Daniela Rozas Parreira

Transcription

INSTITUTO OSWALDO CRUZ
Mestrado em Biologia Parasitária
“COINFECÇÃO POR TRYPANOSOMA EVANSI (STEEL 1885),
BALBIANI 1888, E PELO VÍRUS DA ANEMIA INFECCIOSA
EQUINA EM CAVALOS DO PANTANAL
SUL-MATOGROSSENSE”
RIO DE JANEIRO
Abril de 2009
i
Pós-Graduação em Biologia Parasitária
“COINFECÇÃO POR TRYPANOSOMA EVANSI (STEEL 1885), BALBIANI 1888, E
PELO VÍRUS DA ANEMIA INFECCIOSA EQUINA EM CAVALOS DO PANTANAL
Dissertação apresentada ao Instituto Oswaldo Cruz
como parte dos requisitos para obtenção do título de
Mestre em Ciências.
Orientador: Dr. Heitor Miraglia Herrera
RIO DE JANEIRO
Abril de 2009
ii
Pós-Graduação em Biologia Parasitária
“COINFECÇÃO POR TRYPANOSOMA EVANSI (STEEL 1885), BALBIANI 1888, E
PELO VÍRUS DA ANEMIA INFECCIOSA EQUINA EM CAVALOS DO PANTANAL
ORIENTADOR : Dr. Heitor Miraglia Herrera
Aprovada em: 01/04/2009
Banca examinadora:
Dr. Adauto José Gonçalves de Araújo
FIOCRUZ/ENSP
Profa Dra. Rosângela Zacarias Machado
UNESP/Jaboticabal
Dr. Paulo Sérgio D’Andrea
FIOCRUZ/IOC
RIO DE JANEIRO
Abril 2009
iii
Este trabalho foi desenvolvido no Laboratório de Biologia de Tripanosomatídeos do
IOC/FIOCRUZ sob orientação do Dr. Heitor Miraglia Herrera.
iv
Aos meus pais,
Lúcio e Clélia e ao
meu querido irmão
André pelo amor
incondicional que
sempre dedicaram
a mim e por nunca
medirem esforços
para me apoiar em
cada passo da
minha vida.
v
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus por ter me presenteado com irmão e pais maravilhosos, por colocar cada
pessoa amiga no meu caminho e por, mesmo às vezes questionando sua existência nos
momentos difíceis, nunca ter permitido que eu perdesse a minha fé.
Ao meu orientador Dr. Heitor Miraglia Herrera pela confiança e orientação, além do carinho e
amizade que sempre teve comigo.
À Dra. Ana Maria Jansen por ter me recebido com muito carinho em seu laboratório e pelas
sugestões sempre bem vindas.
A TODOS os amigos do Laboratório de Biologia de Tripanosomatídeos pela amizade e
companheirismo, principalmente ao Marcos Lima, à Moema, ao Vanderson Vaz, à Monica
Caroline, ao Miguel Fernando ao Vitor Rademaker e à Fabiana Rocha, que colaboraram para
a elaboração dessa dissertação, sempre dispostos a ajudar.
Aos amigos da FIOCRUZ, em especial à minha turma de mestrado, o “quorum sensing”,
porque mesmo separados, estamos juntos.
Aos funcionários das fazendas onde realizei o meu trabalho, por auxiliarem nas coletas dos
materiais.
Ao Laboratório de Viroses Veterinárias da UFFRJ pela colaboração com os diagnósticos para
Anemia Infecciosa Equina.
Ao Dr. Rafael Monteiro pelo auxílio com as amostras de fezes.
À Dra. Reinalda Lanfredi e à Dra. Débora dos Anjos do Instituto de Biofísica Carlos Chagas
Filho da UFRJ pela ajuda na identificação dos ovos de helmintos.
Ao fotógrafo Rodrigo Méxas pelo registro de todos os exames para Anemia Infecciosa
Equina.
Aos amigos Luciane Parreira, Marina, Paula, Raphael, Carol Monteiro, Luciana Rodrigues,
Tamara, Carol Mendes, Sheylla, Saulo, Fábio, João, Vitor, Ana Cláudia e todos aqueles que,
perto ou longe, simplesmente tornaram meus dias mais agradáveis. Quem tem amigos, tem
tudo!
Um agradecimento especial ao meu namorado Rafael, pela amizade, compreensão, apoio e
muita paciência.
E a todos aqueles que de alguma forma colaboraram para a elaboração desse trabalho.
vi
RESUMO
O impacto resultante da interação entre distintos parasitos quanto à saúde do hospedeiro, bem
como ao estabelecimento de infecções subsequentes, constitui uma lacuna no conhecimento
das coinfecções naturais. O “mal de cadeiras”, causado por Trypanosoma evansi e a Anemia
Infecciosa Equina (AIE), causada pelo vírus da AIE (VAIE) são enfermidades endêmicas no
Pantanal, a maior planície inundável do planeta. Nesta região, a principal atividade econômica
é a pecuária extensiva, onde a utilização dos equinos é de extrema importância no manejo do
gado. Deste modo, infecções imunossupressoras e anemiantes em cavalos podem
comprometer drasticamente a economia local. Nesse estudo, avaliamos o impacto da
coinfecção por T. evansi e pelo VAIE, diagnosticada através da soro-prevalência, na saúde
dos equinos, expressa por variáveis hematológicas, considerando duas categorias de
idade/manejo dos animais e períodos de início e final da estação chuvosa no Pantanal sul
mato-grossense. Investigamos ainda a possibilidade dessa coinfecção favorecer a ocorrência
de surtos de “mal de cadeiras” na região e a interferência da infecção por helmintos nesta
coinfecção. Nossos resultados mostraram ambas as infecções, por T. evansi e pelo VAIE,
ocorrem de maneira independente uma da outra e que de forma geral, o parasitismo por
T.evansi e/ou pelo VAIE não levou a importantes prejuízos à saúde dos animais. A infecção
por helmintos não representou risco à saúde dos animais nem interferiu no impacto da
coinfecção por T.evansi e o VAIE. O grau de prejuízo à saúde dos cavalos, expresso por
variáveis hematológicas e soro-prevalências das infecções, nas fazendas estudadas pôde ser
associado ao manejo empregado em cada fazenda e não diretamente às infecções.
Observamos que a infecção dos equinos por T.evansi, em sua maioria ocorre quando jovens,
ainda não em serviço, enquanto que a infecção pelo VAIE ocorre predominantemente após
serem postos em serviço. Além disso, embora não houvesse parasitemia patente, observamos
soro-conversão de alguns animais. Verificamos que o manejo a que os cavalos em serviço
estavam submetidos constitui um fator de risco à infecção pelo VAIE e, assim a transmissão
pode ser facilitada pela atividade humana. A coinfecção com esses microparasitos pode ser
um dos fatores do desencadeamento de surtos de “mal de cadeiras” principalmente entre os
animais em serviço, uma vez que a imunobiologia da infecção pelo VAIE pode favorecer a
multiplicação do T. evansi. Ainda, complexas inter-relações ambientais, fisiológicas e
parasitárias podem conferir um caráter temporal assimétrico à epidemiologia das
enfermidades estudadas.
vii
ABSTRACT
The impact of the interaction between distinct parasites in relation to host health, and the
establishment of new parasites, is not well known yet. The “mal de cadeiras”, caused by T.
evansi, and the equine infection anemia (EIA), caused by the EIA virus (EIAV), are endemic
diseases of horses in the Pantanal, the greatest wetland in the world. In this region the main
economic activity is extensive cattle ranching, where horses are extremely important for cattle
management. For this reason, infections that cause immune depression and anemia in horses
could drastically compromise local economy. Here, we evaluated the impact of the coinfection by T. evansi and by EIAV, diagnosed through serology, in the health of equines,
expressed through hematologic parameters, using two age/management categories and two
time periods, the beginning and the end of the wet season in the southern Pantanal, in Mato
Grosso do Sul State. We also investigated the possible influence of this co-infection in “mal
de cadeiras” outbreaks and the impact of helminth infection in this co-infection. Our results
showed both T. evansi and EIAV infection occurs independently of each other and neither one
presented important damage to the health of horses. The degree of health damage in the
animals, expressed by hematologic parameters and serum prevalence of infections, could be
associated to horse management in each farm and not directly to infections. We observed that
T. evansi infection occurs when horses are young, not in service, whereas the infection by
EIAV occurs predominantly after being in service. Additionally, yet patent parasitemia was
not observed, we verified that some animals became positive through the course of the study.
We also observed that the management of horses in service could be a factor influencing the
risk of EIAV infection and consequently transmission could be increased as a result of human
activity. The co-infection by these microparasites may be one of the factors promoting “mal
de cadeiras” outbreaks, mainly among horses in service, as the immunobiology of EIAV can
favor T. evansi multiplication. Moreover, complex environmental, physiological and
parasitological inter-relationships can be causing a temporal asymmetry to the epidemiology
of both studied diseases. Helminth infections do not represent danger to equines health in the
studied areas, nor in the resultant due to co-infection by T. evansi and EIAV.
viii
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1: Exemplos de mamíferos domésticos e silvestres que podem ser hospedeiros para
Trypanosoma evansi. Onde: 1- Equus cabalus 2-Oecomys marmorae, 3- Canis familiaris,
4- Bos indicus,
5- Desmodus rotundus , 6- Gracilinanus agilis , 7- Hydrochoerus
hydrochaeris, , 8- Nasua nasua................................................................................................22
Figura 2: Sinais neurológicos encefálicos em cavalo com tripanossomíase. A ataxia dos
membros pode ser observada pelos membros torácicos afastados e pelo cruzamento dos
membros pélvicos. FONTE: Rodrigues e cols. 2005................................................................26
Figura 3: Estrutura esquemática do vírus da Anemia Infecciosa Equina. FONTE: Leroux e
cols.2004...................................................................................................................................28
Figura 4: Teste de IDGA. As linhas de precipitação indicam reações positivas relativas ao
soro controle. Foto: Rodrigo Méxas.........................................................................................31
Figura 5: Estágios de vida livre dos estrôngilos de equinos, onde: 1-ovo não embrionado, 2ovo embrionado, 3-larva de 1º estádio (L1), 4-larva de 2º estádio (L2), 5-larva de 3º estádio
(L3- forma infectante). FONTE: Nielsen e cols. 2007.............................................................33
Figura 6: O Pantanal ...............................................................................................................36
Figura 7: Importância dos equinos na criação extensiva de gado no Pantanal........................37
Figura 8: Cavalos da fazenda FA organizados para a realização da coleta de sangue.
Pantanal- Mato Grosso do Sul. Janeiro de 2007......................................................................41
Figura 9: Hematologia. 1- tubos contendo sangue com EDTA; 2-leitura do microhematócrito; 3- confecção do esfregaço; 4- câmara de Neubauer............................................42
Figura 10: Técnica do micro-hematócrito. As setas indicam formas tripomastigotas. Cor da
fotografia alterada para melhor visualização dos parasitos.......................................................43
Figura 11: Coluna de troca iônica DEAE-celulose..................................................................44
ix
Figura 12: Lâmina para IDGA mostrando as 7 cavidades no gel de Ágar. As cavidades
contém: Ag = Antígeno; 1, 3, 5 = soro-controle; 2, 4, 6 = soro testado. Podem ser observadas
1 reação negativa (cavidade 2) e 2 positivas (cavidades 4 e 6). FOTO: Rodrigo Méxas.........46
Figura 13: Percentual de equinos infectados/co-infectados por Trypanosoma evansi e pelo
Vírus da Anemia Infecciosa Eqüina (VAIE) da fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em
janeiro de 2007. Os valores absolutos estão nos topos das colunas..........................................49
Figura 14: Percentual de equinos infectados/co-infectados por Trypanosoma evansi e pelo
Vírus da Anemia Infecciosa Eqüina (VAIE) da fazenda PA do Pantanal sul-matogrossense em
janeiro de 2007. Os valores absolutos estão nos topos das colunas..........................................50
Figura 15: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo Vírus da Anemia
Infecciosa Equina (VAIE) nos equinos da fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em
Dezembro de 2007. Os valores absolutos estão nos topos das colunas...................................53
Figura 16: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo Vírus da Anemia
Infecciosa Equina (VAIE) nos equinos da na fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em
Abril de 2008. Os valores absolutos estão nos topos das colunas............................................53
Figura 17: Prevalência da infecção por Trypanosoma evansi nos equinos da fazenda FA do
Pantanal sul-matogrossense em Dezembro de 2007 e Abril de 2008 de acordo com as
categorias de idade/manejo. A categoria A engloba animais jovens e a B animais já
submetidos ao serviço de rotina da fazenda. Os valores absolutos estão nos topos das
colunas......................................................................................................................................54
Figura 18: Prevalência da infecção pelo Vírus da Anemia Infecciosa Equina nos equinos da
fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em Dezembro de 2007 e Abril de 2008 de acordo
com as categorias de idade/manejo. A categoria A engloba animais jovens e a B animais já
submetidos ao serviço de rotina da fazenda. Os valores absolutos estão nos topos das
colunas......................................................................................................................................55
Figura 19: Percentual de equinos infectados por estrongilídeos, ascarídeos, oxiurídeos e
cestóides na fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em dezembro de 2007 e abril de
2008...........................................................................................................................................59
x
Figura 20: Número de equinos de acordo com o número de ovos por grama de fezes em
Dezembro de 2007 e Abril de 2008..........................................................................................59
xi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Efetivo de equídeos no Brasil, no Estado do Mato Grosso do Sul e no município de
Corumbá....................................................................................................................................35
Tabela 2: Médias das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda FA. Os valores de p
referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.....................................................................................51
Tabela 3: Médias das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda PA. Os valores de p
referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.....................................................................................51
Tabela 4: Variáveis hematológicas comparadas entre as fazendas FA e PA...........................52
Tabela 5: Médias das variáveis hematológicas entre as categorias A e B, nas coletas de
dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Mann-Whitney..................................56
Tabela 6: Médias das variáveis hematológicas da população total e das categorias A e B,
entre as coletas. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon...........................................56
Tabela 7: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os animais agrupados de
acordo com os perfis de infecção em dezembro/07. Os valores de p referem-se ao teste de
Kruskall-Wallis.........................................................................................................................57
Tabela 8: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os perfis de infecção em
abril/08. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.............................................58
xii
LISTA DE APÊNDICES
Apêndice 1: Prevalência das infecções por T. evansi e pelo VAIE na fazenda FA em janeiro
de 2007. A tabela mostra os números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Apêndice 2: Prevalência das infecções por T. evansi e pelo VAIE na fazenda PA em janeiro
Apêndice 3 : Médias e desvios-padrão das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda FA
em janeiro de 2007. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
Apêndice 3.1: Teste de Kruskal-Wallis para a variável Ht na fazenda FA em Janeiro/07.
Apêndice 4 : Médias e desvios -padrão das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda
PA em janeiro de 2007. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
Apêndice 5: Variáveis hematológicas comparadas entre as fazendas FA e PA.
Apêndice 6: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo vírus da Anemia
Infecciosa Equina na fazenda FA em Dezembro de 2007. A tabela mostra os números
absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Apêndice 7: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo vírus da Anemia
Infecciosa Equina na fazenda FA em Abril de 2008. A tabela mostra os números absolutos
seguidos dos percentuais entre parênteses.
Apêndice 8: Correlação entre as categorias de manejo/idade e a infecção por T. evansi na
fazenda FA em Dezembro de 2007. Os valores de p referem-se ao teste de correlação do
coeficiente Phi. A tabela mostra os números absolutos seguidos dos percentuais entre
parênteses.
Apêndice 9: Correlação entre as categorias de manejo/idade e a infecção por T. evansi na
fazenda FA em Abril de 2008. Os valores de p referem-se ao teste de correlação do
parênteses.
Apêndice 10: Correlação entre as categorias e a infecção pelo VAIE na fazenda FA em
Dezembro de 2007. Os valores de p referem-se ao teste de correlação do coeficiente Phi. A
tabela mostra os números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Apêndice 11: Correlação entre as categorias e a infecção pelo VAIE na fazenda FA em Abril
de 2008.Os valores de p referem-se ao teste de correlação do coeficiente Phi. A tabela mostra
os números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
xiii
Apêndice 12: Médias das variáveis hematológicas entre as categorias A e B, nas coletas de
Dezembro /07 e Abril/08. Os valores de p referem-se ao teste de Mann-Whitney.
Apêndice 13: Médias das variáveis hematológicas da população de cavalos da fazenda FA
entre as coletas de dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Apêndice 14: Médias das variáveis hematológicas da categoria A da fazenda FA entre as
coletas de dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Apêndice 15: Médias das variáveis hematológicas da categoria B da fazenda FA entre as
coletas de dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Apêndice 16: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os animais da fazenda
FA agrupados de acordo com os perfis de infecção em Dezembro/07. Os valores de p
referem-se ao teste de Kruskal-Wallis.
Apêndice 16.1: Teste de Kruskal-Wallis para a variável RBC em dezembro/07.
Apêndice 17: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os perfis de infecção em
