Att bedöma djurförsök

Transcription

Att bedöma djurförsök
Ett hjälpmedel för arbetet
i de djurförsöksetiska nämnderna
Upplaga jan. 2014
Inledning
Inledning
Inledning
– Berörda parter är till exempel institutionsföreståndarna,
de icke-ordinarie forskarna och Nobelinstitutets kassadetalj.
– Djuren då? frågar hon.
De tre herrarna blir alldeles tysta.
(P. C. Jersild, Djurdoktorn)
Den här skriften är främst avsedd som en introduktion och ett hjälpmedel för dem som sitter
i en djurförsöksetisk nämnd.
Nämndernas uppdrag är att göra en etisk prövning av alla ansökningar om att få göra
djurförsök. Prövningen ska i första hand göras inom ramen för de bestämmelser som finns i
djurskyddslagen, djurskyddsförordningen och Djurskyddsmyndighetens anvisningar och allmänna råd. Om ens personliga uppfattning är att alla djurförsök, eller inga djurförsök, bör få
utföras är irrelevant.
Trots namnet diskuterar man praktiskt taget aldrig etik i de djurförsöksetiska nämnderna.
Inte heller det enskilda djurförsökets samhällsnytta. Diskussionerna rör nästan helt rent
tekniska frågor: t.ex. om lämpligheten av olika åtgärder, eller om konsekvenserna om man
använder – eller inte använder – ett visst preparat, som t.ex. ett visst sövnings- eller avlivnings
medel.
Ett självklart minimikrav på ett djurförsök är att det inte ska orsaka djuret något som
helst lidande som det är möjligt att undvika. Sedan 1 mars 1998 finns detta krav också inskrivet i djurskyddslagen. Men här finns det brister i den etiska prövningen. Inte nog med att
man använder djurförsök där man i stället kunnat använda djurfria metoder, utan man använder inte de möjligheter som finns för att minska försöksdjurens lidande.
Ett vanligt begrepp i samband med djurförsök är ”de tre R:n”: Replace (vilket numera står
för att ersätta djurförsök med djurfria metoder), Reduce (att minska antalet använda djur)
och Refine (att använda skonsammare metoder). Den här handledningen vill vara en hjälp då
man bedömer ansökningarna ur refinementsynpunkt. Alltså: hur skonsamma är de åtgärder
som beskrivs i ansökan? Finns det skonsammare alternativ?
Men problemet är att det inte finns enkla, klara och entydiga svar på alla frågor. Det vi vet
om lab.djurens situation och reaktioner på olika åtgärder kommer från en mängd olika detaljundersökningar, och dessa säger ibland emot varandra. Eller också tar de bara upp vissa
sidor av ett problem, så att även när man sett vad som skrivits om ett visst ämne finns det
fortfarande en rad obesvarade frågor.
Det hederligaste är därför att redovisa olika undersökningar, sätta dem bredvid varandra
och se vilka slutsatser man kan dra. Är resultatet förvirrande och motsägelsefullt har man åt
Inledning
minstone en startpunkt för frågor och bedömning. Och nästa vecka publiceras det kanske en
artikel någonstans som täpper igen kunskapsluckorna och reder ut motsägelserna.
Det finns förstås andra kunskaper än de som redovisas i vetenskapliga undersökningar. De
som har erfarenheter av att arbeta med labdjur, som t.ex. försöksdjurspersonal, kan ha kunskaper och erfarenheter som är mycket värdefulla. Sådan kunskap som inte bygger på kontrollerade undersökningar utan på osystematiska iakttagelser kallas inom forskarvärlden för ”anec
dotal evidence”. Och tyvärr kan den också ofta vara full med luckor och alldeles vilseledande.
Det bästa är alltså om ens ställningstaganden har en så gedigen grund som möjligt. Den
vetenskap som sysslar med att denna grund kallas försöksdjursvetenskap, laboratory animal
science. I länder som USA, England och Nederländerna är det många som arbetar med sådana frågor och resultatet av deras arbete publiceras i facktidskrifter, symposierapporter och
– undantagsvis – i vanliga böcker. I Sverige finns den bara representerad i ganska liten utsträckning.
Men det är kunskaper från denna verksamhet som, tillsammans med etiska och andra
överväganden, borde påverka besluten i nämnderna.
1. Allmän bakgrund . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13
Regelverket . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13
Djurskyddslagen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
Förordningar, föreskrifter, riktlinjer, allmänna råd m.m. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15
Djurskyddsförordningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15
Statens jordbruksverks föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur SJVFS
2012:26, saknr L 150. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17
Internationella konventioner . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18
Europarådets konvention ETS 123 om ryggradsdjur som används till försök och andra
vetenskapliga ändamål. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18
Appendix A . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19
Vad är ett djurförsök? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19
Övriga formella krav . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
Journaler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
Allmänna och offentliga handlingar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22
Allmänna handlingar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22
Offentliga handlingar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22
Sekretess . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
Tillsynsmyndigheten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
Forskning in vivo och in vitro . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
Är in vitro-forskning alltid djurvänlig? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
De tre R:n . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
Bolognadeklarationen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26
Replacement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26
Reduction . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 28
Refinement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29
De tre R:n i konflikt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30
Att jämföra forskning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30
”Alternativa metoder” . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
Forskningen och ansökningarna . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
Djurförsöken i Sverige . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34
Nämnderna och prövningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34
De djurförsöksetiska nämnderna . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34
Den djurförsöksetiska prövningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35
Beredningsgrupperna och den första bedömningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
Plenarsammanträdet . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
”Paragraf 16-ärenden” . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
Överklagande . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39
2. Djur och djurslag . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
Olika slags laboratoriedjur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .41
Beteckningar på genetiskt definierade djur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42
En mus är inte bara en mus, och en kanin inte bara en kanin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43
Möss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44
Råttor . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
Marsvin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49
Kaniner . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49
Grisar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49
Katter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50
Han- och hondjur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51
3. Burmiljön, stress, isolering, transporter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52
Regelverket . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52
Europakonventionens Appendix A . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52
Djurskyddslagen och djurskyddsförordningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53
Makromiljön . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53
Ljud och vibrationer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53
Burutrymmen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54
Miljöberikning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60
Vad innebär ”berikning”? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60
Hur tillfredsställer man djurens behov? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60
Berikning och djurvariation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62
Möss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62
Möss vill ha mer utrymme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63
Mössen bygger helst bon själva . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63
Annan berikning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63
Berikning eller gruppboende? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Hur mössen påverkas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Råttor . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65
Råttbon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65
Annan berikning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
Marsvin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .66
Kaniner . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
Grisar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
Fåglar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
Stress hos labdjur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68
Labmiljö och stress . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68
Normal hantering i samband med skötsel och försök . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
Att lyfta upp en mus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70
Isolering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72
Råttor . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72
Metabolismburar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .73
Fixering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
Transporter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
Regelverket . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
DFS 2004:10, L 5 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
Förhållanden under transporten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
Återhämtningstid . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 76
Dräktiga djur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 76
Kryopreservering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
4. Blodprov . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
Blodmängder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79
Blodprov och återhämtning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79
Vad händer om man tar för mycket? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
Djurskyddsmyndighetens siffror är för höga . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
Upprepade blodprov och beteende . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
Provtagningsmetoder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
Orbitalpunktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
På vilka djur gör man orbitalpunktion? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
Bör djuren sövas? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
Räcker det inte med lokalbedövning? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
Är det skadligt? Hur reagerar djuren? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
Upprepade orbitalpunktioner . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
Kritik mot orbitalpunktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85
Alternativ till orbitalpunktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Råttor: svansven . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Vena saphena . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Svanssnitt (tail bleeding) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Tungvenen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87
Under underkäken (submandibulärt blodprov) (mus) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88
Ven på fotens översida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
Råttans fot . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
Jugularvenen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
Blodprov från kanin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
Provtagning under lång tid . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 90
Jugularvenen med kanylering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 90
Blodprov och anestetika . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91
En jämförelse mellan blodprov från halsven (jugularven) och orbitalplexus, och inverkan av olika
slags sövningsmedel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91
5. Injektioner och administration av substanser . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92
Dosstorlekar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 93
Intradermal injektion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 95
Intramuskulär injektion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 96
Intraperitoneal injektion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 96
Subkutan injektion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 98
Intravenös och intraarteriell injektion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99
Peroral administrering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99
Sondmatning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100
Intranasal administrering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 101
Intratrakeal administrering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 101
Infusion via kateter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 101
Injektion i hjärnan (intracerebral) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 102
Injektion i lederna . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 103
Osmotiska minipumpar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 103
Svält och törst . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Svält . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Begränsat födointag . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Total svält . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Svältperioder och deras effekter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 105
Att lindra problemen vid svält . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107
Svält och anestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107
Törst . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107
6. Sövning, smärta och smärtlindring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109
Vad säger bestämmelserna? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109
Några grundbegrepp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112
Smärtmekanismerna . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 112
Hur smärtan förmedlas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 113
De smärthämmande systemen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 115
Smärta och upplevelse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 115
Smärta och ”lägre” djur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 115
Vilka djurförsök orsakar lidande? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 117
Sedering och anestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 122
Administrationssätt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 122
Preparat och effekter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123
Om preparat och preparatnamn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124
Handelsnamn och aktiv substans . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124
Koncentration, mängd, administrationssätt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124
Sedering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 125
Diazepam . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 125
Medetomidin (Domitor) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 125
Xylazin (Rompun) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 125
Anestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 126
Bieffekter och kombinerade preparat . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 126
Uppvaknande och återhämtning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 127
Anestesi och postoperativ smärtlindring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128
α- (alfa-)kloralos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128
Desfluran (Suprane) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128
Enfluran (Efrane) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128
Eter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128
Fentanyl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 130
Halotan (Fluothane) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 130
Hypnorm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 131
Isofluran (Isoflo Vet.; Forene) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 131
Ketamin (Ketalar) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 131
Kloralhydrat . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 133
Lustgas (kväveoxidul el. dikväveoxidul), N2O . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134
Metoxifluran . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134
Pentobarbital . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134
Propofol (Diprivan) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134
Sevofluran (Sevorane) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134
Tiopental (Pentothal Natrium) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 135
Tribromoetanol (”Avertin”) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 135
Uretan . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 137
Jämförelser mellan några olika sövningsmedel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 137
Inhalationsanestetika och irritation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 137
Neonataler, smärta och anestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .142
Neonataler är smärtkänsliga . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 142
Neonataler är smärtkänsligare än vuxna . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 143
Hypotermi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 144
Anestesimedel för neonataler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 146
Att återföra neonatalerna till modern . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 146
Analgesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 147
Systemisk och lokal effekt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 147
Särskilda preparat, översikt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 148
Självadministrering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 149
Acetylsalicylsyra (t.ex. Aspirin) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 150
Buprenorfin (Temgesic) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 150
Fentanyl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 156
Ibuprofen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 156
Karprofen (Rimadyl vet.) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 157
Ketoprofen (Romefen vet.) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 157
Meloxikam (Metacam vet.) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 157
Morfin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .157
Lokalanestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158
Bupivakain (Marcain) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158
EMLA-kräm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158
Lidokain (Xylocain) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .158
Tetrakain . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158
7. Lidande och avlivning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 161
Hur ser man hur djuren mår? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 161
Se hur djuret beter sig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 162
Att klassificera smärta: myten om den säkra bedömningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 162
Hur känner man igen smärta hos ett djur? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 167
Mätningar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 168
Mat . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 168
Vikt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 170
Telemetri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 170
”Stresshormon” . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 171
LABORAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 172
Ansiktsuttryck . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 172
Vokalisering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 174
Bedömningsscheman (”score sheets”) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 175
Avbrytningspunkt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 178
Att förutsäga döden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .178
Var ligger gränsen för djurens lidande? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 179
Hur bestämmer man avbrytningspunkt? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 180
Vad är en bra avbrytningspunkt? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 181
Allmänna och specifika kriterier . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 183
Kliniska tecken och beteenden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 183
Pälsen: piloerektion m.m. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 183
Viktnedgång – punkter och mönster . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 184
Uttorkning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 185
Kroppstemperatur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 185
Andning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 186
Röda ögon och röd nos (chromodacryorré) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 186
Snett buret huvud . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 186
Andra onormala kroppställningar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 186
Letargi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 187
Förlamning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 188
Kramper (epilepsi, konvulsioner) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 188
Skakningar m.m. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 188
Andra undersökningsmetoder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 189
Mekanismbaserade slutpunkter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 189
Eutanasi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 193
Fysiska metoder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 194
Halshuggning (dekapitering) och cervikal dislokation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 194
Koldioxid . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 194
Foster och neonataler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 199
8. Några speciella sjukdomsmodeller och försök . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 200
Akutförsök . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 200
Kirurgi m.m. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 200
Att komma åt hjärnan . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 200
Cancer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 201
Olika slag av cancer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 201
Symptom, undersökningsmetoder och avbrytningspunkt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 202
Cancer och smärtlindring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 204
Strålning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 205
Immunisering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 205
Immunisering i trampdynan m.m. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 208
Polyklonala antikroppar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 209
Monoklonala antikroppar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 209
Vad säger regelverket? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 210
Adjuvans . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 210
Freunds adjuvans . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 211
Alternativ till Freunds adjuvans . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 213
Genmodifiering; transgena djur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 214
Vad innebär gentekniken? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 214
Gener och proteiner . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 214
DNA-molekylen och generna . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 214
Könsceller . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 215
Genmodifiering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 216
Genmodifiering och djurantal . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 217
Gången vid genmodifiering . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 218
Transfereringen av det genmodifierade ägget till surrogatmamman . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 219
Genförändringens resultat: fenotypen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 220
Märkning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 223
Tåklippning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 223
Öronclips, ”örhängen” . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 226
Öronklippning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 226
Mikrochips . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 226
En jämförelse mellan olika märkningsmetoder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 227
Typning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 227
Formella regler för vävnadsprov . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 228
Gentypning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 228
Polymerase Chain Reaction (PCR) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 228
Vävnadsprov: invasiva metoder
. . . . . . . . . . . . . 229
Vad säger bestämmelserna? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 229
Smärta och anestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 230
Lidande efter svansbiopsi och andra ingrepp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 230
Svansbiopsi med och utan anestesi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 231
Vävnad från tår och öron . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 234
Icke-invasiva metoder . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 234
Hårsäcksprov . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 235
Salivprov . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 236
Avföring . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 237
Är icke-invasiva metoder skonsammare än invasiva? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 237
Jämförelser mellan olika metoder att ta DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 239
Vävnadsprov för Southern blot . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 239
Försök i undervisningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 240
Vad säger bestämmelserna? . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 240
9. Den etiska bedömningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 242
Att sitta i en djurförsöksetisk nämnd . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 242
Checklistor vid bedömning . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 243
Djurskyddslagen och djurskyddsförordningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 243
Upprepning av försök . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 244
Djurförsök på skonsammaste sätt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 244
Lidande och samhällsnytta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 245
Djurskyddsmyndighetens anvisningar och råd . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 246
Ansökningsblanketten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 246
Djurförsöksetiska utredningens checklista . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 250
Andra minneslistor och bedömningsmodeller . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 251
10
Reservationer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 254
Nämndarbetet och reservationerna ur juridisk synpunkt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 255
Reservationens utseende . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 255
10. Att hitta kunskap . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 257
Litteratur och webbadresser . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 257
Altweb . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 258
Jordbruksverket . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 258
Kurser, filmer och bildserier . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 260
Bilagor . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 263
Sifferuttryck m.m. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 263
Volymer och vikter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 263
Bil. 2 Ur djurskyddslagen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 264
Ur djurskyddsförordningen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 266
Bil. 3 Försöksdjursstatistik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 270
Bil. 4 Inspektionsrapport Smittskyddsinstitutet . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 272
Bil. 5 Ur Djurskyddsmyndighetens kungörelse om burhållning m.m. Saknr L 3 . . . . . . . . . . . . . . . . . 276
Bil. 6 Ur ETS 123, Appendix A, rev. version 2006 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 277
Bil. 7 Bedömning av djurhälsa för smågnagare och kanin (”KI-mallen”) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 280
Bil. 8 Biovitrums mall för bedömning av djurhälsa vid försök avsedda att karaktärisera
substansers farmakologiska effekter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 283
Bil. 9 Recognition and assessment of signs of pain and distress in laboratory rodents and rabbits . . . . 285
Bil. 10 Tecken på smärta (gnagare, kanin, hund, katt, icke-mänskliga primater) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 289
Bil. 11 Några punkter i Europarådets och rådets direktiv 2010/63/EU av den 22 september 2010
om skydd av djur som används för vetenskapliga ändamål . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 290
Ordförklaringar och förkortningar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 296
Tidskriftsförkortningar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 297
Referenser . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .298
11
12
1 . Allmän bakgrund
1
Allmän bakgrund
Regelverket
Överskådligt kan man skilja mellan tre kategorier bestämmelser:
➣ Djurskyddslagen (DL).
Genom att denna är en lag, och alltså stiftad av riksdagen, har den en särställning
inom regelverket.
➣ Förordningar, föreskrifter, riktlinjer, allmänna råd m.m. som inte har status av lag. De
viktigaste är:
♦
♦
♦
♦
♦
Djurskyddsförordningen (DF).
Statens jordbruksverks föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur. SJVFS
2012:26, saknr. L 150.
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om transport av levande
djur SJVFS 2010:2, saknr L 5.
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om djur i undervisning. DFS 2006:6, saknr L
105.
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om transport av levande
djur SJVFS 2010:2, saknr L 5.
Grunden för det svenska regelverket är djurskyddslagen, som kompletteras av djurskyddsförordningen och, framför allt, Statens jordbruksverks föreskrifter och allmänna råd om
försöksdjur. DL och DF ger den formella grunden och ramverket för djurförsöksverksamheten, och SJV:s föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur ger alla detaljreglringar. Denna
text, L150, är därmed verksamhetens bibel som man ofta har anledning att återvända till.
Den måst därför alla som utför eller bdömr djurförsök ha inom räckhåll.
Den centrala myndigheten för det svenska djurskyddet är Jordbruksverket, och de viktigaste texterna kan hämtas från verkets hemsida.
En del av Djurskyddsmyndighetens föreskrifter m.m. är ursprungligen utfärdade av t.ex.
Centrala försöksdjursnämnden, Lantbruksstyrelsen eller Djurskyddsmyndigheten och har ib13
land fortfarande kvar de gamla beteckningarna. Men detta är bara en gammal felaktighet som
hängt kvar.
➣ Internationella konventioner m.m.
♦
Europaparlamentets och rådets dirktiv 2010/63/EU av den 22 september 2010 om
skydd av djur som används för vetenskapliga ändamål (”Försöksdjursdirektivet”,
som trädde i kraft 1 januari 2013).
Några av direktivets huvudpunkter återges i bilaga 11.
♦
Europarådets konvention ETS 123 om ryggradsdjur som används till försök och
andra vetenskapliga ändamål. – Till denna hör ett viktigt tillägg, ”Appendix A”,
som ger en rad detaljer beträffande hur försöksdjuren ska skötas och förvaras. Det
är här t.ex. man finner uppgifter om minimått på burar för olika djurslag. Appendix
A antogs i en reviderad och utvidgad version 2006.
Djurskyddslagen
Vår nuvarande djurskyddslag kom 1988 och har modifierats flera gånger sedan dess. Till de
viktigaste förändringarna under senare tid hör modifieringar med nldning av EU:s föröksdjursdirektiv.
De viktigaste punkterna om djurförsök är följande:
♦
♦
Försöksdjur är ”djur som används eller är avsedda att användas i djurförsök”, men
även djur som redan använts elller varit avsedda att användas som försöksdjur och
som förvaras i utrymmen för försöksdjur (§1b)
Djurförsök är bl.a. användning av djur för vetenskaplig forskning, sjukdomsdiag
nos, utveckling av läkemedel m.m., samt undervisning om den innebär att djuret
avlivas, opereras, man tar blodprov eller på annat sätt orsakar lidande. Hit räknas
också om man framställer genmodifierade djur, eller bevarar en stam genmodifi
erade djur om detta innebär att djurn orsakas lidande. (§1c)
De djurslag som omfattas av lagen – d.v.s. de djurslag för vilka det krävs till
stånd och etiskt godkännande om man vill utsätta dem för försök – förtecknas i
djurskyddsförordningens §§ 40 och 41 (se nedan).
♦
♦
♦
♦
Djur ska behandlas väl och skyddas mot onödigt lidande och sjukdom, men detta
skydd gäller inte om användningen godkänts av en djurförsöksetisk nämnd. (§2)
Djuren ska leva i en god djurmiljö och ha möjlighet att bete sig naturligt. (§4)
Djuren får inte överansträngas. (§5)
Djur får bara användas till försök om:
1.
2.
3.
4.
♦
14
Det inte finns djurfria alternativ;
Man använder så få djur som möjligt;
Djuren inte utsätts för större lidande än vad som är absolut nödvändigt;
Djuren är speciellt uppfödda för ändamålet (”destinationsuppfödda”). (§19)
Djurförsöksverksamheten ska ha en av Jordbruksverketgodkänd föreståndare,
bistånd av en veterinär, samt utbildad och kompetent personal.
♦
♦
Det ska dessutom finnas ett djurskyddsorgan, som ”ger personalen råd i frågor
om djurskydd och övervakar verksamheten ur djurskyddsynpunkt”. (Vad detta ska
innebära i praktiken behandlas i SJV:s föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur
SJVFS 2012:26, 5 kap.) (§20)
Innan man får göra djurförsök måste försöket ha godkänts av en djurförsöksetisk
nämnd. Det är dessa nämnder som i regel verkat kallas ”regional djurförsöksetisk
nämnd” (till skillnad från den centrala nämnden). Hur de regionala djurförsökse
tiska nämnderna är sammansatta regleras i DF, §§43–46. (§21)
Vid prövningen ska den regionala djurförsöksetiska nämnden väga försökets be
tydelse mot djurets lidande, och får bara godkänna ansökan om försöket kan anses
angeläget ur allmän synpunkt. (§21)
♦
Nämnden ska också bestämma om ett djurförsök ska utvärderas i efterhand (i så fall
av den centrala djurförösketiska nämnden; se nedan). (För försök som klassats som
Avsevärd svårighetsgrad, eller där man använder primater, är en sådan utvärdering
obligatorisk. Detta behandlas i SJV:s föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur
SJVFS 2012:26, 7 kap. 30–33 §§) (§21)
♦
Det ska finnas en central djurförsöksetisk nämnd, som bl.a. ska pröva överklag
ningsärenden, och utföra eventuella utvärderingar i efterhand. (§21b–e). (Detta
beskrivs också närmare i DF §§ 49 och 49a–g.)
Förordningar, föreskrifter, riktlinjer, allmänna råd m.m.
Djurskyddsförordningen
♦
♦
♦
♦
De djurklasser för vilka det krävs tillstånd att göra djurförsök, och för vilka det
krävs etisk prövning av en regional djurförsöksetisk nämnd enligt 21§ DL, är dägg
djur, fåglar, kräldjur, groddjur, fiskar, rundmunnar och bläckfiskar (§§40, 41)
”Etiskt godkännande får inte ges för djurförsök som medför svårt lidande som san
nolikt kommer att bli långvarigt och som inte kan lindras” (§41c)
Vad som menas med ”långvarigt” preciseras ingenstans i regelverket. Direk
tivet nämner, fragmentariskt och – som det förefaller – närmast slumpvis vissa
tidsgränser, men detta är bara till mycket begränsad hjälp (se kommentaren i
slutet av bil. 11).
”Avel med sådan inriktning att den kan medföra lidande för djuren är förbjuden”
(§29)
Detta är dock i praktiken inte något starkt förbud. Det tillhör de bestämmelser
i DF som en regional djurförsöksetisk nämnd kan bevilja undantag från (enligt
§41c). Och dessutom är avel ”i de fall då djuren kan orsakas lidande” en av de
kategorier som DL (§1b) räknar som djurförsök, och som man därmed uppen
barligen, trots förbudet i DF §29, betraktar som existerande.
”Det är förbjudet att tillföra djur hormoner eller andra ämnen för att påverka djurets
egenskaper i annat syfte än att förebygga, påvisa, bota eller lindra sjukdom eller
sjukdomssymptom” (§28)
Även detta tillhör de bestämmelser i DF som en regional djurförsöksetisk
nämnd kan bevilja undantag från (enligt §41c). Orsaken är antagligen att para
15
grafen endast tillåter sjukdomsbehandling, och därmed, om inte undantagsmöj
ligheten fanns, skulle hindra mycket av den forskning som nämnderna har att
bedöma.
♦
Om ett djur används i ett försök som kan ”medföra fysiskt eller psykiskt lidande”
ska djuret bedövas. I vissa fall kan man nöja sig med ofullständig bedövning eller
ingen bedövning alls, men i så fall ska ”i den utsträckning som det är möjligt,
smärtstillande eller lugnande medel användas för att begränsa djurets lidande, så
djuret inte utsätts för svår smärta, svår ångest eller annat svårt lidande” (§53)
♦
Vad som här menas med ”svårt lidande” etc förefaller oklart. Ska det bara
undvikas ”i den utsträckning det är möjligt”? Är det här alltså fråga om andra
fall än de som nämns i DF §41c och i direktivets art. 15; i dessa två senare fall
tillkommer också en tidsaspekt (”långvarigt” resp. ”long-lasting”?
En regional djurförsöksetisk nämnd består av högst 12 personer plus ordförande
och v. ordförande. Hälften ska vara forskare/försöksdjurspersonal, och hälften
lekmän. Av lekmänn ska mindre än hälften representera djurskyddsorganisationer.
Ordf/v.ordf. ska ”opartiska” och ”företrädesvis vara lagfarna och ha erfarenhet av
dömande verksamhet”. (§43)
Det är alltså inget absolut krav att ordf/v.ordf. ska vara jurister. Ledamöterna i
nämnden ”representerar” i de flsta fall ingenting (ett visst politiskt part, t.ex.);
att de nominerats av ett parti är en annan sak. Därför är ordvalet när det gäller
de som är nominerade av djurskyddsorganisationer anmärkningsvärt: ”repre
senterar”.
Obs att det inte är något krav att det ska finnas två representanter för djur
skyddsorganisationer i nämnden (även om detta är praxis); är det bara en är ju
även det mindre än hälften av antalet lekmän.
♦
Nämnden ”kan” uppdra åt en eller flera ledamöter att bereda ärenden. (§43)
Det är alltså enligt DF inte något absolut krav att ha beredningsgrupper. SJV:
s föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur SJVFS 2012:26, 7 kap., 7 och
8 §§ beskriver dock beredningsgruppernas sammansättning (i normalfallet lika
många lekmän som forskare/försöksdjurspersonal; minst en person från vardera
kategorin måste under alla förhållanden ingå) och förskriver att de ”ska ta fram
ett skriftligt och motiverat förslag till beslut”. Detta, och andra formuleringar i
föreskrifterna, tycks inte lämna utrymme för att oberedda ärenden läggs fram
för nämnden.
♦ För att nämnden sa vara beslutsför måste (förutom ordföranden) hälften vara lek
män. (§45)
♦
Den centrala djurförsöksetiska nämnden behandlas i §§ 49 och 49 a–g. En av dess
uppgifter är att behandla överklaganden (som endast får göras av forskaren, om
den regionala nämndens beslut gått honom emot på någon punkt). Nämnden ska
meddela sitt beslut senast två månader efter det att det fullständiga överklagandet
kommit in. Den andra viktiga uppgiften för den centrala nämndn är att göra utvärderingar
i efterhand. Av utvärderingen ska det framgå bl.a. om försöket uppnått sina syften,
vilket lidande som djuren har orsakats, vilken faktisk svårighetsgrad försöken haft,
16
och vilka åtgärder som kan bidra till att ersätta, begräns och ”förfina” djurförsöken.
(§49d)
Statens jordbruksverks föreskrifter och allmänna råd om försöksdjur SJVFS 2012:26, saknr
L 150.
Här fastslås ett antal grundläggande krav, exempelvis:
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
3R-principen betonas ofta. Den ligger redan bakom bestämmelsen i DL 19§, men
här återkommer den mer konkret. Exempelvis fastslås, i samband med djurförsök
i undervisning, att ”eleverna bör förbereda sig inför ingreppet genom att t.ex.
använda [...] attrapper”. Det finns i dag utmärkta sådana för olika djurslag, och
användningen av sådana innebär därmed ”replacement”, ersättning i varje fall i ett
inledande skede av övningarna. (Allmänt råd till 3 kap, 1§9)
Vid planeringen ska ”slutpunkt, avbrytningspunkt, hur djurens smärta obehag och
annat lidande ska bedömas, och behov av tillsyn” ”särskilt övervägas, motiveras
och beskrivas” (3 kap, 4§). ”Slut- och avbrytningspunkterna bör grundas på vetens
kapliga referenser”, fastslår det allmänna råd som hör till paragrafen.
”Avbrytningspunkten ska ha tydliga bedömningskriterier. Svårt lidande eller att
djuret självdör ska undvikas som avbrytningspunkt.” (3 kap, §5)
Det djurskyddsorgan, som nämns i DL, behandlas i 5 kap. Det ska ge personalen
råd om de 3 R, och ”informera om den tekniska och vetenskapliga utvecklingen på
detta område” (5 kap, §4). Några krav på att råden ska följas finns emellertid inte.
Som jämförelse: 11 kap föreskrivs att om det (i samband med planeringen) finns
oklarheter i bedömningen om djuret utsätts för ”onödigt lidande” ska försöksdjurs
veterinären eller experten (en veterinär är inte nödvändig om man reder sig lika bra
med en ”expert” med oklar kompetens) tillfrågas. Om veterinären/experten har en
annan mening ärn försöksledaren eller föreståndaren ska denna mening noteras i
journalen, utan krav på att man tar konkret hänsyn till veterinärens/expertens syn
punkter. (11 kap 2§)
Djurskyddsorganet ska föra journal över sina råd och beslut som fattas i anslutning
till råden. Journalerna ska sparas i tre år, och under den tiden vara tillgängliga för
vissa myndigheter. Det sägs inte direkt om detta innebär att de inte är tillgängliga
för andra, exempelvis enskilda ledamöter i den regionala djurförsöksetisk nämn
den, massmedia eller allmänheten. Om de inte skulle vara det är det oklart om detta
är förenligt med offentlighetslagstiftningen (se avsnittet ”Allmänna och offentliga
handlingar” senare i detta kapitel).
De regionala nämndernas organisation och arbete behandlas i 7 kap. Ledmöterna
bör ha baslutsunderlaget senast en vecka innan nämndens sammanträde (allmänt
råd till 7 kap, §9), och ska ha fattat beslut senast 40 arbetsdagar efter det att den fått
alla handlingar (i kompliceradet fall 55 dagar) (7 kap, 14§).
Kravet i DL 21§ att väga djurets lidande mot försökets nytta betonas i 7 kap 25§.
Nämnden ska inte bara bedöma om försöket följer 3R-principerna, utan även om
de statistiska aspekterna är tillfrdsställande. Som hjälp vid dessa avgöranden får
nämnden ta hjälp av utomstående expertis (7 kap, 27§ plus allmänt råd).
17
♦
♦
♦
♦
Klassificringen i svårighetsgrader behandlas kortfattat i 7 kap, 36–43§§. De bör
jämföras med app. VIII i direktivet. (Se sammanfattningen av direktivet i bil. 11.)
9 kap behandlar identitetsmärkning av djur. Tatuering, frysmärkning, öronbrick
or (bör dock ej användas på gnagare) och mikrochip är de godkända invasiva
metoderna, förutom klippta hål eller hck i öronen på smågnagare. Ingen form av
tåklippning är således tillåten, och för detta kan nämnden inte heller bevilja undan
tag.
11 kap behandlar ”Åtgärder i samband med försök”, som förhandsbedömningen av
djurts lidande, tillsyn, bedövning och avlivning (som behandlas utförligt i kap. 12).
14 kap behandlar vissa särskilda typer av försök. som immunisering och produktion
av antikroppar (inkl. blodtappning etc); ledsjukdom (som artrit), framställning av
genmodifierade djur, och tester att fastställa akut toxicitet).
Beträffande genmodifierade djur: genbestämning ska i första hand göras med
icke-invasiva metoder eller vävnad från öronklipp. Använder man andra metoder
(svansbiopsi, tåklipp) måste detta godkännas av den regionala djurförsöksetiska
nämnden. Det krävs att försöksledaren motiverar varför icke-invasiva metoder eller
matrial från öronklipp inte räcker.
Föreskrifterna avslutas med bestämmlser om skötsel och hållande. De överensstämmer i stort
med bestämmelserna i försöksdjurskonventionens App. A, och motsvarande avsnitt i försöksdjursdirektivet.
Internationella konventioner
Europarådets konvention ETS 123 om ryggradsdjur som används till försök och andra
vetenskapliga ändamål.
”ETS” innebär att den ingår i ”the European Treaty Series.” Den är publicerad bl.a. på Europarådets webbplats (http://conventions.coe.int/Treaty/en/Treaties/Html/123.htm). I konventionen ingår de utvidgningar som publicerades i ETS 170 (http://conventions.coe.int/Treaty/
en/Treaties/Html/170.htm). Ursprungsversionen undertecknades i Strasbourg 18 mars 1986.
I konventionen fastslås ett antal grundkrav beträffande djurförsök. En del av dessa
har tagits in i direktivet 86/609/EEG, som innehåller de bestämmelser medlemsländerna
ska införliva med sin lagstiftning. Till de krav som bara finns i konventionen hör dem om
djurförsök i undervisningen:
♦
att djurförsök i utbildning endast är tillåtna
(a) i utbildningar för yrken där man arbetar med eller kan komma att arbeta med
djurförsök eller att vårda försöksdjur;
(b)om djurförsöken är absolut nödvändiga för att nå målet med utbildningen, och
(c) om det inte existerar några djurfria alternativ (Art. 25).
OBS att ”djurförsök” i direktivet och i Europarådskonventionen definieras på ett annat och
mer restriktivt sätt än i den svenska lagstiftningen (se ”Vad är ett djurförsök?” nedan). Detta
innebär t.ex. att förbudet mot djurförsök i undervisningen inte omfattar akutförsök.
18
Appendix A
Den viktiga bilagan, ”Appendix A” (http://conventions.coe.int/treaty/en/treaties/pdf/123-arev.
pdf) antogs i en reviderad och utvidgad version av medlemsstaterna den 15 juni 2006. Den
innehåller dels allmänna riktlinjer för djurhållningen, dels detaljerade instruktioner för
olika djurslag. ”Appendix A” infördes därefter, som riktlinjer, även i Försöksdjursdirektivet
(86/609/EEG) som Bilaga II. I detta appendix/bilaga fastslås det exempelvis att
♦
djurhållningen ska ta hänsyn till djurens fysiologiska och etologiska behov;
♦
den ”berikning” som därmed ingår i grundkraven ska vara adekvat för stammens
och individens behov;
♦
♦
♦
miljön ska vara så komplex att djuren kan bete sig naturligt;
de minimimått för burstorlek endast avser golvyta och bör kompletteras med hyllor
m.m.;
grupphållning, inte ensamhållning, är det normala.
