wochen. Nach
einmaligem Auftauen bei 18-25Ρ
C
(Raumtemperatur) für 24 Stunden
haltbar.
Den angelösten COLtest nicht
einfrieren!
COLtest
Für chargenspezifische Informationen bitte immer die aktuelle Packungsbeilage beachten.
8
Handhabung der Vorwärmröhrchen
Zu jedem Multiplate® Analyzer werden 10 leere
Vorwärmröhrchen mit Schraubverschluss
mitgeliefert.
Befüllen Sie die Röhrchen zu Beginn des
Messtages mit NaCl 0,9% (NaCl/CaCl2 bei CitratBlut).
Bitte beachten Sie:
Es sollten die Röhrchen (REF 06675654001) als
Vorwärmröhrchen verwendet werden.
Eine Verkeimung des NaCl sowie
Konservierungsstoffe können die
Andernfalls ist eine korrekte Temperierung des NaCl nicht
gewährleistet, was zu falschen Ergebnissen führen kann.
Aggregation beeinflussen. Die Röhrchen
müssen deshalb regelmäßig gewechselt und
isotones NaCl 0,9% verwendet werden.
9
Die Röhrchen können auch direkt über Sarstedt AG & Co.
bezogen werden:
Artikel-Nr. 60.550.100 (www.sarstedt.com)
Testdurchführung Autopipette 1/2
1
2
Den Button F1: Autopipette anklicken.
4
Eingabe der Patienten-ID und
wählen Sie einen Test.
Es können bis
. zu 5 Tests
parallel durchgeführt werden.
Mit dem Button Pipettierung
starten bestätigen.
3
Die Sensorkabel an die Messzelle
anschließen. Mit dem Button
.
Weiter bestätigen.
5
Die angezeigten Pipettieranweisungen durch Drücken der
blauen Start-Taste der Pipette ausführen.
Der aktuelle Pipettierschritt wird mit einem grünen Pfeil
hervorgehoben, ausgeführte Schritte sind abgehakt
und ausstehende Schritte mit Punkten gekennzeichnet.
Die von der Software gewählten
Kanäle mit Messzellen bestücken.
10
Testdurchführung Autopipette 2/2
6
Nachdem NaCl und Blut in die Testzelle pipettiert wurden,
erfolgt kanalspezifisch eine dreiminütige Inkubation.
Danach ertönt ein akustisches Signal, der Aktivator muss
unverzüglich pipettiert werden.
8
9
Dieses Icon zeigt an, dass die Messung
.
beendet ist und die Daten gespeichert
werden:
Nach 6 Minuten / Testende:
•Für einen Ausdruck der Ergebnisse den
Button F6: Drucken anklicken, die Kanäle
anwählen und mit Drucken bestätigen.
Nach dem Ausdruck erscheint im
Kanalfenster folgendes Icon:
•Das Sensorkabel aus der Messzelle
nehmen und in die Parkposition
zurückstecken, die Messzelle nach den
lokalen Vorschriften entsorgen.
7
•Kanäle freigeben mit dem Button F7: Kanal
freigeben , Kanäle anwählen und mit
Freigeben bestätigen. Folgendes Icon zeigt
an, dass die Kanäle wieder freigegeben sind:
Nach Zugabe des Aktivators wird der
entsprechende
. Kanal automatisch gestartet.
Im jeweiligen Kanal zeigt dieses Icon an,
dass die Messung läuft:
11
Autopipette: Pipettierfehler vermeiden
Den Aktivator (z. B. ASPItest, TRAPtest) tief in die Messzelle
pipettieren.
Visuelle Kontrolle der
Pipettiervolumina:
Es wird empfohlen, das von der
Autopipette aufgesaugte Volumen
vor der Zugabe in die Messzelle
mittels visueller Kontrolle des
Füllstands zu überprüfen.
Die Pipettierschritte nach den
Anweisungen am Bildschirm Schritt
für Schritt durchführen.
Das mehrmalige Drücken der StartTaste (blau), während die Pipette
mit dem Instrument kommuniziert,
kann die Kommunikation stören.
Deshalb jeweils mit dem nächsten
Tastendruck warten, bis die nächste
Anweisung am Bildschirm erscheint.
Dies soll vermeiden, dass Luft
angesaugt wurde oder ein anderer
Fehler erfolgt ist.
Die Bilder veranschaulichen den
korrekten Füllstand der
Pipettenspitze bei den Volumina
20 μl und 300 μl.
Mit der Betätigung der SpitzenAbwurf-Taste ebenso warten, bis
der vorherige Pipettierschritt
abgeschlossen ist und die nächste
Pipettieranweisung am Monitor
erscheint. Dies ist Voraussetzung für
die korrekte Pipettierung.