abril/08. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
Apêndice 17.1: Teste de Kruskal-Wallis para as variáveis Ht, RBC e neutrófilos em abril/08.
Apêndice 18: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis de infecção da categoria A
em dezembro/07.
Apêndice 19: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis infecção da categoria B em
dezembr/07.
Apêndice 20: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis infecção da categoria A em
abril/08.
Apêndice 21: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis infecção da categoria B em
abril/08.
xiv
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
Abr
abril
AIDS
Síndrome da Imunodeficiência Adquirida
AIE
Anemia Infecciosa Equina
CATT
Card Agglutination Test
Cols
colaboradores
CID
coagulação intravascular disseminada
DEAE
dietilaminoetil
Dez
dezembro
EDTA
ácido etilenoamino tetracético di-sódico
ELISA
Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay
EOS
eosinófilos
ha
hectares
Ht
hematócrito
IDGA
Imunodifusão em gel de Agar
Kg
quilograma
Km
quilômetros
Km2
quilômetros quadrados
L3
larva de terceiro estádio
LINF
linfócitos
MAPA
Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento
MHCT
micro-hematócrito
mg
miligrama(s)
mL
mililitro (s)
xv
mm
milímetros
MON
monócitos
n
números
NEUT
neutrófilos
PBS
salina tamponada com fosfato (Phosphate Buffer Saline)
PCR
Ração em Cadeia da Polimerasae
RBC
contagem de células vermelhas (red blood cells)
RIFI
reação de imunofluorescência indireta
VAIE
Vírus da Anemia Infecciosa Equina
VAT
tipo antigênico variável
VGM
volume globular médio
WBC
contagem de leucócitos (White blood cells)
%
porcento (s)
µL
microlitros
xvi
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO..................................................................................................................19
1.1 INFECÇÕES CONCOMITANTES........................................................................19
1.2 A INFECÇÃO POR Trypanosoma evansi..............................................................21
1.2.1 O parasito................................................................................................21
1.2.2 Histórico..................................................................................................23
1.2.3 A tripanossomíase por T. evansi............................................................25
1.2.4 O Diagnóstico..........................................................................................26
1.3 A INFECÇÃO PELO VÍRUS DA ANEMIA INFECCIOSA EQUINA................27
1.3.1 O vírus da Anemia Infecciosa Equina (VAIE)............................. .......27
1.3.2 Histórico..................................................................................................29
1.3.3 A anemia infecciosa equina....................................................................30
1.3.4 O diagnóstico...........................................................................................31
1.4 A INFECÇÃO POR HELMINTOS........................................................................32
1.4.1 Os helmintos............................................................................................32
1.4.2 A helmintíase por estrongilídeos (estrongilose equina).......................32
1.4.3 Diagnóstico..............................................................................................34
1.5 O PANTANAL ......................................................................................................34
1.6 O CAVALO PANTANEIRO..................................................................................38
2 OBJETIVOS.........................................................................................................................39
2.1 OBJETIVO GERAL...............................................................................................39
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................39
3 METODOLOGIA................................................................................................................40
3.1 ÁREA DE ESTUDO...............................................................................................40
3.2 OS CAVALOS........................................................................................................40
xvii
3.3 COLETA DE MATERIAL BIOLÓGICO..............................................................41
3.4 HEMATOLOGIA..................................................................................................42
3.5 EXAME PARASITOLÓGICO PARA T. evansi...................................................43
3.6 SOROLOGIA........................................................................................................44
3.6.1 Reação de imunofluorescência indireta (RIFI)...................................44
3.6.2 Imunodifusão em gel de ágar (IDGA).................................................45
3.7 ANÁLISES DAS FEZES........................................................................................46
3.8 ANÁLISES ESTATÍSTICAS.................................................................................47
3.8.1 Coleta Janeiro/2007................................................................................47
3.8.2 Coletas de Dezembro/2007 e Abril/2008...............................................48
4 RESULTADOS....................................................................................................................49
4.1 COLETA DE JANEIRO DE 2007..........................................................................49
4.1.1 As infecções.............................................................................................49
4.1.2 Avaliação hematológica dos animais das fazendas FA e PA..............50
4.2 COLETAS DEZEMBRO-2007 E ABRIL-2008.....................................................52
4.2.1 As infecções.............................................................................................52
4.2.2 Avaliação hematológica dos animais da fazenda FA...........................55
4.3 A INFECÇÃO POR HELMINTOS........................................................................58
5 DISCUSSÃO.........................................................................................................................60
6 CONCLUSÕES....................................................................................................................66
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.............................................................................67
8 APÊNDICES.........................................................................................................................80
9 ANEXO.................................................................................................................................91
Tabela de referência para os valores hematológicos de cavalos da raça Pantaneira.
xviii
1 INTRODUÇÃO
1.1 INFECÇÕES CONCOMITANTES
O fenômeno parasitismo era classicamente definido como uma condição na qual dois
organismos de espécies distintas interagiam sempre com algum custo à saúde da espécie
caracterizada como hospedeiro. Atualmente, entende-se o parasitismo como a resultante da
interação interespecífica com diferentes graus de dependência metabólica por uma das
espécies ou ambas (Lenzi & Vannier-Santos 2005; Araújo e cols. 2003; Rey 2003). Outra
assertiva frequente refere que um parasito bem adaptado é aquele que colhe benefícios,
completa seu ciclo de vida e não é fatal para seu hospedeiro. O conceito clássico de “parasito
harmonioso” deixa, portanto, de ser paradoxal, na medida em que a baixa letalidade pode
também ser um mecanismo para a manutenção ou modo de vida de um parasito. Na verdade,
a evolução temporal de um sistema parasito-hospedeiro é imprevisível na medida em que é
um sistema complexo e multivariável. Um dos fatores determinantes na resultante deste
processo é a estratégia de dispersão do parasito na natureza. Atualmente reconhece-se que a
virulência de um parasito pode ser e às vezes é, um fator favorável à sua manutenção na
natureza (Ferreira 1973; Araújo e cols. 2003). É o caso dos parasitos ecléticos, que,
certamente subsistirão mesmo que eliminem uma ou duas espécies de seu amplo espectro de
hospedeiros. Ainda, parasitos menos virulentos resultam em um tempo mais longo para
ambos, parasito e hospedeiro, se reproduzirem, garantindo assim a perpetuação dessa
associação. As relações duradouras podem ser vistas como um sistema contrabalançado entre
a persistência do parasito e a sobrevivência do hospedeiro tendo como resultante a evolução
para um curso crônico (Pfaff & Candolfi 2003; McKay 2006).
Durante todo seu tempo de vida, os seres vivos entram em contato com diferentes
parasitos, de modo sequencial ou simultâneo e raramente a interação parasito-hospedeiro
envolve somente um e outro. Podem existir situações em que ocorram concomitantemente
infecções por diferentes amostras de uma mesma espécie, diferentes espécies de um mesmo
gênero, ou ainda, parasitos de grupos taxonômicos distintos (Cox 2001; McKay 2006).
Embora pouco considerado, este é um aspecto básico do fenômeno parasitismo uma vez que
dependendo da dinâmica da associação, um ou outro parasito pode ser favorecido ou
desfavorecido ou ainda, ambos podem não ser afetados nesta relação. Do mesmo modo, os
parasitos co-ocorrendo podem causar prejuízo ou benefício ao hospedeiro (Graham 2008).
19
Parasitos têm uma notável competência para suprimir e/ou desviar a resposta imune do
hospedeiro, com mecanismos tão diversos quanto os nichos que ocupam (Pfaff & Candolfi
2003). Ainda, as inter-relações são complexas e dependem de variáveis pertencentes ao meio,
ao hospedeiro e ao parasito (Ferreira 1973, Araújo e cols. 2003). Assim, podemos observar
que em algumas associações ocorre um sinergismo, como o que ocorre com vírus da
imunodeficiência felina, que agrava o quadro da sarna causada por Demodex (Chalmers e
cols. 1989) ou em caprinos infectados por T. brucei, os quais tornam-se mais susceptíveis ao
desenvolvimento do Haemonchus contortus (Chiejina e cols. 2005). Entretanto, algumas
relações de co-existência parasitária podem evoluir para um antagonismo, como na infecção
por Babesia spp. que é suprimida em camundongos infectados experimentalmente com
estágios larvais de Heligmosomoides polygyrus (Mzembe e cols. 1984). Porém, em outras
relações podemos ter duas resultantes, é o caso da infecção pelo vírus da imunodeficiência
dos felinos (FIV) que pode ou não reativar a infecção por Toxoplama gondii (Witt e cols.
1989; Lin & Bowman 1992). Também, a presença de dois ou mais agentes infecciosos pode
originar uma condição patológica a qual pode não ter relação alguma com os patógenos, como
é o caso de pacientes com o vírus Epstein Barr, quando expostos ao Plasmodium spp., que
podem desenvolver linfoma de Burkitt (De The 1985). A eliminação de dois parasitos de um
hospedeiro co-infectado pode também ocorrer, assim, os mecanismos imune-efetores que
induzem a eliminação de Babesia microti do sangue de camundongos eliminam também a
infecção concomitante por Plasmodium vinckei (Cox 1978).
Existe também uma complexa relação entre o estado nutricional do hospedeiro,
respostas imunológicas, intensidade da infecção e prevalência de doenças. Má nutrição
(proteica/energética) é considerada a causa mais importante de imuno-deficiência secundária
e de alta prevalência de infecções e doenças. Por outro lado, as infecções por si mesmas
podem induzir a má nutrição através de anorexia, febre ou patologias diversas. Parasitos que
causam imunossupressão favorecem a sobrevivência de um segundo organismo infectante em
algumas situações, pelo menos temporariamente (Lloyd 1998).
A ocorrência de múltiplas espécies de parasitos em um único hospedeiro pode ter
importantes consequências para a trajetória coevolucionária de seus participantes (Buck e
cols. 1978, Petney & Andrews 1998). Entretanto, as informações de campo disponíveis estão
relacionadas principalmente ao estabelecimento de espécies de parasitos após a exposição
(Dávila e cols. 2003, Herrera e cols. 2007 e 2008). Assim, a resultante da interação entre a
infecção natural promovida por organismos distintos quanto à saúde do hospedeiro, bem
como à sobrevivência de um ou outro patógeno constitui, ainda, uma lacuna no conhecimento
das coinfecções (Grenfell & Dobson 1995; Cox 2001).
20
1.2 A INFECÇÃO POR Trypanosoma evansi
1.2.1 O parasito
Trypanosoma evansi (Trypanosomatidae, Kinetoplastida) é um parasito protozoário
hemoflagelado pertencente à seção Salivaria. É uma espécie monomórfica, extracelular, cuja
transmissão ocorre mecanicamente de um mamífero para outro através de dípteros
hematófagos (moscas das famílias Tabanidae e Stomoxydae), em todas as regiões tropicais e
sub-tropicais do planeta. A capacidade de transmissão depende da sobrevivência dos parasitos
nas peças bucais do vetor. Assim, quanto menor o intervalo de repasto sanguíneo do vetor
entre um animal infectado e outro não-infectado, maior é o sucesso da transmissão (Hoare
1972; Woo 1977). Na América Latina, ainda, morcegos hematófagos (Desmodus rotundus)
também podem transmitir T.evansi atuando tanto como vetores quanto como hospedeiros
(Hoare 1965 e 1972; Urquhart e cols. 1996).
Dezenas de espécies de mamíferos domésticos e silvestres são descritos como
hospedeiros para Trypanosoma evansi (Stevens e cols. 1989; Nunes & Oshiro 1990; Franke e
cols. 1994; Silva e cols. 1995a; Dávila 2003; Herrera 2005 e 2007) (Figura 1). No ambiente
natural, a via oral também é considerada um mecanismo eficiente de infecção (Raina e cols.
1985) e assim, carnívoros podem se infectar através da predação (rede trófica) e da ingestão
de carne de animais recentemente mortos com tripanossomíase (Losos 1980; Urquhart e cols.
1996; Herrera e cols. 2004).
Embora a capivara seja reportada como o principal reservatório de T. evansi, bovinos e
cães - respectivamente pela alta densidade e pelo amplo contato com equinos - devem ser
também cuidadosamente considerados como potenciais hospedeiros em áreas enzoóticos
(Franke e cols. 1994).
T.evansi coloniza o sangue e fluidos tissulares e é vulnerável à resposta imune
mediada por anticorpos. Os anticorpos são especialmente direcionados aos antígenos variáveis
de superfície (VAT- variable antigen type). A ligação de anticorpos com a superfície dos
parasitos facilita o reconhecimento e fagocitose pelos macrófagos. Essa cooperação conhecida
como citotoxidade dependente de anticorpo é especialmente realizada em órgãos ricos em
células do sistema monocítico fagocitário como baço e fígado. Entretanto, é uma
característica dos Tripanosomas salivários a mudança regular e programada da variante
glicoproteica expressa em sua superfície de modo que uma fração da sub-população circulante
consegue evadir da resposta imune humoral.
21
22
7
6
8
1
5
4
2
3
Figura 1: Exemplos de mamíferos domésticos e silvestres que podem ser hospedeiros para Trypanosoma evansi. Onde: 1- Equus cabalus
2-Oecomys marmorae, 3- Canis familiaris, 4- Bos indicus, 5- Desmodus rotundus , 6- Gracilinanus agilis , 7- Hydrochoerus hydrochaeris, ,
8- Nasua nasua.
Deste modo, a enorme produção de anticorpos, por vezes, é prejudicial ao hospedeiro
por contribuir para uma patologia conhecida como coagulação intravascular disseminada
(CID) provocada pela precipitação de imuno-complexos na micro-circulação. Um dos
mecanismos envolvidos na patogenia das infecções por tripanosomas do grupo brucei
(incluindo T. evansi) é a capacidade de deprimir a resposta imune através da supressão da
proliferação de células T auxiliares (CD4+) (Hoare 1972; Kierszenbaum e cols. 1991; Onah &
Wakelin 1999).
1.2.2. Histórico
Na África, tripanosomas salivários causam sérias doenças, como a “doença do sono
em humanos” (T. brucei rhodisiense e T. brucei gambiense) e a nagana, em animais (T. brucei
e T. congolenese, os mais importantes). No Brasil, a espécie representante desse grupo é T.
evansi que foi a primeira espécie de tripanosoma patogênica descoberta. Na índia ele é o
agente causador da doença em equinos conhecida como “surra”. A primeira descrição
associando tripanosomas com doença foi feita na Índia por Griffith Evans em 1881, que
descreveu tripanosomas (hoje identificados como T. evansi) no sangue de equinos e camelos,
embora a doença já fosse observada há muitos séculos. Na época, Evans acreditou que a fonte
primária da infecção para os animais fosse as águas poluídas. Mais tarde, Steel (1885)
encontrou o mesmo agente no sangue de mulas de Burma . Mas somente em 1888 Balbiani
classificou este flagelado como sendo do gênero Trypanosoma (Hoare 1972; Woo 1979).
Especula-se que a espécie T. evansi tenha entrado no continente sul Americano
juntamente com os colonizadores espanhóis no século XVI. No Brasil, a doença, conhecida
como “mal de cadeiras”, foi inicialmente observada na Ilha de Marajó, entre 1827 e 1830,
local onde se iniciaram epizootias graves entre os equinos da região (Lacerda 1885). Da Ilha
de Marajó a doença se espalhou pela América do Sul, estendendo-se pelo Brasil, Guianas,
Bolívia, Venezuela e Colômbia (Hoare 1972). Aqui, além da transmissão mecânica por
moscas dos gêneros Tabanus e Stomoxys, o T. evansi se adaptou à transmissão mecânica por
morcegos hematófagos (Hoare 1965). Entretanto, o estudo da infecção experimental e natural
de T. evansi em mamíferos do Neotrópico, em conjunto com os fenômenos biogeográficos de
deriva continental e com o período de surgimento dos tripanosomas salivários, sugerem
fortemente que o T. evansi possa ter coevoluído na América do Sul juntamente com sua fauna.
23
De fato, sabe-se que roedores caviomorfos (como a capivara) entraram no continente
Americano há 3,5milhões de anos, período em que os tripanosomatídeos já teriam se
diversificado nas duas grandes seções (Stercoraria e Salivaria). Ainda, segundo Lenzi &
Vannier-Santos (2006), parasitos frequentemente provocam maior letalidade nos hospedeiros
recentes ou acidentais do que naqueles com os quais coevoluíram. Assim, o fato de que
capivaras apresentam altas parasitemias (sem as ondas de remissão características das
infecções por tripanosomas do grupo brucei) com ausência de anemia (uma constante na
infecção por T. evansi), em infecções experimentais e naturais, pode sugerir que essa relação
hospedeiro-parasito anteceda a colonização espanhola no continente sul-americano (Menezes
2002; Araújo e cols. 2003; Herrera e cols. 2004).
Com relação ao Pantanal, há relatos de que surtos de tripanosomíase por T.evansi,
regionalmente chamada de “Mal de Cadeiras”, têm ocorrido periodicamente desde o começo
do século XIX (Wilcox 1992).
“Relatamos que não tínhamos mais cavalos, todos vitimados na região de Miranda por