Beträffande de angivna måtten för burstorlekar betonar texten upprepade gånger att dessa
är minimimått (alltså inte ”rekommendationer” i vanlig mening). I ansökningar om etisk
prövning står det inte sällan att djuren förvaras i burar ”enligt svenska och internationella rekommendationer”. Appendix A talar emellertid uttryckligen om minimistorlekar: ”minimum
cage floor area”, ”minimum cage height”, o.s.v. Dessa minimimått är ökade i förhålllande
till den gamla versionen av Appendix A, och ofta större än den nu mycket gamla svenska
kungörelsen om burhållning (L 3).
Vad är ett djurförsök?
Det finns två definitioner av djurförsök som man måste hålla isär:
(a)den svenska definitionen (DL 19§) och
(b)den definition som används i EG:s direktiv och i den europeiska konventionen om
skydd av ryggradsdjur som används för försöks- och annat vetenskapligt ändamål
(ETS 123).
(a) Enligt djurskyddslagens 19§ gör man djurförsök då djur ”används för vetenskaplig forsk
ning eller undervisning, sjukdomsdiagnos, framställning av läkemedel eller kemiska produkter eller för andra jämförliga produkter”.
Hur djuret påverkas – om djuren t.ex. känner smärta eller lidande eller inte – spelar alltså
ingen roll.
En typ av djurförsök börjar med att man söver djuret, utför försöket, och därefter avlivar
det utan att det fått vakna upp ur narkosen; alternativt att man avlivar det direkt för att sedan
t.ex. använda organen för försök. Sådana fall – de kallas akutförsök – räknas därmed också
som djurförsök eftersom djuren dödas för ändamålet, även om det aldrig upplever något av
själva försöket.
Enligt ”Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om den etiska prövningen för användning
av djur för vetenskapliga ändamål m.m.” (L 28) ska alla djurförsök förhandsprövas ur etisk
synpunkt, om försöksdjuren är däggdjur, fåglar, kräldjur, groddjur, fiskar och rundmunnar.
19
Ryggradslösa djur undantas alltså.
Det har diskuterats om det är lämpligt att dra en sådan gräns. Många anser att t.ex. bläckfisk (octopus vulgaris) borde tas med, eftersom det verkar tydligt att de också kan uppleva
lidande. Om en bläckfisk i ett akvarium utsätts för något som rimligtvis borde orsakat smärta,
reagerar den nästa gång personen som orsakat skadan kommer in i rummet genom att försöka
gömma sig, antingen rent fysiskt eller genom att sprida bläck. Den kan alltså minnas en obehaglig upplevelse och försöka undvika att den upprepas.
Därför har man i England tagit in bläckfisken tillsammans med ryggradsdjuren i den kategori som ska prövas om man vill använda dem i försök (Morton i Baumans m.fl. 1994). Den
räknas också som försöksdjur i det nya försöksdjursdirektivet.
Andra undantag är ”dels sådana utfodringsförsök som sker vid sedvanligt hållande av
husdjur och som inte är förenade med lidande för djuren, dels traditionell ringmärkning för
fåglar”.
”Sedvanligt hållande av husdjur” innebär att djuren är kvar i sin hemmamiljö. Om de flyttas till en forskningsinstitution bör ärendet prövas etiskt.
Om man forskar på djur som redan dödats av någon annan orsak (t.ex. slaktavfall) behöver
detta inte prövas.
De djur som används för djurförsök ska vara särskilt uppfödda för ändamålet (s.k. destinationsuppfödning; DL 19§). Man får alltså inte, som i t.ex. USA, använda omhändertagna
herrelösa hundar (s.k. pound dogs) till försök.
(Risken att något sådant skulle hända är knappast stor även utan en sådan bestämmelse,
eftersom forskningen normalt kräver att man använder så väldefinierade djur som möjligt.)
Det finns dock en rad undantag från kravet på destinationsuppfödning. De räknas upp i
en särskild förordning (Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om undantag från krav på destinationsuppfödning av djur som används för vetenskapliga ändamål, DFS 1995:19, saknr L
104). Här ingår under vissa förutsättningar hund och katt, samt en lång rad andra djurslag
inkl. vilda djur. Det är dock tämligen sällan detta blir aktuellt vid de etiska prövningen.
(b) Enligt EU:s direktiv 86/609/EEG och den europeiska konventionen ETS 123 (art. 2
i båda) är djurförsök varje användning av djur som ”kan vålla smärta, lidande, ångest eller
bestående skada”. Beteendestudier som inte orsakar t.ex. ångest, utfodringsförsök som inte
orsakar problem för djuret och avlivning som görs så skonsamt som möjligt räknas därmed
inte som djurförsök.
Det var emellertid oklart vilken grad av smärta som, enligt ”EU-definitionen”, krävdes för
att användningen av djur skulle definieras som ”djurförsök”.
1992, sex år efter det att konventionen ETS 123 antagits, preciserades därför officiellt att
minikriteriet på ett djurförsök – ur denna aspekt – var den smärta och lidande som orsakades
av ett nålstick. Man konstaterade också att lidande på denna nivå kunde orsakas på annat
sätt än genom fysisk skada, exempelvis genom att begränsa djurets tillgång till föda eller på
grund av vissa beteendestudier. Man förklarade slutligen att även användning av djur för serumproduktion och skapande av transgena djurstammar skulle kategoriseras som djurförsök.
(Multilateral consultation of parties to the European convention for the protection of vertebrate
animals used for experimental and other scientific purposes (ETS 123). Resolution on the interpretation of certain provisions and terms of the Convention. Adopted [...] 1992.)
Detta ”nålstickskriterium” på ett djurförsök är också infört i det nya försöksdjursdirektivet
20
2010/63/EU av 22 september 2010 (art. 3.1).
Det förefaller som om detta tolkas så att akutförsök (försök där djuret sövs ner innan
försöket påbörjas och avlivas utan att få vakna upp efteråt) räknas som akutförsök. Men om
djuret vid ett akutförsöks sövs med injektionsanestesi utsätts det dock ofrånkomligen för ett
”nålstick” (the amount of pain, suffering or distress caused by the introduction of a needle
into the body of an animal”) (Multilateral consultation... punkt 5). Även dessa akutförsök
borde därför enligt detta kriterium räknas som djurförsök enligt ”EU-definitionen”.
På grund av skillnaderna mellan dessa två definitioner blir naturligtvis statistiken
över utförda djurförsök beroende på vilken definition man använder. Därför redovisar
SJV djurförsöksstatistik efter båda definitionerna. Nedanstående tabell visar användningen av några vanliga försöksdjur i Sverige år 2008. En mer detaljerad statistik finns i
bilaga 3. På Jordbruksverkets webbplats finns verkets rapport ”Användningen av försöksdjur i Sverige under 2008” med utförligare statistik (http://www.jordbruksverket.se, klicka
Djur>Försöksdjur>Statistik).
Övriga formella krav
Det fordras tillstånd för att få föda upp, förvara eller tillhandahålla försöksdjur (DL 19§).
En förutsättning för tillstånd (utom att anläggningen är besiktigad och godkänd ur olika
synpunkter) är att det finns en föreståndare och en veterinär som båda ska vara godkända av
Jordbruksverket, samt personal som genomgått en föreskriven utbildning (DL 20§).
Jordbruksverket ställer samman listor över godkända föreståndare. Alla ledamöter i den
djurförsöksetiska nämnden bör ha tillgång till den senaste versionen av denna förteckning.
På ansökningsblanketten om etisk prövning av djurförsök ska nämligen den ansvarige
föreståndaren skriva på att han ”utan erinran tagit del av det planerade djurförsöket”. Det
händer att den som skrivit under här inte är den ansvarige föreståndaren (ibland tycks man
på institutionerna inte ha klart för sig vem som är ansvarig), varför detta hör till de saker som
bör kontrolleras rutinmässigt vid prövningen.
Alla som använder eller vårdar försöksdjur ska ha gått igenom en viss utbildning för detta.
Vad utbildningen ska omfatta anges i Djurskyddsmyndighetens kungörelse med föreskrifter
och allmänna råd om utbildningskrav vid användning av djur för vetenskapliga ändamål
m.m., saknr L 32.
Journaler
I Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om uppfödning, förvaring, tillhandahållande och
användning m.m. av försöksdjur (DFS 2004:15, saknr L 50) finns en rad kompletterande
bestämmelser rörande djurförsök. En av dessa är kravet att föra journaler.
För varje primat, hund, katt eller kanin ska det finnas en individuell journal som anger varifrån djuret anskaffats, identifierar det (födelsedatum, kön etc.), beskriver skötsel, förvaring,
vidtagna försöksåtgärder, skador eller sjukdomsfall och åtgärder som vidtagits med anledning
av dessa, om djuret avlivats av annan anledning än som del i försöket, och om djuret dött
(med angivande av orsak). Dessa handlingar ska bevaras i minst tre år efter det sista införandet och förvaras på anläggningen.
Dessa journaler är allmänna och offentliga handlingar och således tillgängliga för vilken
svensk medborgare som helst.
21
Några vanliga försöksdjur i Sverige 2008
Svensk definition
EU-definitionen (ETS 123)
Möss253.233216.272
Råttor
66.65655.048
Grisar3.005
1.973
Hundar2.2902.204
Kaniner
1.431
1.345
Allmänna och offentliga handlingar
I tryckfrihetsförordningen (TF), som är en av våra grundlagar, behandlas ”allmänna handlingars offentlighet” i kapitel 2. Att en handling är ”allmän” och att den är ”offentlig” är alltså
två olika saker.
Allmänna handlingar
En handling (text, bild, band- eller videoinspelning, databas, e-post o.s.v.) är allmän om den
förvaras, har inkommit till eller upprättas hos en myndighet.
Den anses ha inkommit till myndigheten när den anlänt dit (i praktiken ofta: när den
diarieförts) eller mottagits av den behörige befattningshavaren. Detta innebär att man inte
kan komma undan offentlighetsprincipen genom att t.ex. skicka ett brev i ett tjänsteärende
till befattningshavarens privatadress. Brevet är likafullt en allmän handling så snart det kommit mottagaren tillhanda.
En handling har upprättats när den expedierats eller när ärendet slutbehandlats, justerats
eller motsvarande. Detta innebär att arbetsmaterial inte är offentligt.
Det sista kan orsaka problem, eftersom det ibland ligger i myndighetens intresse att en
handling som man inte vill ha offentlig betraktas som ”arbetsmaterial”. Med den motiveringen har t.ex. försöksinstitutioner försökt hindra intresserade att ta del av försöksdjursjournaler.
Detta har emellertid inte hållit då saken prövats. Journalerna är allmänna handlingar. Det
är de också om de gäller djurförsök som ännu inte är avslutade. Orsaken är att handlingar
som förs fortlöpande (t.ex. register, journaler m.m.) utgör en särskild kategori handlingar som
anses upprättade så snart de är färdiga att ta emot införanden av olika slag (TF 2 kap. 7§).
Offentliga handlingar
I de flesta fall är allmänna handlingar också offentliga. Detta innebär att varje svensk med
borgare har rätt att ta del av dem.
Men en del handlingar är sekretessbelagda. De är alltså allmänna, men inte offentliga.
Om man begär att få ut en allmän och offentlig handling ska denna begäran expedieras
”genast eller så snart det är möjligt på stället” och utan frågor. Och med ”genast” menas också
”genast”. En myndighet kan inte hänvisa till att man har mycket att göra för tillfället, att pärmen står inne hos en tjänsteman som är på tjänsteresa eller semester, eller liknande.
En tjänsteman har inte heller rätt att fråga efter namnet på den som vill se handlingen
eller varför han/hon är intresserad av den (TF, 2 kap., 14§). Justitieombudsmannen är skon22
ingslös mot sådana brott mot tryckfrihetsförordningen.
Att ta del av handlingen ”på stället”, d.v.s. hos den myndighet där handlingen förvaras,
ska inte kosta någonting. Vill man däremot ha kopior har myndigheten rätt att ta betalt.
Samtidigt föreskriver lagen att en begäran att få ut kopior ”skall behandlas skyndsamt”.
Detta innebär, som JO i flera olika sammanhang betonat då han kritiserat olika myndigheter
för försumlighet i detta avseende, att även en begäran att få ut kopior ska behandlas med förtur och med högst någon dags fördröjning.
Sekretess
En allmän handling behöver alltså inte nödvändigtvis vara offentlig. Under vissa omständigheter begränsas allmänhetens rätt att ta del av allmänna handlingar, t.ex. om de rör rikets
säkerhet, central finanspolitik, brottsförebyggande verksamhet och enskildas personliga eller
ekonomiska förhållanden. Dessa undantag är dock mycket strängt reglerade och preciserade i
den s.k. sekretesslagen. Grundregeln är emellertid att så mycket som möjligt ska vara tillgängligt för allmänhetens insyn.
Det förekommer ibland att forskare begär att en ansökan ska beläggas med sekretess
(genom att kryssa i en ruta på ansökningsblankettens första sida). Ofta beror detta på att
konkurrenter som får inblick i hans forskning (t.ex. exakt vilka preparat han testar under vilka
förhållanden på vilka djur) kan stjäla hans idéer och dra ekonomisk fördel av detta. Sekretessen kan då motiveras med sekretesslagens skydd av enskildas ekonomiska förhållanden. I
lagens kap. 8, som handlar om ”Sekretess med hänsyn främst till skyddet för enskilds ekonomiska förhållanden”, står det (punkt 6):
Sekretess gäller, i den utsträckning regeringen föreskriver det, i statlig myndighets verksamhet, som
består i utredning, planering, prisreglering, tillståndsgivning, tillsyn eller stödverksamhet med avseende
på produktion, handel, transportverksamhet eller näringslivet i övrigt, för uppgift om
1. enskilds affärs- eller driftförhållanden, uppfinningar eller forskningsresultat, om det kan antas att
den enskilde lider skada om uppgiften röjs…
Den som ska besluta om eventuell sekretess är den myndighet hos vilken handlingen förvaras
(TF 2 kap. 14§), och den bedömning som ligger till grund för en eventuell sekretess görs
varje gång någon begär att få ta del av handlingen.
Ett beslut om sekretess vid en myndighet gäller därmed inte automatiskt en kopia av
samma handling som förvaras hos en annan myndighet.
Nämnderna beslutar alltså inte om sekretess utan kan endast föreslå en s.k. sekretessmarkering, d.v.s. markera vilka uppgifter i ansökan som bör uppmärksammas då myndigheten prövar om handlingen kan lämnas ut. Här skiljer sig praxis mellan de olika nämnderna.
Somliga vill sekretessbelägger hela ansökan, ibland med den inofficiella motiveringen att det
är besvärligt att dela upp texten i offentligt och sekretessbelagt. Andra är noga med att endast
föreslå sekretess för de relevanta delarna av ansökan, t.ex. substanser, volymer, administrationssätt och liknande.
En detalj i ansökan som på detta sätt kan komma att skyddas genom sekretess är uppgifter
(namn, adresser) om uppfödare av försöksdjur. Detta motveras då av risken för skadegörelse,
som skulle kunna medföra skada för ”enskilds affärs- eller driftförhållanden”.
Med hänvisning till undantaget om ”enskildas personliga förhållanden” har man ibland
velat sekretessbelägga namnen på t.ex. forskare som gör djurförsök, ansvariga föreståndare
o.s.v. Sådana försök har dock hittills avvisats.
23
Det som enligt lagen ska sekretessbeläggas är alltså inte hela dokumentet, utan de uppgifter
som gör att den enskilde kan lida skada om uppgifterna kommer ut. Dit hör knappast uppgifter som djurslag (utom möjligen om det gäller någon speciell stam av genmodifierade
djur), antal djur, avlivningsmetoder o.s.v. Det har inte varit lagstiftarens mening att sekretessbelägga betydelselösa uppgifter. En nämnds försök att schablonmässigt föreslå sekretessbeläggning av hela ansökningar skulle troligen sällan stå sig vid en prövning.
Tillsynsmyndigheten
Någon av kommunens nämnder har det lokala ansvaret att djurskyddslagen efterlevs. Ofta är
det hälsovårdsnämnden, men detta skiftar; det kan t.o.m. vara byggnadsnämnden. Detta innebär att nämnden via någon tjänsteman ska kunna kontrollera t.ex. att djurförsöken utförs
exakt enligt den prövning som den djurförsöksetiska nämnden gjort, utan modifieringar.
I praktiken fungerar denna tillsyn ofta dåligt. Det är mycket sällan försöksinstitutionerna
får besök av någon kontrollant (det har t.o.m. förekommit att de själva klagat på saken), och
den tjänsteman som utför tillsynen har ofta ingen fackkompetens att bedöma det han ser
– om djuren utsätts för ett otillåtet lidande, t.ex.
Det är därför viktigt att den etiska ansökan och nämndens beslut är formulerade (i skrift;
att saker sägs muntligt vid ett sammanträde har ingen juridisk tyngd) så att tillsynen underlättas så mycket som möjligt. Förvaring, genomförande, kriterier för avbrytningspunkt o.s.v.
måste i största möjliga utsträckning vara formulerade så att även den som inte är veterinär
eller etolog kan göra en bedömning av situationen.
Som bilaga 4 återges rapporten från en inspektion av smådjurshållningen på Smittskyddsinstitutet i Solna i februari 2006.
Forskning in vivo och in vitro
Då man talar om biologisk och medicinsk forskning är termerna ’in vivo’ (’i livet’) och ’in
vitro’ (ordagrant: ’i glaset’) vanliga.
In vivo innebär att man gör forskningen på en levande organism. Att operera djur, ge dem
sjukdomar, mäta deras beteende under olika omständigheter o.s.v. är exempel på in vivoforskning. Detsamma gäller t.ex. tester av nya mediciner på människor, som man gör på ett sent
stadium i produktionsprocessen.
In vitro innebär att man forskar på något som inte är en del av en levande organism. Man
arbetar alltså med material som ursprungligen kommer från kroppen men nu finns utanför
den. Det kan gälla studiet av cellodlingar eller isolerade organ, och målet kan vara att ta reda
på exempelvis hur vissa celltyper reagerar på gifter av olika slag, eller att försöka skapa konstgjord, odlad hud från hudceller (för ersättning vid exempelvis brännskador).
Eftersom in vivo-forskning gäller alla slags försök på levande djur omfattar den situationer
som kan vara mycket olika ur djurets synpunkt. Å ena sidan kan det vara försök där djuret
överhuvud taget inte märker att man gör något med det, eller bara att man kanske tar ett
enkelt blodprov, ger någon ur djurets synpunkt oskyldig injektion, o.s.v., eller gör utfodringsförsök, beteendeobservationer eller liknande. Å andra sidan kan det gälla mycket svåra och
smärtsamma försök, som giftighets- och vaccintestning, artritförsök, ren smärtforskning m.m.
Om man kan arbeta med ett problem med hjälp av in vitro-metoder finns det ofta starka
24
skäl att göra det också, och inte använda djur även om det vore möjligt. Orsaken borde vara
etiskt grundad omsorg om djuren, och är det förhoppningsvis också, men de ekonomiska aspekterna är en mycket viktig faktor.
Djurförsök är dyrt. Djurstallar ska uppfylla stränga statliga villkor, personal är en mycket
dryg kostnad, och försöksdjur kan kosta en bra slant. Även om en vanlig mus eller råtta
inte kostar mer än ca 100–150 kr, kan en några månader gammal immunodefekt råtta gå på
någon tusenlapp (ska det vara en dräktig hona kan man få punga ut med kanske sex tusen)
och en enda genmodifierad mus kan kosta åtskilliga tusen kronor.
Är in vitro-forskning alltid djurvänlig?
Men det är inte självklart att in vitro-forskning alltid är ”djurvänlig” och utförs utan att djur
skadats eller lidit. Vid själva forskningen är visserligen inga levande djur inblandade, men det
material man använder har ju kommit någonstans ifrån. Ett exempel:
Vid cellodling får cellerna näring genom att leva i ett cellodlingsmedium. För detta använder man många gånger s.k. fetalt kalvserum, som framställs från blodet från ofödda kalvar.
Detta orsakar ofta ett svårt lidande, eftersom man på många håll tappar kalvarna på blod med
hjärtpunktion utan sövning. (Som jämförelse: att ta ens ett blodprov med hjärtpunktion på
t.ex. en vaken råtta i samband med ett djurförsök vore helt otänkbart och skulle aldrig godkännas av en djurförsöksetisk nämnd. Det förekommer bara på sövda djur som ska avlivas
innan de vaknar upp.)
Det finns numera många cellodlingsmedier som inte framställts av serum, och lyckligtvis
blir det allt vanligare att sådana används vid in vitro-forskningen. Men fortfarande kan det
alltså ligga ett svårt djurlidande bakom förment djurfria cellodlingar.
De tre R:n
A guiding principle when considering the capacity of mice to suffer and factors which may
compromise their welfare is to always give the animal the benefit of the doubt.
(Refining rodent husbandry: the mouse. 1998, 237)
I så gott som alla sammanhang där man talar om förbättringar i försöksdjursverksamheten
hänvisar man till ”de tre R:n”. Dessa står för Replacement, Reduction och Refinement, vilket
kan översättas med ”ersättning”, ”minskning” och ”minskning av lidandet”. (Ofta ser man
”refinement” försvenskas till ”förfining”, men det är missvisande.)
”De tre R:s princip” lanserades av de brittiska forskarna William M. S. Russell (zoolog)
och Rex L. Burch (mikrobiolog) i deras klassiska bok The principles of humane experimental
technique 1959. I dag står ”replacement” för att man ersätter djur med djurfria metoder, ”reduction” att man använder metoder som minskar antalet djur, och ”refinement” att man använder metoder som minskar djurens lidande.
På en del håll har man senare velat komplettera med fler R. Viktigast är då reject (avvisa)
och redirect (omfördela resurser, troligen från djurförsök till djurfria försök, profylaktiska eller
folkhälsobefrämjande åtgärder o.s.v.), men också andra R har förekommit.
Prof. Michael Balls publicerade 2009 The three Rs and the humanity criterion, som är en
aktualiserad och förkortad upplaga av Russells och Burchs bok.
25
Bolognadeklarationen
Under 1970- och 1980-talen blev det allt vanligare att de tre R:ns princip införlivades i en
rad nationella och internationella lagar och konventioner. Slutpunkten på denna utveckling
kom vid the 3rd World Congress on Alternatives and Animal Use in the Life Sciences i Bologna 1999, där bl.a. Europakommissionen spelade en ledande roll som organisatör. Då antog
kongressen, den 31 augusti 1999, med acklamation den s.k. Bolognadeklarationen (Three Rs
Declaration of Bologna). I denna hänvisade man uttryckligen till Russell och Burchs bok och
skrev att
…they defined:
Reduction alternatives as methods for obtaining comparable levels of information from the use of
fewer animals in scientific procedures, or for obtaining more information from the same number
of animals.
Refinement alternatives as methods which alleviate or minimise potential pain, suffering or distress, and which enhance animal well-being.
Replacement alternatives as methods which permit a given purpose to be achieved without conducting experiments or other scientific procedures on animals.
The participants in the 3rd World Congress on Alternatives and Animal Use in the Life Sciences strongly endorse and reaffirm the principles put forward by Russell and Burch in 1959.
Humane science is a prerequisite for good science, and is best achieved in relation to laboratory
animal procedures by the vigorous promotion and application of the Three Rs. The ”Three Rs”
should serve as a unifying concept, a challenge, and an opportunity for reaping benefits of every
kind – scientific, economic and humanitarian.
(The Three Rs Declaration of Bologna 2000)
Samtidigt uppmärksammade man att det var 40 år sedan The principles of humane experimental technique publicerades och hyllade den närvarande 74-årige Bill Russell; han höll själv ett
(som vanligt) spirituellt tal (Russell 2000) där han – också, som ofta, i sång(!) – kritiskt granskade utvecklingen under de gångna 40 åren.
Europakommissionen anammade också till fullo deklarationen och förklarade att de
tre R:n ”ska ses som ett övergripande och sammanbindande begrepp som kan resultera i en
kontinuerlig minskning av antalet djur i försök utan därmed äventyra människors hälsa eller
miljöskyddet, och utan att hämma den biomedicinska forskningens framsteg” (Richardson
2000).
Att de tre R:ns pricip ska vara vägledande vid all djurförsöksverksamhet var därmed fastslaget på högsta EU-nivå.
Replacement
Bolognadeklarationen definierar alltså ”replacement” med orden ”metoder som gör att man
kan uppnå ett visst mål utan att göra experiment eller andra vetenskapliga försök på djur”,
och i Sverige använder man alltid ”replace”, ”ersätta”, i betydelsen ”göra försök där varje användning av djur ersatts med djurfria metoder”.
Eftersom denna innebörd av ordet är allmänt använt vore det meningslöst att försöka ändra på den saken. Vad mycket få tycks vara medvetna om (eftersom Russell och Burchs bok
uppfyller kraven på en klassiker: en bok alla talar om men ingen har läst) är emellertid att de
båda författarna använde ”replacement” i en annan betydelse än den som är den vanliga i dag.
Med replacement menade de nämligen att ersätta de kännande och upplevande (”sen26
tient”) djur som traditionellt använts för djurförsök med någonting annat. Och detta
”någonting annat” kan mycket väl vara djur, så länge dessa är icke-kännande och icke-upplevande djur.
Författarna skriver:
We shall use the term ’replacement technique’ for any scientific method employing non-sentient
material which may in the history of experimentation replace methods which use conscious living
vertebrates... In relative replacement, animals are still required, though in actual experiment they
are exposed, probably or certainly, to no distress at all. In absolute replacement, animals are not required at all at any stage. (Kurs. här.)
Till ”relative replacement” hör, enligt författarna, exempelvis akutförsök. Eller att man dödar
djur för att använda deras organ. Om någon i dag kallar detta t.ex. refinement är det inte enligt Russell & Burchs användning av termen.
Ett annat exempel på relative replacement är då man använder decerebrerade katter (ett av
deras konkreta exempel; alltså katter där delar av hjärnan slagits ut så de inte kan känna eller
uppleva någonting).
Använder man mikroorganismer, växter (t.ex. lökar för tester av akut toxicitet), tekniska
apparater som datorer etc., så är detta däremot exempel på ”absolute replacement”
Att Russell och Burch talar om replacement fast de använder djur är lätt att förstå om
man tänker på ”EU-definitionen” av djurförsök. Enligt denna är ju inte ett akutförsök ett
djurförsök. Om man alltså ersätter ett ”vanligt” djurförsök med ett akutförsök har man enligt
denna definition (och enligt Russell och Burch) undvikit ett djurförsök och ersatt det med
”något annat” – alltså: replacement.
27
Reduction
The most effective way to reduce animal numbers would be not to use them at all.
(Mann m.fl. 1991)
Minskning av antalet djur i djurförsök är ofta en fråga om kompetent statistik. Statistiskt
kompetenta forskare har ibland riktat mycket hård kritik mot sina kolleger för dålig projektplanering och amatörmässiga beräkningar, med resultat att mängder av djur används i onödan. Detta gäller inte bara när ett projekt använder onödigt många djur för att nå hållbara
slutsatser. Alltför få djur innebär att resultaten inte är pålitliga, och djuren har därmed använts utan någon som helst mening.
En av de mest ihållande kritikerna är Michael F.W. Festing (som själv skrivit flera handledningar i experimentell design och statistisk analys). Hans tema är att mycken medicinsk
forskning är ogenomtänkt, dåligt upplagd och genomförd, och drar dåligt underbyggda slutsatser av försöken eftersom den statistik de bygger på ofta är amatörmässig och missvisande.
I en rad olika föredrag och artiklar har han gjort genomgångar av aktuell forskning och pekat
på bristerna. I en artikel skriven 1991 konstaterade han, efter att ha gått igenom ett urval av
78 vetenskapliga uppsatser, att ”People using animals should be required to take formal training courses which include sessions on experimental design in order to minimize animal use
and increase experimental efficiency” (Festing 1992). I ett föredrag 2002 konstaterar han att
problemen kvarstår, och han vädjar till de anslagsgivande institutionerna att ta sitt ansvar:
”Organisations that fund scientific research have an interest in the quality of research and in
ensuring that the minimum number of animals is used, and they also have the power to do
something about it. There is an urgent need to make these organisations more aware of the
likely benefits of improved experimental design and statistics.” (Festing 2004.)
I Sverige behöver man inte i ansökan motivera det djurantal man begär, och det krävs
inte heller om man i en tilläggsansökan vill utöka antalet djur kraftigt. Detta kontrasterar
mot t.ex. många ansökningsformulär om etisk prövning vid amerikanska universitet, där man
kräver en noggrann specificering som går långt utöver vad som krävs i Sverige. Jämför följande utdrag ur en amerikansk ansökningsblankett med den svenska ansökningsblankettens
p. 5:
The APRC members must be able to certify in good conscience that the investigator is us
ing the minimum numbers of animals necessary and that the appropriate species has been
selected. This can be best accomplished if the investigators explain their strategy in some
detail.
♦ Species justification should explain both (1) why the chosen species is optimal for the proj
ect and (2) why animals of a lower phylogenetic class are not acceptable for the project.
Lower acquisition or maintenance costs should not be used as a justification. Acceptable
justifications might be that all of the preliminary data has been collected in this species,
the technologies have developed only in this species (e.g. transgenics), the only available
reagents use this species, the species has properties that model the human in certain ways,
or this species is the minimum size to do the indicated manipulations.
♦ To evaluate the appropriateness of animal numbers the committee must understand the
intended use. A listing of the different experimental groups and the number of animals per
groups is useful and flow diagrams are very helpful.
♦ The investigator should describe the endpoint to be measured, the variance (either antici
pated or based on previous experiments), the difference between experimental and controls
28
that would be regarded as relevant, and the statistical tests that will be used to evaluate the
data. With these numbers in hand, the investigator should ideally calculate the necessary
sample size. The APRC has a biostatistician who will aid in reviewing this portion.
♦ It is recognized that not every animal enrolled in a project provides usable data and a mod
est surplus of animals may be requested to cover unforeseen problems.
♦ Some proposals cover very large projects spanning several years. The committee recogniz
es that it may be difficulty to predict, with any accuracy, experiments that will take place
1 or 2 years in the future. One alternative is to outline a prototype experiment with the dif
ferent experimental groups, controls, group sizes, and endpoints. The investigator can then
indicate that particular parameters (e.g. times, doses, drug types, etc.) will be varied for an
estimated “X” number of experiments.
♦ Some proposals involve novel experimental manipulations where it is uncertain that usable
data will be obtained. The investigator may wish to break the proposal into phases begin
ning with a pilot study to be followed by further experiments should the initial pilot prove
successful. Approval can be given to the pilot study and, if successful, approval can be
extended to the rest of the project outlined in the same proposal.
♦ The number of animals requested for a particular study can be increased at a later date with
the amendment form. Justification for the additional numbers must be provided. A large
increase in animal numbers should be accompanied by a proportionally more detailed justi
fication.
♦ In the case of transgenics, the investigator should explain how many animals will be used
to develop the transgenic, how many will be used to maintain the breeding colony, and
how many will be used in experimentation. Many investigators elect to divide this into two
protocols: one for development of the transgenic and one submitted after the transgenic is
prepared detailing the experiments to be performed and the animal numbers needed.
Ansökan måste alltså motivera varför man inte kan använda djur på en lägre fylogenetisk nivå
(jämför kravet i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om djurförsök m.m.,
2 kap. 1§, p. 3), precisera antalet djur i de olika försöksgrupperna, beskriva de punkter där
mätningarna görs, ange graden av acceptabel varians, och vilka statistiska test som kommer
att användas. På bl.a. denna grundval kan försöksledaren beräkna det antal djur som behövs.
Klarar han inte det på bästa sätt ställer universitetet statistisk kompetens till förfogande.
Genom dessa krav har också den djurförsöksetiska kommitten möjlighet att bedöma om
antalet djur är rimligt för det aktuella projektet, d.v.s. det tredje av de tre R:n. Motsvarande
krav finns tyvärr inte i det svenska regelsystemet.
I en översikt har Mann m.fl. (1991) tagit upp olika statistiska och icke-statistiska aspekter
som den granskande kommitten (och, naturligtvis, försöksledaren) bör tänka igenom. Han
medger visserligen att den professionelle forskaren – och naturligtvis den djurförsöksetiska
kommittens lekmannarepresentanter – kanske inte är förtrogna med alla de statistiska aspekter han kortfattat tar upp. Men aspekterna är angelägna och kommitten måste ta ställning
till dem. Ett försök som på grund av sina brister är slöseri med tid är, framhåller författarna,
också ett slöseri med djur.
Refinement
Refinement is an ongoing scientific process and it is important that the committees are
continuously updated on developments in laboratory animal science.
29
(Hagelin m.fl. 2003)
Enligt djurskyddslagens kap. 19 får man inte göra ett försök, om det kan utföras på ett skonsammare sätt. Detta är att tillämpa ’refinement’ och det bygger naturligtvis på en elementär
etisk princip.
En lika viktig etisk princip är att ge djuren ”the benefit of doubt”. Till exempel: är man
osäker på om en viss åtgärd orsakar smärta, ska man förutsätta att den är smärtande och ge
djuren smärtlindring. Detta särskilt om motsvarande åtgärd skulle vara smärtande för människa.
Som en amerikansk forskare framhöll i en diskussion på Compmedlistan: vi gör
djurförsök för att lära oss att slippa det minsta lidande i våra liv. Då är det minsta man kan
begära att vi använder våra kunskaper till att också låta försöksdjuren slippa smärtor i samma
utsträckning.
Att djuren mår bra fysiskt och psykiskt är viktigt inte bara ur etisk utan också ur vetenskaplig synpunkt. En titel som ”Happy animals make god science” (Poole 1997) är talande:
om djuren inte har normal fysiologi och beteende, så kan djurförsöken inte ge bra resultat.
Till refinement hör också förbättringar i djurens situation då det gäller djurhållningen
(berikning m.m.)
Det förekommer att försöksledare inte vill ändra på sådana förhållanden eftersom det innebär att man ändrar i försöksbetingelserna. Detta skulle kunna göra att resultaten inte blir
jämförbara med den publicerade forskningen. För att argumentet ska ha tyngd krävs det då
dels att just dessa försöksbetingelser är relevanta för resultaten, och dels att dessa försöksbetingelser redovisas i den publicerade forskningen.
Försöksdjurskonventionens Appendix A, liksom det nya försöksdjursdirektivets, föreskriver att djuren ska ha tillgång till lämplig, artspecifik berikning (direktivets bilaga III).
De tre R:n i konflikt
De tre R:n är inte helt möjliga att kombinera, utan kan stå i konflikt med varandra.
Om man t.ex. minskar antalet djur i försök genom att återanvända dem till andra försök,
eller om man tar det antal blodprov man behöver för statistiskt säkerställda resultat från ett
mindre antal djur som vardera får lämna många prov i stället för att fördela proven på ett
större antal djur, har man tillgodosett ’reduction’ på ’refinements’ bekostnad. I sådana val
situationer är de flesta etiskt sakkunniga bedömare eniga om att det är ’refinement’ som bör
ha prioritet (Hansen m.fl. 1999). Det är viktigare att se till det enskilda djurets lidande än till
antalet djur. – Se vidare kommentaren till djurskyddslagen ovan.