20 μl
12
300 μl
Vermeidung von Bedienungsfehlern
Blutproben nicht vorwärmen, sondern
bei Raumtemperatur (18-25Ρ
C) lagern.
.
.
FALSCH!
RICHTIG!
Die Messzelle muss fest in der Messposition sitzen.
.
In der Messzelle muss sich ein
Rührstab befinden. Er darf nicht
entnommen werden.
Bei manueller Pipettierung muss der
Start der Messung sofort nach der
Zugabe des Aktivators erfolgen.
.
Den Aktivator tief in die Küvette
pipettieren!
0,9% NaCI-Lösung (bzw. NaCICaCI2-Lösung bei der Verwendung
von Citrat-Blut) vorwärmen. Die
minimale Vorwärmzeit beträgt 10
Minuten.
13
Testdurchführung manuell 1/2
.
3
1
Messzelle/n in die Messposition drücken.
Das Sensorkabel an die Messzelle anschließen, so dass
der Stecker einrastet.
2
.
Pipettieren von:
300 µl 0,9% NaCI + 300 µl
Hirudin-Blut bzw. HeparinBlut oder
300 µl 0,9% NaCI / CaCI2 + 300
µl Zitratblut (Details siehe
Seite 16/17).
14
.
Start der Inkubationszeit durch Aktivierung des
integrierten Timers:
Durch Drücken der <F2>-Taste bzw. Anklicken des
Buttons F2: Timer starten wird das Timerfenster geöffnet
und ein dreiminütiger Countdown gestartet. Wenn die
dreiminütige Inkubationszeit verstrichen ist, ertönt ein
akustisches Signal.
Testdurchführung manuell 2/2
Die folgenden Schritte 4 und 5 müssen für jeden Kanal separat
durchgeführt werden:
4
.
6
Während die
. Tests laufen, können Sie die
ID eingeben (Button F4: ID eingeben) und
die Testnamen zuweisen (Button T: Test
zuweisen).
Nach Ablauf der Inkubation:
Unverzüglich Zugabe des
Aktivators tief in die Messzelle
und gleichzeitig starten des
Tests mit dem Button F3: Start
Test oder <F3>.
7
8
5
Gestartete Kanäle sind mit diesem Symbol gekennzeichnet:
Markieren des Kanals (per
Maus oder Taste 1-5) und
Bestätigung durch Start bzw.
<Enter>.
Die Messung ist jetzt
gestartet.
Ist der Test beendet, erscheint folgendes
Icon im Kanalfenster:
Nach 6 Minuten / Testende:
•Für einen Ausdruck der Ergebnisse den
Button F6: Drucken anklicken, die Kanäle
anwählen und mit Drucken bestätigen. Nach
dem Ausdruck erscheint im Kanalfenster
folgendes Icon:
•Das Sensorkabel aus der Messzelle nehmen
und in die Parkposition zurückstecken, die
Messzelle nach den lokalen Vorschriften
entsorgen.
•Kanäle freigeben mit dem Button F7: Kanal
freigeben , Kanäle anwählen und mit
Freigeben bestätigen. Folgendes Icon zeigt
an, dass die Kanäle wieder freigegeben sind:
15
Pipettieranleitung für Hirudin- & Heparin-Blut
300 µl NaCI 0,9% (37Ρ
C) + 300 µl Hirudin- bzw. Heparin-Blut
Für ADPtest HS
3 Minuten Inkubation
+
3 Minuten Inkubation
20 µl TRAPtest
+
20 µl ADPtest
20 µl Prostaglandin E1
20 µl ASPItest
+
20 µl COLtest
20 µl ADPtest
12 µl RISTOlow
50 µl RISTOhigh
Messdauer: 6 Minuten
Messdauer: 6 Minuten
16
(HS = Hohe
Sensitivität)
Pipettieranleitung für Zitratblut
300 µl NaCI 0,9% / CaCI2 (3mM und 37Ρ
C) + 300 µl Zitratblut
300 µl NaCI 0,9% (37Ρ
C) + 300 µl Zitratblut
3 Minuten Inkubation
3 Minuten Inkubation
+
+
20 µl TRAPtest
20 µl ASPItest
20 µl ADPtest
12 µl RISTOlow
20 µl COLtest
50 µl RISTOhigh
Messdauer: 6 Minuten
Messdauer: 6 Minuten
17
Multiplate® - Parameter
Das Multiplate®-System misst die Thrombozytenfunktion
kontinuierlich mittels des ansteigenden elektrischen
Widerstandes an den Multiplate®-Sensoren. Der
Impedanzanstieg wird in frei gewählte „aggregation units“
(AU) umgerechnet und gegen die Zeit (min) aufgetragen.
Die Analyse erfolgt doppelt mittels der paarigen
Sensoren der Multiplate®- Messzelle. Die
ausgegebenen Parameter repräsentieren die
Mittelwerte der Ergebnisse der zwei Kurven.