uma epizootia do gênero da paralisia reflexa que a nós , tão cruelmente, viera provar...
Faltava-nos o elemento primordial da guerra nestes terrenos, a cavalaria; e não havia
quem com isto se não impressionasse.”
A Retirada de Laguna (1868)
Fonte:TAUNAY, Alfredo D'Escragnolle Taunay, Visconde de. A retirada da Laguna episódio da Guerra do Paraguai. São Paulo: Ediouro. (Prestígio)
“A 15 de Novembro de 1894 foi a nossa chegada ao Firme. Trinta e três dias de viagem,
incluindo alguns que falhamos, para fazer a travessia dos rios S. Lourenço e Taquari.
Foi-nos muito custosa a passagem do rio S. Lourenço, quatro dias de luta fazendo o
gado nadar. (...) O Nheco foi nos dar encontro no Corixão, levando cavalos e arreios
para tôda a nossa comitiva: não queria que os animais da viagem entrassem em seus
campos temendo estivessem afetados da peste de cadeira (20). Então ficou assentado que
no dia seguinte, a nossa comitiva seria despachada para trás, como de fato aconteceu.”
[Nota de rodapé: (20) Tripanosomose equina]
José de Barros, "Lembranças", pág 34
Empresa Gráfica Carioca S.A., São Paulo, 1959
24
Os relatos oficiais sobre a ocorrência da tripanossomíase por T. evansi levam a crer que
muitos casos não recebem notificação, e a parasitose deve manter-se em caráter enzoótico em
muitas áreas (Oshiro e cols. 1989) afetando tanto animais domésticos como animais silvestres
(Nunes e cols. 1993; Franke e cols. 1994; Silva e cols. 1995b). Hoje se estima que 70% dos
equinos criados sem um manejo adequado no Pantanal são portadores desse flagelado
(Herrera e cols. 2004).
1.2.3 A tripanossomíase por T. evansi
A doença causada por T. evansi é comumente denominada “surra”, “derrengadera”,
“mal das cadeiras” ou “peste quebra-bunda”, dependendo do local do mundo onde ocorre. O
curso da infecção em equinos e cães por vezes é agudo e fatal se não tratado a tempo. Em
equinos, a doença conhecida como “mal de cadeiras” costuma ocorrer sob formas de surtos
epizoóticos com altas taxas de mortalidade (Silva e cols. 1995b; Conrado e cols. 2005).
Anemia é uma característica comum e talvez a mais importante nas infecções por T.
evansi (Losos 1980), porém, os mecanismos pelos quais ela se origina são ainda discutidos e
controversos (Anosa & Kaneko 1983; Jenkins & Facer 1985; Rue e cols. 2000; Aquino e cols.
2002). Entretanto, a hemólise, como resultado da eritrofagocitose imune mediada, e a
depressão da eritropoiese por captura de ferro nos macrófagos podem estar envolvidas (Seed
& Hall 1985; Silva e cols. 1995b, Connor & Van Den Bossche 2004).
Além da anemia, os cavalos podem apresentar outras sintomatologias inespecíficas
como febre, conjuntivite, edema de membros e partes ventrais do corpo, perda de pelos,
emagrecimento, inapetência e fraqueza (Levine 1973, Marques 2000, Rodrigues e cols.
2005). Os animais afetados de forma aguda podem morrer dentro de semanas ou poucos
meses, mas infecções crônicas podem durar anos (Brun e cols. 1998). No Brasil, os casos
mais graves ocorrem em equinos, enquanto casos crônicos são comumente observados em
búfalos e bovinos, que podem não apresentar quaisquer sinais clínicos (Dávila 2003, Herrera
2005). Por outro lado, fatores de estresse como má nutrição e helmintoses, podem diminuir a
resistência desses animais e exacerbar os sinais clínicos de tripanossomíase (Tuntasuvan &
Luckins 1998). Sinais clínicos de distúrbios locomotores também podem ocorrer e
caracterizam-se por relutância em se mover, ataxia, fraqueza, paresia e incoordenação dos
25
membros pélvicos e nesse caso, o equino pode assumir posição de cão-sentado (Seiler e cols.
1981; Marques e cols. 2000) (Figura 2).
Figura 2: Sinais neurológicos encefálicos em cavalo com tripanossomíase. A ataxia dos
membros pode ser observada pelos membros torácicos afastados e pelo cruzamento dos
membros pélvicos. FONTE: Rodrigues e cols. 2005.
Em geral, no hemograma de equinos infectados com T. evansi observa-se marcada
diminuição no hematócrito, na concentração de hemoglobina, e no número de eritrócitos
totais. A anemia intensa geralmente é seguida por um pico de parasitemia (Silva e cols.
1995b; Marques e cols. 2000; Conrado e cols. 2005). No entanto, as alterações leucocitárias
associadas à tripanossomíase equina não são consistentes. A contagem dos linfócitos pode
estar aumentada ou diminuída. A leucopenia observada é, em geral, em decorrência da
diminuição no número de neutrófilos. Em geral, não há alterações significativas na contagem
de monócitos, eosinófilos e basófilos (Marques e cols. 2000; Silva e cols. 1995b; Monzon e
cols. 1991).
1.2.4 O Diagnóstico
O diagnóstico parasitológico da tripanosomíase equina é rotineiramente realizado
através da visualização do parasito em esfregaços sanguíneos corados pelo Giemsa, exame
direto em lâmina/lamínula ou método do microematócrito (MHCT). Porém, nos casos onde a
parasitemia é menor do que o limite de detecção dessas técnicas (devido à oscilação resultante
da variação antigênica), o diagnóstico fica comprometido (Molyneux 1975; Woo 1977;
Masake e cols. 1995).
Em situações de suspeita clínica em que os flagelados não são
26
visualizados ao microscópio, a detecção da infecção pode ser realizada através de testes
diagnósticos sorológicos, moleculares e/ou através da inoculação de sangue dos animais
suspeitos em camundongos (Luckins 1977; Losos 1986; Monzon e cols. 1990).
No caso de diagnósticos sorológicos, os métodos mais comumente utilizados são:
imunofluorescência indireta, teste de aglutinação direta, teste de aglutinação indireta, ensaio
imunoenzimático indireto (ELISA) para detecção de antígenos circulantes (Ag-ELISA) ou
para detecção de anticorpos circulantes (Ab-ELISA), teste da aglutinação em cartão para
detecção do parasito (CATT) e teste de tripanólise (revisado por Silva e cols. 2002). Porém,
essas técnicas devem ser realizadas com atenção porque a utilização de anticorpos policlonais
pode fornecer resultados falsos positivos já que os tripanosomos salivários compartilham
antígenos de superfície com outros kinetoplastidos (Uzcanga e cols. 2002). Além disso,
embora as técnicas sorológicas detectem um grande número de animais infectados, os
resultados positivos não refletem o status parasitológico.
Mais recentemente, a reação em cadeia da polimerase (PCR) mostrou-se uma
ferramenta bastante sensível e específica, detectando parasitemias tão baixas quanto 1
tripanosoma por mL de sangue (Penchenier e cols. 1996). O aumento da sensibilidade para a
detecção do parasito, com grande impacto nos estudos epidemiológicos, é especialmente
importante em áreas onde ocorrem infecções crípticas (Dávila e cols. 2003; Herrera e cols.
2005).
1.3 A INFECÇÃO PELO VÍRUS DA ANEMIA INFECCIOSA EQUINA
1.3.1 O vírus da Anemia Infecciosa Equina (VAIE)
O VAIE, é um RNA vírus, membro família Retroviridae, gênero Lentivirus, que afeta
todos os membros da família Equidae e causa uma doença infecciosa crônica e recidivante.
Está mundialmente distribuído e tem tido um papel especialmente importante em patologia
comparada por ser relacionado filogeneticamente, imunologicamente e sorologicamente a
outros lentivirus, incluindo o causador da síndrome de imunodeficiência adquirida (AIDS),
sendo utilizado inclusive como modelo para o desenvolvimento de vacinas (Issel & Coggins
1979; Cook e cols. 2001; Leroux e cols. 2004; Tagmyer e cols. 2008) (Figura 3).
27
Figura 3: Estrutura esquemática do vírus da Anemia Infecciosa Equina. FONTE: Leroux e
cols. 2004.
A transmissão pode ser vertical (intra-uterina) ou horizontal, por meio de utensílios
contaminados, leite materno, sêmen ou insetos hematófagos. Entretanto, a transmissão do
VAIE é, geralmente, relacionada com a transferência mecânica de sangue e seus derivados
entre animais infectados e não infectados. Esse processo ocorre naturalmente durante a
alimentação interrompida de insetos hematófagos (Tabanus spp, Stomoxys spp), que, no
entanto, são ineficientes em transmitir o VAIE de cavalos naturalmente infectados sem
histórico de doença aguda e que estejam sem febre (Issel e cols. 1982). Nesse caso, a
transmissão vetorial não é importante na geração de epizootias de AIE a menos que as
condições sejam ótimas, ou seja: proximidade entre cavalos infectados e não infectados,
abundância de vetores mecânicos, e também a rápida passagem do vírus do cavalo
recentemente infectado para outros cavalos não infectados. Isso porque o VAIE possui uma
estabilidade de menos de 4 horas no aparato bucal do inseto, perdendo assim sua infectividade
(Foil & Issel 1991; Barros & Foil 2007). Embora a maioria das espécies de mutucas ocorra
durante todo o ano no Pantanal, sua maior abundância na primeira metade da época chuvosa
sugere que este período seja o de maior risco de transmissão (Barros & Foil 1999).
A principal fonte de transmissão/infecção, no entanto, é atribuída ao homem através da
utilização de agulhas e fômites infectados (Shen e cols. 1978; Silva e cols. 2001). Com
relativa frequência, animais sadios são expostos a utensílios previamente contaminados, sendo
particularmente importante a infecção pela utilização de uma mesma agulha quando da
aplicação de medicamentos em vários animais. Vale frisar que, apesar de comum, o uso
inadequado de agulhas não é a única forma de expor os cavalos à contaminação. Na verdade,
um animal sadio pode se contaminar quando apresenta alguma lesão de continuidade e utilize
qualquer utensílio contaminado (previamente em contato com o sangue de um animal
infectado, como agulhas, esporas, freios,mantas/bacheiros).
28
A replicação do VAIE ocorre predominantemente em macrófagos durante os episódios
febris, no baço, fígado, linfonodos, pulmões e rins (Sellon e cols. 1994) e o vírus persiste em
animais infectados por toda vida, podendo ser seguramente diagnosticado por testes
sorológicos que detectam anticorpos para a principal proteína estrutural do vírus (Cheevers &
McGuire 1985).
1.3.2 Histórico
A anemia infecciosa equina (AIE), também conhecida como “febre do pântano”, é
uma doença cosmopolita que foi inicialmente descrita como entidade clínica na França, por
Ligné (1843) e foi associada com um “agente filtrável” em 1904. Isso fez da AIE a primeira
doença animal associada à etiologia viral. Mas, somente em 1976, com o desenvolvimento de
sistemas in vitro e a produção de partículas virais, foi mostrado ser transmitida por um
membro da família Retroviridae (McGuire e cols. 1990, Leroux e cols. 2004).
No Brasil, a AIE foi diagnosticada pela primeira vez em 1968, nos estados do Rio
Grande do Sul e Rio de Janeiro (Guerreiro e cols. 1968). A doença entrou na região do
Pantanal Mato-grossense em meados dos anos 70 por introdução de cavalos descartados dos
grandes centros, em programas iniciais de controle da AIE (César 1982). Nessa ocasião o
VAIE causou grande mortalidade entre os equinos e rapidamente se disseminou pela região,
principalmente devido ao desconhecimento de que a transferência do vírus poderia ocorrer
através da reutilização de agulhas hipodérmicas. Atualmente aproximadamente 50% dos
equídeos no Pantanal são portadores do vírus, sendo que 90% desses em fase ativa de
trabalho. (Silva e cols. 2001; Abreu e cols. 2004). Hoje, o perfil epidemiológico da AIE no
Brasil se apresenta sob dois padrões: a que ocorre no âmbito das entidades hípicas, facilmente
controlável pela realização de exames e consequente eutanásia dos animais positivos, e a que
ocorre no campo, que em virtude de características ambientais, sócio-econômicas e políticas é
extremamente difícil de ser controlada. Ainda, de acordo com a Secretaria de Defesa
Agropecuária do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA), os animais
negativos em um primeiro exame devem ser retestados com um intervalo de 30 dias. No
entanto, isso é extremamente difícil de ser atendido em regiões como o Pantanal (devido à
forma de manejo, dificuldade de armazenamento, transporte do material biológico e distância
dos laboratórios credenciados).
29
1.3.3 A Anemia Infecciosa Equina
A AIE é uma doença crônica, caracterizada por episódios recorrentes de febre, anemia,
hemorragias, trombocitopenia, leucopenia, edema ventral, mioglobinúria, caquexia. Além
disso, ocorre supressão transitória da resposta imunológica que não resulta em infecções
oportunistas ou outras. A replicação periódica do vírus em macrófagos leva a uma doença
aguda imunologicamente mediada caracterizada primariamente por severa anemia (McGuire e
cols. 1990).
A anemia é resultado tanto da diminuição do tempo de vida da hemácia (devido à
hemólise e eritrofagocitose por macrófagos ativados), quanto da depressão da resposta da
medula óssea (eritropoiese). Além disso, a diminuição do fluxo de ferro dos macrófagos para
o plasma também responde pela patogenia da anemia na AIE (Cheevers & McGuire 1985;
McGuire e cols. 1990).
Os sinais clínicos aparecem dentro de 5 a 30 dias após a infecção, entretanto, a maioria
dos cavalos infectados parece não demonstrar nenhuma sintomatologia clínica (Mcllwraith &
Kitchen 1978; McClure e cols. 1982; Issel & Foil 1984; Newman e cols. 1991; Crawford e
cols. 1996). O curso clínico depende da quantidade do inóculo e virulência da cepa viral, além
da suscetibilidade do cavalo. Se a doença aguda não for fatal, o animal se torna portador
inaparente por toda a vida, porém, tanto a frequência quanto a severidade dos episódios
clínicos de AIE diminuem na maioria dos cavalos, levando a um estado de portador
inaparente. Não há tratamento ou vacinas disponíveis para o VAIE.
A infecção pelo VAIE é a única, do grupo dos lentivírus, em que muitos animais
evoluem de um estado crônico, caracterizado por picos de viremia e febre, como resultado da
variação antigênica do vírus, para um estado assintomático da infecção (Montelaro e cols.
1984; McGuire e cols. 2004). No entanto, a doença clínica também pode ser desencadeada por
estresse ambiental ou induzido com corticoesteroides até mesmo depois de anos de
quiescência (Cheevers & McGuire 1985).
Além de infectar e destruir macrófagos, o VAIE induz, como também descrito nas
infecções por HIV-1 em humanos, o surgimento de linfócitos T citotóxicos (CD8+CTL), que
estão relacionadas ao controle inicial da viremia. Subsequente, os animais desenvolvem
abundantes CD4+ e CD8+CTL de memória (CTLm), desenvolvendo assim uma resposta
imune efetiva duradoura, capaz de manter a replicação viral abaixo do limiar para a indução
da doença (Koup e cols. 1994, McGuire e cols. 1997, Zhang e cols, 1999, Hammond e cols.
2000). Na infecção pelo VAIE, bem como de outros lentivirus, os linfócitos B de memória
não são afetados, desta forma o mecanismo de defesa contra agentes extracelulares pode não
30
ser fortemente prejudicado (Machado e cols 2004). O fim da forma clínica deve-se
provavelmente, à habilidade dos animais infectados eventualmente atingirem um limiar de
eficiência da resposta imune contra o epitopos antigênicos comuns às amostras/linhagens do
VAIE (Cheevers & McGuire 1985).
1.3.4 O diagnóstico
O teste preconizado pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
(MAPA) para o diagnóstico da AIE é o imunodifusão em gel de ágar (IDGA), de fácil
execução, relativamente sensível e específico (Almeida e cols. 2006). Essa prova qualitativa,
reconhecida mundialmente como o método de diagnóstico mais importante para AIE, detecta
anticorpos contra a principal proteína do core viral, p26, entre 14 e 45 dias após a infecção
(Coggins e cols. 1972). O ELISA competitivo (cELISA) tem sido utilizado nos Estados
Unidos desde a década de 80 (Matsushita e cols. 1989), e tem a vantagem de ser menos
subjetivo e mais rápido do que o IDGA (enquanto o resultado do IDGA ocorre em 48hs, o do
cELISA é feito em 2hs). Já o Immunoblot tem sido utilizado somente como ferramenta de
pesquisa (Issel & Cook 1993).
De acordo com o MAPA, os animais soropositivos ao teste de IDGA devem ser
sacrificados, uma vez que atuam como fonte de infecção e não há tratamento (Figura 4).
Como no Pantanal Brasileiro a doença é extremamente difícil de ser controlada e os cavalos
são fundamentais nas atividades relacionadas à pecuária e ao transporte, foi definida uma
política diferenciada baseada na segregação de animais soropositivos e restrição do trânsito
destes a locais próximos aos animais negativos (Silva e cols. 2001).
Figura 4: Teste de IDGA. As linhas de precipitação indicam reações positivas
relativas ao soro controle. Foto: Rodrigo Méxas.
31
1.4 A INFECÇÃO POR HELMINTOS
1.4.1 Os helmintos
Helmintos gastrointestinais são universalmente conhecidos como os principais
parasitos de equideos (Hodgkinson 2006). Os cavalos podem abrigar uma enorme quantidade
de helmintos, tanto em números de indivíduos quanto de espécies, algumas vezes em torno de
100.000 vermes em um único animal (Linchtefels e cols. 2002; Pereira & Vianna 2006). A
forma como os equídeos são criados em algumas localidades (soltos no pasto) favorece a
grande incidência de infecções parasitárias, já nas primeiras semanas de vida (Molento 2005;
Nielsen e cols. 2008).
A fauna parasitária associada aos equinos é vasta e compreende vários gêneros e
espécies, entre eles: Cyathostomum spp, Triodontophorus spp, Cylicostephanus spp (os
pequenos estrôngilos ou cyathostomineos), Strongylus vulgaris, S. equinus, S. edentatus
(grandes estrôngilos) e ainda, Parascaris equorum, Oxyuris equi, Strongyloides westeri,
Trichostrongylus axei, Gasterophilus spp., Habronema spp., Dictyocaulus arnfield e
Anoplocephala spp.
Os estrongilídeos, membros da superfamília Strongyloidea, família Strongylidae, são
os helmintos de maior importância sanitária em cavalos. Historicamente a classificação dos
estrôngilos de cavalos, em pequenos e grandes, é baseada nas características morfológicas dos
vermes adultos (Lichtenfels e cols. 2002). Possuem distribuição cosmopolita, embora algumas
espécies de pequenos estrongilídeos sejam encontradas somente em algumas localidades
(Marquardt e cols. 2000).
No Brasil, os primeiros registros da ocorrência e identificação de vermes em equinos
foram conduzidos por Travassos (1917, 1919), Chaves (1930) e Vaz (1930, 1931, 1934).
Contudo, essas investigações somente identificaram as espécies de helmintos encontradas
sem, no entanto, levar em consideração o aspecto quantitativo e a origem dos animais (Pereira
& Vianna 2006).
1.4.2 A helmintíase por estrongilídeos (estrongilose equina)
A prevalência de infecção com uma ou mais espécies desses helmintos pode chegar a
100% em potros e a patogenia está diretamente relacionada à intensidade da infecção. Os
helmintos podem causar desde um pequeno desconforto abdominal até episódios fulminantes
32
de cólicas e morte (Molento 2005). A sintomatologia inclui emagrecimento, pelo opaco,
anemia, diarreia, desconforto abdominal.