Att jämföra forskning
Vetenskapliga artiklar ger mycket sällan adekvat information om djurhållning, berikning
m.m. Om möjligt ännu mer sällan nämns vad en eventuell berikning i så fall bestått i. Detta
sista är viktigt, eftersom olika djurslag och olika stammar kan ha rätt olika attityd till olika
slag av berikning: vad som kan sysselsätta det ena djuret långa perioder i sträck förefaller helt
30
ointressant för det andra djuret.
Samtidigt är vissa typer av enkel men uppskattad berikning – bobyggnadsmaterial och rör
för smågnagare, t.ex. – i all tysthet standard på en del forskningsinstitut utan att detta särskilt
nämns i vare sig ansökningar eller redovisningar.
(Ett minimum av de informationer som bör anges då man redovisar resultaten av
djurförsök anges i ”Guidelines for specification of animals and husbandry methods when reporting the results of animal experiments” 1985. Har saknar man emellertid viktiga punkter,
som exempelvis berikning och sociala aspekter, som kan påverka mätvärdena.)
Guidelines for the specification… (1985, 106) påpekar också att resultaten från ett visst
försök med ett visst djurslag endast gäller under de förhållanden som gällde vid försöket.
Ofullständiga data begränsar, eller motverkar helt, försökets värde som jämförelsematerial. Att
man därmed kan vara tvungen att upprepa försök som redan gjorts är inte bara irriterande,
tidskrävande och dyrt. Det orsakar också att djur dödas i onödan, vilket är etiskt oacceptabelt.
Sådana ofullständigt dokumenterade försök saboterar därmed den ambition som ligger
bakom djurskyddslagens krav (19§) att djurförsök inte får vara onödiga upprepanden av redan gjorda försök, och strider därmed mot kravet på reduction.
Många publicerade studier ger inte heller fysiologiskt relevant information, som t.ex. djurens vikt. En undersökning visade att 30% av uppsatserna inte ens nämnde hur många djur
som använts, och man försummade också ibland t.o.m. att ange hur många djur som dött
under försöket, vare sig detta var avsikten eller inte. Undersökningen sammanfattar:
Den mest påfallande aspekten av dessa data är hur ofta man utelämnar information. Att man upplyser om djurens antal, kön och ursprung är rimligtvis elementära krav på all forskning som involverar djurförsök, men det är förbluffande hur ofta till och med denna information saknas eller
är oklar (Smith m.fl. 1997).
Likaså visar en genomgång av 100 publicerade uppsatser om immunologiska experiment att
inte en enda av dem nämner om djuren fått någon form av analgesi eller inte (Piersma m.fl.
1999).
Hur detta ska tolkas är oklart. Kanske beror det på att man faktiskt inte använt någon
analgesi. Detta kan i så fall bero på att man varit rädd för att analgesin skulle påverka immunsystemet. Men det är också möjligt att djuren fått något slag av smärtstillande preparat utan
att detta nämnts.
Att saken inte berörs i studierna gör dem naturligtvis vetenskapligt diskutabla, liksom det
faktum att ingen diskuterar hur organismens reaktioner på stress och smärta under försök
utan analgesi påverkar försökens validitet.
Dessutom vet vi att sådana saker som djurens immunsystem eller cancertumörers tillväxt
påverkas av hur djuren hanteras av sina vårdare och av stressfaktorer i miljön – faktorer som
inte heller brukar beröras i de vetenskapliga rapporterna.
31
”Alternativa metoder”
Uttrycket ”alternativa metoder” används i två olika betydelser på ett förvirrande och motsägande sätt. Detta gäller inte bara i den allmänna debatten, utan även i regelverket och i statliga utredningar.
Den naturliga och ursprungliga innebörden av uttrycket är ”djurfria metoder”. Men sedan
över en generation har uttrycket vanligen en vidare innebörd.
Vi har sett att Russell och Burch i sin epokgörande The principles of humane experimental technique 1959 använde termerna ”reduction alternatives”, ”refinement alternatives” och
”replacement alternatives”, att Bolognadeklarationen anammade denna terminologi, och att
Europakommissionen i sin tur anammade Bolognadeklarationen i dess helhet.
Men begreppet ’alternativ’ har dissekerats djupare än så. En utredning inom EU:s Quality
of Life programme (5th Framework Programme of RTD) [European Research and Development] <http://www.inemm.cnr.it/animalsee/index.html> konstaterade i sin ”final report and
recommendations” Alternative methods in animal experimetation: evaluating scientific, ehical
and social issues in the 3Rs context att det är mångtydigt på ett svårhanterligt sätt. Frånsett att
det ibland står för ”djurfria alternativ” kan det, exempelvis, tolkas som (1) ett alternativ till
ett visst, specifikt djurförsök; (2) alternativ till en viss metod, ett visst genomförande eller omständigheter i samband med djurförsök, och (3) en alternativ strategi eller infallsvinkel (approach) till de vetenskapliga eller tekniska frågor som ligger bakom försökets tillkomst.
Utredningen föreslår därför att man i klarhetens intresse inte bara ska tala om ’alternativ’,
utan om ’ersättningsalternativ’, och att helst specifiera vad man menar så precist som möjligt.
Man föreslår att definiera ’alternativ’ som varje sätt att genomföra ett djurförsök som avser
- att ersätta ett försök som skulle kunna komma i konflikt med djurens intressen,
- att minska det antal djur som används, eller
- att modifiera försöket så att djurens välbefinnande både under själva försöket och i samband
med detta blir så väl tillgodosett som möjligt:
An alternative to an animal experiment is any procedure – i.e., any method or technique, proposal
or approach – that is meant to replace a particular science-based procedure that may harm the interests of animals, to reduce the numbers of animals required, or to refine the procedure in such a
way that the welfare of the animals in the procedure itself or in its context, is optimised.
Definitionen av ’alternativ’ som en tillämpning av 3R-principen antogs tidigt av Centrala
försöksdjursnämnden ”liksom av flertalet liknande utländska organisationer” (Thelestam
1985). I dag använder både forskningsinstitutioner och officiella publikationer normalt ordet
med denna innebörd (Walum 1995). Det finns emellertid undantag. Exempelvis använder
forskningsstiftelsen Forska Utan Djurförsök <www.forskautandjurforsok.se> konsekvent ordet enbart med syfte på projekt som ersätter djurförsök; detta i linje med stiftelsens syfte, som
är att stödja just sådana projekt.
Man måste också vara uppmärksam på att även i statliga utredningar m.m. kan terminologin någon gång vackla så att ordet ibland kan syfta på att ersätta djurförsök, ibland på de
tre R:n.
Walum (1995) har emellertid problem med att ’alternativ’ kopplas till de tre R:n. Han
menar att ”den redovisade, och allmänt accepterade, definitionen av alternativa meoder är att
den låser fast diskussionen vid redan exiserande djurbaserad metodik och därmed kan utgöra
ett hinder för prospektiv utveckling av alternativ”. Hans tanke är att i de fall där det i dag inte
finns några etablerade djurmodeller finns det naturligtvis inte heller några alternativ till dessa
32
icke-existerande modeller – ’alternativ’ kräver ju, logiskt sett, att det finns något som man
ska ha alternativ till. Att låsa sig vid 3R-definitionen skulle därmed på något sätt riskera att
hämma utvecklingen av djurfria forskningsmetoder, eftersom man mentalt p.g.a. alternativ
begreppet alltid utgår från djurmodeller som den självklara utgångspunkten.
Walums farhågor har också av någon anledning, utan att diskuteras närmare, citerats i
den statliga utredningen Djurförsök (SOU 1998:75), s.86.
Men denna oro är säkerligen obefogad och bygger mest på en konstig lek med ord. ’Alternativ’ är visserligen ett relativt begrepp, men ’in vitro’ är ett absolut. Den forskare som har
en idé om hur hon skulle kunna bidra till lösningen av ett problem med bestämning av genotoxicitet med hjälp av sofistikerade analyser av kromosomförändringar hos vanlig gul lök som
under kontrollerade betingelser utsatts för olika slag av giftpåverkan – för att ta ett exempel ur
verkligheten (för en enkel sammanfattning se Fiskesjö 1996) – hämmas knappast av diskussioner om hur ordet ’alternativ’ ska tolkas.
Att ordet ’alternativ’ i 3R-betydelse förefaller intuitivt ologiskt är en annan sak. Att
man anser att man använder så få djur som möjligt eller utför ett försök på ett enligt egen
bedömning så skonsamt sätt som möjligt innebär alltså att man använder ”alternativa metoder”. För att ta en jämförelse: med samma resonemang skulle alternativet till att köra bil inte
vara att man t.ex. cyklar eller tar tåget, utan att man kör bil lite långsammare.
Detta nyspråk är emellertid så etablerat att det i allmänna sammanhang knappast längre
går att använda ”alternativa metoder” i betydelsen ”djurfria metoder” utan kommenterar. Det
är därför säkrast att, som EU-rapporten rekommenderar, skriva/säga vad man menar på ett
otvetydigt sätt.
Forskningen och ansökningarna
De allra flesta ansökningar nämnderna behandlar gäller medicinsk forskning. Det är också
de ansökningarna som är de mest kontroversiella, eftersom djuren i många fall måste utstå
plågsamma försök.
Bakom en ansökan står normalt inte en ensam forskare, utan ett helt forskarlag. Dessa har
under lång tid planerat det projekt som nu ska genomföras.
Projekten kan vara av mycket olika slag, som man märker så snart man bläddrar igenom
en bunt ansökningar. Det kan vara allt från en väl intrimmad grupp av erfarna vetenskapsmän som arbetar med några centrala medicinska problem till några unga ambitiösa forskare som kanske i första hand är ute efter att få ytterligare en uppsats publicerad i en vetenskaplig tidskrift för att meritera sig för en hägrande docentur.
Gemensamt för alla är att forskningen kostar pengar. Finansieringen kan vara av olika
slag. Läkemedelsbolagen får huvudsakligen bekosta sin forskning själv, medan universitetsforskarna – deras institutioner har oftast ganska dåligt med pengar – söker anslag från olika
fonder. Den viktigaste bidragsgivaren är Vetenskapsrådet.
Man sänder därför in en omfångsrik ansökan (i en mängd exemplar) till Vetenskapsrådet,
där det planerade projektet beskrivs i detalj.
Vetenskapsrådet granskar alla ansökningar ur vetenskaplig synpunkt. Ansökan behöver
vid den tidpunkten inte vara godkänd av en djurförsöksetisk nämnd, men pengarna betalas
33
inte ut förrän nämnden gett sitt godkännande.
Projektet kanske sedan löper på åtskilliga år, men den djurförsöksetiska nämndens tillstånd vara bara i tre (DF 48§). När den perioden börjar närma sig sitt slut gäller det alltså att
komma in med en fortsättningsansökan.
Om det gällande tillståndet att göra djurförsök inom projektet går ut och nämnden inte
hunnit besluta om den nya ansökan, måste försöken avbrytas om man inte vill begå lagbrott.
Att göra djurförsök utan nämndens välsignelse är inte tillåtet.
Djurförsöken i Sverige
En grov sortering av djurförsöken efter deras ändamål (2004) ger följande bild:
Nämnderna och prövningen
Innan man får göra ett djurförsök måste det ha godkänts av en djurförsöksetisk nämnd (DL
21§). Bestämmelserna om de djurförsöksetiska nämnderna och deras arbete finns i djurskydds
förordningen 41–49§ och i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om den etiska prövningen
av användningen av djur för vetenskapliga ändamål m.m. (L 28).
De djurförsöksetiska nämnderna
Hur de djurförsöksetiska nämnderna är sammansatta och arbetar beskrivs i djurskyddsförordningen, §§41–49.
Landet har i princip sju djurförsöksetiska nämnder med sekretariat i tingsrätten i områdets centralort. De finns i Umeå, Uppsala, Stockholm, Linköping, Göteborg och Lund.
I praktiken finns det fler. I Stockholm finns det, på grund av arbetsbelastningen från bl.a.
Karolinska institutet i norr och AstraZeneca i söder, tre stycken: Stockholm N avd. 1 och 2
och Stockholm S. Även Göteborgsnämnden har delats i två avdelningar.
En nämnd består av högst 14 personer. Dessa är:
♦
♦
♦
Ordförande och vice ordförande.Dessa bör vara jurister och opartiska i förhållande
till grupperna forskare/djurförsökspersonal och lekmän. Båda får inte samtidigt
delta i besluten.
Forskare och försöksdjurspersonal, sammanlagt 6 personer.
Lekmän, sammanlagt 6 personer. Av dessa har två nominerats av djurskyddsorgani
sationer och fyra av politiska partier.
Ledamöterna i nämnden har personliga suppleanter.
Vilka som dessutom har rätt att närvara vid sammanträdet behandlas i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om den etiska prövningen (L 28), 13§ (se under rubriken Plenarsammanträdet nedan).
En ansökan om etisk prövning av djurförsök ställs till tingsrätten i det område där den
huvudsakliga delen av forskningen skall bedrivas. Ansökan görs på en blankett, som kan lad34
das ner från Jordbruksverkets webbplats. På tingsrätten diarieförs ansökan, och blir därmed
allmän och offentlig handling om inte den sökande har begärt sekretess. Detta gör man med
ett kryss i en ruta på blanketten.
Antalet prövade ansökningar 2008
Prövade ansökningar
1.882
Godkända ansökningar
1.386
73,6 %
Ansökningar godkända med villkor47625,3 %
Avslagna ansökningar20
1%
Ansökningar med reservationer
197
10,5 %
Ansökningar med genmodifierade djur
677
Den djurförsöksetiska prövningen
Grundforskning41 %
Läkemedelsutveckling
18 %
Testning3%
Produkt- och kvalitetskontroll
1%
Undervisning
1%
Övrigt36 %
Och de som utför dem är:
Universitet, högskolor, landsting43 %
Läkemedelsindustrin
18 %
Övriga företag och myndigheter39 %
(varav ca 37 % fisk)
Den medicinska forskningens fördelning på olika kategorier:
Cancer
12%
Nervsystemets sjukdomar21%
Hjärt- och kärlsjukdomar
14 %
Övriga sjukdomar (hos människa)49%
Veterinärmedicin2 %
Huvudparagrafen för den etiska prövningen finns i djurskyddslagen. Den lyder:
21§ Vid prövningen av ett ärende skall nämnden väga försökets betydelse mot lidandet för djuret.
Nämnden får bifalla en ansökan om djurförsök endast om om en sådan användning kan anses
35
angelägen från allmän synpunkt och förutsättningarna i 19§ 1–3 är uppfyllda.
(Förutsättningarna enligt djurskyddslagens 19§ 1–3 är försöket inte kan ersättas med djurfria
metoder, att man använder så få djur som möjligt, och att djuren inte inte utsätts för större
lidande är som är absolut nödvändigt.)
Det är alltså försökets betydelse ur allmän synpunkt och djurets lidande som ska bedömas, ingenting annat. Carl Wilhelm Nisser, som tidigare bl.a. varit chefsjurist på Lantbruksstyrelsen,
uttrycker detta klart:
Prövningen i de djurförsöksetiska nämnderna är inte av teknisk eller ekonomisk art utan en etisk
prövning, dvs en prövning där djurskyddet sätts i centrum. I 49§ DF anges vilka omständigheter
som de djurförsöksetiska nämnderna skall ta hänsyn till vid sin bedömning: å ena sidan försökets
betydelse och å andra sidan lidandet för djuret.
(Nisser 1992, 93 f.)
(Den vägning i djurskyddsförordningens 49§ som Nisser syftar på har från 1 april 2006 införts i djurskyddslagens 21§.)
Att vilja spara pengar på djurskyddets bekostnad är således inte acceptabelt.
Det kan förekomma att en försöksledare anser att en viss åtgärd eller metod, som är nödvändig för att försöket ska kunna genomföras på ett ur lagens (DL 19§) synpunkt acceptabelt
(d.v.s. skonsammare) sätt, inte kan användas eftersom den medför överraskande extrautgifter.
Ett sådant argument kan alltså inte godtas av nämnden, eftersom det enbart tyder på dålig
förberedelse och budgetering av projektet. Hade forskningen varit genomtänkt även ur etisk
synpunkt hade sådana utgifter funnits med i bilden från början lika väl som alla andra kostnader för utrustning, personal, lokaler m.m.
Hur prövningen ska gå till i praktiken – beredningsgrupper, plenarsammanträden, kallelse av
forskare, själva prövningen o.s.v. – beskrivs framför allt i Djurskyddsmyndighetens kungörelse
med föreskrifter och allmänna råd om den etiska prövningen av användningen av djur för
vetenskapliga ändamål m.m. (Saknr L 28).
Beredningsgrupperna och den första bedömningen
Nämnden är uppdelad i ett antal beredningsgrupper, som bör bestå av både forskare/försöksdjurspersonal och lekmän:
Djurskyddsmyndighetens kungörelse med föreskrifter och allmänna råd om den etiska prövningen
av användningen av djur för vetenskapliga ändamål m.m. Saknr L 28
9 § Beredning av ansökningsärenden inför nämndens sammanträden görs i en eller flera av
nämnden tillsatta arbetsgrupper. Vid sammansättningen av en sådan arbetsgrupp skall eftersträvas
att lekmän och forskare/försöksdjurspersonal blir till lika antal representerade. Endast om särskilda
skäl lägger hinder i vägen får annan sammansättning beslutas. Dock bör alltid minst en lekman och
minst en forskare/försöksdjurspersonal ingå i arbetsgruppen.
Inför varje sammanträde i nämnden (s.k. plenarsammanträde) fördelar en sekreterare på
tingsrätten ansökningarna på de olika beredningsgrupperna, som går igenom ansökningarna
och vid ett beredningsgruppsammanträde (eller kanske bara per telefon eller mail) har kontakt med forskaren för att ställa frågor med anledning av ev. oklara punkter i ansökan.
36
Grundregeln enligt Djurskyddsmyndighetens föreskrifter är:
10 § Om det inte är obehövligt från utredningssynpunkt, skall en försöksledare kallas till beredningen för att personligen eller genom företrädare svara på frågor och lämna kompletterande muntliga
uppgifter. Erfordras särskild sakkunskap vid beredningen kan även annan person, t.ex. en veterinär,
höras skriftligen eller muntligen.
Kommentaren betonar värdet av att försöksledaren (eller en representant för denne) personligen träffar beredningsgruppen.
”Obehövligt” blir det om ansökan gäller t.ex. vissa enkla beteendeförsök eller akutförsök,
eftersom man då kan nöja sig med kontakt per telefon eller brev (e-post).
Vid kontakten med försöksledaren kan gruppen föreslå ändringar eller kompletteringar av
ansökan på olika punkter. All extrainformation som försöksledaren (eller hans representant)
bidrar med och som kan ha betydelse för ärendet ska föras in på blanketten i rutan ”Kompletterande uppgifter till ansökan”. Är försöksledaren själv närvarande vid prövningen och gör
ändringar eller kompletteringar ska dessa ändringar signeras av honom.
(Enligt DF 48§ ska de djurförsöksetiska nämnderna ”biträda dem som leder djurförsöken
med råd”. Detta krav är egentligen en tillämpning av den generella bestämmelsen i förvaltningslagens 4§: ”Varje myndighet skall lämna upplysningar, vägledning, råd och annan sådan
hjälp till enskilda i frågor som rör myndighetens verksamhetsområde.” En viktig del av denna
rådgivning äger rum vid kontakten mellan beredningsgrupp och försöksledare.)
Beredningsgruppen lämnar ett förslag till hur nämnden bör ställa sig till ansökan, t.ex. att
den godkänns eller avslås eller förenas med villkor. Beslutet skrivs på blanketten.
Man kan också avstå från att lämna något förslag och i stället föreslå att försöksledaren
kallas till nämndens plenarsammaträde, eftersom man anser att den djurförsöksetiska nämnden i dess helhet bör få tillfälle att träffa försöksledaren för att ställa frågor om försöket.
Andra möjligheter är att gruppen bordlägger ärendet för att försöksledaren ska få tillfälle
att komma med kompletteringar, eller att man förklarar att ansökan inte är acceptabel i
nuvarande skick och rekommenderar den sökande att dra tillbaka ansökan och gå hem och
skriva om alltihop, eller kanske t.o.m. dela upp en omfattande ansökan i flera separata. Det är
nämligen inte ovanligt att den sökande beskriver ett helt forskningsprojekt i sin ansökan, fast
detta egentligen består av flera olika djurförsök som bör redovisas i separata ansökningar. Det
är då oftast omöjligt att bedöma vad varje enskilt djur utsätts för, eftersom många av de uppgifter som lämnas i ansökan bara gäller en del av de djur ansökan omfattar, oklart vilka och
hur många.
Som enskild ledamot behöver man inte ta ställning vid beredningsgruppens sammanträde. Är
man osäker kan man avstå, till skillnad från vid nämndsammanträdet. Har det t.ex. kommit
fram uppgifter under beredningen som sätter det som står i ansökan i ett nytt ljus och som
man kanske vill undersöka närmare kan man alltså låta bli att stödja ett ev. beslut i beredningsgruppen. För att dokumentera att man deltagit i beredningen kan man t.ex. skriva ”Avvaktar” intill sitt namn.
Om man skriver under ett visst beslut och sedan ändrar sig under tiden fram till
nämndsammanträdet är man av samma skäl inte juridiskt bunden av sitt ställningstagande i
beredningsgruppen. Det förekommer t.o.m. att beredningsgruppen i dess helhet ändrar uppfattning om ett ärende under nämndsammanträdet på grundval av synpunkter eller fakta
som kommer fram då. Men ansökan bör förstås vara så väl beredd av gruppen att sådana fall
37
blir sällsynta.
Plenarsammanträdet
Vid plenarsammanträdet går nämnden igenom alla ansökningarna och tar ställning till om
de ska godkännas eller avslås. Förvaltningslagens 18§ beskriver hur detta ska gå till: Kan inte
nämnden enas, lägger ordföranden fram de olika förslagen till beslut på ett sådant sätt att de
kan besvaras med ja eller nej. Sedan avgör han vilket som fått flest röster, såvida ingen begär
omröstning. Denna ska i så fall göras öppet.
Nämnden är beslutsför när minst tre från vardera av de båda kategorierna forskare/
försöksdjurspersonal och lekmän är närvarande (förutom ordföranden). Även om fler än dessa
sex är närvarande får inte fler delta i beslutet än att det är lika många från de båda kategorierna som röstar (DM:s föreskrifter om den etiska prövningen… L 28, 14§). Enkel majoritet
gäller, och ordföranden har utslagsröst.
Förvaltningslagens 18§ föreskriver också:
I ärenden som avser myndighetsutövning mot någon enskild är varje ledamot som deltar i den slutliga handläggningen skyldig att delta även i avgörandet.
I nämnden är man därmed (till skillnad från i beredningsgruppen) skyldig att rösta. Här har
man ingen rätt att stå över eller lägga ner sin röst, utan man måste ta ställning.
Nämnden kan också bordlägga ärendet eller återförvisa det till beredningsgruppen för
förnyad utredning. Den kan också besluta att kalla sökanden till plenarsammanträde så hela
nämnden får tillfälle att ställa frågor.
Vill man inte acceptera nämndens beslut kan man reservera sig, vilket då antecknas i protokollet (man har ”avvikande mening”). Detta innebär att man inte är ansvarig för beslutet
(som ju t.o.m. kan vara felaktigt eller olagligt). Man måste säga till att man reserverar sig innan sammanträdet avslutas.
Att man reserverar sig innebär inte att man är tvungen att lämna in en särskild skrivelse
om saken, men om man vill kan man motivera sin kritik mot beslutet i en skriftlig inlaga. I
de flesta fall är detta naturligtvis lämpligt, så att de som i framtiden läser protokollen kan se
vad i beslutet man vände sig mot.
En sådan skriftlig reservation bör enligt praxis lämnas in senast en vecka efter sammanträdet. Man kan också välja att ansluta sig till majoritetens ståndpunkt, men lämna in ett särskilt
yttrande med synpunkter på ärendet. Se vidare i kapitel 9.
Utomstående har ingen rätt att närvara vid nämndens sammanträden. Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om den etiska prövningen (L 28), 13§, nämner vilka som har denna rätt: representanter för länsstyrelsen och för den lokala nämnd som fullgör uppgifter inom miljö- och
hälsoskyddsområdet, ansvariga föreståndare och rådgivande veterinärer.
Om nämnden vill låta andra personer närvara är det nämnden själv som bestämmer detta.
”Paragraf 16-ärenden”
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om den etiska prövningen av användningen av djur för
vetenskapliga ändamål m.m. (L 28):
16 § En djurförsöksetisk nämnd skall till Djurskyddsmyndigheten anmäla beslut som gäller 1.
djurförsök där djur kommer eller löper risken att utsättas för svårt lidande som blir långvarigt, eller
2. djurförsök som är av principiell betydelse från etisk synpunkt.
38
Denna paragraf tillämpas mycket sällan, vilket man ofta brukar beklaga. Nämnderna bör
alltså anmäla sådana ärenden oftare. Kommentaren påpekar och exemplifierar att svårt lidande inte behöver vara fysiskt, utan också kan bero på rent psykiska och sociala faktorer.
Representanter för den centrala myndigheten (SJV) menar att paragrafen inte omfattar t.ex. alla djurförsök av den högsta svårighetsgraden. I dessa behöver ju inte lidandet vara
långvarigt, och försöket i sig behöver inte vara av principiell betydelse ur etisk synpunkt.
Enligt Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om djurförsök m.m. (DFS
2004:4, L 55), 2 kap, 7 §, ska ett bedövat försöksdjur som kan få mer än obetydlig smärta
i samband med att bedövningen upphör avlivas, om inte den djurförsöksetiska nämnden
beslutat om undantag. Sådana undantag är dock inte möjliga om djuret utsätts för ”svår
smärta, svår ångest eller annat svårt lidande”. I dessa fall ska djuren alltså avlivas.
16 § i L 28 (ursprungligen från 1988) förutsätter emellertid att djur kan utsättas för
”svårt lidande” som dessutom kan bli långvarigt.
Enda möjligheten att förena dessa två formuleringar är om förbudet mot svår smärta etc
i L 55 inte gäller i de fall då djuret överhuvud taget aldrig varit bedövat, vilket strängt taget
också är vad paragrafen indirekt säger. Det är därmed bara i dessa fall som en § 16-anmälan
kan bli aktuell. Några fall med svårt lidande – vare sig lång- eller kortvarigt – ska det alltså
överhuvudtaget inte finnas att anmäla om djuret varit bedövat.
Som nämnts ovan på tal om den svenska djurskyddslagen kontrasterar detta mot de danska lagbestämmelserna. Enligt den danska lagen får djur inte under några omständigheter
uppleva ”stark smärta, annat intensivt lidande eller intensiv ångest”.
Överklagande
Den som fått avslag på sin ansökan kan inom tre veckor överklaga hos länsrätten. Överklagan
ska vara skriftlig och skickas till den djurförsöksetiska nämnden.
Möjligheten för den sökande att överklaga ett avslag infördes 1998. Det första ärendet gällde ett beslut i
Malmö/Lundnämnden, som nyligen hade ändrat sin praxis och inte längre accepterade att en forskare ville
använda eter som sövningsmedel. Nämnden motiverade sitt beslut med att etersövning var onödigt plågsamt
och att det fanns skonsammare alternativ. Sedan länsrätten inhämtat yttranden från nämnden och CFN
fastställde den nämndens avslag. Forskaren valde då att inte överklaga hos högre instans.
Enligt ett förslag av 2006 års djurförsöksetiska utredning, Etiskt godkännande av djurförsök
– nya former för överprövning (SOU 2007:57; <http://www.regeringen.se/sb/d/108/
a/86953>), skall den som fått avslag på sin ansökan kunna överklaga till en särskild, central överprövningsnämnd i stället för som nu hos respektive länsrätt. Denna ska bestå av
en ordförande med domarerfarenhet, fyra ledamöter med vetenskaplig kompetens och två
lekmän. Utredningen föreslår att Vetenskapsrådet och Formas (Forskningsrådet för miljö,
areella näringar och samhällsbyggande) ska föreslå de vetenskapliga ledamöterna, och att veterinärmedicin i kombination med försöksdjursvetenskap alltid ska vara representerade. Av
lekmännen ska den ena företräda djurskyddsintressen, och den andra kan komma från någon
humanitär organisation som Röda Korset eller Rädda Barnen. Till skillnad från lekmannakategorin i de djurförsöksetiska nämnderna bör de däremot inte representera politiska partier,
eftersom man i så fall skulle kunna ifrågasätta deras oberoende. Om etisk kompetens ska
vara representerad berörs inte av utredningen. Nämnden föreslås vara beslutsför om tre av de
vetenskapliga ledamöterna och en lekman är närvarande.
39
40
2 . Djur och djurslag
2
Djur och djurslag
Olika slags laboratoriedjur
Varje djurslag kan delas in i två huvudkategorier: de som är genetiskt definierade och de som
inte är det.
De genetiskt definierade djuren är oftast så hårt standardiserade att de har särskilda
beteckningar (t.ex. ”BALB/c-möss”). Det finns två avsikter med detta:
Dels vill man minska variationen inom gruppen så mycket som möjligt. Därmed minskar risken att resultatet av ett försök påverkas av faktorer som man inte känner till. En annan
fördel är att man kan använda mindre mängd djur i försöket för att få statistiskt signifikanta
resultat.
Dels vill man ha djur som har speciella egenskaper, t.ex. saknar immunsystem. Om t.ex.
ett djur genom en mutation råkat få (eller mista) en viss egenskap, har man försökt få fram en
stam av likande djur genom inavel med startpunkt i det muterade djuret. Många mus- och
råttstammar bland försöksdjuren har uppkommit på detta sätt.
Den första av dessa två punkter är något av en dogm inom forskningen. Det hindrar inte att den har
ifrågasatts.
Flera forskare har påpekat att en långt driven standardisering innebär att forskningsresultat endast är
giltiga under de exakta förhållanden som rådde under försöket. I diskussionen om ”The standardization
fallacy” har man hävdat dels att problemen med att generalisera utifrån försöksresultat som nåtts under
vissa betingelser är relativt små, dels att det vore orealistiskt att kräva kontroll över alla bakgrundsvariabler. (För exempel på en förteckning över parametrar som alla helst borde vara kontrollerade bakgrundsvariabler, se den tabell som publicerats av Mutant Mice Behavior (MMB) network på deras websajt
<http://www.medizin.uni-koeln.de/mmb-network/List%20of%20parameters.htm>.
Mot detta har andra svarat att den första invändningen är felaktig, och att den andra är irrelevant;
man kan inte ursäkta brist på vetenskaplig precision med ekonomiska argument. Se vidare t.ex. Würbel
2002.
Genetiskt definierade djur kan framställas genom avel eller genom genetisk modifiering.
Det finns flera typer av avel. Många av de möss och råttor som används i försök kommer från standardiserade stammar som framställt genom inavel, d.v.s. genom att man parat
syskon med varandra för att få fram homozygoter. Man räknar med att efter 20 generationers
inavel är djuren genetiskt homogena till 98%, och de betecknas då som en inavlad stam, men
många av de vanliga försöksdjuren har inavlats i mer än 200 generationer. De allra flesta inavlade stammar är möss och råttor, men det finns också en del inavlade marsvin och hamstrar.
41
Inavlade stammar är, generellt sett, ”svaga” djur utan särskilt stor motståndskraft mot påfrestningar, vare sig det är sjukdomar eller miljöförändringar.
Sedan början av 1950-talet finns det ett standardiserat beteckningssystem för inavlade
djur. Det består av två till fyra versaler följt av ett snedstreck och högst tre bokstäver (som anger producenten).
Om man parar djur från två inavlade stammar får man s.k. F1-hybrider, som är heterozygota på alla de punkter där de båda föräldrarnas anlag skiljer sig. Å andra sidan kan man med
speciella avelstekniker få fram stammar som bara skiljer sig från ursprungsstammen med en
enda gen. F1-hybrider är betydligt robustare än inavlade djur.
Med utavlade djur menar man ungar efter föräldrar som är mindre besläktade med varandra än det genomsnittliga släktskapet i en population.
En specialkategori av genetiskt definierade djur är de som är genetiskt modifierade, d.v.s. de
transgena. Här går ännu längre i standardisering genom att försöka skräddarsy djur med alldeles speciella egenskaper. Man kan skapa ”knockouter” (knock out-djur är djur där en eller
flera gener är borta eller utslagna) för att t.ex. undersöka vilken funktion en viss gen har i
ett visst sammanhang; om den motverkar effekten av ett visst preparat, t.ex. Man kan också
tillverka djur som ur vissa synpunkter har mänskliga egenskaper, t.ex. en gris vars organ man
kan transplantera till en människa utan att det mänskliga immunsystemet reagerar.
Det finns en mängd väldefinierade transgena djur – mest möss, men även många råttor
– som kan köpas via katalog från företag i olika länder. Till de största leverantörerna hör Jackson Laboratories, Inc., Harlan och Taconic.
Många framställer djur med de speciella egenskaper man vill ha på det egna laboratoriet. Tekniska problem gör dock att resultatet ofta inte blir det väntade. Ansökningar om
framställning av transgena djur måste därför prövas noga av nämnden.
En introduktion till genetiska grundbegrepp och problem i samband med genetiskt modifierade djur finns i kapitel 8. Några av de viktigare databaserna över genmodifierade laboratoriedjur nämns i diskussionen om ansökningsblankettens fråga efter djurart, ras och stam i
kapitel 9.
Djur som inte är genetiskt definierade kan vara av olika slag. De kan vara resultatet av att
man låtit djuren föröka sig slumpvis (vilket kanske resulterar i att några blir inmavlade, andra
inte). För andra ändamål har man kanske påverkat fortplantningen för att helt undvika inavel.
En speciell kategori är s.k. wild-type. De förutsätts vara likartade sina vilda stamfränder,
och kan därmed variera mycket ur genetisk synpunkt.
Beteckningar på genetiskt definierade djur
De djur som används i försök har normalt en beteckning som anger djurslag, stam och vilken
underkategori de tillhör (t.ex. modifierade vid ett visst laboratorium eller företag). ”C57BL/
6J”, till exempel, visar att det handlar om musstammen ”C 57 black” i en version som tagits
fram vid Jackson Laboratory (vid sidan av åtskilliga andra varianter av C57BL).
Med hjälp av dessa beteckningar kan man hitta den speciella djurtyp det är fråga om i de
olika databaserna över genetiskt definierade djur (vare sig de är transgena eller framavlade).
Där kan man sedan få en beskrivning av fenotypens egenskaper.
42
I ansökningsblanketten för etisk prövning av djurförsök frågar p. 5 efter djurart, ras, stam
och djurens karakteristika. Här bör försöksledaren ange sådana exakt beteckning på de djur
som ska användas i försöket så att nämnden, liksom beträffande p. 4, dokumentationskrav,
har möjlighet att själv gå till källorna och ta del av informationen där.