Links von der Kurve wird am Bildschirm eine
Leiste dargestellt, welche die AUC grafisch
anzeigt (siehe Bild unten rechts). Der kräftig
grüne Anteil der Leiste stellt hierbei den in der
Software eingestellten Referenzbereich des
jeweiligen Tests dar.
Die Aggregation wird durch die Fläche unter der
Aggregationskurve quantifiziert (Area under the Curve = AUC).
Diese wird durch die Gesamthöhe sowie die Steigung der
Aggregationskurve beeinflusst und ist am Besten geeignet, um
die Gesamtaktivität der Plättchen zu beschreiben. Zusätzlich
werden zu Forschungszwecken die Steilheit der
Aggregationskurve (Velocity) und der absolute
Impedanzanstieg (Aggregation) ausgegeben.
Sensor 1 und 2 entspricht
Kurve 1 und 2
Aggregation (AU)
Mit der Taste <F9> bzw. Button F9: Kurven
Modus kann zwischen einer Kurven- oder
Flächendarstellung gewählt werden.
Zeit (min)
Links neben der Kurve wird
AUC grafisch dargestellt
Fläche unter der Kurve
18
Sensitivität für Plättchenhemmer
Sensitivität
Test
Reagenz
(Finale Konzentration)
ASA
Clopidogrel³
GPIIb/IIIa
Antagonisten
vWS
TRAPtest
TRAP-6 (32 µM)
-
- / +⁴
+
-
ASPItest
ArA (0,5 mM)
++
-
+
-
COLtest
Kollagen
(entspricht einer Aktivität von 3,2 µg / mL)
+
-
+
-
ADPtest
ADP (6,5 µM)
+
+⁵
+
-
PGE1 (entspricht einer Aktivität von 9,4 nM)
ADP (6,3 µM)
-
+⁶
+
-
Ristocetin (0,77 mg / mL)
-/+
-/+
+
+
ADPtest HS²
RISTOhigh
² HS = high sensitivity
³ sowie andere ADP-Rezeptorblocker (Prasugrel, Ticagrelor, Ticlopidin)
⁴ einige Proben zeigen einen niedrigen TRAPtest unter Clopidogrel-Therapie
⁵ Der ADPtest wird von den meisten Zentren für das Monitoring von Clopidogrel
und anderen ADP-Rezeptorblockern mit Zitrat- und Hirudinblut verwendet
19
⁶ für das Monitoring von Clopidogrel und anderen ADP-Rezeptorblockern im
Heparinblut wird die Verwendung des ADPtest HS empfohlen
TRAP-6:
ArA:
PGE1:
ASS:
Thrombin Receptor Activating Peptide
Arachidonsäure
Prostaglandin E1
Acetylsalicylsäure
Pflege der elektronischen Pipette
1
3
2
Der Pipettenfilter sollte regelmäßig
auf Sauberkeit geprüft werden, um
das korrekte Pipettiervolumen zu
gewährleisten.
Um den kontaminierten Filter zu wechseln, greifen Sie den Filter mit der
Pinzette.
Ziehen Sie den Filter behutsam aus dem Pipettenende heraus.
4
Verwenden Sie die passenden
Filter REF 06675620001 mit der
passenden Pinzette.
Greifen Sie den neuen Filter mit der Pinzette.
Führen Sie den neuen Filter bis zur Hälfte in das Ende
der Pipette ein.
Ein sauberer Filter verlängert die Lebensdauer der
Pipette und gewährleistet korrekte Pipettiervolumina.
20
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse
Version 1.0
Auf den folgenden Seiten finden Sie die Referenzbereiche für die einzelnen Multiplate®-Tests bei Verwendung unterschiedlicher
Antikoagulanzien und Blutabnahmesysteme.
Es wird empfohlen, lokale Referenzbereiche zu ermitteln, um die lokalen Bedingungen der Abnahme und Testdurchführung zu
berücksichtigen.
22
Inhalt
Referenzbereiche für die Multiplate ®-Analyse bei Verwendung des Double Wall Hirudin-Blutabnahmesystems
24
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei Verwendung des r-Hirudin-Blutabnahmesystems
25
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei Verwendung eines Lithium-Heparin-Blutabnahmesystems
26
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei Verwendung eines Zitrat-Blutabnahmesystems
27
23
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei
Verwendung des Double Wall HirudinBlutabnahmesystems
24
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei
Verwendung des r-Hirudin-Blutabnahmesystems
25
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei
Verwendung eines Lithium-Heparin-Blutabnahmesystems
26
Referenzbereiche für die Multiplate®-Analyse bei
Verwendung eines Zitrat-Blutabnahmesystems
27
Multiplate®-Analyzer
Cut-off-Werte ADPtest and ASPItest
Cut-off Werte ADPtest
Die Cut-off Werte wurden in Hirudin-Blutproben ermittelt
und ermittelt unter Verwendung des Double Wall
Hirudin-Blutabnahmesystem.