As espécies de estrôngilos têm diferentes ciclos de vida nos quais os adultos habitam o
lúmen do ceco e cólon dos hospedeiros e os ovos são liberados nas fezes. Existem diferenças
sazonais nas contagens de ovos nas fezes dos hospedeiros, sendo maiores durante o verão
(Marquardt e cols. 2000, Nielsen e cols. 2007). A infecção do cavalo ocorre pela ingestão da
larva de terceiro estádio (L3) juntamente com a pastagem (Figura 5).
1
2
3
4
5
Figura 5: Estágios de vida livre dos estrôngilos de equinos, onde: 1-ovo não
embrionado, 2-ovo embrionado, 3-larva de 1º estádio (L1), 4-larva de 2º estádio
(L2), 5-larva de 3º estádio (L3- forma infectante). FONTE: Nielsen e cols. 2007
Geralmente os estágios larvares são mais patogênicos do que os vermes adultos;
encontram-se nos tecidos do intestino e, no caso de grandes estrongilídeos, também podem
estar na artéria mesentérica, fígado e pâncreas, dependendo da espécie (Hodgkinson 2006). Os
sintomas vão estar relacionados com os sítios por onde as larvas migram. As larvas de S.
vulgaris, por exemplo, migram para a artéria mesentérica cranial onde causam arterite
33
associada a tromboembolismo e infarto intestinal (Duncan 1973). Vários tipos de cólicas em
equinos são atribuídos à presença de um grande número de larvas de ciatostomíneos na
mucosa intestinal, associada com perda de peso, diarreia, edema subcutâneo, pirexia e,
consequentemente, menor tolerância ao esforço físico (Love e cols. 1999; Mair e cols. 2000).
Infecções por helmintos podem modular as respostas imunes quando co-ocorre com outros
patógenos e por isso, possuem fundamental importância em saúde pública (Jackson e cols.
2006).
1.4.3 Diagnóstico
Tradicionalmente, o diagnóstico da infecção por estrôngilos é realizado através de
métodos parasitológicos clássicos, tais como a detecção e posterior contagem de ovos nas
fezes do animal através de técnicas de flutuação, por exemplo, em solução salina saturada de
cloreto de sódio (Urquhart e cols. 1996).
As espécies são diferenciadas pelas estruturas morfológicas, utilizando anatomia, em
adultos recolhidos por ocasião de necropsias ou oriundos de culturas de larvas de 3º estádio,
uma vez que os ovos são indistinguíveis por gênero ou espécie. No entanto, recentemente,
ferramentas moleculares, como o PCR, têm sido utilizadas para a identificação e
caracterização
genética
das
espécies
de
estrôngilos
(Lichtenfels
e
cols.
2002;
Hodgkinson 2006).
1.5 O PANTANAL
A região do Pantanal é uma imensa planície sedimentar (140.000 Km2) sazonalmente
inundada localizada no centro da América do Sul. Sua fisionomia essencialmente plana é
preenchida por vegetação de cerrado entremeada por campos limpos e gramíneas nativas,
semelhante às savanas Africanas (Figura 6). O fenômeno ecológico mais importante no
Pantanal é o pulso de inundação, uma vez que ora favorece as espécies animais e vegetais
relacionadas à fase de seca, ora favorece as espécies relacionadas à fase de cheia. Deste modo,
o caráter climático fortemente sazonal do Pantanal afeta o padrão de comportamento e
distribuição espacial dos animais. Essa sazonalidade varia no tempo (anos mais cheios e anos
mais secos) e no espaço (algumas regiões podem estar inundadas e outras não). No verão,
período com maiores precipitações pluviométricas, a planície tem suas gramíneas renovadas e
abundantes para os herbívoros. Entretanto, com o passar dos meses, as águas cobrem as
pastagens nativas e os animais silvestres e domésticos ficam adensados em locais não
34
inundáveis. No final do período da cheia e início do período da seca ocorre uma diminuição
na disponibilidade de alimentos para os animais. Durante o período de seca os animais ficam
mais dispersos, as forrageiras nativas tornam-se fibrosas e a água fica extremamente escassa.
De acordo com a duração e intensidade do período de cheia e da severidade do período da
seca, os mamíferos do Pantanal, de um modo geral, podem ou não atravessar por períodos de
estresse alimentar, o que influi diretamente na condição física e imunológica desses animais
(Adamoli 1987 e 2000; Crispim e cols. 2006).
A principal atividade econômica desenvolvida na região é a exploração extensiva da
pecuária de corte, onde os cavalos constituem um elemento de grande importância para o
manejo do rebanho. A comercialização envolve o transporte dos animais para mercados
(leilões), portos fluviais e estradas de ferro, em lotes de cerca de 900 animais, gastando em
torno de onze dias para cobrir 230 km (Cadavid Garcia 1985; Silva e cols. 2001). Nesse
contexto, os equídeos são essenciais por constituírem parte fundamental no manejo com o
gado, e em muitas situações têm importância vital como única forma de transporte na região
(Figura 7).
O número de equídeos no Brasil, no Estado do Mato Grosso do Sul e no município de
Corumbá estão apresentados na Tabela 1. O município de Corumbá é o maior do Estado do
Mato Grosso do Sul, com uma área de 64.961 Km² e 95% de seu território situado no
Pantanal.
Tabela 1. Efetivo de equídeos no Brasil, no Estado do Mato Grosso do Sul e no município de
Corumbá.
Brasil
Mato Grosso do Sul
Corumbá
Equinos
5 602 053
357 315
29 802
Asininos
1 163 316
3 926
395
Muares
1 343 279
45 766
4 304
Total
8108648
407007
34501
Fonte : IBGE (2007)
35
Figura 6: O Pantanal
36
Figura 7: Importância dos equinos na criação extensiva de gado no Pantanal.
37
Segundo Cadavid Garcia (1985), as práticas de manejo do rebanho no Pantanal,
especialmente manejo sanitário, podem estar aquém daquelas tecnicamente recomendáveis,
devido às grandes extensões e condições peculiares da região, ao despreparo da mão-de-obra
e a deficiente administração local. As informações sobre doenças infecciosas e parasitárias em
equinos na região do Pantanal se restringem à tripanosomíase por Trypanosoma evansi, à
Anemia Infecciosa Equina e à pitiose (Silva e cols. 1995a; Abreu 2004; Leal e cols. 2001).
1.6 O CAVALO PANTANEIRO
O cavalo Pantaneiro possui porte baixo (média = 137,7 centímetros), é dócil e rústico,
com características desenvolvidas ao longo de quatro séculos de seleção natural no Pantanal
região de Mato Grosso, Brasil. A origem da raça está ligada à história de ocupação da parte
central da América do Sul, quando cavalos foram levados pelos bandeirantes que chegavam
para colonizar a região. O cavalo Pantaneiro é, provavelmente, oriundo de cruzamentos de
eqüinos de origem lusitana (Céltico, Barba e Andaluz), do Árabe e do Crioulo Argentino, sob
pressão da seleção natural. As características do cavalo Pantaneiro diferem dos de outras
raças devido à necessidade de adaptar se ao ambiente do Pantanal. Durante a sua evolução, os
cavalos Pantaneiros perderam sua beleza e estética e adquiriram características zootécnicas
funcionais, inclusive tolerância à imersão em água por períodos prolongados. Historicamente,
esta raça é utilizada para o trabalho com os bovinos, porém, atualmente, é também utilizada
para esporte devido a notável capacidade física (Santos e cols. 1995).
Os equinos destinados ao serviço são frequentemente submetidos ao estresse
(ambiental e pelo homem) e a todos os tipos possíveis de veiculação e exposição ao T.evansi e
ao VAIE. Santos e cols. (2005) relatam algumas formas de manejo utilizadas em propriedades
no Pantanal. Nesses registros podemos observar técnicas rudimentares por ocasião da doma.
“Com dois anos, inicia-se o adestramento. Nesta idade, faz-se o
primeiro galope e a partir de então os animais são montados todos
os dias por cerca de quinze minutos, durante uma semana. Após a
montaria, os animais recebem água e são presos numa tora (pau
pesado que o animal não consegue arrastar). Após este primeiro
contato com os animais, são soltos e novamente trabalhados após
um ano, sendo considerados como ”redomão“. Neste período eles
andam a toque do lado da cerca. Após seis meses, eles são
considerados um ”redomão corrente“ e já iniciam o “trabalho de
gado”. Com aproximadamente 4,5 a 5 anos os animais são
considerados “mansos de freio”.
Descrição do Manejo Geral de Cavalos Pantaneiros na Região do Pantanal
Sandra Aparecida Santos --Embrapa Pantanal Dezembro, 2005
38
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Estudar a coinfecção por T. evansi e VAIE em cavalos naturalmente infectados em
duas fazendas do Pantanal do Mato Grosso do Sul.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
a) Estimar a incidência/prevalência das infecções e coinfecção;
b) Investigar se equinos jovens e adultos, submetidos a diferentes formas de manejo,
são igualmente suscetíveis às infecções;
c) Avaliar a influencia das infecções e coinfecção por T. evansi e VAIE nos
parâmetros hematológicos como forma de avaliar a saúde dos equinos;
d) Avaliar se a infecção pelo VAIE pode ser um dos fatores responsáveis pelos surtos
periódicos de T. evansi;
e) Avaliar se a infecção por helmintos pode interferir na resultante da coinfecção por
T. evansi e pelo VAIE.
39
3 METODOLOGIA
3.1 ÁREA DE ESTUDO
O estudo foi conduzido na região sudeste do Pantanal (Nhecolândia), em duas
propriedades: PA (18º 54’ 43,26’’ S e 56º 31’ 19,18’’ O) e FA (19º 08’ 35,99’’ S e 56º 47’
45,87’’ O) , distantes 30 km. As fazendas tinham em média 20 mil hectares, e como única
atividade econômica a pecuária extensiva. A fisionomia, tipo de solo, regime de chuvas e
vegetação eram as mesmas para ambas as propriedades.
Na fazenda FA, o rebanho era constituído de cavalos destinados ao trabalho com o
gado (mais de 6 anos), éguas destinadas à reprodução e animais de recria (da desmama até 2
anos). Os animais destinados ao serviço eram manejados sob a forma de rodízio, de forma que
aqueles que não seriam utilizados eram soltos temporariamente em uma área de
aproximadamente mil hectares juntamente com os demais animais. O rebanho da fazenda PA
incluía apenas cavalos machos adultos que eram submetidos ao serviço ao longo de todo o
ano, mantidos sempre em uma área restrita próxima à sede da fazenda, não havendo sistema
de rodízio.
3.2 OS CAVALOS
Para a escolha dos animais a serem monitorados, foi realizada uma primeira excursão
em janeiro de 2007 objetivando-se conhecer a prevalência das infecções por T. evansi e VAIE
em duas propriedades. Foram obtidas amostras de 105 equinos machos, adultos, oriundos das
fazendas PA (n=32) e FA (n=73), contando com a permissão dos proprietários.
Por questões de logística (dificuldade de acesso e distância do laboratório de campo)
excluímos a fazenda PA do monitoramento posterior dos animais. Assim, foram realizadas
mais duas coletas apenas na fazenda FA - Dezembro de 2007 (final do período de seca) e
Abril de 2008 (pico do período da cheia). Nessas duas coletas, foram amostrados 108 animais,
que como descrito acima, eram criados soltos em grandes áreas de aproximadamente mil
hectares, sendo aqueles destinados ao serviço da fazenda, submetidos a um rodízio.
Mensalmente os cavalos eram reunidos para os cuidados de rotina (como tosa, controle de
carrapatos, exame para pitiose, curativo de cortes e escoriações) e trabalho. Nessa ocasião os
animais ficavam confinados a um espaço menor (150 ha) por um período de 3 a 7 dias. Esses
cavalos monitorados em FA foram divididos em duas categorias em função do tipo de manejo
que recebiam: Categoria A – 58 animais que não estavam na rotina de serviço da fazenda por
40
estarem sendo recriados (12 meses a 2 anos) e domados (3 a 5 anos) e Categoria B – 50
animais de serviço (acima de 6 anos).
Os animais de serviço (categoria B) eram submetidos a um esforço físico maior em
função das longas distâncias que percorriam (muitas vezes em áreas inundadas) e do manejo
com os bovinos. Os animais jovens (categoria A) não eram utilizados no serviço da fazenda,
não estando, portanto, submetidos a esse tipo de estresse. Já os cavalos da categoria B passam
mais tempo próximos uns dos outros e permanecem por longo tempo em lugares restritos e,
além disso, compartilham utensílios utilizados no manejo, como freios e selas.
3.3 COLETA DE MATERIAL BIOLÓGICO
A identificação dos animais foi feita a partir da numeração a ferro quente,
rotineiramente realizada como parte do manejo das fazendas, além da resenha (descrição da
pelagem, manchas na face e membros) realizada no momento da coleta (Figura 8).
Figura 8: Cavalos da fazenda FA organizados para a realização da coleta de sangue.
Pantanal- Mato Grosso do Sul. Janeiro de 2007.
Na primeira excursão apenas sangue foi coletado, enquanto que nas duas coletas
posteriores, além de sangue também foram coletadas amostras de fezes para a contagem de
ovos de helmintos.
O sangue foi coletado via punção da veia jugular e acondicionado em duplicata: (i) 5
ml em tubos esterilizados contendo anti-coagulante (ácido etilenoamino tetracético di-sódico EDTA), na proporção de 1mg EDTA/ml de sangue, utilizado para a hematologia e (ii) 5 ml
41
em tubos esterilizados sem anti-coagulante para a obtenção de soro para realização dos testes
sorológicos para T. evansi e o VAIE. Os soros foram congelados e mantidos a -4OC até a
realização das provas sorológicas.
As fezes foram coletadas diretamente da ampola retal, homogeneizadas e fixadas em
formol 10% em tubos Falcon de 50 ml até a realização das análises.
3.4 HEMATOLOGIA
No laboratório de campo, durante as primeiras 12 horas após a coleta do sangue com
EDTA foram quantificados o volume globular (Ht%) pela técnica do micro-hematócrito, o
número total de hemácias/µL (RBC) e de glóbulos brancos/µL (WBC), em câmaras de
Neubauer. Esfregaços sanguíneos para as contagens diferenciais de leucócitos (%) foram
confeccionados e fixados com metanol (Figura 9).
1
3
2
4
Figura 9: Hematologia. 1- tubos contendo sangue com EDTA; 2- leitura do microhematócrito; 3- confecção do esfregaço; 4- câmara de Neubauer.
No Laboratório de Biologia de Tripanosomatídeos-IOC/FIOCRUZ, os esfregaços
foram corados pela técnica de May-Gruenwald Giemsa. O índice hematimétrico absoluto
Volume Corpuscular Médio (VGM) (fl) foi calculado a partir dos resultados obtidos nas
contagens globais de hemácias e na quantificação dos volumes globulares (Ferreira Neto e
42
cols. 1981). Os resultados foram comparados com os valores hematológicos de cavalos da
raça Pantaneira sadios obtidos por Ribeiro e cols. (2008).
Nesse estudo, consideramos os índices de anemia, Ht e RBC, como indicadores de
condição; as contagens de monócitos e neutrófilos como indicadores de resposta a infecções;
e a contagem de linfócitos como indicadora de resposta imunológica ativa imunológico.
3.5 EXAME PARASITOLÓGICO PARA T. evansi
A pesquisa de T. evansi foi realizada segundo a técnica do micro-hematócrito, descrita
por Woo (1970).
Cada amostra de sangue foi examinada no mesmo dia em que foi coletada. A técnica
consiste em centrifugar o sangue em um capilar de micro-hematócrito, e após isso, esse
capilar é quebrado na interface entre as hemácias e a camada de leucócitos (papa-leucocitária)
e seu conteúdo colocado entre lâmina e lamínula. A pesquisa da presença das formas
tripomastigotas é realizada em microscópio óptico (Figura 10).
Figura 10: Técnica do micro-hematócrito. As setas indicam formas tripomastigotas.
43
3.6 SOROLOGIA
3.6.1 Reação de imunofluorescência indireta (RIFI)
A prevalência da infecção por T. evansi, nos animais estudados foi realizada através da
pesquisa de anticorpos da classe IgG a partir da reação de imunofluorescência indireta de
acordo seguindo a técnica descrita por Camargo (1964).
O antígeno para T. evansi foi obtido através de cromatografia de troca iônica em
coluna de DEAE celulose (Lanhan & Godfrey 1970) a partir de material criopreservado e
ampliado em ratos (Figura 11). Aproximadamente 108 parasitos foram inoculados em ratos
“Wistar” via intraperitoneal. A parasitemia era monitorada diariamente e quando atingia cerca
de 109, era realizada a sangria total. Todos os procedimentos de manipulação dos animais
contou com a permissão do Comitê de Ética no Uso de Animais (CEUA) do Instituto
Oswaldo Cruz/FIOCRUZ, RJ, Brazil (número de registro: P0292-06).
O sangue era coletado em tubos contendo salina citratada. Foi adicionado ao volume
final de sangue, 10% de PSG pH 8,0 e o material passado em coluna de troca iônica DEAE
celulose. Os parasitos foram centrifugados e lavados a 3000 rpm a 4°C, por 20 minutos, em
PBS pH 7,2 0,15M, e diluídos em solução de PBS e formol 1%. O antígeno foi então
colocado em geladeira para ser utilizado no momento da realização da RIFI.
Figura 11: Coluna de troca iônica DEAE-celulose.
44
Os soros controles positivos da reação foram oriundos dos animais positivos ao exame
parasitológico do microematócrito e com título de 1/640. Os controles negativos foram
obtidos de cavalos criados no Rio de Janeiro (CECAL/FIOCRUZ), área livre para T. evansi.
O
antígeno
era
distribuído
em
lâminas
de
microscopia
próprias
para
imunofluorescência e, após secagem por 10-12 hs, 10µL dos soros a serem testados eram
diluídos em PBS pH 7,2 (1/10; 1/20; 1/40; 1/80; 1/160 e 1/320; 1/640 e 1/1280) e então
colocados nas cavidades correspondentes a partir da mais concentrada para a mais diluída. As
lâminas eram incubadas em câmara úmida a 37°C por 40 minutos e, a seguir, submetidas a
três lavagens com PBS pH 7,2, 30 segundos cada vez. Após secagem, as cavidades das
lâminas eram
recobertas com 10 µL do conjugado anti IgG (anti-horse) obtido
comercialmente (SIGMA®) diluído a 1/120 em solução de PBS, contendo Azul de Evans
fornecido no Kit Farmanguinhos para RIFI. As lâminas eram novamente incubadas a 37°C em
câmara úmida por 40 minutos e submetidas a três lavagens por 30 segundos em PBS de pH
7,2. Após secagem, as lâminas eram
tamponada
montadas com lamínula, utilizando-se glicerina
do Kit Farmanguinhos. Posteriormente, as lâminas eram observadas em
microscópio equipado para fluorescência (Zeiss, modelo ST 44) com luz ultra-violeta.
Foram consideradas como positivas as reações que mostraram fluorescência em pelo
menos metade do campo observado ao microscópio equipado pra fluorescência. O ponto de
corte utilizado foi de 1/40 porque somente foram encontrados animais positivos ao teste do
micro-hematócrito a partir desse título.
3.6.2 Imunodifusão em gel de ágar (IDGA)
A prevalência da infecção pelo VAIE nos animais estudados foi realizada através da
técnica de IDGA segundo Coggins (1972), utilizando kit para diagnóstico comercializado
pelo Laboratório Brush (fabricado em agosto/2007, número de partida 005/07) obtido através
de colaboração do Laboratório de Viroses Veterinárias da Universidade Federal Rural do Rio
de Janeiro.
A IDGA foi realizada em lâminas de microscopia ótica (25x75 mm), seladas na
véspera com uma solução fundida de agarose a 1,2% em tampão borato pH 8,6 e deixadas em
temperatura ambiente até o momento da realização do exame. A partir daí, foram seguidas as
recomendações do kit : as lâminas foram recobertas com 4,5 ml de uma solução fundida de