En mus är inte bara en mus, och en kanin inte bara en kanin
Även om vi håller oss till smågnagarna, som ju är de allra vanligaste djuren i laboratorierna,
finns det naturligtvis stora skillnader mellan djurslagen. En råtta, t.ex., är inte bara en tio
gånger så stor mus. Möss är t.ex. känsligare för hantering och ändringar i ljus, ljud och vibration än råttor, deras sociala relationer är annorlunda, o.s.v. (Tabata m.fl. 1998). Att blodsockernivåer varierar mycket mer hos möss än hos råttor som resultat av samma behandling torde
också tyda på att möss är mer lättstressade än råttor.
Också de olika djurstammarna kan skilja sig en hel del från varandra. Då man t.ex. jämförde ett par olika kaninstammar med varandra under olika levnadsomständigheter (Held
m.fl. 1994) – man satte dem i burar med olika slag av berikning – var den stam som kallas
”Dutch x Californian” (”D x C”) mycket aggressivare och mer aktiva än de stillsammare och
mer sociala ”New Zealand White” (”NZW”). (Det är alltså naturligt att NZW är mycket
vanligare som försöksdjur än D x C.) Liknande gäller förstås också andra djur. T.o.m. inälvornas placering kan tendera att skilja sig mellan olika stammar (se under Intraperitoneal injektion i kap. 5).
Det är därför farligt med generaliseringar av typen ”möss stressar ihjäl sig om man ger
dem ett springhjul” eller ”det enda viktiga för en råtta är att den har kompisar”, eftersom dessa egenskaper kan variera mellan olika stammar. Man bör alltså inte säga att ”en mus” beter
sig på ett visst sätt, utan man måste precisera vilket slags mus det gäller: stam, kön, ålder.
Men inte ens det räcker. Det har visat sig att även relationen mellan djuret och laboratoriemiljön spelar i. Då man gjorde samma vanliga beteendetester på åtta olika musstammar
vid tre olika laboratorier bekräftades visserligen i stort sett de skillnader i beteende mellan
stammarna som orsakades av deras skiftande genetiska bakgrund. Men man såg också skillnader i mätresultaten som varierade systematiskt med laboratorierna, trots att man gjort stora
ansträngningar att hålla alla övriga bakgrundsvariabler konstanta. Författarna konstaterat exempelvis att när det gäller knockoutdjur kan man inte utan vidare förutsätta att beteendeskillnader orsakats av den genetiska förändringen, eftersom även laboratoriemiljön spelar in
som en viktig med förbisedd faktor. Exakt samma test på samma slags djur gav olika utslag
beroende på om man gjorde det i t.ex. Albany, New York eller i Portland, Oregon. (Crabbe
m.fl. 1999)
I presentationen av djurslag nedan är värden från basdata för olika djur ungefärliga, eftersom
de påverkas av många faktorer. Det kan finnas skillnader mellan olika stammar, vilket gör att
olika författare ger olika medelvärden för samma parameter (exempel: Moore 1995 anger att
en råtta har 57,5–69,9 ml/kg blod, medan Wolfensohn och Lloyd 1999 säger 54–70; kaniners vikt kan variera från 1 kg för holländsk dvärgkanin till 6 kg för Nya Zeeland vit); vissa
värden ändras kontinuerligt (viktökningen för en råtta, till skillnad från en mus, är påtaglig
hela det första året). Vattenintag varierar med temperatur, födans vatteninnehåll, o.s.v.
43
Möss
Vikt
Hanmus 25–40 g
Honmus 20–40 g
Nyfödd 0,5–1,5 g
Vikt vid avvänjning 10 g
Längd ca 12–15 cm
(varav svansen ca hälften)
Livslängd 1–2 år
Avvänjning 21(–28) dagar
Dräktighet 19 (18–21) dagar
Kroppstemperatur 36,5–38,0°
Puls 300–800 slag/min
Vattenintag 15 ml/100g/dag
Födointag 15 g/100 g/dag
Antal ungar i kullen 6–12
(Baumans 1999)
De möss som används i laboratorierna (mus domesticus domesticus) härstammar från den
vanliga husmusen (mus musculus). De är allätare, nattaktiva. Klättrar utmärkt; dessutom
duktiga på att hoppa och gräva. De har snabb ämnesomsättning och är därför känsliga för
låga temperaturer och svält. Att de snabbt är uppe och äter efter t.ex. en operation som ett
livsvillkor för överlevnad är därmed inget tecken på att de mår bra. De har utmärkt luktsinne
och hörsel och kommunicerar med ljud som ligger långt över människans hörförmåga (s.k.
ultraljud).
Möss är mycket sociala djur som lever i fasta, hierarkiska sociala system. De bör därför
helst få möjlighet att leva i liknande grupper med gott om utrymme; ensamhållning är påfrestande och förkastligt. I naturligt tillstånd bor möss i hålor i jorden vilket ger dem skydd från
deras naturliga fiender och samtidigt kontroll över omgivningen.
Här finns det emellertid skillnader mellan olika slags möss. Det gäller exempelvis två
mycket vanliga musstammar i laboratorierna: BALB-möss tycks vara mer anpassade till ett
liv på markytan och är därför inte så benägna att gräva gångar, till skillnad från C57BL som
gräver invecklade system av gångar om de får möjlighet (Augustsson 2004, 38). Då vanliga
laboratoriemöss placerats i burar som gett dem möjlighet att gräva på samma sätt som i naturen, har de byggt komplicerade gångsystem som överensstämt med dem som grävts av vilda
möss (Adams & Boice 1981). Augustsson (2004) såg att beteende och reaktioner vilda möss
och laboratoriemöss som avlats fram sedan länge var påtagligt lika.
Likheterna tyder på att mycket av det naturliga reaktionsmönstret finns kvar även hos
domesticerade laboratoriemöss som avlats i fångenskap under lång tid. Med avseende på de
beteenden som undersökts i denna avhandling finns inte mycket som talar för att de laboratoriemusstammar som undersökts skulle avvika på ett sätt som gör att de har lättare, jämfört
med vild husmus, att anpassa sig till den inhysningsmiljö som idag erbjuds. (Augustsson
2004, 49) Men vilken berikning som passar bäst beror alltså bl.a. på vilket slags möss det
gäller. Som en klassisk uppsats i ämnet konstaterar: ”A mouse is not just a mouse”.
Man har avlat fram över 1000 olika genetiskt definierade
musstammar som används inom olika slags djurförsök, framför
allt inom den medicinska forskningen där mössen är de i särklass
vanligaste försöksdjuren. Till de mest använda hör de ”nakna
mössen”, som saknar fungerande tymus och därmed inte producerar T-celler som normala djur. Resultatet är att de saknar
immunsystem och därmed inte har normala bortstötningsmekanismer. Därför används de för studier av allehanda sjukdomar
som har eller kan ha med immunsystemet att göra, som cancer,
Naken mus
44
Viktkurva, C57BL
Viktkurva, BALB/c
Genomsnittlig vikt hos några vanliga labbmusstammar. Även om viktkurvorna så småningom blir betydligt mer horisontella än hos råttor är det en tydlig skillnad i vikt mellan möss i olika åldrar och mellan han- och honmöss. Dessa
skillnader är naturligtvis viktiga vid bestämning av dosstorlekar vid injektioner och blodprovsuttag, varför man alltid bör
kontrollera ålder och kön för de möss som används i ett projekt. Vikten påverkas också av en rad andra faktorer: stam,
genetisk modifiering, sjukdomar som diabetes och cancer, att djuret äter normalt o.s.v.
Det förekommer ibland att försöksledare anger en avbrytningspunkt som en viss procent viktförlust i förhållande
till djurets vikt vid försökets start i stället för i förhållande till normalviktskurvan. Det är då viktigt att kunna konstatera
vad denna viktförlust innebär i praktiken. Se vidare om viktnedgång i avsnittet ”Kliniska tecken och beteenden” i kap 7,
Lidande och avlivning. (Diagram Harlan resp. Taconic.)
45
AIDS m.m. Fenotypen utmärks bl.a. av att de saknar päls; därav namnet. De nakna mössen
uppkom ursprungligen som en mutation som man sedan avlat vidare på.
Till mutanter som denna kommer alla slag av transgena och knockoutmöss. Dessa stammar kan skilja sig ganska mycket från varandra. DBA/2, Swiss, Tuck Ordinary (TO) och
C57BL/10 ( hanmöss) går ofta till anfall, medan CB/Ca och C3H/He är ganska undergivna
i sina relationer till andra möss. DBA/2 är särskilt sociala, Swiss betydligt mindre. BALB/cmöss håller sig stilla betydligt mer än de flesta andra stammar, o.s.v. De flesta möss är sociala
och reagerar negativt på att tvingas leva i isolering, men vissa stammar (som Swiss Albino
och BALB/c) påverkas snabbt av en vistelse i ensambur och börjar bli aggressiva mot sina
burkompisar redan efter att ha varit borta från dem mindre än ett dygn. Sådana reaktioner
är också åldersberoende: de är värst hos ”medelålders” möss, medan äldre inte reagerar lika
starkt. Är honmöss närvarande ökar hanmössens aggressivitet. Samtidigt är aggressivitet
mellan hanmöss ofta ”markerad” eller ”rituell” i den meningen att man i första hand biter i
motståndarens bakdel och sida, däremot inte i huvud och buk. När honmöss slåss (särskilt då
honmöss i reproduktiv ålder anfaller hanmöss) kan skadorna bli allvarligare, eftersom de just
riktar in sig på buk och huvud (Brain 1997).
Hanmöss är dock, generellt sett, aggressivare än honmöss. Detta problem försöker man ofta
komma tillrätta med genom att bara använda honmöss. Hanmössen avlivas alltså, vilket
naturligtvis är etiskt olämpligt. Ett annat sätt är att välja de musstammar som är minst aggressiva. Detta kan emellertid vara olämpligt ur forskningssynpunkt (man vill kunna jämföra
resultaten med tidigare undersökningar under så likartade förutsättningar som möjligt). En
tredje lösning är att hålla hanmössen i ensamburar, vilket orsakar ett lidande hos dessa sociala
djur som normalt betalar ett högt pris för att få leva i grupp. (Om mössen får välja föredrar
de ett stressat och ängsligt liv som underordnade i en social grupp än att leva ett lugnare liv
i ensambur.) Ur forskarens synpunkt är ensamhållningen olämplig på flera sätt: förutom att
den naturligtvis är dyr leder den till beteendemässiga och fysiologiska förändringar som kan
förvränga mätresultaten. När det gäller det olämpliga med isolering är alltså mössen och forskningen överens.
Men aggressionen är delvis ett resultat av den onormala burmiljön. Några enkla åtgärder
har visat sig kunna minska striderna radikalt:
♦ När buren rengörs ska mössen inte flyttas till en helt nyinredd bur. Detta känner numera många till: man lägger in en del av den gamla burens strö i den nya buren, så mössen
känner igen sig. Mindre känt är att det man ska flytta över inte är den vanliga golvbeläggningen, som mössen urinerar i. Den innehåller en typ av feromoner som kan bidra till att öka
aggressionen. Det man ska flytta är en del av själva bobyggnadsmaterialet. Mössen (som delar
in buren in olika funktionella avdelningar) urinerar inte i detta, utan det innehåller i stället
andra slags feromoner som dämpar aggressionen.
♦ Då man jämförde mössens beteende då de levde i grupper av olika storlek visade det
sig att grupper om tre var idealet. Då etablerades en stabil hierarki. I större grupper var det
mycket vanligare med konkurrens och strider, och i parhållning var den underordnade musen
stressad eftersom han inte hade någon annan underordnad kompis att ty sig till.
♦ Då man jämförde beteendet om buren (a) inte berikats med något slags bo eller bomaterial, (b) mössen fick tillgång till bobyggnadsmaterial och (c) de fick ett färdigt bo av något
slag (ett ”mushus”), visade det sig att aggressiviteten var störst i burar med mushus och minst
där mössen fick bobyggnadsmaterial. Det finns många studier av vilka slags färdiga mushus
46
mössen föredrar, med det blir då en omstridd resurs för de möss som har höga placeringar i
hierarkin.
Då man följde dessa rekommendationer var aggressionen mycket låg både hos BALB/cmössen och bland CD-1-möss, en stam som annars anses vara synnerligen aggressiv. Då man
mätte stressnivån så som den avspeglades i kortikosteronvärden var den påtagligt låg även hos
BALB/c-möss, som annars betraktas som en ”ängslig” musstam. (Loo m.fl. 2003; även i kortare form i Loo 2005. Båda bygger på Loos doktorsavhandling vid Utrechts universitet.)
Råttor
Vikt
Hanråtta 300–400 g
Honråtta 250–300 g
Nyfödd 4,5–6 g
Avvänjning 21 dagar
Dräktighet 20–21 dagar
Kroppstemperatur 37,5°
Puls 330–480 slag/min
Vattenintag 10–15 ml/100g/dag
Antal ungar i kullen ca 10
(Koolhaas 1999; Moore 1995)
Av de båda vanliga råttslagen, svartråttan (rattus rattus) och brunråttan (rattus norvegicus), är
det normalt brunråttan som används som husdjur och vid djurförsök; från den härleds praktiskt taget alla råttstammar som används i laboratorierna. Trots namnet finns det, p.g.a. avel,
brunråttor i olika färger. Ett sätt att skilja den från svartråttan är på svanslängden: svartråttans
svans är ca 110% av den sammanlagda längden av huvud plus kropp, medan brunråttans
svans är markant kortare, ca 80% .
Råttor är allätare, nattaktiva, bra simmare. Mycket god hörsel och luktförmåga, men ser
dåligt (ser t.ex. inte färger åt det långvågiga, alltså röda, hållet i spektrum). Brunråttan är dålig
klättrare (till skillnad från svartråttan).
För laboratoriebruk har man avlat fram en mängd olika stammar med olika egenskaper,
inklusive albinovarianter.
I vilt tillstånd lever råttor i hierarkiska grupper med fast social struktur. De är nyfikna
och intelligenta med en förbluffande förmåga till inlärning och problemlösning. Tinbergen
(1965) återger bilder som visar hur en råtta kommer åt en matskål som står två avsatser högre
upp med hjälp av en stege. Med stegen klättrar hon upp till mellan avsatsen, vilket är så långt
som stegen räcker; sedan drar hon upp stegen till denna uppsats och kan på den klättra upp
till nästa avsats när matskålen finns. Andra bildserier visar hur råttor lär sig skilja mellan olika
symboliska mönster och att övergå från höger- till vänsterhänthet.
Utförlig information om hur råttor lever i det fria finns t.ex. på http://www.ratbehavior.
org/WildRats.htm (att jämföra med djurskyddslagens krav att djuren ska kunna bete sig
naturligt).
Om råttorna får välja föredrar de under dagen (deras viloperiod) en yttertemperatur på
25–30°, alltså klart högre än den normala laboratoriemiljöns. På natten däremot bör temperaturen vara betydligt lägre, (17–25°). Är temperaturen under dagen riktigt kall (-8°) gör
de stora ansträngningar för att öka temperaturen (som trycka ned en spak för att tända en
infraröd lampa), fast de normalt är passiva undr denna tid (Manser m.fl. 1998).
47
Genomsnittslig vikt hos Dark Agouti-råttor. (Taconic)
Genomsnittslig vikt hos Sprague Dawley-råttor. (Taconic)
Genomsnittslig vikt hos Wistar-råttor (hanråttor: fyllda cirklar; honråttor: fyllda trianglar) och vilda råttor (hanråttor:
ofyllda cirklar; honråttor: ofyllda trianglar). (Diagram ur Koolhaas 1999.)
48
Marsvin
Vikt 700–1300
Nyfödd 60–100 g
Avvänjning ca 14–28 dagar
Kroppstemperatur 37,2–39,8° Puls 150–400 slag/min
Vattenintag 10–14,5 g/100 g/dag
Antal ungar i kullen ca 1–6
(North 1999)
Marsvin (Cavia porcellus) var tidigare mycket vanligare som försöksdjur än i dag, men de
används till bl.a. immuniceringsförsök (antikroppsproduktion) och astmaförsök. Eftersom de
(liksom människan, men till skillnad från t.ex. katter) inte kan syntetisera C-vitamin används
de i en del C-vitaminförsök.
Kaniner
Vikt 1–6 kg, beroende på stam
Kroppstemperatur 38,3 (37,0–39,4)°
Livslängd i laboratorier kan uppgå
Puls 222 (205–235) slag/min
till ca 4–6 år
Födointag 125–250 g/individ/dag,
Avvänjning ca 6–8 veckor
beroende på stam
(Batchelor 1999 m.fl.)
Kaniner används ofta för produktion av polyklonala antikroppar och för en del kirurgiska
försök, och det förekommer att institutioner vill hålla dem för detta ändamål tills de blir
mycket gamla. Tidigare förvarades de ofta i små ensamburar, där de inte hade plats att sträcka
ut sig i sovställning. Resultatet blev skelettskador och stereotypa beteenden (Turner m.fl.
1997). De bör om möjligt leva i grupp, eller i nödfall i par som då bor i större, hopkopplade
burar.
Kaniner som är från samma kull eller är kastrerade har mindre benägenhet att slåss, vilket
förr ibland nämndes som hinder för grupphållning. I dag finns det emellertid så mycket kunskaper och erfarenheter av grupphållning att ensamhållning bör vara uteslutet. Se t.ex. Turner
m.fl. 1997 och ”Refinements in rabbit husbandry” 1993.
Grisar
Vikt
Normal
Göttingen minipig
Nyfödd
1,3
0,45
3 mån33
7
6 mån
90
13
1 år
15026
2 år
180
35 (vuxen)
3 år200 (vuxen)45
Dräktighet 114 dagar
Vattenintag 10–30 (suggor som ger di) liter
Antal ungar i kullen ca 10 (normal),
ca 6 (Göttingen minigris)
(Holtz och Bollen 1999)
49
Grisar är intelligenta, aktiva och nyfikna djur, varför man kan anta att de upplever en traditionell stimulansfattig miljö som något negativt.
Katter
Rochlitz (2000) har gjort en översikt över forskningens syn på kattens behov och de slutsatser
man kan dra beträffande god laboratoriemiljö för katter. Det följande bygger huvudsakligen
på hans framställning.
Katters behov av en varierad omgivning med utrymme för olika slags av stimulans och
aktiviteter brukar inte bli tillfredsställda i laboratoriemiljön. Detta blir speciellt problematiskt
när katterna måste hållas isolerade. Det begränsade utrymmet som gör att de inte får utlopp
för sitt naturliga rörelsebehov. Bristen på olika slags valmöjligheter, på allmän mental och fysisk stimulans och på sociala kontakter ökar den stress som isoleringen medför.
Det kan vara svårare att bedöma en katts trivsel än en hunds. Katten har inte samma uttrycksrepertoar som en hund och visar inte vantrivsel genom lättavlästa, onormala beteenden.
I stället blir de mer passiva och ägnar sig inte lika mycket som vanligt åt normala beteenden
som putsa sig, äta, leka och undersöka omgivningen.
Det utrymme katten har att röra sig inom måste kunna ha olika avdelningar som kan fungera
som resp. toalett, vila och matplats.
Under normala förhållanden lever inte katter i täta grupper som hanterar aggression genom att upprätta dominanshierarkier. Deras lösning är i stället att hålla sig ifrån varandra.
Därför måste det, förutom öppna ytor, finns utrymmen där katten kan dra sig tillbaka för att
tillfälligt kunna slippa de andra. Är katternas gemensamma utrymme för litet blir resultatet
antingen slagsmål eller att man försöker undvika varandra genom att förhålla sig stilla och
passiv.
Samtidigt är katten emellertid en social varelse som uppskattar att träffa artfränder och att
leva i grupp med andra. Några problem för hankatter att komma överens kunde man inte se.
För katter är den vertikala dimensionen i miljön viktig. Inredningen måste därför vara
försedd med hyllor så katten får möjlighet att klättra, dra sig tillbaka från andra katter och
samtidigt kunna ha en överblick över omgivningen. Det måste finnas tillräckligt många sådana viloplatser så det inte blir konkurrens om dem. Dessa hyllor är speciellt viktiga för katter
med lägst status, så de kan slippa från de dominerande individerna som därmed i större utsträckning än de andra vistas nere på golvet.
Då man försökte ge leksaker åt katter som levt i ensamburar, visade det sig att träbitar
att klösa på inte gjorde någon nytta, medan katterna däremot uppskattade en tennisboll (De
Monte & Le Pape 1997.) För att tillgodose kattens instinkter att söka efter föda lade man
torrfoder i burk med hål, så katten fick arbeta för att komma åt maten. De katter som levde
i berikade miljöer visade sig dock mycket mer intresserade av mänskligt sällskap än av några
leksaker.
Katter visar de tecken på stress (beteendeförändringar och höjda halter kortisol i urinen)
då skötselrutiner plötsligt ändras, liksom om teknikerna slutar kela med dem och prata med
dem.
Loveridge & al (1995) ger en utförlig beskrivning av hur den brittiska forskningsinstitutionen Waktham Centre for Pet Nutrition skapat en miljö som söker komma till rätta med
50
dessa problem även i de fall där katter måste hållas isolerade. De viktigaste faktorerna:
Varje djur bor i ett utrymme på 2,6 m2 med glasväggar så katterna kan se varandra och
med hål i noshöjd så de kan känna varandras lukt. Det finns fönster även mot en trädgård
där det finns mycket att titta på: fåglar, fjärilar, hundar och katter. I varje utrymme finns det
hyllor på olika höjd och klösbrädor, samt nedhängande rep att leka med och hugga klorna i.
Förutom den tid personalen träffar katterna som ett led i den dagliga tillsynen och skötseln
får varje katt varje dag minst 20 minuters kontakt med en människa. Då umgås man med
katten på olika sätt, från att bara sitta stilla och klappa den till en intensiv lek med olika slags
leksaker. Personalen turas om så att katterna får träffa och leka med så många olika personer
som möjligt.
Resultatet av detta är vänliga och förtroendefulla katter som är lätta att umgås med och
som lätt anpassar sig till nya miljöer.
Han- och hondjur
Undersök motiven bakom en sned könsfördelning. Försök få den jämnare, om detta
spar djur.
Då ett par forskare gick igenom en mängd forskningsrapporter för att se vilka kön de olika
försöksdjuren haft, visade det sig att den stora majoriteten var hanar. Proportionerna varierade från 91% hannar/9 % honor (utavlade möss) och 84,8 % hannar/15,2 % honor (utavlade råttor, Sprague Dawley) till 52,8 & hanar/47,2 % honor (marsvin) och 57 % hannar/
43 % honor (beaglar). (Sanders & Smith 1994)
Då de frågade försöksledarna varför könsfördelningen var så sned fick de sällan särskilt
rationella svar. Ibland fanns det vetenskapliga eller andra begripliga anledningar, men alltför
ofta var orsakerna ”vi har alltid gjort så”, ”vi gör likadant som de där andra forskarna, men
varför de gör så vet vi inte”, ”hankaniner kissar på forskarna” o.s.v.
Detta är inget oskyldigt problem. Använder man hanar i stället för honor innebär det att
en mängd hondjur helt enkelt kasseras. Författarna gör följande resonemang: om de brittiska
forskarna använder t.ex. 800.000 råttor och 80 % (640.000) av dessa är hanar, innebär detta
att man också producerat 640.000 honor, d.v.s. sammanlagt 1.280.000 djur. Minskar man
andelen hanar till 70 % innebär detta att man producerar 560.000 hanar och 560.000 honor,
d.v.s. en totalsumma på 1.120.000 råttor. Detta innebär en besparing på 160.000 djur.
51
3 . Burmiljön, transporter
3
Burmiljön, stress, isolering, transporter
Regelverket
Europakonventionens Appendix A
Bilagan ”Appendix A” till Europakonventionen för skydd av ryggradsdjur som används till
försök och andra vetenskapliga ändamål (ETS 123) innehåller dels allmänna riktlinjer för
vård och förvaring av försöksdjur, dels specifika och detaljerade anvisningar för olika djurslag.
Utgångspunkten är att alla djur har fundamentala fysiologiska och etologiska behov, som t.ex.
att kunna röra sig fritt, ha sociala kontakter, meningsfulla sysslesättningar, tillgång till mat
och vatten.
Men det finns ofta skarpa konflikter mellan djurens behov och forskningens önskemål.
Därför får man inte hindra djurens möjligheter att tillfredsställa dessa behov under längre tid
eller i större utsträckning än som är absolut nödvändigt.
Man har ansvar för hur djuren vårdas från det bestäms att de ska användas som försöksdjur tills de avlivas. Eftersom djuren tillbringar huvuddelen av sitt liv i burar eller i något slag
av gruppboende, fastslår Appendix A redan från början att de burmått som anges för olika
djurslag är minimimått (inte ”rekommenderade” mått) för golvytan, och att denna yta därför
dels kan utökas, och dels bör (should) kompletteras med hyllor och liknande.
Gruppboende – inte burförvaring – är ett grundkrav. Ensamboende ska bara accepteras
om det kan motiveras av djurskyddsmässiga eller veterinärmedicinska skäl.
Djuren ska få leva i en miljö som är så komplex och omväxlande att de kan få utlopp för
sina naturliga behov. Denna berikning ska på ett adekvat sätt tillgodose stammens och det
enskilda djurets behov (”should be appropriate to the species-specific and individual needs
of the animal concerned”). Berikningen får inte bestå av statiska schablonlösningar, utan
måste hela tiden utvecklas i takt med vår växande kunskap om olika slags djurs behov. Detta
innebär, som Appendix A uttrycker saken: ”The enrichment programme should be regularly
reviewed and updated”.
Det utrymme som djuren ska ha tillgång till är väsentligt utökat i förhållande till tidigare
riktlinjer (se exemplen i bilagan, app. 5–7). Detta gäller inte bara golvyta per djur, utan också
höjden: exempelvis har takhöjden för råttburar ökats från 14 till 18 cm, vilket ger bättre möjligheter för djuren att stå på bakbenen och överblicka miljön.
Det är naturligtvis angeläget att alla som har hand om försöksdjur, liksom alla som ska
52
bedöma djurförsök, har tillgång till texten i Appendix A. Den finns tillgänglig på nätet, exempelvis på http://conventions.coe.int/treaty/en/treaties/pdf/123-arev.pdf.
Djurskyddslagen och djurskyddsförordningen
Djur skall hållas och skötas i en god djurmiljö och på ett sådant sätt att det främjar
deras hälsa och ger dem möjlighet att bete sig naturligt (Djurskyddslagen 4 §)
Grundvillkoren för en anläggning där försöksdjur ”föds upp, förvaras eller tillhandahålls”
finns i djurskyddslagen. Anläggningen måste vara godkänd av Djurskyddsmyndigheten, som
därefter ger den tillstånd att bedriva verksamheten. Den som är ansvarig för verksamheten,
den ”ansvarige föreståndaren”, måste vara godkänd av Djurskyddsmyndigheten (DL 20§).
Han är en av dem som undertecknar ansökan om etisk prövning. Här sker det ibland misstag, så att den som skriver under inte är den ansvarige föreståndaren. Från DM kan man få
förteckningar över alla godkända föreståndare.
Vid anläggningen ska det också finnas veterinär samt tillräckligt stor personal.
Vidare bestämmelser om t.ex. märkning, journaler, besiktning m.m. finns i djurskyddsförordningens 50, 51, 54, 54 a och 55§§.
I LSFS 1982:21 (saknr. 21) finns dels allmänna bestämmelser om ventilation, temperatur, belysning, renhållning m.m., dels särskilda bestämmelser för olika djurslag, inklusive
bestämmelserna om djurens minimiutrymmen (återgivna i bil. 5). Dessa regler har länge varit
under omarbetning, men än så länge är det de gamla som gäller.
Makromiljön
Djurens situation i burarna påverkas inte enbart av faktorer inom själva buren (som dess storlek, inredning och djurens sociala och andra förhållanden), utan även av förhållanden i det
rum där burarna förvaras. Men dessa förhållanden är snarare anpassade till personalens behov
än till djurens. Exempelvis är det troligt att temperaturen, ofta ca 21°, är väl låg för de flesta
smågnagares behov. Deras s.k. termoneutrala zon (det temperaturintervall i omgivningen som
låter kroppstemperaturen hålla en optimal nivå) ligger betydligt högre, vilket kan påverka
djurens beteende (se t.ex. om möss nedan). Vilken temperatur som är lämpligast ur djurens
synpunkt varierar dock med bl.a. djurart och stam. Av två mycket vanliga musstammar föredrar BALB/c-möss en temperatur på 28°, medan C57BL/6 föredrog 24°.
Ljud och vibrationer
När det gäller djurens ljudmiljö lever de flesta av dem uppenbarligen i ett veritabelt inferno.
Man brukar ange att människans hörselområde är ca 20–20.000 Hz (svängningar/
sekund), men detta har mest ett teoretiskt intresse. Det behövs mycket starka ljudstyrkor
(amplituder) för att man ska uppfatta ljud i de högsta frekvensområdena, och den övre hörbarhetsgränsen sjunker dessutom med stigande ålder. De mänskliga hörorganens känslighet
är i själva verket som störst vid ca 2.000 Hz (2 kHz). Vår uppfattning och förståelse av tal
och musik påverkas i allmänhet inte mycket av om den högre delen av frekvensområdet är
53
starkt beskuret. För många typer av musik, liksom för tal, skulle de flesta inte märka om t.ex.
frekvenser över 10.000 Hz filtrerades bort. Beskärningen skulle bara innebära att de högre
deltonerna (partialtonerna) försvann, medan däremot alla grundtoner och de för vår klanguppfattning viktigaste av övertonerna var kvar.
Hur höga frekvenser möss, råttor och katter hör är inte helt klarlagt. Tidigare har man
sagt att de hör ljud med frekvenser på upp till ca 80.000 Hz, och att deras normala kommu
nikation ofta ligger långt över någon människans hörbarhetsgräns (d.v.s. i det s.k. ultraljud
området). En senare studie visade emellertid att en del hanråttor använde ljud på över
100.000 Hz (Nicholson 2005), och ljud på upp till 80 kHz är vanligt (t.ex. råttungar och
kopulerande vuxna). Likaså kan många mindre primater höra ljud på upp till ca 40.000 Hz.
I laboratoriemiljön finns det mängder med apparater som producerar sådana för människan ohörbara ljud: datorer (t.ex. hårddiskar), fläktar, centrifuger m.m. En dörr kan orsaka
för människan ohörbara gnisselljud som sträcker sig över ett frekvensområde upp till 100.000
Hz. Detsamma gäller ringsignaler, gnisslande flaskor, metallbrickor, rengöringsapparater och
många andra ljudkällor. Allt detta torde bidra till skapa en stressande miljö för djuren. Eftersom förhållandena dessutom kan skilja sig mellan olika laboratoriemiljöer kan skillnader
i ambitionen att hålla dessa faktorer under kontroll bidra till att mätresultat varierar. Ljudmiljön bör alltså kontrolleras och störande ultraljud minimeras så mycket som möjligt, både
av djurskyddshänsyn och av vetenskapliga orsaker.
Det finns flera översikter av detta problem. Lämpliga startpunkter är t.ex. Sales m.fl. 1988
och Sales m.fl. 1999.
Att vibrationer har en stressande effekt har framför allt studerats i samband med transporter,
där motorljud och fordonets vibrationer omedelbart påverkar djur som kaniner, får och grisar.
I vilken utsträckning enbart vibrationer från t.ex. laboratorieapparatur, ombygnader m.m.
påverkar smågnagare och andra djur vet man dock ganska litet om, men att det bidrar till den
stressande miljön förefaller dock tydligt.
Burutrymmen
De svenska bestämmelserna om djurens minimiutrymmen finns i LSFS 1982:21, saknr L3 (se
bil. 5). EU:s bestämmelser finns i ”Den europeiska konventionen för skydd av ryggradsdjur
som används för försök och andra vetenskapliga ändamål” (ETS no. 123; se bil. 6). Några
allmänna grundkrav, liknande dem i den svenska lagen, fastslås i artikel 5 och 14–24. I ett
appendix meddelas bl.a. minimiutrymmen för
smågnagare, kaniner, katter, hundar, grisar, primater m.m. (app. 5).
Burmåtten kallas ibland ”rekommenderade”,
men som redan påpekats: detta är en missuppfattning. Inte bara Europakonventionens ETS
123 Appendix A och EU:s försöksdjursdirektiv
utan även den svenska LSFS 1982:21 (L 3)
anger klart att dess resp. måttangivelser är minimimått (se bil. 5 och 6), och det är viktigt att
både den nationella lagstiftningen och det enMakrolonbur
54
De vanligaste burstorlekarna. Den exakta burstorleken kan variera en smula mellan olika tillverkare.
Typ
Höjd
Mått
Yta cm2
Type I Long
130
332 x 150
360
Type II
140
267 x 207
370
Type II Long
140
365 x 207
530
Type III
155
425 x 266
820
Type III High
185
425 x 266
800
Type IV Small
210
480 x 375
1500
Type IV 200
595 x 380
1820
Måtten gäller för de burtyper (Eurostandard) som tillverkas av Tecniplast. Eftersom väggarna inte är vertikala
stämmer L x B inte med ytan. Motsvarande burtyper från andra tillverkare, som Ehret GmbH, har något avvikande
mått. ”Makrolon” är handelsnamnet på den plast som buren är tillverkad av, och ”Makrolon II” o.s.v. är standard
beteckningar på burstorlekar för små försöksdjur.
skilda laboratoriet använder burstorlekar och inredning som ger djuren bättre möjligheter att
bete sig naturligt så som djurskyddslagen och ETS 123 App. A föreskriver.
Burstorlekar för smågnagare brukar anges som ”Makrolon typ III”, ”typ II Long” o.s.v.
Dimensionerna för de vanligaste burtyperna framgår av tabellen.
Hur många djur av olika slag man maximalt får förvara i en bur beror på djurens storlek.
Diagrammen på följande sidor illustrerar de rekommenderade minimåtten för möss och råttor enligt de svenska bestämmelserna (L 3) och försöksdjurskonventionen ETS 123 Appendix
A.
Eftersom den etiska prövningen ska ta ställning till djurens situation, är det viktigt att ansökan anger exakt vad som gäller beträffande burstorlek, djurens storlek och djurantal. Oprecisa fraser som ”enligt BMC:s rutiner”, ”enligt gällande rekommendationer” och liknande är
därmed inte acceptabla.
En viktig faktor då det gäller burstorlekar är helt enkelt att djuren – framför allt råttorna
– växer. Den burstorlek som används i början av ett försök är kanske oacceptabel efter en tid.
Låt oss ta en vanlig bur för råttor, typ III hög, som exempel.
Enligt de svenska bestämmelserna (L 3) ska råttor i en bur, om de är högst 10 st, ha en yta
på 0,9 cm2 per gram kroppsvikt. En två månader gammal Wistarråtta väger ca 300 gram och
ska alltså ha 270 cm2 buryta. Är det tre råttor i buren ska de ha sammanlagt 810 cm2. En bur
typ III hög har en golvyta på 800 cm2.