Gesunde
Patienten
Patienten unter ADP Rezeptor
Antagonist Therapie
Beispiel: 94 U
113 U
Normalbereich²
57 U
Beispiel: 10 U
> 46 U Hohes thrombotisches
Risiko in PCI³
Hohe Plättchen-Reaktivität
< 31 U Hohes Blutungsrisiko in
CABG⁴
< 19 U Hohes Blutungsrisiko in
PCI⁵
29
Cut-off Werte ADPtest
57 U – 113 U
> 46 U
< 31 U
< 19 U
Normalbereich (gesunde Blutspender)²
Die erwarteten Werte (5. bis 95. Perzentil) wurden in einer Studie mit 53 gesunden Blutspendern aufgestellt, die 10
Tage vor der Untersuchung keine Acetylsalicylsäure oder Clopidogrel eingenommen haben.
Hohes thrombotisches Risiko in PCI³ - Hohe Plättchen-Reaktivität
In einer Studie mit 1.608 CAD Patienten, die sich einer perkutanen Koronarintervention (PCI) mit einer drug-eluting
Stent-Implantation unterziehen, weisen Low responder innerhalb von 30 Tagen im Vergleich mit Normal respondern
ein 9,4-fach erhöhtes Risiko einer eindeutigen ST auf (2,2 % ggü. 0,2 %; Odds ratio (OR): 9,4; 95 % Konfidenzintervall
(CI): 3,1 bis 28,4; p < 0,0001).
Hohes Blutungsrisiko in CABG⁴
Patienten, die sich nach eingestellter dualer Anti-Plättchen-Therapie mit beeinträchtigter Plättchen-Funktion einem
chirurgischen Eingriff am Herzen (CABG) unterziehen, haben ein 3,7-fach erhöhtes Risiko einer massiven Blutung und
ein 2,5-faches Risiko, dass eine Blättchentransfusion erforderlich wird.
Hohes Blutungsrisiko in PCI⁵
In einer Studie mit 2.553 CAD Patienten , die für eine drug-eluting Stent PCI vorgesehen waren, wurde den Patienten
600 mg Clopidogrel verabreicht und diese im Anschluss mit dem Multiplate ADPtest auf Clopidogrel-Resonanz
getestet. Das Auftreten einer massiven Blutung war bei den Patienten, die verstärkt auf Clopidogrel reagiert haben
(n=975), 2,6-fach höher als bei den verbleibenden Patienten (n=1,557) [21 (2,2%) ggü. 13 (0,8%); OR 2,6; 95% CI 1,3
– 5,2; P= 0,005]. Der niedrigere Cut-off Wert für eine Blutung in PCI ggü. CABG kann durch den weniger invasiven
Ansatz des PCI und demzufolge eine geringere Abhängigkeit von einer ausreichenden Blättchenfunktion erklärt
werden.
30
Cut-off Werte ASPItest
Die Cut-off Werte wurden in Hirudin-Blutproben ermittelt.
Patienten unter AspirinTherapie
Gesunde
Patienten
115 U
Beispiel: 94 U
Normalbereich²
71 U
40 U
Beispiel: 10 U
30 U
< 40 U Hemmung von COX-1 durch
Aspirin³
< 30 U Starke Hemmung von COX-1
durch Aspirin⁴
31
Cut-off Werte ASPItest
71 U – 115 U
< 40 U
< 30 U
Normalbereich (gesunde Blutspender)²
Die erwarteten Werte wurden in einer Studie mit 50 gesunden Spendern
aufgestellt, die 10 Tage vor der Untersuchung keine Acetylsalicylsäure
oder Clopidogrel eingenommen haben.
Hemmung von COX-1 durch Aspirin³
Die Studie wurde mit 418 Patienten unter Aspirin-Therapie durchgeführt.
Aspirin-Resistenz wird mit dem weiblichen Geschlecht und Diabetes in
Verbindung gebracht.
Starke Hemmung von COX-1 durch Aspirin⁴
Cut-off für Reaktion/ Nicht-Reaktion auf Aspirin wurde in einer Studie mit
76 Patienten unter Aspirin-Therapie evaluiert.
32
Typische Beispiele von Testergebnissen
Gesunder
Patient ohne
Blättchenhemmung
33
Typische Beispiele von Testergebnissen
34
Roche Diagnostics (Schweiz) AG
Industriestrasse 7
6343 Rotkreuz
Schweiz
© 2013 Roche. Alle erwähnten Handelsmarken genießen Rechtsschutz.
www.roche.de
Version 1.0
35