ágar nobre a 1% em tampão borato pH 8,6. Após o resfriamento e endurecimento do gel
foram feitas sete cavidades em roseta com um perfurador apropriado . Na cavidade central da
45
roseta, 25µL do antígeno fornecido no kit foi depositado e 25µL dos soros controles positivos
(também fornecidos no kit)
bem como os soros dos cavalos a serem testados foram
depositados alternadamente nas cavidades periféricas da roseta (Figura 12). As lâminas foram
deixadas em câmara úmida por 48 horas, quando foram feitas as leituras. São consideradas
positivas as reações que apresentam linha de precipitação visualizada sob uma fonte de luz
intensa com foco reduzido, contra um fundo escuro, após 48 horas.
1
6
2
Ag
5
3
4
Figura 12: Lâmina para IDGA mostrando as 7 cavidades no gel de Agar. As cavidades
contém: Ag = Antígeno; 1, 3, 5 = soro-controle; 2, 4, 6 = soro testado. Podem ser
observadas 1 reação negativa (cavidade 2) e 2 positivas (cavidades 4 e 6). FOTO:
Rodrigo Méxas.
3.7 ANÁLISES DAS FEZES
As
análises
das
fezes
foram
realizadas
no
laboratório
de
Biologia
de
Tripanosomatídeos do IOC/FIOCRUZ segundo técnica descrita por Monteiro e cols. (2007)
modificada.
Os tubos contendo as fezes foram pesados em balança digital e então, o conteúdo foi
homogeneizado e filtrado através de gaze dobrada em 3 partes. O filtrado retornou pra o
mesmo tubo e foi pesado novamente. O peso de fezes foi obtido pela diferença dos dois pesos.
Os filtrados foram, então, centrifugados a 1,250 x g por 10 minutos. O sobrenadante
foi imediatamente desprezado e o sedimentado foi resuspendido com 2,5 mL de água
destilada mais 2,5 mL de éter sulfúrico. O conteúdo foi centrifugado a 450 x g por 2 minutos.
O sobrenadante foi imediatamente removido e o pellet restante foi resuspendido em formol
46
10% para o volume final de 1 mL. Para a leitura, foram colocados 60µL da solução do
concentrado fecal em lâmina de microscopia cobertos com lamínula 24x24 mm.
Todos os ovos de helmintos encontrados ao microscópio óptico foram contados e
identificados seguindo Sloss e cols. 1999. Foram realizadas três leituras para cada amostra.
A contagem final em ovos por grama para cada amostra foi calculada, segundo a
fórmula: OPG= (100 x CO) / (6 x PF), onde:
-OPG= ovos por grama de fezes
-CO= contagem de ovos (média das 3 leituras em 60µL)
-PF= peso de fezes
3.8 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Para as análises estatísticas foram utilizados os dados brutos, com exceção da variável
hematócrito na qual trabalhamos com arcoseno. Os testes utilizados foram não paramétricos,
já que através do teste D’Agostino-Pearson, a maioria das variáveis não apresentou
distribuição normal.
Para avaliar a influência das infecções por T. evansi e pelo vírus da AIE, os animais
foram agrupados conforme a presença das infecções, onde:
-NN animais negativos para ambas as infecções
-PN animais positivos somente para o T. evansi
-NP animais positivos somente para o VAIE
-PP animais co-infectados com T. evansi e VAIE
3.8.1 Coleta Janeiro/2007
As médias das variáveis entre as localidades foram testadas pelo teste de MannWhitney.
Para testar se a infecção por T.evansi poderia favorecer a ocorrência do VAIE e viceversa foi utilizado o teste do Qui-quadrado.
A influência das infecções nos parâmetros hematológicos e no número de OPG foi
avaliada pela análise de variância Teste de Kruskal-Wallis, para cada fazenda.
47
3.8.2 Coletas de Dezembro/2007 e Abril/2008
As médias dos parâmetros hematológicos e OPG, de todos os animais entre as
categorias de manejo foram testadas pelo teste de Mann-Whitney, em cada coleta. Isso foi
feito com o intuito de verificarmos se as alterações hematológicas poderiam estar relacionadas
à idade/ manejo dos animais, independentemente das infecções.
O teste de Wilcoxon foi utilizado para verificar se as variáveis diferiam temporal e/ou
sazonalmente. Esse teste também foi utilizado para verificar a influência das categorias entre
as estações.
Para testar se a infecção por T.evansi poderia favorecer a ocorrência do VAIE e viceversa foi utilizado o teste do Qui-quadrado. O coeficiente Phi foi utilizado para testar se existe
correlação entre a categoria do animal com cada uma das infecções.
Para verificar se houve diferença significativa na prevalência de infecção por
Trypanosoma evansi entre as coletas foi utilizado o Teste Kappa.
A influência das infecções nas variáveis estudadas foi testada por análise de variância
através do Teste de Kruskal-Wallis para a população como um todo e para cada categoria.
Todas as análises foram realizadas com o Programa Bioestat 5,0.
48
4 RESULTADOS
4.1 COLETA DE JANEIRO DE 2007
4.1.1 As infecções
As prevalências das infecções por Trypanosoma evansi e pelo Vírus da Anemia
Infecciosa Equina (VAIE) encontradas nas duas fazendas amostradas em Janeiro de 2007
estão apresentadas nas Figuras 13 e 14 e nos apêndices 1 e 2. Considerando os grupos de
animais de acordo com a presença ou ausência das infecções por T.evansi e pelo VAIE, foi
observado que na fazenda FA o grupo dos animais negativos para ambas as infecções (NN)
agregava maior número de animais do que os outros três grupos (37%). Ao contrário, na
fazenda PA, o grupo NN era o menor deles (19%). A fazenda PA (56%) ainda apresentou
prevalência para o VAIE muito maior do que a fazenda FA (38%).
Não foi observada parasitemia patente detectada pelo teste do micro-hematócrito em
nenhum dos animais e nem sintomatologia clínica que pudesse sugerir qualquer uma das
infecções.
As análises mostraram que as infecções por T.evansi e pelo VAIE ocorrem de forma
aleatória nas fazendas FA (p=0,2354) e PA (p=0,9644).
Figura 13: Percentual de equinos infectados/co-infectados por Trypanosoma evansi e
pelo Vírus da Anemia Infecciosa Eqüina (VAIE) da fazenda FA do Pantanal sulmatogrossense em janeiro de 2007. Os valores absolutos estão nos topos das colunas.
Equinos da fazenda FA (%)
Jan/2007
60
50
40
30
27
T. evansi
18
16
12
20
10
0
Negativo
Positivo
para o VAIE
para o VAIE
49
Negativo
Positivo
Figura 14: Percentual de equinos infectados/co-infectados por Trypanosoma evansi e
pelo Vírus da Anemia Infecciosa Eqüina (VAIE) da fazenda PA do Pantanal sulmatogrossense em janeiro de 2007. Os valores absolutos estão nos topos das colunas.
Equinos da fazenda PA (%)
Jan/07
60
50
40
30
20
8
9
9
6
T.evansi
Negativo
Positivo
10
0
Negativo
para o VAIE
Positivo
para o VAIE
4.1.2 Avaliação hematológica dos animais das fazendas FA e PA
Todos os parâmetros hematológicos avaliados,foram comparados com os resultados
reportados por Ribeiro e cols. (2008) para a raça de cavalos Pantaneiros e podem ser
observados na Tabela 2 e Apêndices 3 e 3.1.
As análises hematológicas da fazenda FA mostraram que apenas a variável Ht foi
significativamente diferente entre os animais agrupados de acordo com a presença ou não das
infecções. A média de Ht do grupo dos animais positivos apenas para o T.evansi (PN) foi
significativamente menor que nos grupos dos animais negativos para ambas as infecções
(NN) (p=0,0169) e positivos somente para o VAIE (NP) (p=0,0416). Os grupos dos animais
PN e co-infectados (PP) apresentaram tendência a anemia caracterizada pela média de Ht
muito próxima ao mínimo esperado.
Quando comparados aos valores para a raça Pantaneira (Ribeiro e cols. 2008),
observamos contagens elevadas de linfócitos em todos os grupos. Os animais NN e NP eram
os que apresentavam as melhores condições de saúde, uma vez que os demais parâmetros
avaliados estavam dentro da normalidade e não foi observada tendência a anemia.
50
Tabela 2 : Médias das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda FA do Pantanal sulmatogrossense. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
FA
Ht (%)
RBC (x 106/µL)
VGM (ft)
WBC (x 103/µL)
LINF (x 103/µL)
NEUT (x 103/µL)
EOS (/µL)
MON (/µL)
NN(n=27)
PN(n=18)
NP(n=12)
PP(n=16)
p-valor
34
7.731.851
46,2
12.251
8.230
3.275
435
308
29
6.628.888
47,0
11.861
7.657
3.339
557
296
33
7.004.166
49,4
11.712
7.129
3.713
513
329
30
7.073.750
45,4
13.515
8.321
4.332
550
311
0,0477
0,4270
0,7309
0,2799
0,7389
0,1544
0,4167
0,9677
Já na fazenda PA, diferenças significativas entre os grupos de acordo com a presença
das infecções só foram observadas com relação aos neutrófilos. A contagem dessa variável foi
significativamente menor nos animais infectados apenas por T.evansi (PN) e ainda estava
abaixo dos valores reportados para a raça Pantaneira (Ribeiro e cols. 2008). (Tabela 3 e
Apêndice 4).
Tabela 3: Médias das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda PA do Pantanal sulmatogrossense. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
PA
Ht (%)
RBC (x 106/µL)
VGM (ft)
WBC (x 103/µL)
LINF (x 103/µL)
NEUT (x 103/µL)
EOS (/µL)
MON (/µL)
NN(n=6)
PN(n=9)
NP(n=8)
PP(n=9)
p-valor
31
4.905.000
65,4
10.550
4.363
5.106
610
414
31
5.982.500
53,9
8.344
4.566
2.951
534
294
30
5.803.333
55,2
10.461
5.259
4.208
512
470
30
5.352.222
58,3
11.489
5.609
4.670
570
591
0,9250
0,4087
0,5497
0,1427
0,5271
0,0529
0,9525
0,3755
Ao comparar os parâmetros hematológicos entre as populações dos equinos de cada
fazenda amostrada, observamos que as contagens de RBC, WBC e linfócitos foram
significativamente menores na fazenda PA, bem como VGM e monócitos maiores (Tabela 4 e
Apêndice 5.).
Apesar de as médias das variáveis estarem dentro da normalidade para a raça
pantaneira, com exceção da média de linfócitos ligeiramente acima do esperado na fazenda
FA, os resultados mostram que os animais da fazenda PA, embora aparentemente saudáveis,
estavam mais debilitados do que os animais da fazenda FA (Tabela 4 e Apêndice 5).
51
Tabela 4: Variáveis hematológicas comparadas entre as fazendas FA e PA do Pantanal sulmatogrossense.
FA(n=73)
PA(n=32)
p-valor
31
30
0,3563
7.196.027
5.552.812
< 0,0001
46,8
57,6
0,0004
WBC (x 10 /µL)
12.343
10.237
0,0006
LINF (x 103/µL)
7.928
5.016
< 0,0001
3.594
4.192
0,1026
EOS (/µL)
503
552
0,3315
MON (/µL)
309
449
0,0565
Ht (%)
6
RBC (x 10 /µL)
VGM (ft)
3
3
NEUT (x 10 /µL)
4.2 COLETAS DEZEMBRO-2007 E ABRIL-2008
4.2.1 As infecções
A prevalência das infecções na fazenda FA durante as coletas de Dezembro de 2007 e
Abril de 2008 são apresentadas nas Figuras 15 e 16 e nos apêndices 6 e 7, onde observamos
que agrupando os animais de acordo com a presença ou ausência das infecções, as maiores
prevalências foram de animais infectados apenas com T.evansi (PN) em ambas as coletas,
sendo 41% em dez/07 e alcançando a maioria do rebanho (53%) em abr/08. Já as menores,
foram de animais infectados apenas pelo VAIE (NP) (14% e 9%).
As análises mostraram que, conforme a coleta de jan/07, a infecção por T. evansi e a
infecção pelo VAIE são eventos que ocorrem de forma independente na localidade estudada
tanto em dez/07 quanto em abr/08 (p=0,8511 e p=0,6323, respectivamente).
52
Figura 15: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo Vírus da
Anemia Infecciosa Equina (VAIE) nos equinos da fazenda FA do Pantanal sulmatogrossense em Dezembro de 2007. Os valores absolutos estão nos topos das
colunas.
60
50
Equinos (%)
44
40
30
T. evansi
31
Negativo
20
15
18
Positivo
10
0
Negativo
Positivo
para o VAIE
para o VAIE
Figura 16: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo Vírus da
Anemia Infecciosa Equina (VAIE) nos equinos da na fazenda FA do Pantanal sulmatogrossense em Abril de 2008. Os valores absolutos estão nos topos das colunas.
60
57
Eqüinos (%)
50
40
T. evansi
30
20
24
17
10
10
0
Negativo
Positivo
para o VAIE
para o VAIE
53
Negativo
Positivo
Como pode ser observado na Figura 17 e nos apêndices 8 e 9, ao agrupar os animais
por categorias de manejo/idade, vimos que a maior prevalência de T.evansi ocorreu em
abril/08 tanto para a categoria A (animais jovens) quanto para a B (animais em serviço).
Nossos resultados sugerem que os animais são infectados por T.evansi principalmente
quando ainda são jovens, no entanto, a infecção pode ocorrer em qualquer época da vida do
animal. Assim, em dez/07 encontramos uma correlação positiva entre a categoria A e a
infecção por T.evansi (p=0,0049). Porém, isso não se repetiu em abril /08, provavelmente
devido a 19 animais, os quais soroconverteram de uma coleta para outra, o que correspondeu
a 17% dos 108 animais sob estudo e a 41,3% dos 46 animais soro-negativos em dezembro
(p=0,0031) (Apêndices 8 e 9).
Nenhum animal apresentou sintomatologia clínica e apenas um animal, pertencente à
categoria A, em dez/07, apresentou parasitemia patente detectada pelo teste do microhematócrito.
Figura 17: Prevalência da infecção por Trypanosoma evansi nos equinos da fazenda
FA do Pantanal sul-matogrossense em Dezembro de 2007 e Abril de 2008 de acordo
com as categorias de idade/manejo. A categoria A engloba animais jovens e a B
animais já submetidos ao serviço de rotina da fazenda. Os valores absolutos estão
nos topos das colunas.
Eqüinos da fazenda FA (%)
Trypanosoma evansi
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
47
41
34
21
dez/07
abr/08
categoria A
54
categoria B
Com relação ao VAIE, podemos observar a prevalência em cada categoria na Figura
18 e nos apêndices 10 e 11. Os resultados mostraram correlação positiva entre a infecção pelo
VAIE e os animais da categoria B, em ambas as coletas.
Apenas um animal da categoria A soroconverteu para o vírus de dez/07 para abr/08 e
nenhum apresentava sintomatologia clínica no momento da coleta.
Figura 18: Prevalência da infecção pelo Vírus da Anemia Infecciosa Equina nos
equinos da fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em Dezembro de 2007 e Abril
de 2008 de acordo com as categorias de idade/manejo. A categoria A engloba animais
jovens e a B animais já submetidos ao serviço de rotina da fazenda. Os valores
absolutos estão nos topos das colunas.
Eqüinos da fazenfda FA (%)
Vírus da AIE
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
24
24
9
10
dez/07
abr/08
Categoria A
Categoria B
4.2.2 Avaliação hematológica dos animais da fazenda FA
Quando avaliamos a saúde dos animais sem considerarmos as infecções, com o intuito
de verificarmos alterações hematológicas relacionadas à idade e ao manejo, observamos
diferenças entre as médias das variáveis hematológicas, que se reproduziram em ambas as
coletas (Tabela 5 e Apêndice 12). Em dez/07, a média das variáveis Ht, RBC, WBC e
linfócitos foram significativamente maiores no grupo dos animais da categoria A, enquanto
VGM foi menor (p<0,01). Em abril/08, o resultado praticamente se repetiu, no entanto, a
média de monócitos passou a ser significativamente maior nos animais da categoria A
(p<0,01). Assim, com exceção da monocitose e da neutrofilia observada nos animais dessa
categoria em abr/08, todos os valores estavam dentro do esperado para a raça e idade dos
55
animais (inclusive a média de Ht acima do máximo esperado para a Raça Pantaneira) (Ribeiro
e cols. 2008) observada em ambas as coletas (Tabela 5 e Apêndice 12).
Tabela 5: Médias das variáveis hematológicas entre as categorias A e B, nas coletas de
dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Mann-Whitney.
Dezembro/07
Ht (%)
RBC (x 106/µL)
VGM (ft)
WBC (x 103/µL)
LINF (x 103/µL)
NEUT (x 103/µL)
EOS (/µL)
MON (/µL)
Abril/08
A(n=58)
B(n=50)
p-valor
A(n=58)
B(n=50)
p-valor
39
8.737.586
45,2
14.366
8.563
4.660
620
524
34
7.188.600
48,8
12.336
6.292
4.968
628
448
<0,0001
<0,0001
0,0027
0,0015
<0.0001
0,5962
0,9044
0,2782
38
8.872.241
44,3
17.984
8.019
7.748
775
1.584
35
7.050.800
51,7
11.848
3.965
6.410
646
788
0,0025
<0,0001
<00001
<0,0001
<0,0001
0,209
0,8198
<0,0001
As médias dos valores hematológicos da população total e das categorias A e B
comparadas entre as coletas de dez/07 e abr/08 estão apresentados na tabela 6 e nos apêndices
13, 14 e 15. Observamos que os valores de WBC, neutrófilos, monócitos foram
significativamente maiores em abr/08 (p<0,05), tanto para a população como um todo, quanto
para a categoria A. As médias de neutrófilos e monócitos dos animais da categoria B também
foram maiores em abril (p<0,05). E ainda, as médias de linfócitos da população total e da
categoria B foram maiores em dez/07 (p<0,05). Não observamos diferenças significativas nas
variáveis hematológicas da série vermelha entre os períodos estudados.
Tabela 6: Médias das variáveis hematológicas da população total e das categorias A e B,
entre as coletas. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Dezembro/07
Ht (%)
RBC (x 106/µL)
VGM (ft)
WBC (x 103/µL)
LINF (x 103/µL)
NEUT (x 103/µL)
EOS (/µL)
MON (/µL)
Abril/08
Total (n=108)
A (n=58)
B (n=50)
Total (n=108)
A (n=58)
B (n=50)
37
8.020.463
46,8
13.426
7.512
4.802
624
489
39
8.737.586
45,2
14366
8.563
4.660
620
524
34
7.188.600
48,8
12.336
6.292
4.968
628
448
37
8.028.981
47,8
15.143
6.107
7.117
714
1.209
38
8.872.241
44,3
17.984
8.019
7.748
775
1.584
35
7.050.800
51,7
11.848
3.965
6.410
646
788
Os resultados estatisticamente significativos (p<0,05) encontram-se em negrito, pareados para população total,
categoria A e categoria B.
56
Quando consideramos a presença ou ausência das infecções por T.evansi e pelo VAIE
na saúde da população de animais estudados, as análises dos parâmetros hematológicos de
cada coleta podem ser observadas nas Tabelas 7 e 8 e Apêndices 16,16.1, 17, 17.1, 18 e19.
Em dez/07, apenas a contagem de RBC diferiu estatisticamente entre os grupos, sendo
a média do grupo dos animais positivos apenas para o VAIE (NP) significativamente menor
que nos grupos dos animais negativos para ambas as infecções (NN) (p=0,0181) e positivos
apenas para T.evansi (PN) (p=0,0021). O grupo dos animais co-infectados (PP) também
apresentou a média de RBC menor que o grupo PN (p= 0,0274) (Tabela 7 e apêndices 16 e
16.1). Os resultados hematológicos da população, portanto, parecem refletir aqueles
encontrados para os animais da categoria B agrupados de acordo com a presença ou ausência
das infecções (Apêndice 19).
Os animais dos grupos NN e PN apresentaram médias de Ht e RBC acima do máximo
esperado (Ribeiro e cols. 2008) provavelmente por influência dos resultados dos animais da
categoria A agrupados pelo perfil de infecção (Apêndice 18). Da mesma forma a contagem de
RBC ligeiramente acima do esperado no grupo dos animais co-infectados (PP) e o aumento
discreto do número de linfócitos nos grupos dos animais infectados (PN, NP e PP) também
são reflexos dos resultados da categoria A (Apêndice 18).
Tabela 7: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os animais agrupados de
acordo com os perfis de infecção em dezembro/07. Os valores de p referem-se ao teste de
Kruskall-Wallis.
Ht (%)
RBC (x 106/µL)
VGM (ft)
WBC (x 103/µL)
LINF (x 103/µL)
NEUT (x 103/µL)
EOS (/µL)
MON (/µL)
NN(n=31)
PN(n=44)
NP(n=15)
PP(n=18)
p-valor
37
8.182.581
46,8
12.452
7.030
4.449
547
426
38
8.440.682
45,5
13.608
7.643
4.873
629
463
35
7.100.000
49,2
13.090