Men råttor växer snabbt. Ett par månader senare väger råttorna ca 400 gram, villket motsvarar 360 cm2/djur eller närmare 1100 cm2 för alla tre. Då måste de för länge sedan ha flyttats
55
Typ II
370 cm2
Vikt (g)
40
35
30
25
20
15
Antal 0
djur/bur
1
2
3
4
5
Typ II L
530 cm2
6
7
Typ III
800/820 cm2
8
9
10
11
12
13
14
15
16
Antal möss/bur enligt LSFS 1982:21 (L 3)
Enligt L 3 ska möss ha 2 cm2 golvyta per gram kroppsvikt om det är upp till 10 djur i buren. Tillkommande
möss utöver de tio ska ha 1,3 cm2 golvyta per gram kroppsvikt.
Några exempel. En bur typ II Long (den mellersta kurvan) har en golvyta på 530 cm2. Anta att mössen
väger 25 gram. De tio första ska då ha 50 cm2 golvyta per individ, vilket för tio djur ger 500 cm2. Fler möss
får inte plats i buren: mus nr 11 ska ha 25 x 1,3 = 32,5 cm2 golvyta, vilket skulle krävt mer utrymme än typ
II L:s 530 cm2.
Gäller det 30-gramsmöss kan man enligt L 3 förvara åtta individer, sammanlagt 480 cm2, i en bur typ II L.
Handlar det däremot om små individer på 20 g, kräver de tio första 400 cm2 yta. Hur många 20gramsmöss räcker de övriga 130 cm2 till? Varje extradjur ska ha 20 g x 1,3 = 26 cm2; ytan räcker alltså till
ytterligare fem individer (130 cm2), och buren därmed enligt L 3 till 15 möss.
Vikt (g)
Typ II
370 cm2
Typ II L
530 cm2
3
5
Typ III
800/820 cm2
≥31
26–30
21–25
≤20
Antal
djur/bur 0
1
2
4
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Antal möss/bur enligt Försöksdjurskonventionen (ETS 123), 2006, Appendix A.
Diagrammen illustrerar skillnaderna mellan de svenska bestämmelserna (L 3) och Försöksdjurskonventionen (ETS 123, Appendix A, rev. 2006).
Exempel: en 25-gramsmus ska enligt ETS 123 ha 70 cm2 golvyta. Detta innebär att man får ha högst 7
individer i en typ II L-bur med dess 530 cm2 golvyta. Den svenska L 3 tillåter däremot 10 djur i samma bur.
56
Typ III
Typ IV S Typ IV
800/820 cm2 1500 cm2 1820 cm2
Vikt (g)
≥600
500
400
300
200
100
Antal djur/bur
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Antal råttor/bur enligt LSFS 1982:21 (L 3)
Enligt L 3 ska råttor ha 0,9 cm2 golvyta per gram kroppsvikt om det är upp till 10 djur i buren. Tillkommande råttor utöver de tio ska ha 0,6 cm2 golvyta per gram kroppsvikt.
Exempel: en 300-gramsråtta ska enligt L 3 ha 270 cm2 golvyta. Detta innebär att man får ha högst 5 individer i en typ IV S-bur med dess 1500 cm2 golvyta. Den svenska L 3 tillåter 6 djur.
Skillnaderna mellan L 3 och ETS 123 App. A. är dock mindre för råttor än för möss.
Typ III
Typ IV S Typ IV
800/820 cm2 1500 cm2 1820 cm2
Vikt (g)
≥601
401–600
301–400
201–300
≤200
Antal djur/bur
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Antal råttor/bur enligt Försöksdjurskonventionen (ETS 123), 2006, Appendix A.
57
58
(Lawlor 1987)
E Hane, 16 månader, 725 g.
D Hona, 16 månader, 349 g.
C Hona, 8 veckor, 241 g.
B Hona, 8 veckor, 241 g.
A Hane, 8 veckor, 358 g.
för att spana omkring sig och sträcka på sig
Sprague-Dawley-råttor som står på bakbenen
till en typ IV-bur.
Sverige har emellertid signerat tillägget till ETS 123, försöksdjurskonventionen, Appendix
A. Enligt denna ska en råtta på 300–400 gram ha en yta på 350 cm2, d.v.s. 1250 cm2 för tre
djur. Väger de 400–600 gram ska varje djur ha 450 cm2, d.v.s. 1350 cm2 för alla tre. Typ IIIburen är med andra ord för liten även för två sådana 400-gramsråttor.
Exemplet illustrerar alltså att man måste beräkna hur stora djuren blir om försöket
blir långvarigt. Burar som är adekvata i början av ett långtidsförsök kanske inte är det mot
försökets slut. Jfr tillväxtkurvorna i kap. 2!
Lawlor (1987) påpekar att det borde vara axiomatiskt att ett djur som måste tillbringa
hela sitt liv i en bur åtminstone inte borde tvingas att permanent böja eller vrida någon del
av kroppen för att buren är för liten. Efter att ha filmat råttors beteende och kroppställningar
kontinuerligt dygnet runt, konstaterade hon att att efter ca 5 veckors ålder är råttans vanligaste sovställning utsträckt på sidan. Det måste då finnas plats för råttan att sträcka ut sig i
sin fulla längd, och denna längd skall då inkludera svansen. Detta är emellertid en aspekt som
lätt glöms bort.
En nyhet i Appendix A gäller burhöjden för råttor. Det tidigare minimimåttet (i L 3 och i det
äldre Appendix A) var 14 cm. För råttor är det emellertid viktigt att kunna stå på bakbenen
för att kontrollera omgivningen, och detta var i många fall inte möjligt i standardburarna om
de inte utrustats med s.k. förhöjt lock. De nya bestämmelserna kräver minst 18 cm burhöjd,
ett krav som de flesta standardburar inte uppfyller (se tabellen ovan). Dessvärre uppfyller inte
heller den höjden många råttstammars behov. För t.ex. en vanlig labbråtta som Sprague-Dawley är den alldeles otillräcklig (se ill.).
Obs dock att storleken kan skilja sig starkt mellan olika stammar, liksom mellan hanar
och honor och mellan djur av olika ålder.
Också på andra sätt var de gamla rekommendationerna beträffande burarnas minimimått alltför små. Måtten för kaninburar, t.ex., tog inte hänsyn till att en sovande kanin ligger utsträckt
på ett sätt som är mycket mer utrymmeskrävande än de flesta är medvetna om.
Kaniner hör f.ö. till de djur som bör få leva i grupp (och därmed bortfaller ju samtidigt
problemen med utrymme för sovande kaniner). För djurhus där detta av någon anledning
absolut inte är möjligt finns det numera burar som kan kopplas ihop så att man får en rund
öppning mellan dem. Flera kaniner kan därmed hoppa in till varandra och få ett visst utlopp
för både sitt rörelsebehov och sociala behov.
Detta är emellertid en nödlösning. Det naturliga beteende, som djurskyddslagen talar
om, innebär att kaninerna kan hoppa, springa och gräva. Förvaringsformer där detta inte är
möjligt bör därför inte accepteras.
59
Miljöberikning
Grundkravet är att djur ska leva i berikade miljöer. Valet av berikning måste vara anpassat till den djurstam det gäller.
Vad innebär ”berikning”?
EU:s direktiv 86/609/EEG, som Sverige förbundit sig att följa, kräver att ”försöksdjurens
möjligheter att tillfredsställa sina fysiologiska och etologiska behov inskränks i minsta möjliga
utsträckning” (Art. 2 b). I Sverige kräver lagen att djuren ”skall hållas och skötas i en god
djurmiljö och på ett sådant sätt att det främjar deras hälsa och ger dem möjlighet att bete sig
naturligt” (DL 4§).
Europakommissionens workshop Accomodation of Laboratory Animals in Accordance
with Animal Welfare Requirements (1995) framhöll t.ex. att ”burar för småganagare bör
(should) tillgodose djurens fysiologiska och etologiska behov av att vila, putsa sig, undersöka
omgivningen, gömma sig, leta efter mat, och gnaga”. Man rekommenderade också att ”det
skall inuti buren finnas möjligheter att gömma sig för eller komma undan andra djur”, och
att man bör försöka dela in buren i olika funktionella avdelningar.
Likaså uttalade Europarådets ”3rd Multilateral Consultation” (Strasbourg 1997) att man
skall göra burytan mer omväxlande med hjälp av plattformar, rör, lådor o.s.v., och att man
bör försöka berika miljön genom föremål som gör det möjligt för djuren att undersöka, flytta
och förändra element och miljö.
Dessa krav har införts i Europakonventionens Appendix A, som föreskriver (4.5.1):
Animals should be allowed adequate space to express a wide behavioural repertoire. Animals should be
socially housed wherever possible and provided with an adequately complex environment within the
animal enclosure to enable them to carry out a range of normal behaviours Restricted environments can
lead to behavioural and physiological abnormalities and affect the validity of scientific data.
[…]
Unless otherwise specified, additional surface areas provided by enclosure additions, such as shelves,
should be provided in addition to the recommended minimum floor areas.
Den vanliga burmiljön uppfyller inte dessa krav. Buren består av en plastlåda med spån eller
liknande på golvet och en vattenflaska med nipplar att dricka ur. Det enda material t.ex. en
smågnagare kan sysselsätta sig med är väggar och tak, som han kan klättra i, och maten att äta
sig överviktig på.
I en sådan miljö har djuren dessutom inte möjlighet att bilda de sociala grupper som är
normala i naturmiljön; inte att komma undan aggressiva individer i buren; inte att dela upp
sin livsmiljö i olika funktionella områden (mat, avföring, vila o.s.v.); inte att bygga bon eller
gräva och krypa i gångar; utforska omgivningen, uppleva nya stimulerande miljöer och få utlopp för nyfikenhet, kreativitet och rörelsebehov. Detta trots att sådana behov kan bero på en
stark genetisk programmering hos djuret. Resultatet är frustrering, uttråkning och depression.
Hur tillfredsställer man djurens behov?
I de vetenskapliga studier som använt djurförsök nämns sällan om djuren levt i berikad miljö
eller inte. Och om saken berörs preciserar man normalt inte vilken berikning som använts.
Att döma av informella samtal med försöksledare löser man dock oftast problemet utan
60
närmare eftertanke och med ganska schablonartade metoder. Till möss och råttor kan man
lägga in ett rör att krypa in i. Några kan sätta in ett springhjul, vilket dock andra kan vara
emot eftersom man misstänker att det kan stressa djuren. Många använder ett ”mushus”, en
kubformad låda med en eller två ingångar. Hur den f.ö. bör vara konstruerad (t.ex. hela eller
genombrutna väggar) har man normalt ingen uppfattning om, inte heller vilken effekt den
har på djurens sociala miljö. Till kaniner kan man lägga in en gnagpinne, och till grisar eventuellt en boll liknande ett bowlingklot. Sådana bollar har t.ex. rekommenderats för grisar som
ska hållas i så sterila miljöer som möjligt och därför förvaras i utrymmen utan halm eller annat att böka i.
Det finns också många publicerade studier där man på detta sätt, tydligen mer eller
mindre på måfå, lagt in olika föremål i burarna och studerat vad som hänt. I många fall är
resultatet ett besviket konstaterande att djuren först ägnar en kort tid åt att undersöka det nya
föremålet, och därefter helt tappat intresset för det. Närmare analyser av orsakerna till detta
ointresse är sällsynta i den försöksdjursvetenskapliga litteraturen.
Och i den vanliga typ av studie där man låter djuren välja mellan ett par alternativ (t.ex.
mellan två burar med olika slag av inredning, ett eller flera andra djur o.s.v.) är det inte alls
säkert att det djuret väljer är ett bra alternativ. Det kan vara det minst dåliga i just den valsituationen, och det kan på längre sikt ha konsekvenser som djuret naturligtvis inte kan överblicka.
Felet är att att man i sådana studier inte utgått från den aktuella djurstammens etologiska
behov. Jensen (1996) ger två exempel:
På ett laboratorium i England var man bekymrad över de många beteendestörningarna
hos sina silkesapor. Dessa utfodrades på vanligt sätt med laboratoriets standardpellets,
serverade i hygieniska stålkorgar.
Men i naturen letar silkesapor efter föda, sav och kåda, i skrevor och håligheter i träd.
Man tillverkade därför ett slags enkla trädstockar, borrade en mängd hål i dem och petade in
en form av sirap i hålen. Aporna fick nu, liksom i naturen, ägna en stor del av sin tid åt att
pilla ut fodret ur hålen. De fick alltså utlopp för sitt naturliga beteende, och resultatet var att
mängden beteendestörningar sjönk dramatiskt.
Det andra exemplet, också det brittiskt, gäller grisar som fått en boll att leka med i boxen.
Som vanligt tappar grisarna snabbt intresset för detta föga stimulerande objekt. Forskarna
konstruerade då en ”foderboll”, som innehåll en behållare med mat. Från denna gick en skruvad kanal som mynnade i en springa på klotets ytan. Om man snurrade på klotet ett varv
letade sig lite föda ut genom springan och ned på golvet.
Därmed blev det meningsfullt för grisarna att manipulera klotet: de fick utlopp för sitt
naturliga beteende att böka, och fick också belöning för ansträngningen i form av mat.
Berikningen måste alltså vara adekvat i förhållande till djurens behov. Dessa behov kan skilja
sig inte bara mellan djurslag utan också mellan stammar av samma djur. Det är alltså angeläget att berikningen väljs i samarbete med etolog, och (här som alltid) naturligtvis efter att
att utnyttjat de erfarenheter av berikning som publicerats i facklitteraturen.
Det finns många sätt att berika miljön för smågnagare, och det finns mängder med studier över hur djur reagerar (beteendemässigt och fysiologiskt) på olika slags miljöförändringar.
Att djuren ska ha tillgång till en så stimulerande miljö som möjligt ligger redan i kravet i djurskyddslagens krav att de ska leva i en god djurmiljö där de har möjlighet att bete sig naturligt,
och kravet är också infört i Försöksdjursdirektivets App. A och i Försöksdjurskonventionen.
61
Den vanliga, sterila burmiljön innebär därmed strängt taget ett lagbrott, och avvikelser från
kravet på en berikad och stimulerande miljö ska därför kräva en särskild motivering.
Praktiska och auktoritativa introduktioner till forskningen och litteraturen på området är
USA:s jordbruksdepartements Environmental enrichment information resources for laboratory animals 1965–1995 och Viktor och Annie Reinhardt (red.), Comfortable quarters for
laboratory animals 2002. I dessa får man praktiska tips och illustrationer till berikning för
olika djurslag (den förra har de utförligaste bibliografierna, den senare den fylligaste texten
och flest illustrationer).
Båda är även tillgängliga på nätet: http://www.nal.usda.gov/awic/pubs/enrich/intro.htm respektive http://www.awionline.org/www.awionline.org/pubs/cq02/cqindex.html.
Berikning och djurvariation
En invändning mot berikning kan vara att denna påverkar djuren så olika försök inte blir
jämförbara. Och det är riktigt att man kan påverka t.ex. antalet synapser i hjärnan med hjälp
av berikning. Om man ska undanhålla djuren en berikad miljö måste man dock kunna visa
att berikning skulle vara skadligt för det aktuella försöket. Argumentet att berikning skulle
försvåra jämförelser med annan forskning har oftast ingen giltighet eftersom, som nämnts,
forskningsrapporter inte brukar informera om sådana aspekter även om berikning har använts.
Man har diskuterat om, och i så fall i vilken utsträckning, berikning av djurens miljö
skulle öka variationen inom djurgruppen. Därmed skulle det krävas fler försöksdjur för att få
statistiskt användbara resultat.
Hanna Augustsson (2004) har i sin avhandling bl.a. jämfört beteendet mellan olika grupper av möss som levt i olika slag av berikning (dels med bomaterial, dels med bomaterial,
”hus” och klättringsnät) med möss som levt i den standardiserade, oberikade miljön. Hon
såg inga skillnader i beteende mellan dessa grupper, men mössen från berikade miljöer vägde
mer än de andra. Däremot fanns det tydliga skillnader mellan olika stammar laboratoriemöss.
Hon drar slutsatsen:
Vi kunde inte påvisa några skillnader med avseende på interindividuell variation mellan de möss
som hölls i oberikade respektive berikade burar. Detta indikerar att en väl validerad berikning inte
nödvändigtvis behöver öka variationen mellan djuren.
Biomedicinsk forskning studerar emellertid även andra aspekter än beteende, och det är
naturligtvis viktigt att se i vilken utsträckning exempelvis biokemiska variabler påverkas av
förändringar i djurens miljö. I vissa fall kan berikning medföra att det krävs fler djur för att
nå statistiskt signifikanta resultat (t.ex. Eskola m.fl. 1999 och Mering m.fl. 2001; Eskola och
Mering är samma person). Detta gäller emellertid inte alla parametrar, och det är alltså fel att
förutsätta att berikning påverkar ett försök innan man specifikt undersökt saken.
Möss
Bobyggnadsmaterial av t.ex. pappershanddukar, pappersnäsdukar eller spån är den
bästa berikning mössen kan få. Samtidigt uppskattar de också andra föremål.
62
Möss vill ha mer utrymme
Möss tycks ha en stark drift att få tillgång till och undersöka nya utrymmen. Sherwood och
Nicol (1997) gav möss möjlighet att få tillgång till extraburar av olika storlek om de lyfte en
spak, och mössen var ytterst intresserade av att betala det priset.
Mössen bygger helst bon själva
Möss vill ha ett bo att krypa in i, och de vill helst bygga det själva.
Möss av båda könen och av praktiskt taget alla stammar har en stark och medfödd drift
att själva bygga sina bon. I tester har det visat sig att de är beredda att arbeta hårt för att få
tillgång till bomaterial, och om boet tas bort från dem börjar de genast bygga ett nytt (Sherwin 1997). Det är alltså mycket bättre att ge dem bomaterial som man lägger på burtaket så
de får samla in det och bygga bo själva än att ge dem färdiga hus. Mössen föredrar material
av papper framför trä; pappershanddukar hör till det material som uppskattas mest (Sherwin
1996a, 1997, Van de Weerd m.fl. 1997).
Scharmann (1994) gav t.ex. ett par olika musstammar följande berikning i burarna: ett
stort, genomskinligt kasserat plastlock till en råttbur som blev ett slags stort lågt ”hus” med
flera ingångar på sidan och i taket, en enkel ställning av några hopspikade träribbor, samt
halm som placerades på musburens tak (av metallpinnar).
Mössen började omedelbart använda denna berikning på olika sätt. Man drog ner halmen
och började bygga bon, helst under plasttaket, man klättrade omkring på träställningen och
gnagde på den.
Färdiga ”mushus”, kubformade lådor, finns av många olika slag: genomskinliga, genombrutna, öppna i en eller två sidor, o.s.v., och man har gjort många preferensstudier för att se
vilken typ olika mus- och råttstammar föredrar. Rör av olika slag är populära (både i hållbart
material som plast och metall, och papprullar från toalettpappersrullar och hushållspappers
rullar (som dock snart blir söndertuggade). Tunnlar, bon och liknande som gör buren mer
omväxlande uppskattas av mössen, som ägnar åtskillig tid åt att sysselsätta sig med dem.
Däremot gör det dem inte mer aktiva totalt sett, utan tiden tas från andra sysselsättningar
(putsa sig, gräva o.s.v.; Hobbs m.fl. 1997). Detta kan kanske tolkas så att de senare sysselsättningarna är ersättning för intressantare aktiviteter i stimulansfattiga burar.
Möss hör till de lab.djur som vill dela in sin bur efter olika funktioner. De föredrar exempelvis att låta ett begränsad område fungera som toalett, helst då med sågspån som golvtäckning, och i den del av buren som innehöll mat och vatten (Sherwin 1996b). Laboratoriernas
små standardburar ger dock inte stora möjligheter att tillfredsställa den aspekten av deras
medfödda beteende.
Annan berikning
Man har låtit mössen välja mellan olika typer av springhjul. Det visade sig att en stor majoritet föredrog hjul med fotplattor av plastgaller framför både metallpinnar och hela plastskivor. Likaså ville de mycket hellre ha hjul av standardstorlek (ca 17,5 cm i diameter) än
speciella s.k. mushjul. (Banjanin, S., och N. Mrosovsky 2000.) Däremot finns det musstammar som knappast alls bryr sig om springhjulen, medan andra använder dem så flitigt att vissa
forskare vill undvika dem eftersom de anser att de stressar upp djuren alltför mycket. I vilken
utsträckning detta är riktigt återstår att visa.
Ett enkelt sätt att berika miljön för möss är ge dem en ”hammock”. Sådana finns tillgän63
gliga kommersiellt, men kan också lätt tillverkas av ett munskydd av den typ t.ex. kirurger
använder. De har visat sig lika populära hos möss av alla åldrar och av båda könen från en rad
olika stammar. Hammocken användes att vila i, som utkiksplats och att kura ihop sig tillsammans med andra möss. Man kunde bita av två av de fyra fästsnörena och förvandla den till en
kokong, men också som toalett eller att tugga i sig. (Färlin och Baumans 2003).
Berikning eller gruppboende?
Generellt har det visat sig att om möss och råttor får välja mellan en berikad miljö där de är
ensamma och en karg miljö där det finns andra möss/råttor väljer de den senare. Detta ska
naturligtvis enbart tas som ett tecken på hur viktigt det är med sällskap för dessa djupt sociala
djur, inte att det är onödigt med berikning om de lever i grupp.
Hur mössen påverkas
Bobygget är en viktig faktor för mössens temperaturreglering. Deras s.k. termoneutrala zon
(det temperaturintervall i omgivningen som låter kroppstemperaturen hålla en optimal nivå)
ligger i intervallet 27–36°, vilket förklarar varför driften att bygga bon är starkare ju lägre
temperaturen sjunkar under denna nivå. Att förvara möss i en laboratoriemiljö på t.ex. 21°
utan att förse dem med bobyggnadsmaterial hindrar dem från att inrätta sin mikromiljö på
det sätt de är anpassade för (Sherwin 1997).
Det är svår att säga med absolut säkerhet hur berikning påverkar mössen, eftersom olika
undersökningar ibland motsäger varandra. (En översikt finns bl.a. i Larsson 1999.) Många
studier visar att möss som levt i en berikad miljö skiljer sig från dem i sterila standardmiljöer
på flera sätt. De tenderar att ha lägre halter av urinkortikosteron, vilket tyder på att de har en
lägre stressnivå, och ha högre kroppsvikt. Hanar kan dock ha lägre kroppsvikt och fr.a. dominanta hanar kan ha högre halter av stresshormon i berikade miljöer, vilket kan bero på att de
genom berikningen har något att försvara (Larsson 1999, s. 50).
Möss från berikade miljöer är också mer aktiva, mindre räddhågsna och mer benägna att
undersöka sin miljö än möss från standardburar. De tycks också snabbare vänja sig vid nya
situationer och har bättre inlärningsförmåga, vara mindre känsliga, och reagera mer spontant
på stimuli. (Scharmann 1994)
Larssons (1999, s. 53) sammanfattning av sin forskningsöversikt och egna försök är följande:
”De positiva effekter på fysiologi och beteende som ändock setts hos möss från berikade
burmiljöer samt möjligheten att berikade möss fungerar bättre i försökssituationer, tycker jag
motiverar ett införande av regelmässig berikning i försöksdjurssammanhang. I förlängningen skulle det kunna innebära ett led i förfiningen (refinement) av djurförsöken på så vis att
statistiskt signifikanta resultat skulle kunna erhållas med ett mindre antal försöksdjur.”
Och beträffande berikningens art är hon av samma mening som många tidigare forskare:
”Det är tydligt att en burmiljöberikning måste ske på ett genomtänkt sätt för att den önskade effekten, ökad välfärd hos djuren, skall erhållas utan att försöksresultaten påverkas i onödan. Berikningen ska vara relevant för djuren, kunna standardiseras och orsaka så lite merarbete som möjligt för personalen som sköter djuren. Efter att berikningen introducerats bör
mössens beteende i hemmaburarna studeras för att bekräfta att berikningen ger önskas effekt.
Att ge mössen tillgång till bomaterial tycks vara en enkel men relevant berikningsåtgärd som
ger positiva effekter på mössens beteende i hemmaburarna utan att påverka de fysiologiska
svaren på senare försök i någon högre grad.”
64
Råttor
Råttor uppskattar oftast bobyggnadsmaterial, men även färdiga bon och annan
berikning är angelägen.
Råttbon
Liksom möss har råttor ett stort behov av att få tillgång till ett bo i buren, vare sig de bygger
det själva eller det är ett färdigt bo. Det finns en rad skäl att förse råttornas burar med färdiga
hus: det hjälper dem att vistas i en behagligare och fysiologiskt lämpligare, högre temperatur
än den vanliga rumstemperaturen (närmare deras termoneutrala zon); de slipper det skarpa
lampljuset, som är särskilt obehagligt för albinoråttor; de får ett skyddat område som ger trygghet. All slags aktivitet, som t.ex. bobygge, gör dessutom deras liv mindre onaturligt än den
passiva vistelsen i konventionella burar (Manser 1998a).
Av färdiga bon föredrar råttorna att dessa har solida sidor, väggar på tre sidor (eller på fyra,
med ett ingångshål) och är så ogenomskinliga som möjligt.
Eftersom detta gör det svårt att inspektera djuren är ett bo av mörkt rökfärgat plexiglas
en för alla parter (alltså även råttorna) acceptabel kompromiss (Manser 1998a). Råttorna gör
stora fysiska ansträngningar för att få tillgång till en bur med ett sådant bo i stället för en konventionell bur (Manser 1998b).
Råttornas medfödda drift att bygga bon verkar inte vara fullt lika stor som hos möss. För att
ta två av de vanligaste råttstammarna i laboratorierna: den tycks finnas hos Sprague-Dawleyråttor, men inte hos Wistar-råttor. Man gav S-D-råttorna ett litet “burhus” och dessutom
bobyggnadsmaterial (olika naturmaterial som löv, torrt gräs m.m.), och de började genast
bygga bon (Jegstrup m.fl. 2002). Wistarråttor som fick material i form av pappersservetter
sölade bara ner dem eller åt upp dem (Loo och Baumans 2004).
En slutsats tycks vara att det är meningslöst att förse i varje fall Wistarråttor med bobygg
nadsmaterial som miljöberikning. Men det är fel. Även Wistarråttor bygger bon, liksom
S-D-råttorna, men det tycks vara ett inlärt beteende. Ju tidigare i livet de får tillgång till bo
byggnadsmaterial (gärna, men inte nödvändigtvis, tillsammans med en bobyggande mamma),
desto mindre äter de materialet och desto mer använder de det till att bygga bon.
Vilket material man ger dem är viktigt. Kleenexservetter (däremot inte nödvändigtvis
1,5
6,4
8,1
4,0
27,4
7,4
47,6
74,0
,9
16
4,1
Tid i procent som råttorna tillbringat på de horisontella ytorna i den ”vertikala” buren resp. ”plattformsburen” (genomsnittsvärde
för 5 råttor under 24 timmar). De föredrar den höga buren, där de helst ligger under den låga plattformen. (Nelson m.fl. 2003)
65
andra fabrikat, med annat hårdhet och struktur) fungerar utmärkt. Långa pappersstrimlor hör
till det bästa. För god ”nestability” är det – för både möss och råttor – viktigt att materialet är
långt; korta bitar tycks vara odugligt som byggmaterial.
Slutsatsen är alltså: bobyggnadsmaterial är en utmärkt miljöberikning även för råttor, men
de bör helst få det tidigt, redan från födseln.
I valet mellan färdiga hus och bobyggnadsmaterial bör man välja båda. Råttorna använder
både hus och bomaterial, och använder gärna materialet till att inreda det färdiga huset.
Annan berikning
För att undersöka råttors preferenser och beteende i samband med olika slagsburdesign lät
Nelson m.fl. (2003) råttorna välja mellan två burar. Den ena, ”plattformsburen”, var en
vanlig makrolon IV-bur som försetts med två plattformar. Tillsammans ökade de burens horisontella yta från 1.594 till 2.7855 cm2. Den andra buren, ”den vertikala”, hade en golvyta
på 50×25 cm (1.250 cm2) och var kompletterad med tre plattformar på olika höjd samt ett
högt beläget burhus. Råttornas preferenser mättes på olika sätt, och deras beteende i burarna
filmades ett dygn i sträck.
Resultat: inredningen i plattformsburen medförde visserligen en markant förbättring, men
råttorna föredrog ändå alldeles tydligt den vertikala buren. Plattformarna användes inte bara
att sitta på (den sammanlagda tiden på plattformar var ungefär densamma i båda burarna),
men också som skydd. Den tid råttorna tillbringade under den låga plattformen i den vertikala buren var mycket längre än motsvarande i plattformsburen (ca 48% mot 4%).
Då råttor i andra försök fick leksaker i form av pinnar att gnaga på och pappershanddukar
visade de knappt alls något intresse för pinnarna; däremot uppskattade de pappershanddukarna mycket. Man låg eller stod på dem, man kröp under dem, man slet sönder dem i småbitar
och bar dem till burens bakre del där man byggde bon av dem.
Även burens takhöjd påverkar dem: råttor i burar med högre i tak (20 cm) var mer aktiva
än råttor i standardburar (takhöjd 15 cm).
Burar och leksaker påverkade också råttornas relationer till de andra råttorna i buren. Det
var minst antal kontakter i burar med leksaker och högt i tak, och flest kontakter i standardburar utan leksaker.
Slutsats: råttor bör ha högt i tak och ha material som pappershanddukar att arbeta med.
Att leksakerna minskade behovet av social kontakt kan tyda på att råttor som måste hållas
i ensamburar kan använda leksaker för att något mildra isoleringens nackdelar.
Marsvin
Liksom de flesta andra djur bör marsvin leva i grupp i berikad miljö. De har behov av ordentligt med utrymme så de kan springa omkring och uppskattar mycket att ha rör att krypa
in i. De är stresskänsliga och bör skyddas mot t.ex. störande ljud. Tips om berikning finns
i t.ex. Raje och Stewart 2000 (även på http://www.awionline.org/www.awionline.org/lab_animals/biblio/la29-8gp.html).
66
Kaniner
Det danska företaget Scanbur har utvecklat ett s.k. enriched housing system för kaniner,
med en golvstorlek på närmare 7000 cm2 och med ligghylla. Fyra sådana burar kan kopplas
ihop med öppningar mellan, så att flera kaniner kan bo tillsammans och springa in till varandra. Då man utvärderade systemet på kaniner som användes för att producera polyklonala
antikropper (som i vanliga fall får sitta flera år i en alltför liten ensambur, med bl.a. skelettskador som följd) utnyttjade kaninerna gärna möjligherterna att ägna sig åt varandra. De
putsade varandra och åt, sov och vilade (på hyllan) tillsammans. Vissa mindre slagsmål kunde
förekomma, men detta uppvägdes mer än väl av att kaninerna fick större utrymmen att vistas
på och möjlighet till en större beteenderepertoar.
Gruppboendet föreföll heller inte påverka antikroppssvaret (Morrell 1997).
Försök att berika ensamboende kaniners liv med föremål och annat har dock inte gett så
goda resultat. Leksaker av olika slag är de knappast intresserade av alls, och bara vissa typer av
mat i nya former kan göra dem intresserade under någon längre tid (Harris m.fl. 2001).
Grisar
Beatte m.fl. (1995) har studerat hur en berikad miljö påverkar grisars beteende och välbefinnande. Man jämförde grupphållna grisar (i samtliga fall syskongrupper) i två slags miljöer:
en berikad miljö och en traditionell, oberikad. Den berikade miljön hade avsevärt större
ytor än den senare och var uppdelad i flera avdelningar för olika funktioner (äta, dricka, sova
o.s.v.) och med olika slags golvbeläggning (torv, halm, rivet papper); däremot var de inte
försedda med ”leksaker” av något slag.
Grisarnas beteende studerades med hjälp av detaljerade etogram. Det visade sig att grisar
i den stimulerande miljön var mer aktiva än de i den oberikade. De nosade och bökade mer,
och deras relationer med varandra var fredliga. Smågrisar i den berikade miljön använde ungefär tio gånger så lång tid till att leka än de i den stimulansfattiga miljön.
Grisarna i den traditionella miljön var mer passiva eller ägnade sig åt skadliga eller aggressiva sociala beteenden, inklusive att tugga på andra grisar vilket ibland kunde övergå i ren
kannibalism. Denna aggression berodde inte, som det ibland hävdats, på att grisarna bildade
hierarkier av dominanta och undergivna individer, utan på att djur i den stimulansfattiga
miljön reagerade aggressivt då en annan individ nosade på dem. Vidare tillbringade grisar i
den fattiga miljön mer tid med att äta än de berikade djuren.
Slutsatsen blir att den traditionella miljön är skadlig för grisarnas välbefinnande.
Författarna tar upp motargumentet motargumentet att djuren trivs och har det bra,
eftersom de växer och producerar (kött, mjölk, ägg) normalt. De konstaterar emellertid att
produktionen var densamma i båda typerna av djurhållning, medan analysen av djurens beteende visade att de skiljde sig beträffande välbefinnande.
Fåglar
Zebrafinken (Poephila guttata) är en mycket populär burfågel och sedan länge ett vanligt
försöksdjur i laboratorierna.
I sin klassiska bok The principles of humane experimental technique (1959) beskriver Russell och Burch hur den kan användas i djurvänliga beteendestudier för att studera olika pre67
parats effekt på fruktan och attackbeteende (s. 147 ff ). Detta kan låta paradoxalt, men Russel
och Burchs tanke är inte att utsätta fåglarna för farofyllda situationer utan att studera deras
beteende i en för dem naturligt situation, en parningsdans, där anfallsbeteende ingår som en
naturlig komponent.) Den används också i andra slags beteendestudier, neurologistudier och
toxicitetsstudier.
I naturligt tillstånd (i Australien) är zebrafinken en flockfågel med rikt varierat beteendemönster. Både i privathem och i laboratorierna förvaras den emellertid ofta ensam och/eller
i för små burar, vilket rimligtvis därför är en påfrestande situation.
Jacobs m.fl. (1995) studerade vad som händer om man ger zebrafinken större utrymme
och en berikad miljö. Man jämförde två slags burar: berikade och standard. Dessa två typer
fanns vardera i litet och stort utförande, alltså sammanlagt fyra burar. Standardburen hade två
sittpinnar; de berikade hade tre eller fyra sittpinnar, kvistar, vattenbad och sandbad. I varje
bur placerades ett monogamt fågelpar. Fåglarnas beteende iakttogs systematiskt och beskrevs i
ett etogram.
Fåglarna sjöng betydligt mer i den stora berikade buren än i de andra, och som man kunnat vänta hade fåglarna ett mer omväxlande flygmönster i de stora burarna och mest i den
stora berikade buren. Man var generellt mer stillasittande el. stillastående – mindre aktiva – i
standardburarna och alltså mer rörliga i de berikade. Man putsade sig mer i den stora standardburen och den lilla berikade buren än i de båda andra. Hoppande (att flytta sig utan att
använda vingarna) var betydligt vanligare i den lilla standardburen än i de andra. Detta torde
inte bara vara en ersättning för att flyga, eftersom flygutrymmet var lika litet i den lilla berikade buren, utan får snarare tolkas som ett slags stereotypiskt beteende som reaktion på en
stimulerande miljö.