7.648
4.302
638
502
36
7.481.111
48,4
14.942
7.906
5.655
733
648
0,0647
0,0074
0,2395
0,3881
0,8647
0,1570
0,6548
0,3220
Já na coleta de abril/08, observamos que as variáveis Ht, RBC e neutrófilos
apresentaram diferenças significativas entre os animais agrupados de acordo com a presença
ou não das infecções. A média de Ht do grupo NP foi significativamente menor que nos
grupos NN (p=0,0048) e PN (p=0,0291) e sua média de RBC foi menor que no grupo PN (p=
0,0348). A média de Ht do grupo PP também foi menor que do grupo NN (p=0,0115), bem
como sua média de RBC foi menor que no grupo PN (p=0,0134) (Tabela 8 e Apêndice 17 e
57
17.1). Na categoria A o grupo NP possuiu a média de Ht mais baixa que dos outros grupos,
enquanto na categoria B foi igual aos co-infectados (Apêndices 20 e 21).
Os animais NP apresentaram ainda neutrofilia com valores significativamente maiores
que dos grupos PN (p=0,0066) e PP (0,0091) (Apêndice 17.1). Assim como em dez/07, os
animais dos grupos NN e PN apresentaram médias de Ht e RBC acima do máximo esperado
(Ribeiro e cols. 2008), refletindo os resultados dos animais da categoria A (Tabela 8 e
Apêndices 17 e 18).
Observamos monocitose nos grupos NN, PN e NP e acompanhada de leucocitose em
PN e NP (sendo discreta nesse último). O grupo PN ainda apresentou linfocitose. Os animais
do grupo PP apresentaram os valores hematológicos normais para a espécie.
Tabela 8: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os perfis de infecção em
abril/08. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
Ht (%)
RBC (x 106/µL)
VGM (ft)
WBC (x 103/µL)
LINF (x 103/µL)
NEUT (x 103/µL)
EOS (/µL)
MON (/µL)
NN(n=17)
PN(n=57)
NP(n=10)
PP(n=24)
p-valor
40
8.485.294
48,0
14.982
5.906
7.221
576
1.232
38
9.100.000
42,6
18.930
8.862
7.917
773
1.744
33
7.196.000
46,6
15.830
5.253
8.411
596
1.436
35
7.228.750
51,1
13.217
4.920
6.580
855
847
0,0105
0,0216
0,7127
0,3225
0,3323
0,0368
0,2216
0,4496
4.3 A INFECÇÃO POR HELMINTOS
Com relação à investigação da prevalência de helmintos nos equinos, foram
encontrados ovos de quatro grupos: estrongilídeos (est), ascarídeos (asc), oxiurídeos (oxy) e
cestoides (cest), conforme a Figura 19.
58
Figura 19: Percentual de equinos infectados por estrongilídeos, ascarídeos,
oxiurídeos e cestóides na fazenda FA do Pantanal sul-matogrossense em dezembro
de 2007 e abril de 2008.
120
Equinos (%)
100
98
86
80
60
dez/07
40
abr/08
15
20
2
3 2
3 0
asc.
oxy.
cest
0
estr.
Famílias de helmintos
Diante do fato dos ovos de estrongilídeos serem os mais prevalentes e dos ovos dos
demais grupos compreenderem menos de um ovo por grama de fezes, para as análises de
OPG, consideramos apenas os ovos de estrongilídeos.
Assim, quanto ao número de OPG, observamos um padrão agregado, onde a maioria
dos animais apresentou baixo número de OPG, enquanto poucos animais apresentaram
número mais elevado (Figura 20).
Figura 20: Número de equinos de acordo com o número de ovos por grama de fezes
em Dezembro de 2007 e Abril de 2008.
120
nº de equinos
100
100
88
80
60
dez/07
40
abr/08
20
3 8
2 2
51 - 100
> 100
0
≤ 50
nº de ovos de helmintos
59
5 DISCUSSÃO
Em um ambiente natural, a presença de um agente infeccioso em um determinado
hospedeiro pode ou não influenciar o surgimento de outro agente não relacionado (Rohani e
cols. 2008). Nossos resultados mostraram claramente que nas fazendas e períodos estudados,
as infecções por T. evansi e/ou pelo vírus da AIE ocorreram de forma independente, ou seja, a
ocorrência de uma não favorece nem prejudica o estabelecimento da outra. Esse resultado
corrobora a assertiva de McGuire (1990) de que a imunossupressão provocada pelo VAIE não
resulta em suscetibilidade a outras infecções. De fato, a presença de um parasito pode não
predispor à ocorrência de outros, como nas infecções por Plasmodium spp. e helmintos no
parasitismo concomitante que leva a malária e filariose linfática respectivamente (Tshikuka e
cols. 1996, Ravindran e cols. 1998, Chadee e cols. 2003).
Quando a coinfecção ocorre por organismos de natureza similar, a presença de um
parasito em uma população suscetível pode suprimir o surgimento de outro agente semelhante
por ocorrer uma reação cruzada entre os agentes infecciosos. O que é bem menos conhecido
são as numerosas interações que organismos distintos podem resultar quando coocorrem em
um mesmo hospedeiro (Rohani e cols. 2008). No nosso caso, se procurarmos uma justificativa
na imunobiologia das infecções por T. evansi e pelo VAIE, poderemos encontrar subsídios
que suportariam a hipótese de que, uma vez os cavalos do Pantanal co-infectados, a presença
do VAIE poderia facilitar o desenvolvimento dos flagelados no micro-ambiente do
hospedeiro. Tripanosomas salivários desencadeiam uma emaranhada rede de citocinas e
moléculas efetoras que estimulam e inibem o próprio crescimento e desenvolvimento em um
eficiente mecanismo de auto-regulação (Hammadien e cols. 2000). Esse mecanismo envolve a
secreção, por parte dos flagelados, de produtos que atuam em células do sistema imune do
hospedeiro, como o fator de estimulação de linfócitos e o fator de ativação de macrófagos. Os
linfócitos ativados produzem IFN-γ, que estimula o crescimento dos tripanosomas e a
atividade macrofágica. Por sua vez, os macrófagos ativados produzem prostaglandinas (PG) e
óxido nítrico (NO), que inibem a atividade linfocitária e consequentemente a produção de
IFN-γ (Bakhiet e cols. 1996; Kaye 1999; Hamadien e cols. 2000). Como o VAIE infecta
macrófagos, a produção de PG e NO ficaria extremamente comprometida, não havendo assim
a inibição da atividade linfocitária, o que poderia levar a um contínuo estímulo para a
multiplicação do T.evansi.
As diferenças nas prevalências das infecções e coinfecção observadas entre as
fazendas, muito provavelmente refletem o manejo a que os cavalos são submetidos. Enquanto
na fazenda FA ocorre um rodízio entre os animais que estão em serviço, na fazenda PA os
60
cavalos são utilizados ininterruptamente ao longo do ano. Deste modo, em janeiro de 2007,
considerando os quatro grupos em que os animais foram dispostos de acordo com a presença
ou ausência das infecções, vimos que na fazenda FA o maior grupo era o de animais negativos
para ambas as infecções (NN), enquanto na fazenda PA, esse grupo agregava o menor número
de cavalos. As diferenças no trato com os animais e principalmente os cuidados na utilização
de fômites são evidenciadas também pelas diferenças de prevalência do VAIE entre as
fazendas FA e PA (38% e 56% respectivamente).
Os cuidados a que são submetidos os cavalos nas diferentes propriedades constituem
um fator que influencia também no estado de saúde. Isso porque vimos que na fazenda FA,
mesmo com 57% dos cavalos infectados com T. evansi e com uma indicação de anemia
(expressa por uma queda no valor de Ht nesses animais), encontramos um quadro geral de
saúde melhor do que na fazenda PA. Curioso notar que na fazenda PA não foram observadas
diferenças significativas nos parâmetros hematológicos entre os animais infectados e não
infectados. Esse fato pode ser indicativo de que os animais dessa fazenda estavam muito
debilitados, ao ponto de não conseguirmos distinguir o perfil de saúde entre os grupos, mesmo
os animais negativos para ambas as infecções (NN). A neutropenia observada no grupo dos
animais PN da fazenda PA, pode
não estar necessariamente associada à infecção por
T.evansi, já que a diminuição no número de neutrófilos pode ter causas variadas como
algumas infecções bacterianas e estados debilitantes (Feldman e cols. 2000).
Ainda que todos os cavalos coletados estivessem, aparentemente, em bom estado
clínico, na fazenda FA a infecção por T. evansi poderia ser a responsável pela tendência à
anemia observada nos animais infectados por esse parasito (PN e PP) na coleta de janeiro de
2007. Achados hematológicos de cavalos infectados por T. evansi são amplamente variáveis e
dependem do estágio da doença, porém a anemia é o achado mais consistente (Losos 1980,
Silva e cols. 1995b, Marques e cols. 2000).
Já em relação às coletas de dez/07 e abr/08 da fazenda FA, quando então dividimos os
animais em dois grupos de acordo com a idade/manejo, a maior prevalência para T. evansi
observada nos animais mais jovens (categoria A) pode estar associada ao caráter enzoótico
que esse flagelado apresenta na região. De fato T. evansi infecta uma ampla gama de
hospedeiros silvestres e domésticos no Pantanal (Nunes & Oshiro 1990, Silva e cols. 1995a,
Herrera e cols. 2007 e 2008), e durante o verão, época em que ocorre a maior abundância de
tabanídeos (Barros & Foil 1999; Barros e cols. 2003), os animais ficam restritos em áreas não
inundáveis. Assim, as chances dos cavalos jovens serem alvos do repasto sanguíneo de um
vetor infectado estão garantidas e quanto menor o tempo entre os repastos sanguíneos, melhor
é o sucesso de transmissão do T. evansi (Hoare 1972). Portanto, a distribuição espaçada dos
61
animais em grandes áreas do Pantanal, como ocorre com os animais da categoria A, parece
não representar um fator desfavorável à transmissão por este parasito aos cavalos. Podemos
também dizer que a infecção ocorre em qualquer época da vida do animal já que observamos
a soroconversão de dez/07 para abril/08, para T.evansi, de 17% dos animais, dos quais 68%
estavam em serviço (categoria B). Também, a soroconversão vem reforçar que o período da
cheia seria a época de maior risco para a infecção por T. evansi nos cavalos, como
anteriormente reportado por Silva e cols. 1995a.
Os resultados das coletas de dez/07 e abr/08 da fazenda FA, para o VAIE, sugerem
que a disposição espacial dos animais jovens (categoria A) não favorece a transmissão
vetorial, uma vez que, diferentemente do que foi registrado com o T. evansi, somente cerca de
15% dos animais dessa categoria mostraram-se positivos ao vírus e apenas um animal
soroconverteu. Isso se justifica porque o VAIE perde sua infectividade em menos de 4 horas
no aparato bucal do inseto (Issel & Foil 1984; Foil & Issel 1991) e, ao contrário da
multipicidade de hospedeiros que o T. evansi apresenta na região, o VAIE é restrito somente
aos equídeos.
A soroprevalência para o VAIE de mais de 70% encontrada nos cavalos em serviço
(categoria B), indica que a ação humana constitui um fator de risco à infecção na região
estudada. De fato, os tabanídeos são ineficientes em transmitir o vírus de cavalos
assintomáticos sem histórico de doença aguda (Issel e cols. 1982), dificultando assim a
transmissão vetorial, mesmo nos períodos em que os cavalos estão próximos uns dos outros,
como na época da cheia e por ocasião do trabalho com os bovinos. Diante disso, poderíamos
atribuir a transmissão do vírus às condições de tratamento empregadas, como o
compartilhamento de fômites contaminados (selas, freios, agulhas, esporas e outros).
Portanto, no Pantanal sul-matogrossense, embora ocorra uma grande diversidade e
abundância de vetores tabanídeos (Barros & Foil 2003), a transmissão do VAIE é amplamente
facilitada pela atividade humana, como anteriormente descrito por Silva e cols. (2001) e
Santos e cols. (2005).
Deste modo, embora T. evansi e VAIE sejam transmitidos naturalmente pelos mesmos
vetores dípteros picadores/sugadores, nossos resultados indicam que, na área estudada, a
transmissão vetorial é fundamental para a infecção do T. evansi nos equinos, porém não está
exercendo um papel importante na transmissão do VAIE.
Com relação à saúde dos animais da fazenda FA nos períodos de dez/07 e abr/08, as
diferenças significativas encontradas nos parâmetros hematológicos entre as duas categorias
de idade/manejo (A e B) são características fisiológicas esperadas. De fato, o hematócrito
(Ht), as contagens de hemácias (RBC), de leucócitos (WBC) e de linfócitos são valores
62
influenciados pela idade e condição de manejo. Assim, animais mais jovens, que ainda não
estão sob o estresse do trabalho (categoria A), comumente apresentam os indicadores de
condição (Ht e RBC) e de resposta imunológica ativa (linfócitos) mais altos do que adultos
(categoria B) (Feldman e cols. 2000; Ribeiro e cols. 2008). Um alto número de linfócitos em
animais jovens decorre da intensa atividade imunogênica nessa fase, podendo estar
relacionado tanto a infecções virais quanto a doenças por protozoários (Feldman e cols. 2000).
Do mesmo modo, quando avaliamos todos os animais, independente das categorias A e B),
observamos que as médias de Ht e RBC acima do esperado para a raça Pantaneira nos animais
dos grupos NN, PN e até PP, a monocitose observada nos grupos NN, PN e NP, bem como a
linfocitose e leucocitose no grupo PN, não devem ser interpretadas como sendo indicativa de
prejuízo a saúde, e sim como reflexo de características fisiológicas dos animais jovens
(categoria A).
As infecções pelos helmintos parecem não influenciar a saúde dos animais nem a
resultante da coinfecção por T.evansi e o VAIE. De fato, o número de OPG encontrado nos
dois períodos estudados estava bem abaixo dos recomendados para tratamento (Marquardt e
cols. 2000). Além disso, somente dois cavalos apresentaram mais de 100 OPG de fezes nos
dois períodos estudados. Shaw & Dobson (1995) reportaram que o perfil de agregação é quase
que universal entre populações de parasitos metazoários. Poulin (2007) vai mais além e se
reporta a esse fenômeno como a primeira lei geral da ecologia parasitária: uma população
macroparasitária está distribuída de uma forma agregada entre os indivíduos de uma
população de hospedeiros.
Os indicadores de resposta a infecções (neutrófilos e monócitos) mostraram-se
significativamente mais altos no período da cheia e podem estar associados ao estresse a que
os animais são submetidos nesse período. Isso porque devido à forma de criação extensiva
dos equinos no Pantanal, o estado nutricional dos cavalos fica diretamente sujeito à
disponibilidade sazonal das forrageiras nativas de boa qualidade. Assim, ao fim da estação
chuvosa (abril) os campos estão inundados e fatores como o adensamento dos animais e a
menor disponibilidade de forrageiras nativas (Crispim e cols. 2006) podem contribuir para a
diminuição da condição física dos cavalos. Uma vez que a predisposição a infecções e
doenças parasitárias é consequência comum em casos de deficiência nutricional (Nelson &
Demas 1996; Tompkins & Begon 1999), as contagens elevadas de monócitos e neutrófilos
registradas no final do período da cheia muito provavelmente não estariam relacionadas ao T.
evansi nem ao VAIE, e sim à maior suscetibilidade dos cavalos a infecções oportunistas,
como as infecções bacterianas (Streptococcus equi) ou por vírus (influenza equina, encefalite
equina), comuns nesse período em equinos da região (Herrera HM comunicação pessoal).
63
Ainda, podemos supor que a infecção por T.evansi e/ou pelo VAIE não estaria
afetando de forma significativa a higidez dos cavalos estudados já que as médias dos valores
hematológicos encontravam-se sempre dentro dos intervalos reportados por Ribeiro e cols.
(2008) para os cavalos da raça pantaneira. De fato, infecções e doenças parasitárias nem
sempre estão associadas, sendo a doença um resultado da associação parasito, hospedeiro e
meio ambiente e, ainda, patogenicidade não é caráter obrigatório dos parasitos, que podem se
mostrar indiferentes sob esse aspecto (Ferreira 1973; Araújo e cols. 2003; Lenzi & VannierSantos 2005).
Embora nossos resultados não forneçam informações claras de que as infecções por T.
evansi e pelo VAIE, bem como a coinfecção, possam estar interferindo na saúde dos animais,
como dito acima, o VAIE poderia estar contribuindo para o quadro de anemia nos cavalos da
região. Isso se deve ao fato de que, nas coletas de dez/07 e abr/08, os animais infectados pelo
VAIE (NP e PP) apresentaram menores valores de Ht e RBC. Portanto, uma vez que os
cavalos em serviço são os mais infectados pelo VAIE, é necessário um cuidado especial no
manejo destinado a esses animais. Ainda, quando olhamos para as médias das variáveis da
série vermelha dos quatro grupos de animais, observamos que os animais de serviço, coinfectados (PP), apresentaram o quadro de saúde pior do que aqueles com infecções únicas ou
negativos. Portanto, a associação entre T. evansi e o VAIE pode vir a resultar em um
agravamento do quadro clínico (sinergismo), como visto na coinfecção por tripanosomatídeos
com HIV/AIDS em humanos (Da-Cruz e cols. 1992; Rocha e cols. 1994; Alvar e cols.1997;
Pacheco e cols 1998; Sartori 2002).
Além disso, os animais apresentaram tendência a anemia, associada à infecção por
T.evansi no verão de 2007 e à infecção pelo VAIE no verão de 2008. Essa diferença
observada entre os verões sugere que complexas inter-relações ambientais, fisiológicas e
parasitárias interferem na saúde dos equinos nessa região. De fato, os tipos de relações
ecológicas entre os seres vivos não são estáticas, mas dinâmicas no tempo e no espaço, não
devendo, portanto, serem aceitos de forma absoluta e/ou imutável (Lenzi & Vannier-Santos,
2005). Como já mencionado, o regime de inundações e secas na região têm influência direta
na disponibilidade das forrageiras nativas, e consequente estado nutricional e imunológico dos
equinos. Também o surgimento de amostras mais ou menos virulentas de T.evansi associado
com períodos de reagudização do VAIE e a presença de outros agentes infecciosos pode
resultar em situações em que, ora o T. evansi , ora o VAIE, possa estar influenciando na saúde
dos cavalos. Assim, em áreas endêmicas para tripanosomas salivários, como é o caso do
Pantanal sul mato-grossense, onde as infecções se caracterizam por apresentar altas
soroprevalências, com baixas parasitemias, durante vários anos, sem causar a doença,
64
podemos observar uma assimetria epidemiológica, isto é, a re-emergência de severos surtos a
intervalos irregulares de tempo (Silva e cols. 1995; Dávila e cols. 2003; Herrera e cols. 2004;
Osório e cols. 2008).
65
6 CONCLUSÕES
 As infecções por T. evansi e/ou pelo vírus da AIE ocorreram de forma independente
nos eqüinos das fazendas estudadas durante os períodos avaliados;
 Na região estudada, os equinos são infectados por T. evansi principalmente ainda
jovens, devido ao caráter enzoótico do parasito;
 Na área de estudo, a transmissão vetorial é fundamental para que os eqüinos se
infectem por T. evansi, porém não está exercendo um papel importante na transmissão
do VAIE;
 A transmissão pelo VAIE é facilitada pela atividade humana uma vez que o manejo
dos animais adultos na fazenda estudada inclui o compartilhamento de fômites entre
os cavalos.;
 No Pantanal sul mato-grossense a infecção por helmintos não foi relevante na saúde
dos animais nem na resultante da coinfecção por T.evansi e o VAIE, uma vez que
observamos um padrão agregado no que diz respeito ao número de ovos de helmintos