Studien visar alltså ett små burar och burar utan berikning hämmar fåglarnas naturliga
beteende. I stället blir fåglarna antingen passiva eller ägnar sig åt onaturliga stereotypier (som
överdrivet putsande och hoppande) som ett tecken på missanpassning.
Den viktiga översikten ”Laboratory birds: refinements in husbandry and procedures. Fifth
report of BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement”, i Lab.
Anim. 35(4), Supplement, finns även även på www.lal.org.uk/pdffiles/birds.pdf.
Stress hos labdjur
Labmiljö och stress
Balcombe och Bernard [u.å.; 2004] har i en omfattande litteraturstudie (90 titlar) sökt information om hur beteendemässiga och psykologiska problem hos smågnagare i labmiljö kan ha
samband med deras boendeförhållanden. De konstaterar att labmiljön hindrar djuren från att
utöva sina naturliga beteenden (som att söka skydd, bygga bo, undersöka omgivningen och
bygga upp sociala kontakter). Resultatet är att de skadas både fysiskt och psykiskt, vilket leder
till att hjärnans utveckling hämmas och till stereotypa beteenden. Berikning av miljön mildrar problemen med eliminerar dem inte. Författarnas slutsats är att djurens boendeförhållanden måste förbättras radikalt för att komma tillrätta med problemen.
68
Normal hantering i samband med skötsel och försök
Om man rör vid råttornas burar, om man tar av locket, och om buren flyttas, orsakar
detta stress och chockreaktioner. Däremot störs inte råttorna om personal som de känner arbetar i rummet så länge de inte rör buren.
För försökets skull är det naturligtvis viktigt att veta om de mätvärden man får inte bara orsakats av själva försöket som sådant, utan av djurets hela situation. Samtidigt får man fram
om djuret redan i sitt ”normala” liv utsätts för en onormal stress som alltså kan innebära lidande. Gärtner m.fl. (1980) frågade sig därför:
♦
♦
Blir djuren stressade även vid normal hantering, alltså frånsett själva försöket?
Påverkar detta sådana blodvärden som man vill undersöka under försöken?
För att ta reda på detta undersökte man om t.ex. det endokrina systemet och metabolism hos
råttor påverkas dels av människor som rör sig i rummet utan att röra burarna, dels om djuren
flyttas i sina burar inom rummet, och dels om de tas ur burarna och utsätts för eter.
Det visade sig att om burarna flyttades från hylla ned till golvet, så gick hjärtverksamheten
upp från 340 till 450 slag i minuten och var inte nere i normala värden förrän efter 10–15
minuter. Ett stresshormon som kortikosteron ökade rejält inom fem minuter, nådde en topp
efter en kvart, och var inte nere på normala värden förrän efter ungefär en timme.
(Andra hormoner, som prolaktin, höll fortfarande på att öka efter en timme, men detta
behöver inte innebära att djuret var stressat.)
Efter att ha utsatts för eter under en minut tog det 25 minuter för hjärtversamheten att
komma ned till normala värden. Däremot stördes inte råttorna av att personer som de kände
sedan tidigare rörde sig i rummet, så länge de inte rörde buren.
Det är ju ett vanligt förfarande att man tar ut djuren ur burarna för att ta blodprov
på dem, som sedan analyseras med avseende på olika komponenter för att se resultatet av
försöket. Författarna konstaterar att man, om man skall få värden som inte är stresspåverkade,
måste provet tas inom 100 sekunder efter det att man först berört buren. Detta är viktigt för
de flesta endokrina värden och för alla plasmavärden som har att göra med förändringar i
blodcirkulationen, framsläppligheten i kapillärerna, energi- och mineralmetabolismen, och
syra-basbalansen. (Man refererar även andra undersökningar som visar att även andra slags
värden, som kroppstemperaturen, kan påverkas hos t.ex. hundar och råttor.) Detta innebär,
som författarna skriver: ”Om forskaren inte kan utföra undersökningen snabbt nog, måste
han ge en detaljerad beskrivning av hur hanteringsstressen påverkar de aspekter han studerar.”
För den etiska bedömningen innebär detta två saker.
♦
♦
även vid ”normal” hantering blir djuren blir stressade på ett sätt som kan innebära
obehag eller lidande;
försök där man inte tar hänsyn till det metodiska problemet att mätvärden påverkas av
hanteringen är dålig vetenskap genom att man inte mäter det som man tror sig mäta
(=dålig validitet) och bör därför inte utföras.
(Beträffande reaktionerna på eter, se avsnittet om sövningsmedel.)
Balcombe m.fl. (2004) har gått igenom ca 80 vetenskapliga undersökningar för att undersöka
hur tre vanliga rutinåtgärder – hantering, blodprov och sondmatning – påverkar labdjur av
69
olika slag. De flesta data gällde möss och råttor, men man inkluderade även hamstrar, kaniner, fladdermöss, gäss m.fl. fåglar, samt makaker. Som tecken på stress användes huvudsakligen
halten av olika stresshormon, men även blodtryck och puls; detta har i görligaste mån jämförts med förändringar i djurens beteende.
Det visade sig att lab.djuren lever i en stressfylld värld. De värden som användes som indikatorer på stress ökade genomgående med ca 20–100% från utgångsvärdet, och fortsatte
att ligga på en hög nivå under 30–60 minuter eller mer, som ett resultat av någon av de tre
åtgärderna.
Författarna diskuterar de metodiska problemen i samband med undersökningar av denna
typ. Stress behöver inte nödvändigtvis innebära ”distress”, d.v.s. upplevas som negativt. Exempelvis kan en råtta i ett springhjul ha höga halter av stresshormon, men trots detta trivas utmärkt. I denna undersökning ger man emellertid många exempel på att stressen, av beteende
m.m. att döma, upplevs som negativ av djuren. I de flesta undersökningarna tolkas också
djurens stressresponser som något negativt. Författarna konstaterar därför att ”eftersom det
inte finns några tecken på motsatsen, är det rimligt att dra den slutsatsen att stressrespons på
något som människor finner otrevligt (t.ex. blodprov, sondmatning) orsakar en negativ stress
hos djuret.”
Redan när ryktet om att en artikel över detta ämne av dessa författare – visserligen alla etablerade forskare,
men kända inom olika djurskyddsrörelser – skulle publiceras under sommaren 2004 uppstod en mycket
upprörd diskussion inom den amerikanska forskarvärlden. Många krävde att artikeln skulle stoppas, trots
att ingen hade läst ens en sammanfattning av den. Artikeln antogs emellertid till publicering i den ansedda
tidskriften Contemporary topics i laboratory animal science (som, liksom andra etablerade vetenskapliga
tidskrifter, inte antar något till tryckning innan det genomgått en grundlig förhandsgranskning, s.k. peer
review). Då ingrep ägaren – AALAS, det amerikanska samfundet för försöksdjursvetenskap – och stoppade
t.v. publiceringen i avvaktan på vidare utredning. Den i alla läger allmänt aktade chefredaktören avgick då
omedelbart i protest, den hetsiga och delvis synnerligen obalanserade debatten (främst på Compmedlistan)
om den av alla olästa uppsatsens förtjänster och brister ökade till orkanstyrka, och slutligen publicerades
den utan ändringar i novembernumret. AALAS verkställande kommitté ansåg sig dock tvungna att i samma
nummer (s. 7) publicera en liten kommentar, där man förklarade att artikeln publicerats för att ”ge läsaren
ett nytt perspektiv på tolkningen av stress hos labdjur” och att läsaren bör vara medveten om att den är ”an
opinion piece”. På sina håll i världen är tydligen de enklaste konstateranden beträffande labdjurens situation
fortfarande så kontroversiella att många anser att de bör censureras.
Att lyfta upp en mus
Naturligtvis kan praktiskt taget allt man gör med en mus – blodprov, injektioner, burbyte,
sövning o.s.v. – göras på mer eller mindre stressande sätt. Försöksdjursvetenskapen visar också
ständigt på nya tekniker för detta och annat för att minska påfrestningen på djuren. Detta är
naturligtvis angeläget ur både etisk och vetenskaplig synpunkt. Nästan ingen har dock studerat den vanligaste åtgärden av alla: hur man lyfter upp en mus.
Alla vet hur lätt det är att ta ett litet urinprov från en mus: bara man lyfter upp den kissar
den. Och den normala tekniken att lyfta upp en mus är att ta den i svansroten med tummen
och pekfingret.
Men att den då urinerar och kanske defekerar är ett tecken på stress. Och för att minska
stressen bör man helt enkelt lyfta den på något annat sätt.
Hurst & West (2010) har jämfört tre sätt att lyfta upp en mus: den traditionella svansmetoden, med hjälp av en ”tunnel”, d.v.s. en genomskinlig plastcylinder, och genom ”handmetoden”, där man tar upp i den kupade handen. Mössen vande sig snabbt vid de två senare
70
metoderna, och det goda resultatet kunda avläsas dels i mössens attityder och beteende mot
personalen, dels i tester som mätte hur rädda eller trygga mössen var. (Samt i reaktioner som
urinering och defekering.)
Vid ”tunnelmetoden” styr man försiktigt in musen i röret (A i fig. nedan) som man sedan
lyfter upp utan att röra djuret (B). Röret bör ha försetts med en doft från buren så musen
känner igen sig. När musen sedan får komma ut ur röret till ens öppna hand slutar den efter
några övningssessioner att hoppa ned i buren igen.
Vid ”handmetoden” skyfflar man helt enkelt – försiktigt – upp musen i den kupade handen. I början får man hålla den andra handen till en gles ”bur” över musen så den inte kan
komma undan (C), men även här lär den sig snabbt att den lugnt kan stanna kvar (D).
I båda fallen måste man naturligtvis i nästa fas ändå hantera musen på något sätt, t.ex.
vända på den för att undersöka buken, ge en injektion o.s.v. Skillnaden i stresseffekt är dock
mycket tydlig och mätbar.
På Nature Methods hemsida kan man ladda ner filmupptagningar av de olika metoderna
(se Hurst & West i litt.förteckningen)
Två metoder att lyfta upp en mus med mindre stress. ”Tunnelmetoden”: musen (anas vid den vänstra handen) leds
in i det transparenta plaströret (A) som sedan lyfts upp (B). ”Handmetoden”: musen tas försiktigt upp i de kupade
händerna (C), varefter den snart lär sig att vara kvar utan att försöka fly (D).
71
Isolering
Råttor
Isolering är ett onaturligt och stressande tillstånd som råttorna gör vad de kan för att
undvika.
En rad studier har demonstrerat olika förändringar hos råttor som hålls isolerade i stället för
i grupp. Pérez m.fl. (1997) ger en sammanfattning: de blir passiva och de äter mer. De tycks
bli mer räddhågade, eftersom deras vanliga nyfikenhet att undersöka nya miljöer blir mindre, och de sysselsätter sig inte med olika föremål lika mycket som de grupplevande råttorna.
Samtidigt kan deras aggressivitet öka, liksom annars onaturliga beteenden som att äta upp
sina ungar. Man har också konstaterat missanpassningsbeteenden som att de gnager på burens
metallstänger och att de sysslar mer med sig själva: jagar sin svans, putsar sig, o.s.v. När de
slipper ur sin isolering blir de aggressiva mot andra råttor. Samtidigt sker det förändringar i
nervsystemet, t.ex. en minskning av dopaminreceptorer i delar av hjärnan (i striatum). En del
biokemiska parametrar (glukos m.m.) sjunker till lägre nivåer, liksom halten stresshormoner
(jfr även Dean 1999: 33).
Hurst m.fl (1997) jämförde råttor under flera olika slag av isolering med råttor i grupp.
De ensamma individerna (a) var helt isolerade; (b) kunde se men inte lukta på andra råttor;
(c) kunde se och lukta på andra råttor, (d) kunde se, lukta och (genom ett nät) ha viss kontakt
med andra råttor.
Ju mer kontakt isoleringen tillät, desto mer tid tillbringade de isolerade råttorna vid barriären, nosande och sniffande, och deras beteende började delvis närmas sig de grupplevande
råttornas: de sov mer och åt mindre. Det verkade tydligt att de ville komma ur sin isolering
och förena sig med gruppen.
Däremot undvek de att sova i närheten av plastväggen mot gruppen.
Det ökade sysslandet med sig själva, gnagandet o.s.v. får tolkas som resultat av missanpassning i den onormala situationen.
Högre halter av stresshormon (som kortikosteron) hos lab.djur tolkas ibland som tecken
på att djuret utsätts för en onormal påfrestning, alltså lidande, och att halten stresshormoner
sjunker under isolering har tolkats på olika sätt: antingen har de grupplevande råttorna en
mer stressande miljö, eller också beror deras högre halt av kortikosteron helt enkelt på att de
är mer aktiva än de isolerade råttorna (Hurst m.fl 1997).
Om det är den första av dessa två faktorer som är viktigast (vilket flera forskare menar) är
detta ett av många tecken på att råttorna gärna betalar ett pris för att leva i gemenskap hellre
än i isolering.
Att bara leva i par är troligen inte en fullgod ersättning för att leva isolerad. Augustsson
m.fl. (1999) visade att råttorna som levt i par snabbare än gruppboende råttor sökte sig fram
till en mänsklig hand genom en Y-labyrint. Kanske är en orsak till detta en otillfredsställd nyfikenhet på andra varelser (förf. är emellertid själva försiktiga med tolkningar).
72
Metabolismburar
Att hålla djur i metabolismburar innebär en psykisk påfrestning som bör undvikas i
största möjliga utsträckning.
Metabolismburar används när man vill ha full kontroll dels över allt vad djuret äter och
dricker, dels över all urin och avföring. I dessa burar lever djuren därför ensamma under hela
observationsperioden. Miljön är karg och kal, utan berikning, för att underlätta för urin och
avföring att via gallergolvet samlas upp i behållare under buren. Burens storlek är anpassad för
det djurslag den är avsedd för.
En typisk metabolismbur för smågnagare är ofta en rund plastbehållare. En sådan miljö
orsakar ett psykiskt lidande för djuren av minst två anledningar: dels är isolering alltid
stressande för sociala djur som möss och råttor, och dels känner djuret sig utsatt eftersom den
genomskinliga buren inte erbjuder skydd från något håll.
Flera studier visar metabolismburarnas stressande effekt på djuren. Utsöndringen av kortisol och immunoglobulin A (IgA) kan användas som stressmarkörer: förhöjd kortisol som
tecken på akut stress, och sänkt IgA-nivå som tecken på kronisk. Grisar (kastrerade galtar)
som vistats i metabolismbur under fyra sexdagarsperioder visade sig ha förhöjda nivåer kortisol under den första perioden, vilket kan tyda på akut stress. Under de följande perioderna
sjönk kortisolnivån till normala, låga nivåer. Däremot sjönk nivåerna av immunoglobulin
A, vilket visade att grisarna var kroniskt stressade. Samtidigt var grisarnas vikt lägre när de
var i metabolismburen än när de vistades i en normal stia. (Royo m.fl. 2005). Exakt samma
resultat har man tidigare visat för råttor i metabolismbur (Eriksson m.fl. 2004). Också Brain
m.fl. (2000) fann bevis för att möss var mer stressade i metabolismburar än i konventionella
burar. Gil m.fl. (1999) placerade tre och tolv månader gamla råttor i metabolismburar för att
se om den stress vistelsen medförde påverkades av råttornas ålder. De fann påtagliga skillnader
mellan de båda grupperna både vad beträffar metabolism och beteende, men båda var tydligt
påverkade av vistelsen under hela studietidens
längd. Exempelvis var alla råttornas benägenhet att utforska nya områden starkt minskad
i slutet av försöket, medan adrenalinnivån
visade en stigande tendens under hela tidsperioden.
I ett försök där man mätte hur möss
stressades av att vara delvis fixerade var kontrolldjuren placerade i metabolismburar och
deras kortikosteronvärden noterades dag 2,
5, 8 och 12 som tecken på deras stressnivå.
Dessa värden steg kontinuerligt tills de nådde
sin topp på dag 8. När försöket avbröts dag 12
hade det sjunkit något, vilket författarna tolkar
som ”habituering”. Värdet var dock fortfarande högre än för någon av de andra dagarna.
(Rogers 2002.)
Metabolismburar ska naturligtvis inte anMetabolismbur för råtta. Råttan placeras på galler
vändas om man kan få samma resultat på angolvet i den övre behållaren. (Tecniplast)
73
nat sätt. Gäller det t.ex. bara att få enstaka urinprov tar man i stället provet genom att massera
djurets buk.
Man måste också på också alla sätt se till att vistelsen i buren blir så kort som möjligt.
Den påfrestning som isolering i en standardbur innebär förvärras i den kala metabolismburen
(vilket gör att en del mätvärden tagna under sådana omständigheter kan ifrågasättas).
I någon mån kan man mildra den psykiska påfrstningen dels genom att åtminstone låta
djuret ha lukt- och synkontakt med andra djur, dels genom att helt enkelt hänga t.ex ett tygstycke över en del av buren.
Det har pågått ett samarbete mellan SLU i Skara (Lena Lidfors), AstraZeneca och Experimentalavdelningen på Malmö allmänna sjukhus (MAS) för att utveckla en mer naturlig och
stressfri metabolismbur för smågnagare. Projektet avslutades tyvärr aldrig, men man vann en
rad erfarenheter, och tillverkade några metabolismburar (nu på MAS) som tillfredsställde djurens behov långt bättre än de konventionella utan att äventyra forskningen.
Fixering
Om råttor fixeras (t.ex. i ett rör) i tre timmar gör stressen att de förlorar i vikt och inte har
hämtat sig ännu tio dagar senare. Om fixeringsstressen upprepas tre dagar i följd blir viktförlusten större och utsöndringen av stresshormon (glukokortikoider) ökar.
Denna fixeringsstress försvinner inte då råttan blir fri, utan har långtidsverkan. Om man
efter så pass långt uppehåll som som tolv dagar senare utsatte råttorna för andra typer av mild
stress reagerade de mycket starkt, mätt i ökat kortikosteronvärde. Detta värde ökade emellertid inte lika mycket om man utsatte dem för en ny fixering.
Möss visade upp ett liknande reaktionsmönster. De kvarsittande effekterna av stress gäller
alltså inte bara (och inte ens i första hand) samma typ av stressor som djuren utsattes för först,
utan ökar stressen av andra typer av åtgärder som de utsätts för långt senare (Harris m.fl.
2004).
Några fysiologiska reaktioner hos en råtta som fixerats under femton minuter visas i
graferna i kap 7, avsnittet Mätningar > ”Stresshormon”.
Råtta i Bollmanbur (Waynforth, Holsman & Parkin 1977)
74
En speciell fixeringssituation när djuren drabbas av stress är då de ska andas in olika preparat via en mask. En del av stressen orsakas då av att de inte kan sköta sin värmereglering,
vilket gör att hos råttor kroppstemperaturen kan stiga avsevärt. Hamstrar har däremot en bredare termoneutral zon och störs mindre av temperaturväxlingar. (King-Herbert m.fl. 1997.)
Detta innebär att då råttor fixeras i inhalationsstudier måste omgivningens temperatur
vara noga kontrollerad för att inte orsaka djuren ett lidande utöver fixeringen i sig.
Det finns många olika fixeringsanordningar för smådjur. Bollmanburen på bilden är
avsedd för smågnagare. De kan ställas in så djuret, om försöket tillåter det, kan få en viss
rörelsemöjlighet och inte är lika fixerat som vid exempelvis stressförsök m.m., då djuret kan
vara fasttejpat utan några som helst möjligheter att röra sig.
Transporter
Transporter är en särskilt stressande del av djurens liv. Förutom att själva boendesituationen
är mer onaturlig än vanligt påverkas de av vibrationer, stötar vid omlastning, ljud, onaturliga
ljus- och temperaturförhållanden, lukter o.s.v. Upplevelsen är psykiskt påfrestande, och deras
fysiologi (homeostasen) kommer ur balans.
Dessa påfrestningar kan yttra sig på ibland oväntade sätt. Exempelvis upptäckte Koopman
m.fl. (1984) att en av deras musstammar (C3H/He-möss) hade sårskador på svansen. Efter
noggranna studier och resonemang kom man fram till att det inte handlade om bitmärken,
som man först trodde. I stället var såren ett slags sjukdomssymptom, och den bakomliggande
orsaken var transportstress. Liknande skador har också observerats på möss som stressats av
andra orsaker.
Regelverket
DFS 2004:10, L 5
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om transport av levande djur (DFS
2004:10, saknr L 5) gäller däggdjur, fåglar och övriga ryggradsdjur (d.v.s. alla lab.djur), dock
inte kortare nationella transporter (max 30 min inkl. in- och urlastning) och nationella transporter.
Transporter av djur regleras också av Europarådets konvention CETS 193, European
Convention for the Protection of Animals during International Transport <http://conventions.
coe.int/treaty/en/Treaties/Html/193.htm>
LASA:s (Laboratory Animal Science Association) utförliga rapport Guidance on the transport of laboratory animals (2005) <http://la.rsmjournals.com/cgi/reprint/39/1/1> är nödvändig kompletterande läsning till ovanstående.
Förhållanden under transporten
Djurens förhållanden under transport regleras detaljerat i de olika föreskrifterna, men hur
djuren har det i t.ex. flygplanens transportutrymmen under långa flygtransporter har inte
undersökts särskilt allsidigt. I en ovanlig studie gjorde en forskare vid ett stort läkemedelsbolag (GlaxoSmithKline) en grundlig undersökning av temperaturen i burarna under mustrans75
porter. Under en transport mellan England och Nordamerika varierade temperaturen mellan
19,8 och 12,5 grader, och då försändelsen lastades av planet i kallt väder sjönk temperaturen
i burarna under 8 grader. Slutsatsen blev att detta naturligtvis var oacceptabelt, och att man
skulle vidta åtgärder mot detta i fortsättningen (Mean 2005). Hur andra företag och universitetsinstitutioner betraktar detta problem är emellertid fortfarande en öppen fråga.
Återhämtningstid
Eftersom djur stressas av transporter behöver de en återhämtningstid.
Hur lång tid som behövs är det dock svårt att säga, eftersom så många olika faktorer spelar in:
transportsätt, förhållanden under transporten, djurslag o.s.v.
Dessutom är inte alla överens om vilka förändringar hos djuren man ska koncentrera sig på,
utan olika studier tittar på än det ena, än det andra. Vilka stresshormoner? Vilka beteendetester? Mat- och dryckintag? Vita blodkroppar?
Resultatet är att de rekommendationer om återhämtningstider som finns kan skilja sig
mycket starkt från varandra. En rekommendation kan säga att det räcker en dags vila för
möss, medan en annan säger 7–8 veckor.
Hos kaniner fann man efter transport en lång rad betendemässiga och fysiologiska förändringar: högre halter av stresshormon, minskat matintag, anorexi m.m. Problemen var större
vid flyg- än med lastbilstransport. Efter två dygn hade dock de flesta värden åter blivit normala, varför detta är den kortaste återhämtningsperiod författarna, Toth och January (1990),
rekommenderar (under förutsättning att inga iakttagbara problem kvarstår).
Sammanfattningsvis kan man dock, som tumregel baserad på Ruiven m.fl. 1996, säga att
tre dygn är absolut minimum, och att en vecka torde vara ett bättre riktmärke.
Denna tidsperiod kan påverkas av andra omständigheter. Gäller det en interkontinental
transport där mörker/ljusperiodena blir omkastade är två veckor minimum.
Djur stressas inte bara vid långväga transporter, utan också av förflyttningar inomhus. Möss
som transporterats under 12 minuter fick så höjda kortikosteronvärden (”stresshormon”) att
de inte var normala förrän 24 timmar senare (flera förf., bl.a. Tuli m.fl. 1995).
Dräktiga djur
DM:s föreskrifter om djurtransporter (L 5) säger:
20 § Transport av dräktiga hästdjur, nötkreatur, får, getter, renar, hjortdjur och grisar får inte
ske inom tre veckor före beräknad förlossning eller, vid mer än dygnslånga transporter, inom
sex veckor. Transport av dräktiga tikar och katter får inte ske, utom till veterinär, inom två veckor
före beräknad förlossning. Övriga djurslag får inte transporteras under dräktighetens sista femtedel.
Kalvar under två veckors ålder får inte transporteras. Övriga nyfödda däggdjur får transporteras tidigast vid en veckas ålder.
Transport av moderdjur får ske, när det gäller nötkreatur tidigast tre veckor efter förlossningen och, när det gäller övriga djurslag, tidigast en vecka efter förlossningen.
LASA:s rapport Guidance on the transport of laboratory animals (2005) ger nedanstående
tabell över dräktighetstider och maximala rekommenderade transporttider.
76
Typiska dräktighetstider för vanliga laboratoriedjur och rekommenderade tillåtna
transporttider
Djurslag
Tid
(dagar )
Kan transporteras
upp till (dagar)
Råtta21
17
Mus21
17
Marsvin56–7545
Gris
114
91
Kanin30–3222
Hund
61–6540
Katt
64–6742
Silkesapa
144
96
Långsvansad makak
153–167
102
Kryopreservering
Framför allt när det gäller möss har man framställt en mycket stor mängd olika stammar genom avel och genmodifiering. Men möss har kort livslängd, och för att behålla de stammar
man skapat har man därför ägnat sig åt ett omfattande avelsarbete. Dessa generationer av djur
som aldrig används i försök är kostnadskrävande ur laboratoriernas synpunkt, och redan deras
enahanda liv i burarna gör systemet otillfredsställande ur etisk synpunkt. Till detta kommer
att det kan dyka upp problem i form av oförutsedda förändringar i fenotypen efter några generationers avel med transgena djur. Detta är den viktigaste orsaken till att även avel av genmodifierade djur kommer att prövas etiskt.
Sedan 1970-talet har man emellertid utvecklat metoder för att frysa ner fr.a. embryon
och sperma (i någon liten mån även t.ex. äggstockar och oocyter, vilket dock visat sig tekniskt
besvärligt) för långtidsförvaring. Den allmänna termen för sådan nedfrysning av biologiskt
material är kryopreservering. Normalt används flytande kväve, och materialet bevaras vid en
temperatur av -196°C. De nödvändiga investeringskostnaderna uppvägs snabbt av de stora
besparingar i lokaler, personal m.m. som systemet medför.
Tyvärr är metoden inte fullkomlig. Sperma från individer som avlats av icke-besläktade
föräldrar är robusta och kan befrukta ägg i samma utsträckning som under naturliga förhållanden. När det gäller inavlade stammar (dit ju de flesta laboratoriemöss hör) är resultatet
mycket mer mer varierande, och den kanske vanligaste stammen – C57BL/6J – hör till dem
vars reproduktionsförmåga efter nedfrysning är allra sämst. Totalt sett kan man bara räkna
med att ca 20% av nedfrusna embryon från inavlade och muterade stammar resulterar i att
det föds en levande unge. Är genuppsättningen mer blandad är resultatet generellt sett lite
bättre, men utfallet kan fortfarande variera mycket starkt (från 0 till 100%; Rodents 1996 s.
42).
Trots detta är systemet numera sedan länge väletablerat, och eftersom de etiska och ekonomiska intressena här sammanfaller finns det all anledning att tillämpa det överallt där det
är möjligt. En introducerande översikt är Landel 2005.
77
4 . Blodprov
4
Blodprov
För den etiska bedömningen av blodprovstagning är främst två aspekter viktiga:
♦
Djurets upplevelser: vilka skillnader i lidande finns det mellan olika provtagnings
metoder?
♦
Blodmängder: hur mycket kan man ta innan djurets välbefinnande påverkas?
Ur forskningssynpunkt tillkommer en tredje:
♦
Vilka skillnader i blodkvalitet är förbundna med de olika provtagningsmetoderna?
Att ta blodprov är alltså inte bara en fråga om att använda den metod som orsakar minst
lidande och skada. Blodets egenskaper, d.v.s. profilen av de olika parametrar man skall analysera, varierar nämligen beroende på varifrån i kroppen man tar det.
Då man tar ett blodprov för att t.ex. göra en farmakokinetisk analys (studera hur ett
läkemedel tas upp, fördelas och utsöndras i kroppen) genom analys av blodplasman, kan resultatet alltså bli olika beroende på var blodprovet tagits. Eftersom omständigheterna (bakgrundsvariablerna) bör vara så lika som möjligt för att analysen alls ska vara meningsfull, kan
det förekomma att ett krav att blodprov ska göras på ett lindrigare sätt hindras av rent vetenskapliga skäl.
Men den som använder det argumentet måste kunna ge en precis motivering. Han måste
kunna visa att skillnaden mellan två provtagningsmetoder innebär sådana skillnader i blodets
kvalitet att försöket äventyras, och att andra, skonsammare provtagningsmetoder inte är möjliga att använda.
I praktiken är det emellertid mycket sällan man ser en argumentation om detta i ansökningarna. Argumenten för sådana metoder (fr.a. orbitalpunktion) som orsakar påtagligt
lidande brukar enbart bygga på de blodmängder man anser sig behöva.
En fråga som man som forskare också kan ställa, men som är ännu mer sällsynt, är:
♦
78
Om djuret måste sövas vid provtagningen, vilka effekter (om några) har då olika
sövningsmedel på blodets kvalitet?
4 . Blodprov
Blodmängder
Blodprov och återhämtning
Var och en är ansvarig för att hålla sig informerad om de senaste kunskaperna beträffande den optimala tillämpningen
av en viss teknik för ett speciellt djurslag.
(GV-SOLAS, Empfehlung zur Blutentnahme)
Hur mycket blod kan man ta varje gång, och hur länge måste djuren återhämta sig efteråt?
De modernaste och mest omfattande auktoritativa riktlinjerna är Empfehlung zur Blutentnahme bei Versuchstieren, insbesondere kleinen Versuchstieren, som publicerats i maj 2009 av
den tyska GV-SOLAS (Die Gesellschaft für Versuchstierkunde-Society for Laboratory Animal
Science). Anvisningarna (tillgängliga från GV-SOLAS webbplats) diskuterar olika aspekter av
betydelse då man ska välja teknik och plats för blodprov av olika volyme från olika djurslag.
En av riktlinjernas tabeller återges på nästa sida.
En äldre uppsättning rekommendationer ges i ”A Good Practice Guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes” (Diehl m.fl. 2001),
reultatet av ett samarbete mellan European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) och European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).
De riktar sig i första hand till ”researchers in the European Pharmaceutical Industry”, men
– framhåller man – principerna bakom dess data och dess förslag till refinement, gäller alla
som använder djur för forskningsändamål. Det finns anledning att betona detta, eftersom en
del av dess rekommendationer – exempelvis beträffande orbitalpunktion – ofta nonchaleras.
Enligt dessa rekommendationer gäller följande blodmängder vid blodprov:
Hund
Kanin
Mus (25 g)
Råtta (250 g) 2,5 kg
4 kg Blodvolym
ml/kg
72ml/kg
64ml/kg56ml/kg
(Beagle, 10 kg) Återhämtning
85 ml/kg
Variationsvidd 63–80 ml/kg58–70ml/kg44–70ml/kg
Blodvolym
1,8ml
16ml
140 ml224ml
79–90ml/kg
850 ml
Blodprov i %
av blodvolym
1,0%
18µl 0,16ml
1,4ml2,24ml
8,5ml 7,5%
0,14ml (140µl) 1,2ml
11ml 17ml
64ml
1 vecka
10%
0,18ml (180µl) 1,6ml
14ml22ml
85ml2 veckor
15%
0,27ml (270µl)2,4ml21ml34ml
127ml4 veckor
(2–4 veckor vid
upprepade prov inom ett dygn)
endast upprepade blodprov:
20%
0,4 ml (400µl)3,2ml28ml45ml
170ml3 veckor (vid
upprepade prov
inom ett dygn)
79
80
67 (60–85)
70 (57–90)
78 (65–80)
86 (79–90)
75 (56–118)
65 (60–90)
75 (60–80)
56 (45–70)
56 (47–66)
54 (44–67)
70 (58–82)
75 (65–90)
65 (61–68)
74 (70–80)
57 (52–61)
64 (50–70)
Gerbil (mongolisk ökenmus) (100 g)
Get (40 kg)
Hamster (syrisk guldhamster) (100 g)
Hund (beagle) (15 kg)
Häst (300 kg)
Höns (1,1 kg)
Iller (800 g)
Kanin (3,2 kg)
Katt (3 kg)
Makak (Rhesus makak) (9 kg)
Marmoset (Callithrix jacchus) (350 g)
Marsvin (400 g)
Minigris (20 kg)
Mus (25 g)
Nötboskap (400 kg)
Råtta (300 g)
6,4
5,7
6,6
6,5
7,5
7,1
5,4
5,6
5,6
7,5
6,5
7,5
7,5
7,8
7,0
6,7
6,6
46 (40–61)
40 (33–50)
42 (33–50)
39 (30–50)
44 (37–50)
45 (37–52)
41 (33–50)
38 (30–45)
41 (31–50)
45 (38–54)
34 (25–45)
33 (26–42)
50 (42–58)
51 (39–59)
33 (26–37)
48 (40–52)
32 (26–37)
19
22800
1.7
1300
30
25
480
168
180
60
71
22500
1130
7.8
2800
6.7
3300
Blodvolym vid
angiven vikt (ml)
1.9
2280
0.17
130
3
2.5
48
17
18
6,0
7.1
2250
113
0.7
280
0.7
330
Enstaka prov3
(max 10 %)
0.2
228
0.02
13
0.3
0.25
4.8
1.7
1.8
0.6
0.7
225
11.3
0.07
28
0.07
33,0
Dagligen4
(1 %)
10
11400
0,7–1,0
650
15
12
240
84
90
30
36
11250
565
3.5
1400
3.3
1650
Sluttappning5
Blodprov2 (ml) vid angiven kroppsvikt
1. Angivna värden kan variera beroenda på ras, stam och ålder. Det procentuella värdet är lägre för överviktiga djur än för normalviktiga.
2. De angivna volymerna gäller friska, adulta djur. Djur som genomgått försök, liksom sjuka, åldrade eller stressade djur, kanske inte tolererar samma volym bloduttag.
3. Därefter återhämtning under minst 2–3 veckor.
4. För dagliga blodtappningar under högst 2 veckor, därefter återhämtning under minst 2–3 veckor.
5. Under narkos; ca 50% av blodvolymen (empiriskt värde).
66 (55–80)
Får (50 kg)
% av kropps-
vikten
Hematokrit (%)
Totalvolym
Genomsnittlig blodvolym hos olika djurslag1 Ml/kg1
4 . Blodprov
(Empfehlung zur Blutentnahme bei Versuchstieren. GV-SOLAS. Tab. 1)
4 . Blodprov
(Riktlinjerna tar också upp makak, silkesapa och minigris.)
Värdefulla diskusisner och rekommendationer finns också i den brittiska Removal of blood...
1993.
Blodmängden kan variera med stam, ålder, kön och andra faktorer. Äldre och feta djur
kan ha upp till 15% mindre cirkulerande blodmängd än genomsnittet för dem som är unga
och friska. Sådana faktorer förklarar variationsvidden i tabellerna; utgångspunkten bör dock
vara genomsnittet.
Vad händer om man tar för mycket?
Då rapporten Removal of blood... 1993, s. 18, konstaterar att man kan ta 10% av blodvolymen från ett normalt, friskt djur med normalt näringsintag kommenterar man samtidigt:
”Detta innebär inte att djuret inte upplever några följdverkningar – bara att det inte visar
några.”
Ty enligt rapporten händer följande om man tar 10% eller mer:
% av cirkulerande
blodvolym (Removal of blood 1993)
Effekt (Removal of blood… 1993)
10%
Påverkar de transmittorsubstanser som bidrar
till att upprätthålla homeostasen (balansen
mellan olika funktioner och kemiska substanser i kroppen)
Påverkar blodflöde och blodtryck
15–20%
30–40%
Djuret kommer i chocktillstånd av blodförlust
>40%50% av djuren dör (texten nämner råttor)
Djurskyddsmyndighetens siffror är för höga
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter 2004:4 (L55), 3 kap. 5§, säger emellertid att man vid
blodtappning för framställning av polyklonala antikroppar kan ta 8 ml blod/kg kroppsvikt,
varefter djuret (i detta fall kaninen) ska återhämta sig under två veckor.
För en kanin på 2,5 kg innebär 8 ml blod/kg kroppsvikt ett bloduttag på 20 ml. Enligt
EFPIA och ECVAM:s Good Practice Guide borde kaninen efter ett så stort uttag få återhämta sig ca 4 veckor, alltså dubbelt så lång tid.
Felet med Djurskyddsmyndighetens föreskrifter är att man uppenbarligen utgått från alltför höga blodmängder per kilo kroppsvikt.
Bakgrunden till de värden myndigheten använt finns troligen i de högre siffror som anges
i Iwarsson m.fl. 1994, s. 256. Där anges som tumregel blodmängden 80 ml/kg kroppsvikt,
och att man kan ta 10–15% blod (=8–12 ml blod/kg kroppsvikt) vid ett enstaka tillfälle. Siffror som alltså strider mot moderna, internationella rekommendationer.
81
4 . Blodprov
Problemet förvärras av att Djurskyddsmyndighetens föreskrifter av någon anledning
endast ger rekommendationer beträffande blodmängd i samband med polyklonala antikroppar men inte för andra ändamål. Det finns dock stor risk att man tar dessa 8 ml/kg med 14
dagars återhämtningstid som riktvärde för blodprov också för andra ändamål. Som vi sett i
tabellen ovan har dock de vanligaste lab.djuren betydligt mindre blod/kg än 80 ml, varför
rekommendationerna i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter kan få direkt skadliga följder för
djuren.
Upprepade blodprov och beteende
Blodprov kan påverka djuren på minst fyra olika sätt: genom blodförlusten, lidande/stress vid
sövningen, genom smärta vid provtagningen, och genom stress på grund av hanteringen. Påfrestningen blir naturligtvis större om provtagningen upprepas.
Pfeil (1988) undersökte hur möss påverkades av blodprov 2 och 3 gånger i veckan under
en fyraveckorsperiod. Mössen vägde i genomsnitt 38,2 g och blodproven var på 0, 08 ml.
Proven togs genom ett litet snitt i svansen under lätt eteranestesi, och råttornas beteende avlästes kontinuerligt med hjälp av rörelsedetektorer.
Det visade sig att de upprepade blodproven påverkade mössens rörelsemönster. De rörde
sig mindre redan vid två prov/vecka, och ännu mindre vid tre prov/vecka. Däremot var antalet perioder under vilka de rörde sig (eller, annorlunda uttryckt: antalet viloperioder) mindre
än hos de obehandlade kontrolldjuren. Dessa förändringar i förhållande till det normala var
särskilt påfallande under de första 12 timmarna efter varje provtagning.
De var med andra ord i kontinuerlig rörelse mer än vad kontrollerna visar, men samtidigt
var deras rörelser så dämpade att den totala rörelseaktiviteten ändå minskade.
Orsaken är den smärta som provtagningen orsakar. Smärtan resulterar i en rastlöshet (få
perioder av stillasittande), samtidigt som den gör att djuren rör sig långsammare än normalt.
Provtagningsmetoder
Orbitalpunktion
Orbitalpunktion är smärtsamt och kan ge allvarliga skador. Vid upprepade orbitalpunktioner blir problemen särskilt allvarliga. Metoden ska därför inte användas. Det
finns dessutom många alternativ.
I ögonhålan (=orbitalsinus), bakom ögat, finns det ett ganska rikhaltigt nätverk av blodkärl
(=orbitalplexus) med venöst blod. Orbitalpunktion innebär att man med ett smalt glasrör tar
blodprov från dessa blodkärl.
Metoden används främst på smågnagare.
Djuret ligger på rygg i handflatan och man håller om det så att man med tummen och pekfingret kan dra tillbaka huden/ögonlocket kring det ena ögat. Med den andra handen sticker
man in ett tunt rör (med en yttre diameter på drygt en millimeter) i den inre ögonvrån, i rätt
vinkel (30–45 graders lutning i förhållande till ”ansiktsplanet”), mellan själva ögongloben och
ögonhålans sida.
Man snurrar hela tiden röret mellan fingrarna, så det borrar sig igenom den tunna bindh82
4 . Blodprov
innan runt ögat.
När man nått benet vid ögonhålans bakre vägg drar man tillbaka röret en aning. Då
rinner det blod från orbitalplexus genom röret.
Om man då vrider handen med djuret så röret pekar nedåt, samverkar tyngdkraften med
kapillärkraften så att blodet kommer fram lättare och kan samlas upp i ett kärl. Alltihop tar
kanske tio sekunder. Enligt en handbok kan en rutinerad tekniker på detta sätt få fram 3 ml
blod.
Det hela avslutas med att man sluter till djurets ögonlock och försiktigt håller en kompress mot ögat några sekunder för att stoppa blödningen.
På vilka djur gör man orbitalpunktion?
På smågnagare som mus, råtta och hamster. Orsaken är att dessa djur har relativt få blodkärl
som lämpar sig för blodprov.
Bör djuren sövas?
Ja. Alla handböcker ser som en självklarhet att djuren skall vara sövda. Ett standardverk i
försöksdjursvetenskap skriver:
Sedan man fått igång ögonblödningen kontrolleras blodmängden genom att man trycker [med glasröret]
bakom ögat. Detta måste vara smärtsamt, liksom själva punkteringen är det. Därför måste möss eller andra gnagare alltid sövas om man använder denna teknik och, helst, avlivas innan de återfår medvetandet.
... Denna teknik [d.v.s. orbitalpunktion] bör undvikas, om det alls finns någon möjlighet till detta.
(Bleeding is controlled after orbital bleeding by pressure behind the eye, a condition that must be
considered painful, like the puncture itself. For this reason, mice or other rodents must always be anesthetized for this technique and, preferably, euthanatized before regaining consciousness.... This technique
[d.v.s. orbitalpunktion] should be avoided if at all possible.) (Kesel 1990 s. 341.)
Man använder någon typ av inhalationsanestetika. Därmed är djuret helt sövt under
provtagningen.
Räcker det inte med lokalbedövning?
Vid orbitalpunktion har sövningen två funktioner: dels att djuret ska slippa smärtan, och dels
att det ska vara stilla så man undviker ögonskador.
Om man endast använder lokalbedövning, t.ex. Tetracaine (ögondroppar, som också är
ett vanligt smärtstillande medel för ögon inom humanmedicinen; FASS konstaterar att sveda
Orbitalpunktion. På bilden till vänster ska man just punktera ögonhinnan med med glasröret (diameter ca 1 mm). På bilden till
höger droppar blodet från röret ned i en glasbehållare. (Iwarsson m.fl. 1994.)
83
4 . Blodprov
i ögonen är en vanlig bieffekt) ökar naturligtvis risken för ögonskador katastrofalt eftersom
djuret kan röra sig under provtagningen.
Är det skadligt? Hur reagerar djuren?
I en översikt över orbitalpunktion i Nederländerna fann man att att metoden orsakar en rad
skador och biverkningar, varav blindhet var vanligast (konstaterat i upp till 5% av djuren)
(Herck m.fl. 1992a).
Man kan t.ex. skada blodtillförseln till ögat, vilket kan leda till blindhet (t.ex. genom
att ögat förtvinar). Man kan också råka skada ögonmusklerna eller synnerven, vilket också
leder till blindhet. Är man oerfaren eller oaktsam kan man råka sticka röret in i hjärnan eller
näshålan, vilket orsakar stora blödningar och mycket allvarliga skador.
Ett enda blodprov från orbitalplexus orsakade ögonskador, som t.ex. inflammation och
vävnadsdöd i Harderian gland (Cocchetto m.fl. 1983, ref i Stearns 1984).
van Herck redovisar också forskargruppens egna erfarenheter av sådana skador: av fyra
tekniker åstadkom de två bästa ”endast få abnormaliteter”, såsom mer eller mindre kraftiga
inflammationer och skador som ”var (nästan) läkta efter 2 veckor”. I andra fall var man tvungen att avliva djuren omedelbart p.g.a. de ögonskador orbitalpunktionen orsakat. (Herck
m.fl. 1998) (Detta trots att man i 3 av de 4 testgrupperna i hans undersökning endast tog 1
prov/djur.)
I sina tidigare studier över orbitalpunktion kunde van Herck inte se att råttorna var
stressade av orbitalpunktionen; han tyckte att deras beteende inte skiljde sig från kontrollgruppen, men framkastade själv (t.ex. van Herck 1991) att en eventuell strass p.g.a. orbitalpunktionen maskades över av den kraftiga stress som etersövningen medförde.
I en senare uppsats (Herck 2000) visade han att denna förmodan var riktig. Mätningar av
råttornas beteende efter etersövning med och utan orbitalpunktion visade att de råttor som
genomgått båda orbitalpunktion och etersövning var ännu mer störda än den kontrollgrupp
som enbart sövts med eter. Orbitalpunktionen åstadkom alltså ett sådant lidande att det
t.o.m. slog igenom eterstressen.
Upprepade orbitalpunktioner
Efter en enstaka orbitalpunktion utan komplikationer med enbart ”normala” skador börjar inflammationen gå tillbaka efter 3–4 dagar och är borta
efter ca 1 1/2 vecka, hävdar var Herck. Skadorna
kan enligt honom (1999:34) vara läkta efter ca
två veckor. Detta skulle således vara den minsta
tidsrymd man måste vänta om man skall ta upprepade prov i samma öga (Herck 1999:155, 160);
nya punktioner i ett sårigt öga är av djurskyddsskäl
givetvis oacceptabelt.
van Herck har dock själv gjort endast en,
mycket begränsad undersökning av upprepade orbitalpunktioner (Herck 1998). I sin avhandling om
upprepade blodprov genom bl.a. orbitalpunktion
har emellertid Stephan Meyer-Eilers (2000) visat
att upprepade orbitalpunktioner orsakar fibroser
84
Råttöga vid orbitalpunktion. (1) ögonlock; (2) ögon
frans; (3) ögonlins; (4) glaskroppen; (5) glasröret;
(6) skallbenet (ögonhålan); (7) retroorbitalt venöst
plexus (”nystan” av venösa blodkärl bakom ögat);
(8) synnerven; (9) näthinna.
4 . Blodprov
och inflammationer som varade under hela den två månader långa undersökningsperioden,
ett faktum som ”ur djurskyddssynpunkt bör betraktas med stort allvar”:
Bei der Verlaufsuntersuchung ist zu erkennen, daß Befunde wie Degenerationen und die Infiltra
tion mit Makrophagen über den gesamten Beobachtungszeitraum hinweg erhoben werden können. Die Ergebnisse belegen, daß wiederholte Blutentnahmen an der Orbita bei Ratten und Mäusen über einen Zeitraum von mindestens zwei Monaten neben irreversiblen Fibrosen, entzündliche
Reaktionen hervorrufen, die im Augenbereich tierschutzrechtlich sehr ernst zu bewerten sind.
Som avhandlingens slutsats fastslår han: ”De föreliggande undersökningsresultaten visar entydigt att det är hög tid att ompröva den sedan decennier etablerade orbitalpunktionen som
blodprovstagningsmetod.”
Kritik mot orbitalpunktion
Många andra auktoriteter har intagit samma ståndpunkt som Meyer-Eilers. På grund av de
skador orbitalpunktionen orsakar i vävnaderna kring ögat inklusive ögats bindhinna, och
eftersom det finns andra provtagningsmetoder, bör orbitalpunktion inte användas, skriver Per
Svendsen (1994).
Den svenska handboken Försöksdjurskunskap av Karl Johan Öbrink och Margareta Waller
fastslår (s. 203): ”För mus och råtta har tidigare använts en metod som inte får göras utan
bedövning, nämligen provtagning i orbitalplexus. ... Metoden har emellertid visat sig ge efterblödning och inflammatoriska reaktioner och kan ej rekommenderas.”
I Norge är orbitalpunktion i praktiken förbjudet och har inte utförts på över 15 år. Vid
Monash-universitetet i Australien vägrar man att använda orbitalpunktion p.g.a. risken för
ögonskador, och vid flera amerikanska universitet har man helt gått ifrån den metoden sedan
man lärt känna Richard Fosses metod att ta proven från saphenusvenen (se nedan). I England
avråder the Home Office Inspectorate helt från metoden.
EFPIA och ECVAM:s ”A Good Practice Guide to the administration of substances and
removal of blood…” (Diehl m.fl. 2001) betonar: ”There is now a range of alternative methods for the removal of blood from all species of animals, particularly the smaller rodents
where in the past it has not been easy. Furthermore, some methods require an anaesthetic or
have a higher incidence of unwanted side-effects that may seriously affect an animal’s welfare,
particularly when repeat bleeding is required. We therefore recommend that […] retrobulbar
sampling with recovery should be used only when other routes are not practical” (Diehl m.fl.
2001, 22). (De ”other routes” man rekommenderar för smågnagare är svansvenen, tungvenen
och saphenavenen.)
Även de auktoritativa riktlinjerna Removal of blood.... avråder mycket bestämt: ”However,
it is a technique that can have severe consequences for the animal and, therefore, we do not
recommend retro-orbital bleeding for use with recovery other than in exceptional circumstances
when there is no other method available. [—] This technique is only acceptable as a terminal procedure under anaesthesia. (Removal of blood... 1993. Kursivering och fetstil i orig.)
Lika bestämt avråder Wolfensohn och Lloyd 1999: ”...can have severe consequences for
the animal ... it is not recommended for sampling with recovery”
(Se också ”Blodprov och anestetika” i slutet av detta kapitel.)
Slutsatsen blir att orbitalpunktion inte ska användas. En provstagningsmetod som i sig orsakar ett lidande, och där riskerna för ögonskador är så stor, är inte acceptabel. En teknik där
85
4 . Blodprov
graden av skador är så beroende av den mänskliga faktorn bör naturligtvis förkastas till förmån för en metod där risken för allvarliga skador är minimal och där den mänskliga faktorn
inte spelar någon väsentlig roll.
Alternativ till orbitalpunktion
Råttor: svansven
Man tar blodprovet genom att sticka en kanyl i svansens överdel. Detta kräver fixering, och
man brukar värma svansen (med värmelampa eller i vattenbad) för att utvidga blodkärlen och
få bättre blodflöde. Särskilt upprepade svansstick kan dock vara smärtsamt, och hela proceduren är stressande för råttorna. (Jfr den korta diskussionen i Zeller 1998a: 369.)
Vena saphena
En utmärkt metod har utarbetats av dr Richard Fosse vid Bergens universitet. Den används
främst när man behöver många blodprov med relativt täta mellanrum från smådjur som mus,
råtta eller marsvin.
Man fixerar djuret i ett glasrör utan att först stressa den genom sövning och rakar huden
alldeles över den lätt åtkomliga ven (vena saphena) som passerar över ankeln. Så prickar man
ett litet hål i venen, så det kommer lite blod. Detta suger man upp i ett kapillärrör. Sedan kan
man genast släppa djuret, som snabbt får en
liten sårskorpa där provet togs.
Vid de följande blodproven pillar man helt
enkelt bort sårskorpan och suger upp lite mer
blod.
Det hela tar inte många sekunder och anses
vara minimalt stressande. Metoden lärs ut på
många kurser i Europa och USA.
Richard Fosse har lagt ut en bildserie och
videofilmer på http://film.oslovet.veths.no/saphena som visar tekniken i detalj. Den beskrivs
också utförligt i Hem m.fl. 1998 (http://www.
Blodprov på mus via vena saphena. Musen är fixerad i en
lal.org.uk/pdffiles/LAB1607.PDF).
behållare från vilken bakkroppen sticker ut. Men en nål
gör man ett litet hål i det ena bakbenets saphenusven
och samlar upp blodet i ett tunt glasrör.
Svanssnitt (tail bleeding)
Problemet med många provtagningsmetoder
är att den stress de skapar hos djuret genom antingen nedsövning eller fixering. Fluttert m.fl.
(2000) har presenterat en metod som de anser kommer från dessa nackdelar; den är ”’animal-friendly’ and a real alternative to other conventionally used blood sampling techniques”.
Den består i att man gör ett litet ca 2 mm långt, ytligt snitt i svansen ca 1,5 cm från spetsen,
varefter man stryker försiktigt över svansen från roten mot snittet och samlar up de blodsdroppar som då bildas. Att samla 300 µl blod tar inte längre tid än 90 sekunder från det man
lyfter locket av buren till man låter råttan återvända dit igen.
Man kan ta upprepade blodprov samma dag från samma lilla snitt (ungefär som vid vena
saphena-tekniken). Författarna har mätt halten stresshormon: den var låg, och steg inte vid
upprepade provtagningar. Metoden tycktes inte bekomma råttorna särskilt, och förf. drar
alltså slutsatsen att deras metod är djurvänlig och stressfri. Tuli m.fl. 1995a konstaterar dock
86
4 . Blodprov
att metoden i viss mån är stressande, men fann att den inte stressar andra djur i närheten.
Tungvenen
Att ta blod från råttans eller musens tungven är ett alternativ till orbitalpunktion som börjat
bli vanligt även i Sverige. I beskrivningar och instruktioner brukar den vanligtvis användas på
råttor, men den fungerar även på möss.
Zeller m.fl. (1998), som ger en utförlig beskrivning av metoden, förklarar att ”The refined method of collecting blood from the sublingual vein of rats has been accepted by the
Swiss authorities for repeated sampling and is routinely used by various research institutes.”
Orsaken är dess fördelar framför andra blodprovstagningsmetoder. Man slipper riskerna och
smärtan med orbitalpunktion och får blod av hög kvalitet på kort tid.
Tidigare fanns det vissa frågetecken för metoden: tungan kunde skadas (svälla) av upprepade provtagningar, och smärta, stress och obehag kunde resultera i minskat matintag
och viktnedgång. Zeller m.fl. (1998) beskriver emellertid en förbättrad version av metoden.
Blodet hämtas under kort anestesi med t.ex. isofluran. Det går något långsammare än att
ta blod med orbitalpunktion (förlängning med en faktor på ca. 1,2–1,6; Mahl m.fl. 2000),
men detta borde inte spela så stor roll eftersom alla försvarare av orbitalpunktion betonar
hur oerhört snabbt det går. Man kan också lätt få ut mycket blod, vilket annars är det vanligaste försvaret för orbitalpunktion. Förf. konstaterar en viss viktnedgång sedan man tagit
7 (!) blodprov, med lika många nedsövningar, under en dag. Vikten var emellertid uppe på
normalnivå 24 timmar efter det sista blodprovet, och förf. drar slutsatsen att lidandet därmed
inte kan ha varit stort. Även utan blodprov skulle stressen av sju sövningar utan tvivel resulterat i en viktnedgång. Författarna påpekar att oavsett vilken metod för blodprovstagning man
använde så skulle sju provtagningar stressat djuren, och de bedömde, utan närmare undersökning, att tungvenmetoden inte var mer stressade än någon annan metod. Då Nahas m.fl.
(2000) studerade hur blodvärden påverkades då man tappade råttor på olika mängder blod
använde de tungvenmetoden (under kort isoflurannarkos), och kunde inte se några tecken på
att den påverkade råttorna negativt. (De tog upp till 3,2 ml, motsvarande drygt 20% av den
cirkulerande blodvolymen, under 24 timmar.)
Clemo m.fl. (2000) jämförde tungvenmetoden med orbitalpunktion på SD-råttor och
fann att 70% av råttorna fick lokala inflammationer, men att detta inte påverkade deras
ätande eller kroppsvikt. Analys av blodvärden
visade skillnader på endast ett fåtal punkter,
och slutsatsen blev att tungvenmetoden var ett
användbart alternativ till orbitalpunktion vid
toxicitetsstudier.
Metoden är alltså praktisk ur försökssynpunkt. Exempelvis skriver Diehl et al.
(2001:20) att ”This technique is easy to perform in rodents such as rats and is suitable for
the removal of large volumes of blood (e.g.
0.2–1 ml) at frequent intervals...” Gränsen för
Blodprov från tungvenen.Den sövda råttan ligger utsträckt på
blodmängden sätts inte av metoden (som för
rygg medan tungvenen punkteras.
t.ex. vena saphena-metoden), utan av djurets
87
4 . Blodprov
hälsa.
Metoden är därmed speciellt lämplig om man upprepade gånger behöver ta större mängder blod än vad en otränad tekniker får fram från vena saphena.
Även ur djurskyddssynpunkt har metoden fördelar jämfört med många alternativ. Mahl
m.fl (2000) jämförde den stress djuren utsattes för under orbitalpunktion och med tungvenmetoden, och kom fram till att denna orsakar mycket mindre stress, färre skador, och är lättare att lära än orbitalpunktion. Metoden har också utvärderats av Clemo m.fl. (2000), som
rekommenderade den sedan han sökt efter ev. bieffekter, studerat djurens beteende o.s.v.
Under underkäken (submandibulärt blodprov) (mus)
Detta prov tar man med ett litet stick strax bakom käkvinkeln (mandibel = underkäke). Här
samlas vener med blod från ansiktet och övergår sedan i jugularvenen. (Ibland sägs att man
tar bloder från ”the submandibular vein”, men någon ven med detta namn finns inte. Blodet
hämtas i själva verket från v. facialis eller v. linguofacialis.)
Metoden förs fram som alternativ till orbitalpunktion på mus. Fördelen med metoden
är att den, liksom orbitalblödning, snabbt ger relativt mycket blod, att den inte är särskilt
stressande och att den kan användas utan
sövning. Att använda metoden med traditionella
lansetter kan vara svårt och medföra problem
för musen, men med en lansett som är speciellt
utvecklad för ändamålet eller en injektionsspruta
kan man få 4–10 droppar blod utan att det medför mer än obetydligt obehag. I presentationen
1
av metoden i LabAnimal (Golde m.fl. 2005)
förklarar förf. att ett stick snabbt ger 0,2–0,5 ml
blod. Metoden presenterades också vid försöksdjursteknikernas ”Lunch & Learn” under AALAS
(American Association for Laboratory Animal
Science) årsmöte 2006 (se Granowski 2006, en
av de handledningar som är tillgänglig på nätet;
se litt.listan). Granowski rekommenderar lansetter på 4–5,5 mm, beroende på musens ålder (2
veckor och uppåt) eller 22G-nål för alla möss
2
från 8 veckors ålder. (Några använder en grövre
nål på 18G.)
Den statliga amerikanska forskningsinstitutionen ARS (Agricultural Research Service, under US Dpt of Agriculture) framhåller entusiastiskt de goda erfarenheterna av metoden under
rubriken ”New lancet offers painless bleeding
technique” (McGinnis 2005; även på http://
www.ars.usda.gov/is/pr/2005/050921.htm). Ett
av de universitet som använder metoden (The
3
Univ. of Queensland, Australien) framhåller
Submandibulärt blodprov på mus. I bild 1 är blod
dock i sin handledning att ”operator must be
kärlens läge inlagda.
experienced and competent at this technique”.
88
4 . Blodprov
Utan denna erfarenhet och skicklighet, och med olämpliga redskap, kan man (liksom vid orbitalblödning) riskera få en alltför kraftig blödning som blir svår att stoppa. En annan nackdel är att blodet kan komma i kontakt med pälsen, så att kontaminering därför kan göra det
otjänligt för vissa analytiska ändamål.
Det finns en rad presentationer av metoden på nätet. För adresser till instruktionsfilmer
m.m. se kap 10.
Ven på fotens översida
Tekniken beskrivs bl.a. av Hoff (2000, s. 50) som anser att djuret inte behöver sövas.
Råttans fot
Följande metod beskrivs av upphovskvinnorna själva som en snabb, ”relativt icke-invasiv”
metod som ger ca 0,5–1.0 ml blod från en råtta. Liksom vid orbitalpunktion ska råttan vara
sövd.
Blodet hämtas med en 20-G-kanyl från en av venerna mellan tårna. Det lilla hålet efter
nålsticket läker snabbt, och vill man ta fler blodprov gör man det mellan ett par andra tår.
Till skillnad från orbitalpunktion kan provet tas även av en oerfaren tekniker utan att råttan
utsätts för fara eller riskerar allvarliga skador. (Snitily m.fl. 1991)
Jugularvenen
En teknik, som kräver att djuret är sövt, beskrivs av Hoff 2000 s. 51 f. – En PowerPoint-demonstration av blodprov från jugularvenen på vaken råtta finns på www.lawte.org/materials/jugular_bl_collect_rat.ppt.
Blodprov från kanin
Blodprov från kanin är särskilt aktuellt då kaniner immuniserats för att producera polyklonala
antikroppar.
På kanin tar man ofta blodet från de stora perifera öronvenerna. Detta är emellertid
smärtsamt för kaninen. Man bör därför ge en lokalanestesi med EMLA-kräm. Vid en studie
över kaniners reaktioner under venpunktion i öronen visade det sig att över hälften av kaninerna i den obehandlade kontrollgruppen försökte fly undan eller kämpade emot, medan
ingen av kaninerna med EMLA-kräm (appliced ca 1 timme före provtagningen) visade några
reaktioner alls (Flecknell m.fl. 1990).
Blodprov från jugularvenen på sövd mus
Blodprov från fotvenen på vaken mus
89
4 . Blodprov
Provtagning under lång tid
Skall man ta upprepade blodprov, eller blodprov under lång tid, kan tappning från en
kateter i jugularvenen vara mindre stressande än upprepade sövningar.
Jugularvenen med kanylering
En vanlig och smärtfri metod för upprepade provtagningar på råttor under lång tid är kanyl
ering av jugularvenen (vena jugularis, halsvenen; den ven där blodet från hjärnan samlas och
förs tillbaka till hjärtat). En kateter läggs in under anestesi (och naturligtvis med postoperativ
smärtlindring), varefter djuret kan röra sig fritt även samtidigt som man samlar blodet. En
stor nackdel är dock att t.ex. råttor måste hållas i ensambur för att inte de andra råttorna ska
tugga sönder slangen.
Man har jämfört två sätt att ta fem blodprov på två timmar (0, 15, 30, 60 och 120
min) på två grupper råttor. Den ena hade en kateter i jugularvenen och sövdes inte då man
tog proven, och den andra sövdes inför varje provtagning genom att placeras i en behållare
med isofluran under 15–20 sekunder för att vara sövd under de 20–30 sekunder som själva
provtagningen varade. Provet hämtades från ett mycket litet snitt i halsen.
Graden av stress avlästes i de skiftande nivåerna av kortikosteron och glukos. Båda grupperna var stressade (liksom vid all blodprovstagning), men gruppen som utsattes för upprepade sövningar var klart mer stressad än den osövda gruppen med kateter.
Möjligen, framkastar författarna, skulle stressen för råttorna som sövdes inför varje
provtagning vara mindre om man använt någon form av smärtlindring (de hade ju ett litet sår
varje gång de vaknade upp). (Vachon och Moreau 2001.)
Eftersom isofluran har en stickande lukt som är obehaglig för djuren kan man dock förmoda att en stor del av stressen orsakades av själva sövningen.
Metoden är också möjlig för möss (Bardelmeijer m.fl. 2003). Man kan då ta upp till
250µl blod vid upprepade tillfällen utan att provtagningen stör djuret. Vid farmako-kinetiska
studier kan man vilja ta så mycket blod under de första timmarna efter behandling, vilket
givetvis inte är möjligt om man inte ersätter det förlorade blodet genom att samtidigt ge blod
transfusioner. Bardelmeijer använde hepariniserat blod från möss av samma stam, och hävdar
att det hela är ”well tolerated” av mössen.
Metoden med kronisk kateterisering är inte problemfri. Den kräver en operation med
sövning och smärtlindring, djuren hållas isolerade, och det finns alltid en risk att kanylen
täpps igen av koagulerat blod. När detta hände i Bardelmeijers m.fl. undersökning dog djuren
i 5% av fallen. Det vanliga sättet att undvika den senare komplikationen är att regelbundet
skölja katetern med heparin.
Man kan också använda andra vener. Nau och Schunck (1993) beskriver en metod att
kannulera vena saphena på sövda marsvin för både blodprovstagning och för att administrera
läkemedelskandidater m.m. De anser metoden snabb och säker, men den begränsas naturligtvis av att djuren måste vara sövda.
90
4 . Blodprov
Blodprov och anestetika
En jämförelse mellan blodprov från halsven (jugularven) och orbitalplexus, och inverkan av
olika slags sövningsmedel
Blodprov i halsvenen är skonsammare än med orbitalpunktion, och ger samma kvalitet
hos blodet. Eter är olämpligt som sövningsmedel även ur vetenskaplig synpunkt.
Hur val av provtagningsmetod och ev. sövningsmedel påverkar blodprovets kvalitet hos tio
veckor gamla råttor har undersökts av Archer och Riley (1981).
Antalet röda och vita blodkroppar varierade beroende på metod och anestesi. Man jämförde antalet vita blodkroppar i blod från halsvenen under olika slags anestesier, varvid i genomsnitt eter gav flest blodkroppar och CO2 minst.
Vissa sövningsmedel var också mer ”opålitliga” än andra: variationerna i antalet blodkroppar mellan olika provtagningar var t.ex. mycket stora under etersövning, men mycket små
under metoxiflurannarkos. Av denna anledning ansåg man eter vara ett ur rent vetenskaplig
synpunkt olämpligt sövningsmedel.
Författarna kom själva att använda halotan i sitt fortsatta arbete. Att döma av deras egna
grafer skulle dock metoxifluran vara ett ännu bättre val. (Detta utesluter troligen inte att preparat som isofluran, sevofluran, desfluran m.fl. skulle ge lika användbara resultat. Halotan
och metoxifluran används knappast längre.)
Man testade ett halvt dussin provtagningsmetoder, men koncentrerade sig framför allt på
två: orbitalpunktion och provtagning via en kateter i halsvenen (jugularvenen).
Av dessa två föredrar författarna bestämt halsvenen. Man kan ta blodprov på ca 0,5 ml
varje vecka genom att växla mellan de två halsvenerna, och antalet röda och vita blodkroppar
är lika högt här som i blod från orbitalpunktion.
(En provtagningsmetod som författarna redovisar kortfattat men inte kommentera är
genom ett litet snitt med en skalpell i svansen. Den kräver ingen sövning, och ger mer vita
blodkroppar än blod från halsvenen.)
Man ägnar en särskild kommentar åt orbitalpunktion, och skriver:
”Vi anser det olämpligt att gå in i ögonhålan för att ta blod... ibland ger metoden skador
på ögonhålan eller synnerven, och metoden är alldels olämplig under djup anestesi då det
venösa trycket är reducerat. Hos råtta är blodprov i halsvenen lätt att utföra, det kan upprepas, och träffas inte av de invändningar som finns mot orbitalpunktion.” (s. 27).
Olika metoder kommenteras kortfattat i Otto m.fl. 1993, som beskriver en metod för
kannulering av jugularvenen (för provtagning och administrering av terapeutiska medel) som
det bästa för iller, men också katter och hundar.
91
5 . Injektioner och administration av substanser
5
Injektioner och administration av substanser
I de allra flesta försök ingår att man skall ge djuren olika preparat av något slag. Det kan vara
något som är centralt för själva försöket – t.ex. ett visst läkemedel som man vill testa och som
man ger i form av en spruta, i munnen eller på annat sätt – eller helt enkelt ett lugnande,
smärtstillande eller sövande medel som man ger inför t.ex. en operation eller någon annan
åtgärd.
De olika metoder som används anges i ansökningarna oftast med sina etablerade förkortningar. De viktigaste administrationssätten är:
i.d.
i.m.
i.n.
i.p.
intradermalt
intramuskulärt
intranasalt
intraperitonealt
i huden
i en muskel
i en näs(nos-)borre
i bukhålan
i.v.
p.o.
p.r.
s.c.
intravenöst
peroralt
per rectum
subkutant
i en ven
genom munnen
via ändtarmen
under huden
Att man ger ett preparat ”parenteralt” innebär att det ges på något annat sätt än via tarmen,
t.ex. genom injektion eller inandning.
Dessutom kan man ge preparaten:
♦
♦
♦
♦
♦
intratekalt (direkt i cerebrospinalvätskan, d.v.s. den hjärn- och ryggmärgsvätska
som finns bl.a. i ryggradens subaraknoidalrum),
via luften genom andningsvägarna (t.ex. tobaksrök),
genom inopererade osmotiska pumpar,
genom direkt insprutning i hjärnan,
genom insprutning intill ögat (efter punktion som vid blodprov med orbitalpunk
tion).
Vilken metod som är lämplig beror i första hand på vilket slags preparat, vilken volym och
vilket djurslag det gäller. Fel administrationssätt, eller rätt metod men felaktigt utförd, kan
innebära lidande eller t.o.m. död för djuret. Somliga är relativt lätta att utföra, andra kräver
avancerad expertis. Eftersom man inte alltid kan lita på att försöksledaren vet vad som är
lämpligt bör man vara uppmärksam på vad de skriver om detta, och fråga på de punkter som
92
är oklara. För varje preparat man ska ge måste det klart anges
♦
exakt vilket preparat det gäller;
♦
hur ofta det skall ges
♦
♦
administrationssätt
dosstorlek.
För att kunna göra en bedömning bör man också veta:
♦
vilka erfarenheter har man av djurens reaktioner på preparat och administrations
sätt?
Alltså: har forskargruppen egna erfarenheter? Har de kollegor som vet? Vad säger litteraturen?
Ansökningsblanketten frågar uttryckligen efter djurens förväntade rektioner. Svaret på
frågorna måste alltså skrivas in i blanketten.
Om man inte vet bör försöket bordläggas, återförvisas till beredningsgruppen för vidare
utredning, eller avslås. Nämnden kan också bestämma att man först måste göra en pilotstudie. Uppsikten över djuren bör anpassa till den risk de löper. Resultatet ska redovisas för
nämnden innan den godkänner försök i full skala.