liberados pelos cavalos.
66
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Abreu UGP, Silva RAMS, Barros ATM. Avaliação do controle da anemia infecciosa equina
em fazendas na Sub-região da Nhecolândia, Pantanal Sul-Mato-grossense. IV Simpósio sobre
Recursos Naturais e Sócio-econômicos do Pantanal. Corumbá. Nov. 2004.
Adamoli J. Fisiografia do Pantanal. In: Allem, A.C., Valls, J.F.M. (Eds.), Recursos
Forrageiros Nativos do Pantanal Matograssense. DDT-EMBRAPA, Brasília, 23–25, 1987.
Adamoli J. As terras alagáveis do Chaco e do Pantanal. In: Simpósio sobre recursos naturais e
sócio-econômicos do Pantanal, 3, Corumbá: Embrapa Pantanal, 33-34. 2000.
Almeida VMA, Gonçalves VSP, Martins MF, Haddad JPA, Dias RA, Leite RC, Reis JKP.
Anemia infecciosa equina: prevalência em equídeos de serviço em Minas Gerais. Arq Bras
Med Vet Zootec. 2006, 58 (2):141-8.
Alvar J, Cañavate C, Gutiérrez-Solar B, Jiménez M, Laguna F, López-Vélez R, Molina R,
Moreno J. Leishmania and human immunodeficiency virus coinfection: the first 10 years.
Clin Microbiol Rev. 1997, 10 (2):298-319.
Anosa VO, Kaneko JJ. Pathogenesis of Trypanosoma brucei infection in deer mice
(Peromyscus maniculatus): light and electron microscopic studies on erythrocyte pathologic
changes and phagocytosis. Am J Vet Res. 1983, 44(4): 645-651.
Aquino LPCT, Machado RZ, Alessi, AC, Santana AE, Castro MB, Marques LC, Malheiros
EB. Hematological, biochemical and anatomopathological aspects of the experimental
infection with Trypanosoma evansi in dogs. Arq Bras Med Vet Zootec. 2002, 54: 8-18.
Araújo A, Jansen AM, Bouchet F, Reinhard K, Ferreira LF. Parasitism, the Diversity of Life,
and Paleoparasitology. Men Inst Oswaldo Cruzi. 2003, 98 (suppl.I):5-11.
Bakhiet M, Buscher P, Harris RA, Kristensson K, Wigzell H, Olsson T. Different
trypanozoan species possess CD8 dependent lymphocyte triggering
Immunol Lett. 1996, 50(1-2):71-80.
67
factor-like activity.
Barros ATM, Foil LD. The influence of distance on movement of tabanids (Diptera:
Tabanidae) between horses. Vet Parasitol. 2007, 144:380-4.
Barros T, Foil L. Seasonal occurrence and relative abundance of Tabanidae (Diptera) from
the Pantanal region. Mem Entomol Internal. 1999, 14:387-396.
Barros ATM, Foil LD, Vazquez SAS.
Mutucas (Diptera: Tabanidae) do Pantanal:
Abundância Relativa e Sazonalidade naSub-região da Nhecolândia. Corumbá: Embrapa
Pantanal, 20p. 2003. Boletim de Pesquisa e Desenvolvimento, 48.
Brun R, Hecker H, Lun Z. Trypansosoma evansi and T. equiperdum: distribution, biology,
treatment and phylogenetic relationship (a review). Vet Parasitol. 1998, 79: 95-107.
Buck AA, Anderson RI, MacRae AA.Epidemiology of poly-parasitism. IV. Combined effects
on the state of health. Tropenmed Parasitol. 1978, 29 (3): 253-68.
Cadavid Garcia EA.
Comercialização do gado bovino do Pantanal Mato-Grossense;
município de Corumbá, MS. Corumbá: EMBRAPA-CPAP. 1985. Circular Técnica 16, 45p.
Camargo ME. Improved technique of indirect immunofluorescence for serological diagnosis
for toxoplasmosis. Rev Inst Med Trop. 1964, 3: 117–8.
César AM. Anemia Infecciosa Equina In: Simpósio Internacional de Anemia Infecciosa
Equina. Anais. São Paulo, Instituto biológico de São Paulo, 1982, 13-15.
Chadee DD, Rawlins SC, Tiwari TS. Short communication: concomitant malaria and filariasis
infections in Georgetown, Guyana. Trop Med Int Health. 2003, 8 (2):140-3.
Chalmers S, Schick RO, Jeffers J. Demodicosis in two cats seropositive for Feline
Immunodeficiency virus. J Am Vet Med Ass.1989, 194:256-7.
Cheevers W, McGuire TC. Equine infectious Anemia Virus: Immunopathogenesis and
Persistence. Rev Infect Dis. 1985, 7:83-8.
Chiejina SN, Musongong GA, Fakae BB, Behnke JM, Ngongeh LA, Wakelin D. The
modulatory influence of Trypanosoma brucei on challenge infection with Haemonchus
contortus in Nigerian West African Dwarf goats segregated into weak and strong responders
to the nematode. Vet Parasitol. 2005, 128:29–40.
68
Coggins L, Norcross NL, Nusbaum SR. Diagnosis of equine infectious anemia by
immunodiffusion test. Am J Vet Res. 1972, 33:11-8.
Conrado, AC, Lopes STA, Oliveira LSS, Monteiro SG, Vargas DLB, Bueno A. Infecção
natural por Trypanossoma evansi em cavalos na região central do Estado do Rio Grande do
Sul. Cienc Rural. 2005, 35: 928-931.
Cook SJ, Cook RF, Montelaro RC, Issel CJ. Differencial responses of Equus caballus and
Equus asinus to infection with two pathogenic strains of equine infectious anemia virus. Vet
Microbiol. 2001, 79: 93-109.
Connor RJ, Van Den Boosche P. African animal trypanosomoses. In: Coetzer, Jaw, Tustin,
RC (Eds.). Infectious diseases of livestock. 2nd ed. South Africa: Oxford University Press. v.
1. cap. 12, p. 251-296. 2004.
Cox FEG. Concomitant infections. In: Rodent Malaria. Ed. Killick-Kendrick, R. & Peters,
W. 309-42. London:Academic Press. 1978.
Cox FEG. Concomitant infections, parasites and immune responses. Parasitol. 2001,122:
S23-S38.
Crawford TB, Wardrop KJ, Tornquist SJ, Reilich E, Meyers KM, McGuire TC. A primary
production defict in the throbocytopenia of equine infectious anemia. J Virol. 1996, 70
(11):7842-7850.
Crispim SMA, Cardoso EL,Santos SA, Soriano BMA, Branco OD. Efeito da Cheia Fluvial na
Dinâmica das Pastagens, Pantanal da Nhecolândia, MS. Corumbá, MS Dezembro, 2006.
ISSN 1517-1965.
Da-Cruz AM, Machado ES, Menezes JA, Rutowitsch MS, Coutinho SG.Cellular and humoral
immune responses of a patient with American cutaneous leishmaniasis and AIDS. Trans R
Soc Trop Med Hyg. 1992, 86 (5):511-2.
Dávila AM, Herrera HM, Schlebinger T, Souza SS, Traub-Cseko YM. Using PCR for
unraveling the cryptic epizootiology of livestock trypanosomosis in the Pantanal, Brazil. Vet
Parasitol. 2003, 3;117 (1-2):1-13.
69
De The G. Epstein-Barr virus and Burkitt's lymphoma worldwide; the causal relationship
revisited. In: Burkitt's Lymphoma: A Human Cancer Model. Ed. Lenoir, G. M., O'Conor, G.
T. & Olweny,C. L. M., pp. 165±176. Lyon: IARC Scientic Publications No. 60. 1985.
Duncan JL. The life cycle, pathogenesis and epidemiology of Strongylus vulgaris in the horse.
Equine Vet J. 1973, 5: 20-25.
Feldman BF, Zinkl JG, Jain NC. Schalm’s Veterinary Hematology. Lippincot, Williams &
Wilkins, Philadelphia, PA. 2000.
Ferreira LF. O fenômeno parasitismo. Rev Soc Bras Med Trop.1973, 4:261-277.
Ferreira Neto JM, Viana ES, Magalhães LM 1881. Patologia Clínica Veterinária. Belo
Horizonte: Rabelo.
Foil LD, Issel CJ. Transmission of retrovirusis by arthropods. Ann Rev Entomol. 1991,
36,355-381.
Franke CR, Greiner M, Mehlitz D. Investigations on naturally occurring Trypanosoma evansi
infections in horses, cattle, dogs and capybaras (Hydrochaeris hydrochaeris) in Pantanal de
Pocone (Mato Grosso, Brazil). Acta Tropica. 1994, 58:159-69.
Graham AL. Ecological rules governing helminth–microparasite coinfection. PNAS. 2008,
105 (2): 566–570.
Guerreiro MG, Bauer AG, Gloss RM, Vidor T, Farias MT, Trein E, Mancuso PC. Simpósio
sobre anemia infecciosa equina. Boletim do Instituto de Pesquisa Veterinária "Desidério
Finamor", Porto Alegre, n.1/2, p.3-4. 1968.
Grenfell BT, Dobson AP. Ecology of Infectious Diseases in Natural Populations. Cambridge:
Cambridge University Press.(eds). 1995.
Hammond SA, Li F, McKeon BMS, Cook SJ, Issel CJ, Montelaro RC. Immune responses and
viral replication in long-term inapparent carrier ponies inoculated with equine infectious
anemia virus. J Virol. 2000, 74:5968-5981.
Hamadien M, Bakhiet M, Harris RA. Interferon- γ induces secretion of tripanosoma
lynphocyte triggering factor via tyrosine protein kinases. Parasitol. 2000, 120:281-287
70
Herrera HM, Dávila AMR, Norek A, Abreu UG, Souza SS, D’andrea PS, Jansen AM..
Enzootiology of Trypanosoma evansi in Pantanal, Brazil. Vet Parasitol. 2004, 125:263–275.
Herrera HM, Norek A, Freitas TPT, Rademaker V, Fernandes O, Jansen AM. Domestic and
wild mammals infection by Trypanosoma evansi in a pristine area of the Brazilian Pantanal
region. Parasitol Res. 2005, 96: 121–126.
Herrera HM, Rademaker V, Abreu UG, D'Andrea PS, Jansen AM. Variables that modulate
the spatial distribution of Trypanosoma cruzi and Trypanosoma evansi in the Brazilian
Pantanal. Acta Trop. 2007, 102 (1):55-62.
Herrera HM, Abreu UG, Keuroghlian A, Freitas TP, Jansen AM. The role played by
sympatric collared peccary (Tayassu tajacu), white-lipped peccary (Tayassu pecari), and feral
pig (Sus scrofa) as maintenance hosts for Trypanosoma evansi and Trypanosoma cruzi in a
sylvatic area of Brazil. Parasitol Res. 2008, Aug; 103(3):619-24.
Hoare CA. Vampire bats as vectors and hosts of equine and bovine trypanosomes. Acta Trop.
1965, 22: 204-16.
Hoare CA. The Trypanosomes of Mammals: A Zoological Monograph. Oxford: Blackwell.
749p. 1972.
Hodgkinson JE. Molecular diagnosis and equine parasitology. Vet Parasitol. 2006, 15;
136(2):109-16.
IBGE (2007). Economia-Pecuária Municipal-Tabelas. Endereço eletrônico:
ftp://ftp.ibge.gov.br/Producao_Pecuaria/Producao_da_Pecuaria_Municipal_%5Banual%5D/2
007/ . Acessado em 3 e fevereiro de 2009.
Issel CJ, Adams WV, Meek L, Ochoa R. Transmission of equine infectious anemia virus from
horses without clinical signs of disease. J Am Vet Med Assoc. 1982, 180:272-5.
Issel CJ, CogginS L. Equine infectious anemia: current knowledge. J Am Vet Med Assoc.
1979, 174:727-33.
Issel CJ, Cook RF. A review of techniques for serologic diagnosis of equine infectious
anemia. J Vet Diagn Invest. 1993, 5:137-41.
71
Issel CJ, Foil LD. Studies on equine infectious anemia virus transmission by insects. J Am Vet
Med Assoc. 1984, 184:293-7.
Jackson JA, Turner JD, Kamal M, Wrigth V,Bickle Q, Else KJ, Ramsan M, Bradley.
Gastrointestinal nematode infection is associated with variation in innate immune
responsiveness. Microbes and Infect. 2006, 8, 487-92.
Jenkins GC, Facer CA. Hematology of
African Trypanosomiasis. In: Immunology and
Pathogenesis of Trypanosomiasis. Boca Raton: CRC Press, p.13-44. 1985.
Kaye P. Parasite derivery immunoregulatory molecules. Parasitol Immunol.1999, 21:595-6.
Kierszenbaum F, Muthukkumar S, Beltz LA, Szteinn MB. Suprpression by Trypanosoma
brucei rhodesiense of the capacities of human T lynphocytes to express interleukin-2
receptors and proliferate after mitogenic stimulation. Infect Immun. 1991, 59:3518-22.
Koup RA, Safrit JT, Cao Y, Andrews CA, McLeod G, Borkowsky W, Farthing C, Ho DD.
Temporal association of cellular immune responses with the initial control of viremia in
primary human immunodeficiency virus type 1 syndrome. J Virol. 1994, 68: 4650–5.
Lacerda JB. Peste de cadeiras ou epizootia de Marajó. Suas analogias com o beriberi. Rio de
Janeiro: Lombaerts. 1885.
Lanham SM, Godfrey DG. Isolation of salivarian trypanosomes from man and other
mammals using DEAE-cellulose. Exp Parasitol. 1970, 28: 521-34.
Leal ABM, Leal AT, Santurio JM, Kommers GD, Catto JB. Pitiose equina no Pantanal
brasileiro: aspectos clínicopatológicos de casos típicos e atípicos. Pesq Vet Bras. 2001,
21(4):151-6.
Lenzi HL, Vannier-Santos MA. Interface Parasito-hospedeiro: Coabitologia-Uma Visão
Diferente do Fenômeno Parasitismo. In: Dinâmica das Doenças Infecciosas e Parasitárias.
José Rodrigues Coura, 1ª ed. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan, v. 01, p. 19-44.
2005.
Leroux C, Cadoré JL, Montelaro RC. Equine Infectious Anemia Virus (EIAV): what has
HIV’s country cousin got to tell us? Vet Res. 2004, 35: 485–512.
72
Levine ND. Protozoan parasites if Domestic Animals and of Man. 2nd ed. Minneapolis:
Burgess Publishing Company. 406 p. 1973.
Lin DS, Bowman DD. Macrophage functions in cats experimentally infected with feline
immunodeficiency virus and Toxoplasma gondii.Vet Immunol Immunopathol. 1992, 33: 6978.
Lichtenfels JR, Gibbons LM, Krecek RC 2002. Recommended terminology and advances in
the systematics of the Cyathostominea (Nematoda: Strongyloidea) of horses. Vet Parasitol,
22; 107 (4):337-42.
Lloyd S. Environmental Influences on Host Immunity. In: Ecology of Infectious Diseases in
Natural Populations, Grenfell & Dobson, (eds). 1995.
Losos GJ. Diseases caused by T. evansi. A review. Vet Res Commun. 1980, 4 :165-81.
Losos GJ. Infectious tropical diseases of domestic animals. Essex, Longman Scientific &
Technical, 1986. 938p.
Love S, Murphy D, Mellor D. Pathogenicity of cyathostome infection. Vet Parasitol. 1999,
85: 113-21.
Luckins AG. Detection of antibodies in trypanosome-infected cattle by means of a microplate
enzyme-linked immunoabsorbent assay. Trop Anim Health Prod. 1977, 9 (52): 53-62.
Machado PRL, Araújo MIAS, Carvalho L, Carvalho EM. Mecanismos de resposta imune às
infecções. An Bras Dermatol. 2004, 79 (6): 647-664.
Mair TS, Pearson GR, Multifocal non-strangulating intestinal infarction associated with
cyathostomiasis in a pony. Equine Vet. 1995, 27: 154-5.
Marquardt WC, Demaru RS Grieve RB. Parasitology and vector biology. 2nd ed.London.
Academic Press. 2000.
Marques LC, Machado, RZ, Alessi AC. Experimental infection with Trypanosoma evansi in
horses: clinical and hematological observations. Rev Bras Parasitol Vet. 2000, 9(1): 11-15.
Masake RA, Moloo SK, Nantulya VM, Minja SH, Makau JM, Njuguna JT. Comparative
sensitivity of antigen-detection enzyme immunosorbent assay and the microhaematocrit
73
centrifugation technique in the diagnosis of Trypanosoma brucei infections in cattle. Vet
Parasitol. 1995, 56:37-46.
Matsushita T, Hesterberg L K, Porter JP, Smith BJ, Newman LE. Comparison of diagnostic
tests for the detection of equine infectious anemia antibody. J Vet Diagn Invest. 1989, 1:5052.
McClure JJ, Lindsay WA, Taylor W, Ochoa R, Issel CJ, Coulter SJ. Ataxia in four horses
with equine infectious anemia. J Am Vet Med Assoc. 1982, 180 (3):279-83.
McGuire TC, O’Rourke KI, Perryman LE. Immunopathogenesis of Equine Infectious Anemia
Lentivirus Disease. Dev Biol Stand. 1990, 72: 31-7.
McGuire TC, Zhang W, Hines MT, Henney PJ, Byrne KM. Frequency of memory cytotoxic
T lymphocytes to equine infectious anemia virus proteins in blood from carrier horses.
Virology. 1997, 238: 85–93.
McGuire TC, Fraser DG, Mealey RH. Cytotoxic T lymphocytes in protection against equine
infectious anemia virus. Anim Health Res Rev. 2004, 5(2):271-6.
McKay D M. The beneficial helminth parasite? Parasitol. 2006, 132: 1–12.
Mcllwraith CW, Kitchen DN. Neurologic signs and neuropathology associated with a case of
equine infectious anemia. Cornell Vet. 1978, 68 (2):238-49.
Menezes VT. Heterogeneidade Biológica e Molecular de Isolados de Trypanosoma evansi
(Steel 1885) Balbiani 1888, oriundos do Pantanal Matogrossense. 2002.52 f. Tese (Mestrado).
Instituto Oswaldo Cruz. FIOCRUZ.
Molento MB. Resistência parasitária em helmintos de equídeos e propostas de manejo. Cienc
Rural. 2005, 35 (6): 1469-77.
Molyneux DH. Diagnostic methods in animal trypanosomiases. Vet Parasitol. 1975, 1:5-17.
Montelaro RC, Parekhn B, Orrego A, Issel CJ. Antigenic Variation during Persistent Infection
by Equine Infectious Anemia Virus, a Retrovirus. J Biol Chem. 1984, 259(16):1539-44.
Monteiro RV, Dietz JM, Raboy B, Beck B, Vleeschower KD, Baker A, Martins A, Jansen
AM. Parasite community interactions: Trypanosoma cruzi and intestinal helminths infecting
74
wild golden lion tamarins Leontopithecus rosalia and golden-headed lion tamarins L.
chrysomelas (Callitrichidae, L., 1766). Parasitol Res. 2007, 101(6):1689-99.
Monzon CM, Mancebo OA, Roux JP . Comparison between six parasitological methods for
diagnosis of Trypanosoma evansi in the subtropical area of Argentina. Vet Parasitol. 1990,
36: 141-6.
Monzon CM, Villavicencio VJ, Roux JP, Mancebo, OA. Estúdios hematológicos en cobaios y
equinos infectados com el Trypanosoma evansi (Steel, 1885). Vet Argent. 1991, 8: 668-76.
Mzembe SA, Lloyd S, Soulsby EJ. Macrophage mediated resistance to Babesia microti in
Nematospiroides dubius - infected mice. Z Parasitenkd. 1984, 70 (6):753-61.
Nelson RJ, Demas GE. Seasonal changes in immune function. Q Rev Biol. 1996, 71: 551-48.
Newman MJ, Issel CJ, Truax RE, Powell MD, Horohov DW, Montelaro RC. Transient
suppression of equine immuno responses by equine infectious anemia virus (EIAV). Virology.
1991, 184 (1):55-66.
Nielsen MK, Kaplan RM , Thamsborg SM, Monrad J, Olsen SN 2007. Climatic inﬂuences on
development and survival of free-living stages of equine strongyles: Implications for worm
control strategies and managing anthelmintic resistance. Vet J , 174: 23–32.
Nielsen MK, Peterson DS, Monrad J, Thamsborg SM, Olsen SN, Kaplan RM . Detection and
semi-quantification of Strongylus vulgaris DNA in equine faeces by real-time quantitative
PCR. Int J Parasitol. 2008, 38 (3-4): 443-53.
Nunes VLB, Oshiro ET. Trypanosoma (Trypanozoon) evansi in the coati from the Pantanal
region of Mato Grosso do Sul State, Brazil. Trans Royal Soc Trop Med. 1990, 84: 692.
Nunes VLB, Oshiro ET, Dorval MEC, Garcia LAM, Silva AAP, Bogliolo AR. Investigação
epidemiológica sobre Trypanosoma (Trypanozoon) evansi no Pantanal Sul-Mato-Grossense.
Estudo de reservatórios. Rev Bras Parasitol Vet. 1993, 2: 41-4.
Onah DN, Wakelin D. Trypanosome-induced suppression of responses to Trichinella spiralis
in vaccinated mice. Int J Parasitol. 1999, 29: 1017–26.
75
Oshiro ET, Rodrigues M, Nunes VLB, Ribeiro OC. Trypanosoma (Trypanozoon) evansi
(Steel, 1885) Balbiani, 1888, infecção experimental em equino com amostra isolada de
capivara, Hydrochaeris hydrochaeris (Linnaeus, 1766) (Rodentia: HYDROCHAERIDAE).
Semina. 1989, 10 (1): 51-55.
Osório ALAR, Madruga CR, Desquesnes M, Soares CO, Ribeiro L R R, Costa S CG.
Trypanosoma (Duttonella) vivax: its biology, epidemiology, pathogenesis, and introduction in
the New World - A Review. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2008, 103(1): 1-13.
Pacheco RS, Ferreira MS, Machado MI, Brito CM, Pires MQ, Da-Cruz AM, Coutinho SG.
Chagas' disease and HIV co-infection: genotypic characterization of the Trypanosoma cruzi
strain. Mem Inst Oswaldo Cruz. 1998, 93(2): 165-9.
Penchenier L, Dumas V, Grebaut P, Reifenberg JM, Cuny G. Improvement of blood and fly
gut processing for PCR diagnosis of trypanosomosis. Parasite. 1996, 3(4): 387-9.
Pereira JR, Vianna SS. Gastrointestinal parasitic worms in equines in the Paraíba Valley,
State of São Paulo, Brazil. Vet Parasitol. 2006, 10; 140(3-4):289-95.
Petney TN, Andrews RH. Multiparasite communities in animals and humans: frequency,
structure and pathogenic significance. Int J Parasitol. 1998, 28(3):377-93.
Pfaff AW, Candolfi E. Immune responses to protozoan parasites and its relevance to dianosis
in immunocompromised patients. Europ J Protitol. 2003, 39: 428-34.
Poulin R. Are there general laws in parasite ecology?. Parasitol. 2007, 134: 763–76.
Raina AK, Kumar R, Rajora VS, Singh RP. Oral transmission of Trypanosoma evansi
infection in dogs and mice. Vet Parasitol. 1985, 18 (1): 67-9.
Ravindran B, Sahoo PK, Dash AP. Lymphatic filariasis and malaria: concomitant parasitism
in Orissa, India. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1998, 92(1): 21-3.
Rey L. Dicionário de Termos Técnicos de Medicina e Saúde. Rio de Janeiro; Guanabara
Koogan. 2003.
Ribeiro CR, Fagliari JJ, Galera PD, Oliveira AR. Hematological profile of healthy Pantaneiro
horses. Arq Bras Med Vet Zootec. 2008, 60(2): 492-5.
76
Rocha A, de Meneses AC, da Silva AM, Ferreira MS, Nishioka SA, Burgarelli MK, Almeida
E, Turcato Júnior G, Metze K, Lopes ER. Pathology of patients with Chagas' disease and
acquired immunodeficiency syndrome. Am J Trop Med Hyg. 1994, 50(3): 261-8.
Rodrigues A, Fighera RA, Souza TM, Schild AL, Soares MP, Milano J, Barros CSL. Surtos
de tripanossomíase Trypanosoma evansi em equinos no Rio Grande do Sul: aspectos
epidemiológicos, clínicos, hematológicos e patológicos. Pesq Vet Bras. 2005, 25 (4):239-249.
Rohani P, Wearing HJ, Vasco DA, Huang Y. Understanding Host-Multipathogen Systems:
Modeling the Interaction between Ecology and Immunology. In: Infectious Disease Ecology:
The Effects of Ecosystems on Disease and of Disease on Ecosystems. Richard Ostfeld, Felicia
Keesing, Valerie T. Eviner. Princeton University Press. 2008.
Rue, ML Silva, RAMS, Carli, G. Leucocyte and reticulocytes counts in acute infection of
dogs with Trypanosoma evansi (Steel, 1885) Balbiani, 1888. Rev Lat Am Microbiol. 2000,
42: 163-6.
Santos SA, Mazza MCM. Descrição do Manejo Geral de Cavalos Pantaneiros na Região do
Pantanal ISSN 1517-1981 Dezembro, Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária, Centro
de Pesquisa Agropecuária do Pantanal, Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento.
2005, Boletim de Pesquisa e Desenvolvimento 63.
Santos AS, Mazza MCM , Sereno JRB, Abreu UGP, SILVA JA. Avaliação e conservação do
cavalo Pantaneiro. Corumbá: Embrapa Pantanal, 1995. Circular Técnica, 21. 40 p.
Sartori AM, Neto JE, Nunes EV, Braz LM, Caiaffa-Filho HH, Oliveira O C Jr, Neto VA,
Shikanai-Yasuda MA. Trypanosoma cruzi parasitemia in chronic Chagas disease: comparison
between human immunodeficiency virus (HIV)-positive and HIV-negative patients. J Infect
Dis. 2002, 15;186(6):872-5.
Seed JR, Hall JE. Pathophisiology of African Trypanosomiasis. Tizard IR (ed) Immunology
and pathogenesis of trypanosomiasis, Boca Raton. 1985.
Seiler RJ, Omar S, Jackson ARB. Meningoencephalitis in naturally ocurring Trypanosoma
evansi infection (Surra) of horses. Vet Pathol. 1981, 18(1): 120-2.
77
Sellon CD, Fuller FJ, Mc Guire TC. The immunopathogenesis of equine infectious anemia
virus. Virus Res. 1994, 32: 111-38.
Shaw DJ, Dobson AP. Patterns of macroparasite abundance and aggregation in wildlife
populations: a quantitative review. Parasitol. 1995, 111 Suppl: S111-27.
Shen DT, Gorham JR, Jones RH, Crawford TB. Failure to propagate equine infectious anemia
virus in mosquitoes and Culicoides variipennis. Am J Vet Res. 1978, 39:875-6.
Silva RAMS, Arosemena NAE, Herrera HM, Sahib CA, Ferreira MSJ. Outbreak of
trypanosomosis due to Trypanosoma evansi in horses of Pantanal Matogrossense, Brazil. Vet
Parasitol. 1995a, 60:167-171.
Silva RAMS, Herrera HM, Domingos LBS, Ximenes FA, Dávila AMR. Pathogenesis of
Trypanosoma evansi infection in dogs and horses: hematological and clinical aspects. Cienc
Rural. 1995b, 25: 223-38.
Silva RAMS, Abreu UGP, Barros ATM. Anemia Infecciosa Equina: Epizootiologia,
Prevenção e Controle no Pantanal. Corumbá: Embrapa Pantanal. 2001, Circular Técnica 29,
30p.
Silva, RAMS, Seidl A, Ramirez L, Dávila AMR. Trypanosoma evansi e Trypanosoma vivax:
biologia, diagnóstico e controle. Corumbá: Embrapa Pantanal, 2002, 141 p.
Sloss MW, Zajac AM, Kemp RL. Parasitologia Clínica Veterinária - São Paulo: Editora
Manole Ltda. 1999.
Stevens JR, Nunes VL, Lanham SM, Oshiro ET. Isoenzyme characterization of Trypanosoma
evansi isolated from capybaras and dogs in Brazil. Acta Trop. 1989, 46: 213-22.
Tagmyer TL, Craigo JK, Cook SJ, Even DL, Issel CJ, Montelaro RC. Envelope Determinants
of Equine Infectious Anemia Virus Vaccine Protection and the Effects of Sequence Variation
on Immune Recognition. J Virol. 2008, 82(8): 4052-63.
Tompkins DM, Begon. Parasites can regulate wildlife populations. Parasitol Today. 1999,
15: 311-313.
78
Tshikuka JG, Scott ME, Gray-Donald K, Kalumba ON. Multiple infection with Plasmodium
and helminths in communities of low and relatively high socio-economic status. Ann Trop
Med Parasitol. 1996, 90(3):277-93.
Tuntasuvan D, Luckins, AG. Status of Surra in Thailand. J Trop Med Parasitol. 1998, 21
(2):1-8.
Urquhart GM, Armour J, Duncan JL, Dunn AM , Jennings FW. Veterinary protozoology. In:
Veterinary Parasitology. 2nd ed. Oxford: Blackwell Science, p. 207-255. 1996.
Uzcanga G, Mendoza M, Aso PM, Bubis J. Purification of a 64 kDa antigen from
Trypanosoma evansi that exhibits cross-reactivity with Trypanosoma vivax. Parasitol. 2002,
124:287-99.
Wilcox R 1992. Cattle and environment in the Pantanal of Mato Grosso, Brazil, 1870–1970.
Agricult Hist, 66: 232–256.
Witt CJ, Moench TR, Gittelsohn AM, Bishop BD, Childs JE. Epidemiologic observations on
feline immunodeficiency virus and Toxoplasma gondii coinfection in cats in Baltimore, Md. J
Am Vet Med Assoc. 1989, 15; 194(2):229-33.
Woo PTK. The haematocrit centrifuge technique for the diagnosis of African
trypanosomiasis. Acta Trop. 1970, 27, 384-386.
Woo PTK. The African trypanosomiasis. Geneva, Thecnical report for diagnosis of the
African trypanosomiasis. Acta Trop. 1977, 27:384-386.
Woo PTK. Salivarian Trypanosomes producing disease in livestock outside of sub-gaharan
Africa. In: Parasitic Protozoa. KREIER, JP. New York: Academic Press, v.1, p. 270-295.
1979.
Zhang W, Auyong DB, Oaks JL, McGuire TC. Natural variation of equine infectious anemia
virus Gag protein cytotoxic T lymphocyte epitopes. Virology. 1999, 261: 242–52.
79
8 APÊNDICES
Apêndice 1: Prevalência das infecções por T. evansi e pelo VAIE na fazenda FA em janeiro
Fazenda FA
T.evansi
VAIE
Positivo
Negativo
Total
Positivo
16(22)
12(16)
28(38)
Negativo
18(25)
27(37)
45(62)
Total
34(47)
39(53)
73(100)
Apêndice 2: Prevalência das infecções por T. evansi e pelo VAIE na fazenda PA em janeiro
Fazenda PA
T.evansi
VAIE
Positivo
Negativo
Total
Positivo
9(28)
9(28)
18(56)
Negativo
8(25)
6(19)
14(44)
80
17(53)
15(47)
32(100)
Apêndice 3 : Médias e desvios-padrão das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda FA em janeiro de 2007. Os valores de p referem-se ao
teste de Kruskall-Wallis.
FA
81
NN(n=27)
PN(n=18)
NP(n=12)
PP(n=16)
p-valor
Ht (%)
33,8 (± 5,7)
29,6 (± 3,6)
33,3 (± 4,1)
29,8 (± 5,7)
0,0477
RBC (x 106/µL)
7,73 (± 2,68)
6,62 (± 1,62)
7,00 (± 1,40)
7,07 (± 2,05)
0,4270
VGM (ft)
46,2 (± 10,7)
47,0 (± 12,2)
49,4 (± 11,7)
45,4 (± 15,5 )
0,7309
WBC (x 103/µL)
12,25 (± 4,03)
11,8(± 2,52)
11,71 (± 1,89)
13,55 (± 3,20)
0,2799
LINF (x 103/µL)
8,23 (± 2,50)
7,65 (± 2,87)
7,12 (± 2,31)
8,32 (± 3,97)
0,7389
NEUT (x 103/µL)
3,27 (± 3,00)
3,33 (± 1,54)
3,71 (± 2,25)
4,33 (± 1,62)
0,1544
EOS (/µL)
435 (± 478)
557 (± 318)
513 (± 420)
550 (± 347)
0,4167
MON (/µL)
308 (± 248)
296 (± 181)
329 (± 346)
311 (± 301)
0,9677
Apêndice 3.1: Teste de Kruskal-Wallis para a variável Ht na fazenda FA em Janeiro/07.
Variável
Ht
NN
x
x
x
PN
x
NP
PP
x
x
x
x
x
x
81
x
x
p valor
0,0169
0,9258
0,094
0,0416
0,5631
0,1421
Apêndice 4 : Médias e desvios -padrão das variáveis entre os perfis de infecção na fazenda PA em janeiro de 2007. Os valores de p referem-se
ao teste de Kruskall-Wallis.
PA
82
NN(n=6)
PN(n=9)
NP(n=8)
PP(n=9)
p-valor
Ht (%)
31,1 (±2,3)
31,3(±3,5)
30,3(±2,0)
29,7(±5,7)
0,9250
RBC (x 106/µL)
4,90(±0,77)
5,98(±1,03)
5,80(±1,68)
5,35(±1,59)
0,4087
VGM (ft)
65,4(±14,6)
53,9(±10,9)
55,2(±12,2)
58,3(±15,4)
0,5497
WBC (x 103/µL)
10,55(±1,65)
8,34(±1,54)
10,46(±3,47)
11,48(±3,02)
0,1427
LINF (x 103/µL)
4,36(±1,31)
4,56(±1,46)
5,25(±1,71)
5,60(±1,73)
0,5271
NEUT (x 103/µL)
5,10(±1,63)
2,95(±0,78)
4,20(±2,01)
4,67(±2,07)
0,0529
EOS (/µL)
610(±341)
534(±381)
512(±221)
570(±381)
0,9525
MON (/µL)
414(±282)
294(±258)
470(±105)
591(±420)
0,3755
82
Apêndice 5: Variáveis hematológicas comparadas entre as fazendas FA e PA.
FA(n=73)
PA(n=32)
p-valor
31,8 (± 5,3)
30,5 (±3,7)
0,3563
RBC (x 10 /µL)
7,19 (± 2,14)
5,55 (±1,37)
< 0,0001
VGM (ft)
46,8( ±12,2 )
57,6 (±13,4)
0,0004
12,34 (±3,23)
10,23 (±2,80)
0,0006
7,92 (±2,92)
5,01 (±1,60)
< 0,0001
NEUT (x 10 /µL)
3,59 (±2,31)
4,19 (±1,83)
0,1026
EOS (/µL)
503 (±402)
552 (±321)
0,3315
MON (/µL)
309 (±259)
449 (±358)
0,0565
Ht (%)
6
3
WBC (x 10 /µL)
3
LINF (x 10 /µL)
3
Apêndice 6: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo vírus da
Anemia Infecciosa Equina na fazenda FA em Dezembro de 2007. A tabela mostra os
números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Dezembro/07
T.evansi
VAIE
positivo
negativo
Total
positivo
negativo
18(16)
15(14)
44(41)
31(29)
62(57)
46(43)
Total
33(30)
75(70)
108(100)
Apêndice 7: Prevalência das infecções por Trypanosoma evansi e pelo vírus da
Anemia Infecciosa Equina na fazenda FA em Abril de 2008. A tabela mostra os
números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Abril/08
T.evansi
VAIE
positivo
negativo
Total
positivo
24(22)
57(53)
81(75)
negativo
10(9)
17(16)
27(25)
Total
34(31)
74(69)
108(100)
83
Apêndice 8: Correlação entre as categorias de manejo/idade e a infecção por T. evansi
na fazenda FA em Dezembro de 2007. Os valores de p referem-se ao teste de correlação
do coeficiente Phi. A tabela mostra os números absolutos seguidos dos percentuais entre
parênteses.
Trypanosoma evansi
Dezembro/07
Categoria
negativo
positivo
Total
p-valor
A
17(29)
41(71)
58(100)
0.0049
B
29(58)
21(42)
50(100)
Total
46(43)
62(57)
108(100)
Apêndice 9: Correlação entre as categorias de manejo/idade e a infecção por T. evansi
na fazenda FA em Abril de 2008. Os valores de p referem-se ao teste de correlação do
parênteses.
Trypanosoma evansi
Abril/08
Categoria
negativo
positivo
Total
p-valor
A
11(19)
47(81)
58(100)
0.1812
B
16(32)
34(68)
50(100)
Total
27(25)
81(75)
108(100)
Dezembro de 2007. Os valores de p referem-se ao teste de correlação do coeficiente Phi.
A tabela mostra os números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Dezembro/07
Vírus da AIE
Categoria
negativo
positivo
Total
p-valor
A
B
49(84)
26(52)
9(16)
24(48)
58(100)
50(100)
0,0006
Total
75
33
108
Abril de 2008.Os valores de p referem-se ao teste de correlação do coeficiente Phi. A
tabela mostra os números absolutos seguidos dos percentuais entre parênteses.
Abril/08
Vírus da AIE
Categoria
negativo
positivo
Total
p-valor
A
B
48(83)
26(52)
10(17)
24(48)
58(100)
50(100)
0,0013
Total
74
34
108
84
Apêndice 12: Médias das variáveis hematológicas entre as categorias A e B, nas coletas de Dezembro /07 e Abril/08. Os valores de p referem-se
ao teste de Mann-Whitney.
Dezembro/07
Abril/08
85
A(n=58)
B(n=50)
p-valor
A(n=58)
B(n=50)
p-valor
Ht (%)
38,8 (± 3,3)
34,4 (± 5,4)
<0,0001
38,3 (± 3,7)
35,3 (±6,1)
0,0025
RBC (x 106/µL)
8,73 (± 1,29)
7,18 (± 1,53)
<0,0001
8,87(± 1,51)
7,05 (± 1,68)
<0,0001
VGM (ft)
45,2 (± 6,2)
48,8 (± 6,1)
0,0027
44,3 (± 7,7)
51,7 (± 10,8)
<00001
14,36 (± 1,53)
12,33 (± 2,52)
0,0015
17,98 (± 6,21)
11,84 (± 3,27)
<0,0001
8,56 (± 3,52)
6,29 (± 2,55)
<0.0001
8,01 (± 3,97)
3,96 (± 1,74)
<0,0001
NEUT (x 10 /µL)
4,66 (± 2,25)
4,96 (± 2,38)
0,5962
7,74 (± 4,63)
6,41 (± 1,82)
0,2090
EOS (/µL)
620 (± 432)
628 (± 387)
0,9044
775 (± 686)
646 (± 354)
0,8198
MON (/µL)
524 (± 459)
448 (± 409)
0,2782
1,58 (± 1,22)
788 (± 741)
<0,0001
3
WBC (x 10 /µL)
3
LINF (x 10 /µL)
3
85
Apêndice 13: Médias das variáveis hematológicas da população de cavalos da fazenda
FA entre as coletas de dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Dez/07 (n=108)
Abr/08 (n=108)
p-valor
36,8 (± 4,9)
36,9 (± 5,2)
0.8389
RBC (x 10 /µL)
8,02 (± 1,60)
8,02 (± 1,83)
0.7968
VGM (ft)
46,8 (± 6,4)
47,8 (± 9,9)
0.9195
WBC (x 10 /µL)
13,4 (± 3,86)
15,14 (± 5,90)
0.0093
LINF (x 103/µL)
7,51 (± 3,30)
6,10 (± 3,71)
<0.0001
NEUT (x 103/µL)
4,80 (± 2,30)
7,11 (± 6,63)
<0.0001
EOS (/µL)
624 (± 410)
714 (± 556)
0.3002
MON (/µL)
489 (± 436)
1,20 (± 1,13)
<0.0001
Ht (%)
6
3
Apêndice 14: Médias das variáveis hematológicas da categoria A da fazenda FA entre
as coletas de dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Dez/07(n=58)
Categoria A
Abr/08(n=58)
p-valor
Ht (%)
38,8 (± 3,3)
38,3 (± 3,7)
0,3736
RBC (x 106/µL)
8,73 (± 1,29)
8,87(± 1,51)
0,6423
VGM (ft)
45,2 (± 6,2)
44,3 (± 7,7)
0,5230
WBC (x 103/µL)
14,36 (± 1,53)
17,98 (± 6,21)
<0.0001
LINF (x 103/µL)
8,56 (± 3,52)
8,01 (± 3,97)
0,3609
NEUT (x 10 /µL)
4,66 (± 2,25)
7,74 (± 4,63)
<0.0001
EOS (/µL)
620 (± 432)
775 (± 686)
0,2518
MON (/µL)
524 (± 459)
1,58 (± 1,22)
<0.0001
3
Apêndice 15: Médias das variáveis hematológicas da categoria B da fazenda FA entre
as coletas de dez/07 e abr/08. Os valores de p referem-se ao teste de Wilcoxon.
Categoria B
Ht (%)
6
RBC (x 10 /µL)
VGM (ft)
Dez/07(n=50)
Abr/08(n=50)
p-valor
34,4 (± 5,4)
35,3 (±6,1)
0,4175
7,18 (± 1,53)
7,05 (± 1,68)
0,6834
48,8 (± 6,1)
51,7 (± 10,8)
0,1975
WBC (x 103/µL)
12,33 (± 2,52)
11,84 (± 3,27)
0,3627
LINF (x 103/µL)
6,29 (± 2,55)
3,96 (± 1,74)
<0.0001
NEUT (x 103/µL)
4,96 (± 2,38)
6,41 (± 1,82)
0,0012
EOS (/µL)
628 (± 387)
646 (± 354)
0,7832
MON (/µL)
448 (± 409)
788 (± 741)
0,0005
86
Apêndice 16: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os animais da fazenda FA agrupados de acordo com os perfis de infecção em
Dezembro/07. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskal-Wallis.
87
NN(n=31)
PN(n=44)
NP(n=15)
PP(n=18)
p-valor
Ht (%)
37,2(±5,1)
37,8(±4,3)
34,7(±3,7)
35,6(±6,2)
0,0647
RBC (x 106/µL)
8,18(±1,79)
8,44(±1,39)
7,10(±0,91)
7,48(±1,85)
0,0074
VGM (ft)
46,8(±7,1)
45,5(±5,9)
49,2(±5,0)
48,4(±6,9)
0,2395
WBC (x 103/µL)
12,45(±2,72)
13,60(±2,69)
13,09(±3,02)
14,94(±7,10)
0,3881
LINF (x 103/µL)
7,03(±2,67)
7,64(±2,84)
7,64(±3,26)
7,90(±5,11)
0,8647
NEUT (x 103/µL)
4,44(±2,42)
4,87(±2,30)
4,30(±1,88)
5,65(±2,35)
0,1570
EOS (/µL)
547(±338)
629(±424)
638(±488)
733(±425)
0,6548
MON (/µL)
426(±385)
463(±351)
502(±554)
648(±579)
0,3220
Apêndice 16.1: Teste de Kruskal-Wallis para a variável RBC em dezembro/07.
Variável
RBC
NN
x
x
x
PN
x
NP
PP
x
x
x
x
x
x
87
x
x
p valor
0.4481
0.0181
0.1383
0.0021
0.0274
0.3840
Apêndice 17: Médias das variáveis hematológicas comparadas entre os perfis de infecção em abril/08. Os valores de p referem-se ao teste de Kruskall-Wallis.
NN(n=17)
PN(n=57)
NP(n=10)
PP(n=24)
p-valor
39,6 (±4,4)
37,6(±4,5)
33,3 (±6,2)
35,0(±5,5)
0,0105
RBC (x 10 /µL)
8,48(±1,78)
9,10(±1,82)
7,19(±1,12)
7,22(±1,84)
0,0216
VGM (ft)
48,0(±8,2)
42,6(±8,7)
46,6(±6,9)
51,1(±13,8)
0,7127
14,98(±4,80)
18,93(±6,83)
15,83(±5,16)
13,21(±4,08)
0,3225
LINF (x 10 /µL)
5,90(±3,56)
8,86(±4,30)
5,25(±3,08)
4,92(±1,99)
0,3323
NEUT (x 103/µL)
7,22(±2,32)
7,91(±4,53)
8,41(±1,67)
6,58(±2,52)
0,0368
EOS (/µL)
576(±641)
773(±540)
596(±2,84)
855(±607)
0,2216
MON (/µL)
1,23(±1,35)
1,74(±1,21)
1,43(±1,14)
847(±676)
0,4496
Ht (%)
6
WBC (x 103/µL)
3
Apêndice 17.1: Teste de Kruskal-Wallis para as variáveis Ht, RBC e neutrófilos em abril/08.
Variável
88
Ht
NN
x
x
x
PN
x
NP
x
x
x
x
x
x
RBC
x
x
x
x
x
x
x
NEUT
x
x
x
x
x
x
x
x
PP
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
p valor
0.175
0.0048
0.0115
0.0291
0.0798
0.3922
0.9606
0.0643
0.0523
0.0348
0.0134
0.7456
0.3246
0.0972
0.3115
0.0066
0.8461
0.0091
Apêndice 18: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis de infecção da categoria A em dezembro/07.
Dezembro/07
categoria A
NN(n=15)
PN(n=34)
NP(n=2)
PP(n=7)
p-valor
39,7(±2,5)
38,4(±3,5)
36,6(±3,5)
39,3(±3,4)
0.2528
RBC (x 10 /µL)
9,05(±1,33)
8,69(±1,23)
7,52(±0,56)
8,63(±1,62)
0.4061
VGM (ft)
44,7(±6,5)
44,9(±5,9)
48,5(±1,0)
46,7(±8,6)
0.8289
13,18(±2,52)
13,90(±2,73)
17,07(±4,34)
18,36(±10,51)
0.2616
8,06(±2,31)
8,27(±2,74)
11,11(±1,66)
10,29(±7,53)
0.5006
NEUT (x 10 /µL)
4,09(±1,88)
4,54(±2,18)
4,46(±1,95)
6,47(±2,87)
0.2624
EOS (/µL)
495(±312)
590(±418)
1,42(±830)
803(±415)
0.1001
MON (/µL)
527(±430)
494(±384)
70(±98)
791(±773)
0.1357
Ht (%)
6
3
WBC (x 10 /µL)
3
LINF (x 10 /µL)
3
Apêndice 19: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis de infecção da categoria B em dezembro/07.
89
Dezembro/07
categoria B
NN(n=16)
PN(n=10)
NP(n=13)
PP(n=11)
p-valor
34,9(±5,9)
35,5(±5,8)
34,4(±3,8)
32,9(±6,4)
0.4272
RBC (x 10 /µL)
7,36(±1,81)
7,58(±1,62)
7,03(±0,95)
6,74(±1,65)
0.4988
VGM (ft)
48,7(±7,3)
47,5(±5,7)
49,3(±5,4)
49,6(±5,8)
0.8728
11,76(±2,80)
12,59(±2,44)
12,47(±2,45)
12,76(±2,43)
0.6438
6,06(±2,69)
5,48(±2,07)
7,11(±3,14)
6,38(±1,96)
0.5355
NEUT (x 10 /µL)
4,77(±2,87)
5,98(±2,44)
4,27(±1,95)
5,13(±1,91)
0.3189
EOS (/µL)
596(±364)
760(±441)
516(±317)
689(±446)
0.5382
MON (/µL)
331(±323)
358(±176)
568(±567)
557(±433)
0.3099
Ht (%)
6
3
WBC (x 10 /µL)
3
LINF (x 10 /µL)
3
Apêndice 20: Variáveis hematológicas entre os grupos de perfis de infecção da categoria A em abril/08.
Abril/08
categoria A
NN(n=10)
PN(n=38)
NP(n=1)
PP(n=9)
p-valor
40,2 (±3,3)
38,1(±3,7)
33(±)
38,1(±3,7)
*
RBC (x 10 /µL)
9,25(±1,47)
8,96(±1,48)
8,18(±)
8,15(±1,49)
*
VGM (ft)
44,4(±6,91)
43,5(±7,2)
40,3(±)
48,4(±10,4)
*
17,71(±4,39)
18,36(±6,95)
23,9(±)
16,03(±4,45)
*
7,55(±3,84)
8,57(±4,32)
11,47(±)
5,94(±1,43)
*
NEUT (x 10 /µL)
7,72(±2,66)
7,66(±5,43)
7,88(±)
8,07(±3,17)
*
EOS (/µL)
657(±820)
773(±621)
717(±)
922(±866)
*
MON (/µL)
1,70(±1,60)
1,61(±1,28)
3,82(±)
1,06(±628)
*
Ht (%)
6
3
WBC (x 10 /µL)
3
LINF (x 10 /µL)
3
Apêndice 21: Variáveis entre os hematológicas entre os grupos de perfis de infecção da categoria B em abril/08.
90
Abril/08
categoria B
NN(n=7)
PN(n=19)
NP(n=9)
PP(n=15)
p-valor
38,5(±5,7)
36,7(±5,8)
33,3(±6,5)
33,2(±5,7)
0.1068
RBC (x 10 /µL)
7,39(±1,68)
7,20(±1,89)
7,08(±1,13)
6,67(±1,75)
0.8587
VGM (ft)
53,2(±7,6)
52,6(±8,6)
47,3(±7,0)
52,6(±15,7)
0.5128
11,07(±1,65)
10,92(±2,60)
14,93(±4,58)
11,52(±2,81)
0.0262
3,55(±0,93)
3,56(±1,35)
4,56(±2,30)
4,30(±2,06)
0.5806
NEUT (x 10 /µL)
6,50(±1,66)
5,97(±1,45)
8,47(±1,76)
5,68(±1,54)
0.0031
EOS (/µL)
461(±252)
609(±327)
583(±298)
814(±415)
0.1773
MON (/µL)
561(±326)
750(±827)
1,17(±827)
714(±690)
0.2857
Ht (%)
6
3
WBC (x 10 /µL)
3
LINF (x 10 /µL)
3
9 ANEXO
Tabela de referência para valores hematológicos para cavalos da raça Pantaneira (Ribeiro e
cols. 2008).
91

Daniela Rozas Parreira

Transcription

Similar documents

reportagem - Fermentech

Emerson Cruz de Oliveira - Teses e Dissertações

leilão

Ecologia e História Natural do Tatu

aves migratórias e nômades ocorrentes no pantanal

Fazenda Bom Jesus em Corumbá

Caracterização da qualidade da água, dos sedimentos e dos

Raças de cavalos criadas no Brasil

Levantamento de Leptospira spp. em animais silvestres do Pantanal

Compartilhando olhares, diálogos e caminhos: adesão ao

Cavalo Crioulo

Cavalo Crioulo

Fungos no trato respiratório de equinos

visualizar

Dissertação Cassiano Martin Batista - Arca