En del (särskilt något äldre) handböcker kan ge riktlinjer som i dag är föråldrade och innebär ett onödigt lidande för djuren, och i publicerade uppsatser kan man hitta metoder och
tekniker som i dag framstår som rätt omdömeslösa och som ibland skulle vara direkt olagliga
i Sverige. En hänvisning till att en viss åtgärd ”finns beskriven i litteraturen” är alltså i sig
inget argument för att den bör användas.
Både när man planerar och granskar djurförsök bör man naturligtvis använda de senaste
och mest auktoritativa riktlinjerna. Den som bygger på den mest moderna forskningen och
erfarenheterna är de som publicerats av GV-SOLAS 2009. Äldre och därför ofta använda
rekommendationer finns i EFPIA och ECVAM:s ”A Good Practice Guide to the administration of substances…” (Diehl m.fl. 2001) och ”Refining procedures for the administration of
substances”, som publicerats av the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group
on refinement i tidskriften Laboratory animals 2001 (som den femte i serien om refinement).
Särskilt den senare, utförliga texten innehåller flera värdefulla synpunkter.
Ofta ger man substansen med hjälp av en spruta. Detta kan förefalla oskyldigt; EU-definitionen av ett djurförsök är ju att åtgärden inte orsakar större lidande än det (underförstått
obetydliga och snabbt övergående) obehaget av ett nålstick. Men dels kan naturligtvis det
som kommer ut ur sprutan orsaka ett större eller mindre lidande, och dels kan sticket i sig
– särskilt om det upprepas – orsaka ett oacceptabelt lidande. Upprepade stick i svansen på
t.ex. en råtta är smärtsamt, och en följd i.p.-injektioner, där man alltså perforerar djurets
bukhinna, kan orsaka påtagligt lidande. Se vidare under respektive rubriker.
Dosstorlekar
Hur stor dosen bör vara varierar givetvis med distributionssättet, men också mellan olika
djurslag. De modernaste och mest omfattande auktoritativa riktlinjerna är Empfehlung zur
Substanzapplikation bei Versuchstieren, som publicerats i augusti 2010 av den tyska GVSOLAS (Die Gesellschaft für Versuchstierkunde-Society for Laboratory Animal Science). De
93
94
(Empfehlung zur Substanzapplikation bei Versuchstieren. GV-SOLAS.)
10
10
Råtta
Zebrafink
27
25
25
20
23–25
23–25
21–25
23
23–25
22
21–23
23–25
23
20–23
10
---
10
10 1
10
---
---
---
5
---
---
10
10
---
10
7
2
23–25
25–27
23–25
23–25
25
G
Intraperitoneal 107
10
106
10
5
10
10
10
5
10
10
10
Oral
bolus
5
5
5
2
5
2
2
1,5
2
1
2
5
5
2
25–27
26–28
20
26–27
21–25
21–25
21–25
23–25
22
21–25
25–27
25
19–21
G
Intravenös3, 4
bolus
---
0,05
0,02
0,1
0,1
0,05
0,1
0,05
0,05
0,1
0,02
0,02
0,1
27
27
27
27
27
25
27
27
27
27
27
27
27
G
Intradermal
0,059
0,1
0,038
5
0,25
0,25
0,25
1
1
1
5
0,05
0,1
4
26–27
23–25
27
20
25
23–25
23–25
23
25
22
21–23
24–25
24
21
G
Intramuskulär
ml per injektionsställe
1. Injektionsvolymen beror på hur spänd/lös huden är och måste ibland fördelas på flera injektionsställen.
2. Hos många djurslag (t.ex. hundar, primater, fåglar) ger man normalt inte i.p.-injektioner. Hos fåglar riskerar man att ge injektionen i en luftsäck!
3. I.v. bolusinjektioner ska ta minst en minut och kan vara upp till 2,5 minuter.
4. Vid infusion på mer än två timmar ska den maximala volymen uppgå till mindre än 10% av blodvolymen.
5. Glaskapillär eller genom 22 G-nål. Viktigt med särskilt långsam injektion (2–3 minuter för mus och råtta).
6. Marsvin har ett mycket tunt gomben som lätt kan skadas. Att använda sond rekommenderas inte.
7. Högst 5 ml för råtta och 1 ml för mus. För viskösa substanser (som olja) högst 4 ml för råtta och 0,5 ml för mus.
8. Eftersom möss har så liten muskelmassa kan detta administrationssätt inte rekommenderas.
9. I första hand används i.m.-injektioner. Sträck muskeln före injektionen, och låt den slappna av efter injektionen. Vid större volymer ev. s.c. i knävecket.
10
1
Minigris
Mus
10
Marsvin
2
Marmoset (Callithrix jacchus)
10
Katt
2
10
Kanin
Makak
10
Höns
1
10
Hamster (syrisk guldhamster)
Hund (beagle)
10
1
Gerbil (mongolisk ökenmus)
Får
G
Subkutan 1
ml/kg kroppsvikt
5
3
5
80
80
3
5
28
28
28
28
28
28
28
28
G
Intracerebroventrikulär5
µl per djur
är tillgängliga från GV-SOLAS webbplats. Riktlinjernas maximala injektionsvolymer och
rekommenderade kanyldiametrar återges på föregående sida.
p.o.
ml/kg [ml]
s.c.
ml/kg [ml]
i.p.
ml/kg [ml]
i.m.
ml/kg [ml]
i.v.(bolus)
ml/kg [ml]
i.v.(långsam inj.)
ml/kg [ml]
Mus [25 g] 10 [0,25] 10[0,25]20 [0,5]
0,05*—5 [0,125]
(25) [0,625]
[250µl][250µl] [500µl] [125µl] [625 µl]
Råtta [250 g] 10 [2,5]5[1,25]
10 [2,5]
0,1* [0,02]5 [1,25]
(20) [5]
Kanin[2,5kg] 10 [25]
1[2,5]5 [12,5]
0,25 [0,625]2 [5]
(10) [25]
Hund [10 kg]5 [50]
1[10]
1 [10]
0,25 [2,5]2,5 [25]
(5) [50]
Makak [10 kg]5 [50]
1[10]
1 [10]
0,25 [2,5]2,5 [25]
(5) [50
Hund [10 kg]5 [50]
1[10]
1 [10]
0,25 [2,5]2,5 [25]
(5) [50]
*Gäller volym per injektionsställe.
En äldre uppsättning rekommendationer ges i ”A Good Practice Guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes” , tab. 1 (Diehl m.fl.
2001):
Tabellernas maximivärden gäller naturligtvis inte vävnadsirriterande preparat som t.ex. Freunds komplatta adjuvans (FCA), där maximivolymerna måste
vara betydligt lägre. Den internationellt mycket välrenommerade, officiösa Canadian Council
for Animal Care (CCAC) anger t.ex. för subkutan injektion av FCA i mus en maximivolym
på 0,1 ml. För kanin accepterar man maximalt 0,25 ml, fördelade på fyra injektionsställen.
freunds kompletta adjuvans
medför ofta speciella problem. Har de en främmande lukt efter att
t.ex. ha hanterats av människor, eller om de blöder, kan det förekomma att mamman äter upp
dem då de återkommer till buren. Man bör därför ha handskar när man hanterar dem; man
bör hantera alla ungarna i kullen så de får samma lukt och mamman inte kan skilja dem ur
denna synpunkt; och när man lägger tillbaka dem kan man först tillfälligt ta bort mamman,
lägga tillbaka ungarna, blanda upp dem med burens golvfyllning för att dölja främmande
lukt, och därefter sätta tillbaka mamman. (Se också ”Att återföra neonatalerna till modern”,
kap. 6.)
(Troligen känner i varje fall försöksdjurspersonalen till denna typ av trick; de, och forskarna, vill ju inte att forskningsmaterialet skall försvinna.)
neonataler och unga djur
Intradermal injektion
Intradermal (el. intrakutan) injektion används t.ex. inom immunologisk forskning, vid inflammationsstudier och vid vissa tester där immunsystemet är inblandat. Då det gäller mindre
djur är denna administrationsväg emellertid kontroversiell av flera skäl och bör om möjligt
undvikas. Detta gäller särskilt om den används för immunisering.
Intradermala injektoner är svåra att göra; det gäller att inte gå igenom huden så injektionen i stället blir subkutan. Eftersom huden har mycket begränsad mottagningsförmåga (re95
sultatet av en korrekt injektion blir en bula och spänningssmärta) bör volymen begränsas till
ett absolut minimum. Den mängd man vill spruta in kan fördelas på flera injektionsställen,
normalt dock inte fler än sex. Dessa bör spridas så de inte påverkar varandra. Man bör gärna
ge ett lokalbedövningsmedel (t.ex. EMLA-kräm), eller – särskilt om man injicerar på fler än
sex ställen – söva djuret helt.
Detta gäller intradermala injektioner i allmänhet. Intradermal immunisering medför ytterligare problem, eftersom man då stimulerar immunsystemet genom att kombinera antigenet med ett adjuvans. Detta kan t.o.m. ofta kan vara vävnadsretande, som t.ex. Freunds komplatta adjuvans. Injektionen blir då så smärtsam att internationella guidelines direkt avråder
från det. Detta gäller t.ex. såväl de riktlinjer som utfördats av USA:s hälsodepartement (NIH)
avdelning för djurförsök som det kanadensiska CCAC.
FDet är alltså med goda skäl som intradermal immunisering inte är tillåten i Sverige
(DFS 2004:4 (L 55), 3 kap. 1 §). Ska immunsystemet stimuleras ska man alltså använda andra metoder, även om detta skulle ske till priset av ett större antal djur. Den etika vinsten är
naturligtvis att lidandet för varje individ blir mindre.
Se också om immunisering i kap. 8 nedan.
Intramuskulär injektion
Man bör injicera i en stor muskel; lårmuskeln är vanligast, tillsammans med musklerna längs
ryggraden.
Eftersom smågnagare har så små muskler hör denna till de mest smärtsamma injektionerna redan därför att injektionsvätskan spänner ut vävnaden. Detta gör att man endast kan
injicera mycket små volymer (en injektion på 0,2 ml, alltså 200 µl, i en 300 g.-råtta motsvarar
en halv deciliter i en människa på 70 kg (Svendsen 1994). Man bör därför injicera långsamt
och gärna på flera ställen. Muskeln kan dessutom skadas av nålen (som måste vara mycket
fin), och preparatet i sig kan orsaka irritation eller nekros (se t.ex. om tribromoetanol och
ketalar/rompun i avsnittet om anestesimedel). För att upptäcka ev. lokala reaktioner bör man
klippa/raka rent kring injektionsstället. (På fåglar fuktar man fjädrarna med alkohollösning
och för dem åt sidan; man plockar dem naturligtvis inte.) Skador kan märkas på att djuret ev.
haltar en tid efter injektionen. Att ge mer än en i.m. injektion i mer än ett ben kan resultera i
förlamning i flera extremiteter.
Att använda starkt vävnadsirriterande preparat, som t.ex. Freunds adjuvans, är uteslutet.
Det är också risk att man skadar stora nervbanor eller de mindre nerver som finns i
musklerna.
I.m. injektioner på smågnagare bör alltså undvikas. På större djur, som får och kor, är det
en helt annan sak (i.m.-injektioner är ju vanliga inom humanmedicinen, t.ex.); de står normalt lugnt stilla då de får injektionen. Det gör däremot inte grisar; dessa kan injiceras via ett
plaströr till nålen medan de rör sig i stian. De kan också distraheras med hjälp av godsaker
som t.ex. nötter.
Intraperitoneal injektion
Med en spruta in i bukhålan kan man ge relativt stora mängder preparat (t.ex. anestesimedel)
som bör absorberas snabbt. Som tumregel kan man enligt rapporten räkna med 10 ml/kg;
96
Intraperitoneal injektion på det
säkraste stället, i nedre högra
Inälvorna, med blindtarmen (cecum)
till höger.
för en råtta på 200 g blir det då 2 ml. Svendsen (1994) anser att en i.p.-injektion på 0,5 ml
(500 µl) i en mus motsvarar 1,5 liter (1500 ml) i en människa, vilket ”högst sannolikt” skulle
orsaka akuta smärtor. (Svendsen räknar tydligen med en mus på 25 g och en människa på 75
kg, alltså dubbelt så mycket som rapportens 10 ml/kg vilket motsvarar 7,5 dl för samma 75kilosmänniska.)
Metoden skall inte användas för större djur än smågnagare. Den är i själva verket inte så
lätt tekniskt som det kan verka: det gäller att preparatet verkligen hamnar i bukhålan och
inte i inälvorna, tarmarna, urinblåsan eller någon annanstans. Felplacerade injektioner kan få
mycket smärtsamma och även dödliga konsekvenser, som t.ex. bukhinneinflammation eller
att bakterier från inälvorna kommer in i blodomloppet och orsakar sepsis. Av samma skäl bör
den inte användas på dräktiga djur. Irriterande substanser ska inte injiceras i.p.
1966 hade dock en studie funnit att så mycket som en femtedel av i.p.-injektionerna i
råttor kom fel (Lewis m.fl. 1966). I en senare undersökning (Steward m.fl. 1968) lät man
fem erfarna tekniker injicera 150 möss i.p. i en av de båda nedre kvadrantera (utan närmare
information om vilken sida). I 14 % av fallen hamnade det injicerade helt eller delvis någon
annanstans än i bukhålan. Då man försökte förbättra tekniken genom att låta en person hålla
musen medan en annan gjorde själva injektionen blev resultatet detsamma. Man drog slutsatsen att problemet finns inbyggt i själva tekniken, och att felprocenten kan vara en förklaring
om man inte får den förväntade effekten efter i.p.-injektioner.
Försöket upprepades året efter av en annan forskargrupp (Miner m.fl. 1969). Man
försökte komma tillrätta med problemet genom att variera injektionsställe (olika kvadranter),
injektionsvinkel, nålens dimensioner och injektionshastigheten. Dessutom undersökte man
om resultatet varierade med olika personer. Med hjälp av den yttersta noggrannhet kunde
man komma ner i en genomsnittlig felprocent på 13 %; i många fall var dock felen betydligt
fler, ca 24 %. Man kunde inte se någon skillnad mellan injektioner i vänstra resp. högra
kvadranten.
Ett fjärde projekt gjorde om försöket att jämföra i.p.-injektioner gjorda av en person med
injektioner då musen hölls av en medhjälpare (Arioli och Rossi 1970). Då man höll musen
med den ena handen och injicerade med den andra hamnade det injicerade fel i 12,8 % av
de injicerade 125 mössen. Då djuren hölls av en medhjälpare sjönk felprocenten för samma
tekniker dramatiskt till 0,8 %; för en kollega blev siffrorna resp. 11,2 och 1,6 %. Alla injektionerna gjordes vinkelrätt i den nedre vänstra kvadranten med en 23-gauge-nål. Att göra injektionerna med en medhjälpare tog minst dubbelt så lång tid som om man höll musen själv.
På grund av misstanken att många felplacerade i.p.-injektioner hamnade i blindtarmen
undersökte Coria-Avila m.fl (2007) var denna brukar ligga hos råttor. Här visade sig en be97
tydande variation. Man tittade på Wistar- och Long Evans-råttor, hanar och honor, och det
visade sig att fler Wistar-råttor än Long Evans-råttor hade blindtarmen till vänster, och att det
inom varje stam var fler honor än hanar som hade blindtarmen till vänster. Det var också betydligt fler Long Evans-råttor än Wistar-råttor som hade blindtarmen i mitten. Totalt sett var
proportionerna ca 72 % till vänster och 28 % till höger.
Författarna framkastar att en faktor bakom den höga andelen misslyckanden kan vara en
terminologisk oklarhet (som de kunde exemplifiera med några kända handböcker): ’höger’
kvadrant för råttan eller betraktaren? Det normala är emellertid att se ’höger’ och ’vänster’ ur
djurets synpunkt.
Deras konkreta råd är man löper minst risk att misslyckas om man injicerar i nedre högra
kvadranten. Djupet bör vara 4–5 mm för att undvika extremerna att perforera tarmarna eller
att injektionen blir intramuskulär i stället.
Att injektion i blindtarmen är en vanlig orsak till att injektionerna misslyckas bekräftas
av en studie där man injicerade 200 möss och 200 råttor (Ballard 2009). Injektionerna fördelades slumpvis till de båda sidorna, och det blev då fel för 13,6 % av injektionerna på råttans
högersida och för 59% av injektionerna på vänstersidan. För möss var resultatet inte lika illa:
7 % fel på högersidan och 17% på vänstersidan.
Författaren konstaterar beträffande råttor att ”felprocenten med denna teknik var en
överraskning för alla inblandade” (på det stora läkemedalsföretaget GlaxoSmithKline), och
att man bör tänka sig noga för innan man väljer denna administreringsmetod. Att erfarna
tekniker i bästa fall endast nådde upp till 85% lyckade injektioner kan vara en viktig faktor
bakom variationer i försöksresultaten.
När det gäller möss var olyckorna färre, men författaren råder, p.g.a. den höga andelen
misslyckanden, även här till ”careful consideration” innan man injicerar möss i.p.
Beträffande injektionsfrekvensen, om man ändå skulle hålla fast vid metoden, tycks Coria-Avila (2007) förutsätta att man inte utsätter råttorna för mer än en injektion per dag (s.
25). Likaså betonar rapporten Refining procedures... 2001 s. 19 att ett djur inte får injiceras
mer än en gång per dag, och att det för följande injektioner krävs en tung motivering. Behöver man ge upprepade injektioner bör man överväga att i stället använda en inopererad
minipump.
Subkutan injektion
Subkutan injektion är en mycket vanlig distributionsmetod. På smågnagare och kaniner placeras sprutan vanligen mellan skulderbladen. (Hundar och katter: nacken; primater: ett hudveck på ryggen; fåglar: låret.) Principen är att ge injektionen där det är mest löst skinn och
huden därmed har så hög rörlighet som möjligt.
För relativt stora mängder av ett preparat kan man dela
upp det på flera satser för olika injektionsställen. För upprepade dagliga injektioner bör dock fyra injektionsställen vara
maximum.
Om preparatet är irriterande, cytotoxiskt eller har fel pH
kan denna metod vara ytterst smärtsam och orsaka nekroser.
Är man inte säker på testsubstansens egenskaper är det nödvändigt med pilotstudier innan man börjar försök i större
Injektion i svansvenen
skala. Gäller det immunisering med hjälp av något adjuvans
98
bör detta väljas med omsorg. Till det mest toxiska och kontroversiella av dessa, Freunds kompletta adjuvans, finns det numera bra alternativ med minimala toxiska egenskaper men som
ändå ger bra antikroppsvar (hög titer).
Intravenös och intraarteriell injektion
Med denna metod går preparatet direkt ut i blodbanan och man kan därför med hjälp av ett
blodprov avläsa effekten i blodplasman på snabbast möjliga sätt. Man undviker också metabolism och annan påverkan. Intravenös injektion kan också användas m man vill injicera
något vävnadsirriterande preparat som skulle orsaka smärtor om man gav det s.c. eller i.p.
Vid en bolusinjektion, d.v.s. en relativt snabb injektion på ca 1 minut, bör inte blodvolymen
ökas med mer än ca 4 % för att undvika anemiska effekter. En långsam injektion tar ca 5–10
minuter.
Att träffa rätt och verkligen injicera inuti venen kan vara svårt när det gäller smågnagare.
Möss och råttor injiceras (en gång) i svansvenen, kaniner i örats ytterven. Injektionsställena
bör vara nära svansspetsen på mus/råtta, eftersom detta är lättare och därmed risken för dålig
precision mindre. Man värmer ofta svansen en smula, t.ex. med en värmelampa, för att blodkärlet skall vidga sig och bli lättare att träffa.
Upprepade stick i svansen är smärtsamt. Man bör motverka detta med en lokalbedövningskräm som EMLA. Eftersom särskilt svansen har en så hård beläggning bör krämen appliceras
30–45 minuter före injektionen för att få full effekt.
På kanin injicerar man så nära örspetsen som möjligt, för att största möjliga del av venen
skall vara opåverkad. För behovet av lokalanestesi, se om blodprov från kanin i kap. 4.
För intra-arteriell distribution används kaniner och hundar. Hundar måste sövas; kaniner
bör sövas eller åtminstone fixeras (frågan är vad som är minst stressande och påfrestande). Sedan används kaninörats centrala artär eller hundens lårartär.
Peroral administrering
Det finns flera olika sätt att få djuret att ta preparatet genom munnen.
Det minst stressande och obehagliga är att blanda det i den ordinarie maten. Problemet
är att metoden är så inexakt. Är det gott, kan djuret äta mycket. Men vissa djurslag kan vara
mycket känsliga för ovanliga smaker. Detta gäller t.ex. primater, katter och grisar. Även möss
och råttor kan vägra äta okända ämnen. Därmed har man ingen kontroll över dosmängderna.
Olika djurslag skapar sedan ytterligare problem för forskarna, t.ex. hamstrar som förvarar mat
i kindpåsarna och sedan kanske spottar ut den; även vissa primater kan förvara mat i kindpåsarna i upp till en halvtimme.
Ett sätt att försöka få en bättre uppfattning om matkonsumtionen är att placera djuren i
ensamburar och ev. ändra mattilldelningen från ”ad lib.” (ad libitum, efter behag) till mindre,
uppmätta portioner. Det senare kan i sig förefalla att inte vara en nackdel; djur som får äta
så mycket de vill drabbas av rena välfärdssjukdomar som övervikt och förkortad livslängd. Å
andra sidan hör ätandet till de få nöjen djuren har i sina stimulansfattiga burar. Och att hålla
sociala djur som t.ex. råttor och kaniner i ensamburar innebär ett psykiskt lidande.
Man bör alltså i sådana fall ifrågasätta om det verkligen är av central betydelse för försöket
att man vet exakt hur mycket varje djur äter.
Till detta kommer att vissa djur är koprofager, d.v.s. äter sin avföring. För att undvika
99
detta kan djuren placeras i en metabolismbur. Detta är emellertid en miljö som är mycket
otrevlig på flera sätt. Alltså ytterligare ett skäl att ifrågasätta behovet av absolut kontroll över
matintaget.
En annan metod är att mata djuret med kapslar, klunkar vätska eller liknande doseringar
som innehåller preparatet. Till problemen här hör att portionerna kan bli för stora så djuren
riskerar att kvävas. Man bör därför t.ex. inte ge mer vätska åt gången än 250–500 µl till
kaniner och 5 ml till hundar och låta dem få tid att svälja ordentligt. Metoden är emellertid
stressande, även om man begränsar antalet sådana matningssituationer till de av rapporten
Refining procedures... 2001 rekommenderade 2–4 per dag. Om djuren tränas att acceptera
matningen förbättras situationen något, men här som i många andra fall gäller troligen att ett
djur som ”accepterar”, ”samarbetar” och inte längre gör motstånd i själva verket bara har givit
upp.
Sondmatning
Sondmatningen är den mest stressande metoden för p.o. distribution. Förutom obehaget i sig
medför metoden också risker, särskilt om sonden inte placeras korrekt, om man använder för
mycket kraft eller om djuret rör sig under proceduren. Resultatet kan i värsta fall bli att man
går igenom luftstrupen, matstrupen eller magsäcken. Upprepad sondmatning med alltför täta
mellanrum kan orsaka inflammation och sårbildning i matstrupen.
En del av problemen kan minskas genom att använda mjuk sond i stället för hård, och att
smörja den med något (t.ex. medicinsk paraffin) för att den ska glida lättare. En lätt sedering
(liksom man kan sedera människor innan man för ned en sond i dem) borde också mildra
situationen en smula.
En annan möjlighet är att djuren är sövda under tiden. I ett laboratorium där man haft
problem efter sondmatning av råttor dagligen i sju dagar (som andningsdepression, viktminskning ≥5% och död), gav man djuren en kort inhalationsanestesi med halotan före sondmatningen. Den främsta vinsten var att antalet dödsfall minskade mycket dramatiskt, och även
viktnedgången minskade påtagligt. Nackdelen var att en del av vätskan kom upp igen oftare
än med vakna djur, vilket kan bero på försvagade sväljreflexer och/eller en mer avslappad
ringmuskel i magen. (Murphy m.fl. 2001.)
Ibland protesterar försöksledarna mot förslaget att använda mjuk sond med motiveringen
att djuren tuggar sönder den. Om detta vore sant skulle det knappast finna mjuka sonder på
marknaden. Hårda sonder tillverkas både av metall och av plast; det senare är förstås ett något
mindre dåligt alternativ.
Hur stora kan doserna vara?
I en studie gav man råttor olika vätskor som vatten eller majsolja, i varierande dosstorlekar,
samtidigt som man noterade kliniska tecken och mätte stresshormoner (kortikosteron). Resultatet blev rekommendationen att dosstorlekar inte borde vara större än 10 ml/kg. (Levine
1999; Brown m.fl. 2000).
Detta innebär en dosstorlek på 2 ml för en råtta på 200 g, och 200µl för en mus på 20 g.
Sedan djuret återvänt till buren bör det observeras en stund för att se om det beter sig onormalt, t.ex. kräks (mus).
Att ge doser av något peroralt till ungar som ännu inte är avvanda är svårt och ska om
möjligt undvikas. Råttor som är yngre än 6 dagar ska inte sondmatas alls.
100
I de specialfall då det är nödvändigt att primater får en komplett dos av något i magen är
sondmatning den enda möjliga metoden. Det förutsätter dock att personalen är specialtränad
för uppgiften, att sonden glider lätt, o.s.v. Men detta är i sig en stressande åtgärd, och detta
förstärks ytterligare av den stress det innebär att vara fixerad under tiden. Detta bör alltså i
största möjliga utsträckning undvikas.
Och detta gäller, konstaterar rapporten Refining procedures... 2001, 30, inte bara primater utan för sondmatning i allmänhet. Om det finns någon som helst möjlighet skall sondmatning undvikas, och ämnen skall ges oralt med andra metoder.
Intranasal administrering
Man ger djuren preparat genom nosen (vid exempelvis studier av andningsvägarna eller av
hur läkemedel absorberas av slemhinnan) genom att droppa det i en eller två näsborrar från
en pipett. Det är en relativt skonsam metod som inte stressar djuren lika mycket som många
andra administreringssätt, och som dessutom knappast medför risk för smärta eller skador.
Däremot är den en smula opraktisk. Man kan bara ge små mängder (t.ex. 50µl till små
gnagare och kaniner, 500µl till hundar), och doseringen blir nästan alltid felaktig genom att
djuret fnyser då det får preparatet i sig.
Intratrakeal administrering
För vissa ämnen med dålig förmåga att lösas i vätska (som damm eller fibrer) används ett rör
som går direkt ned i luftstrupen (på ett helt sövt djur). Med denna metod riskerar man att
skada andningsvägarna, och den bör inte användas för upprepad administration. Maximala
volymer är 500 µl för kaniner och 40µl för råttor.
Djuren ska observeras noga under uppvakningsfasen och upp till tre timmar därefter.
Man bör dock undvika metoden, särskilt om man har möjlighet att använda intranasal
distribution, eller att låta djuren andas in ämnena på något naturligt sätt.
Infusion via kateter
Att ge infusionen via kateter kan vara skonsammare än upprepade injektioner. Detta måste
dock vägas mot det kirurgiska ingreppet då man placerar katetern i djuret. Fråga också om
riskerna för irritation och/eller skador då katetern dras förbi olika organ inuti djuret och hur
man undviker irritation och smärtor då katetern nöter mot huden där den mynnar ut. Vid
kontinuerlig distribution av preparat direkt i blodbanan bör hastigheten inte vara större än
4 ml/kg/tim, d.v.s. för en råtta på 250 g bör volymen inte överstiga 1 ml per timme för att
djuret inte skall riskera att drabbas av anemiska effekter.
Kontinuerlig infusion, d.v.s. att man tillför något preparat intravenöst, gjorde tidigare ofta
att forskaren fixerade djuret under den tid som behövdes. Detta är psykiskt påfrestande; man
har visat att t.ex. råttor t.o.m. kan få skador på magslemhinnan av fixering.
Jones och Hynd (1981) ansåg detta oetiskt och föreslog tidigt en metod att komma bort
från fixeringen. Deras metod gick ut på att en nylonkanyl opererades in i låret med spetsen i
lårvenen. Till denna kopplade man en tunn nylonslang som opererats in genom svansen. Genom denna slang kunde man tillföra olika preparat, eller omvänt ta blodprov under i varje fall
en veckas tid.
101
Fördelen med metoden var att råttan hela tiden kunde röra sig fritt i buren, och enligt
författarna föreföll deras testråttor inte stressade.
Dessvärre innebär metoden att råttan bör hållas i ensambur, vilket är påfrestande. Detta
slipper man om man använder minipumpar. Jones och Hynd bör dock ha en eloge för att de
såg och försökte rätta till ett av djurförsökens vanligare problem.
Injektion i hjärnan (intracerebral)
Används för att ge preparat direkt i det centrala nervsystemet (CNS). Man använder två olika
tekniker, beroende på djurets ålder.
För möss, råttor och kycklingar som är högst tre dagar gamla sticker man ibland sprutan
direkt i den främre fontanellen. Ett problem med detta kan vara att det mycket tunna och
mjuka skalltaket ger med sig, så hjärnan kommer i kläm. Av den anledningen föredrar många
att borra hål i skallen liksom man gör på vuxna djur.
Högsta tillåtna injektionsvolym för neonatala smågnagare är 20 µl. Ungen återlämnas till
modern och man kontrollerar efter en timme att ingenting verkar onormalt. Därefter daglig
kontroll.
För vuxna djur fixeras djuret i en stereotaxisk ram, som gör att man utan rubbningar kan
borra sig genom skallen och injicera in i hjärnan. (Se även avsnittet Kirurgi i kap. 8.) Den
injicerade volymen får inte överstiga 2 % av hjärnans volym, och man måste ge preparatet
långsamt för att undvika en skadlig ökning av hjärnvätskans tryck.
(Beträffande injektionsvolymen: en mushjärna väger ca 0,38 gram, d.v.s. 380 mg, och
har en specifik vikt på ca 1. Volymen är därmed ca 380 µl. 2 % av detta blir ca 7,6 µl. – The
Mouse Brain Library.)
Behöver man ge upprepade injektioner, eller kontinuerlig tillförsel av preparatet, kan man
placera en kanyl i hålet (den fästs med ett särskilt ”cement”). Att ha en sådan kanyl är i sig
inte smärtsamt.
Det kan förekomma att försöksledare protesterar mot kravet på smärtlindring med argumentet att hjärnan inte är smärtkänslig. Och detta är alldeles riktigt. Problemet är att det
finns annat i skallen som är det (dessa försöksledare har alla varit lyckliga nog att aldrig ha
huvudvärk). Redan att gå igenom huden då man ska göra hål genom skallen är naturligtvis
smärtsamt; hjärnhinnorna är mycket smärtkänsliga, och detsamma gäller de blodkärl som
försörjer hjärnan. Ett ökat intrakraniellt tryck – genom t.ex. en tumör eller genom vattenskalle (hydrocefalus) – kan vara utomordentligt smärtsamt.
Därför är postoperativ smärtlindring nödvändig. Denna kan bestå av t.ex. Temgesic eller
något NSAID. Om ett systemiskt verkande preparat skulle påverka försöket kan man använda ett lokalbedövningsmedel som t.ex. en salva som innehåller lidocain (som är den aktiva
ingrediensen i t.ex. lokalbedövningsmedlet xylokain) eller Marcain (med bupivakain som aktiv ingrediens) som ger smärtlindring ca 10–12 timmar.
Efter intrakraniell injektion rekommenderar rapporten Refining procedures... 2001 kontroll efter 1/2 timme, hel timme, och därefter dagligen. Har djuret problem att samordna sina
muskelrörelser, eller visar det förlamningssymptom, ska det omedelbart avlivas.
102
Injektion i lederna
Injektion i lederna kan förekomma för att t.ex. testa läkemedel för ledsjukdomar. Injektionen
vara vara mycket smärtsam, och det är lätt att orsaka oavsiktliga skador. Djuret måste vara
absolut stilla och bör därför sövas med något kortverkande anestesimedel (särskilt viktigt för
smågnagare, kaniner och hundar; större djur får en spruta lokalbedövning och fixeras).
Eftersom det är viktigt att inte ge för mycket vätska i ledens begränsade utrymme kan
det vara praktiskt att först tappa ur ungefär samma volym ledvätska som det man sedan skall
spruta in. Om man gör det kan man ge max 15 µl till råttor (rekommendation även i Waynforth & Flecknell 1992), 200 µl till kaniner, och 1 ml till hundar.
Osmotiska minipumpar
Detta är små kapslar som opereras in under huden, vanligen på ryggen vid sidan av ryggraden, genom ett centimeterstort snitt. (Ibland kan de istället placeras intraperitonealt.) De
kan användas i praktiskt taget alla slags djur, men har oftast använts i råttor, möss, hamstrar,
marsvin och kaniner. (Även denna lilla pump kan kanske förefalla väl stor för att operera in
i en mus, men detta brukar inte vålla några problem.) Pumpen kan släppa ut preparat under
flera veckor i förutbestämda mängder, och man besparar därmed djuret en mängd stressande
upplevelser av återkommande fixering eller sövning och injektioner. På många sätt innebär
detta alltså en klar förbättring för djuren.
Detta får emellertid vägas mot påfrestningen i samband med operationen. Saken förvärras naturligtvis om försöket kräver att pumpen tas ut (eller byts) efter en viss tid. De problem
som metoden i sig kan orsaka orsakas oftast av att pumpen är sliten så kroppen reagerar mot
dess yta. Annars beror de problem som uppstår vid användningen oftare på de preparat som
pumpen släpper ut än på pumpen i sig.
Sedan pumpen opererats in kan det vara nödvändigt att djuret förvaras ensamt under ett
dygn så att såret läks ordentligt. Refining procedures... 2001 betonar: ”Monitor the animal
carefully after implantation”.
En vanlig metod att försöka bedöma ett djurs välbefinnande är att följa dess viktkurva.
I detta fall skall man naturligtvis ta hänsyn till att vikten gått upp med ett par tre gram
(pumpens vikt). Anestesin orsakar alltid en viss, tillfällig viktnedgång. Minipumpen ska emel-
Osmotisk minipump, här använd för infusion i hjärnan. (Alzet)
103
lertid inte orsaka någon ytterligare viktnedgång utöver den som skulle följt av enbart anestesin.
Svält och törst
Svält
Djur som råttor och möss är huvudsakligen aktiva under natten. Det gäller också deras matintag: det är då de äter 80% av sin föda (Schlingman m.fl. 1997).
I naturen är det normalt att födotillgången varierar. I laboratoriet har djuren däremot
däremot oftast tillgång till mat hela tiden (de kan alltså äta så mycket de vill när de vill, s.k.
utfodring ad. lib.). Resultatet är att djur som lever i laboratorierna nästan alltid är övergödda.
En generell iakttagelse beträffande laboratoriedjur är att om de hålls på en mer begränsad diet
än vanligt och får möjlighet till motion ökas deras livslängd betydligt.
Råttor och möss (liksom kaniner) är koprofager, d.v.s. det ingår i deras naturliga beteende
att äta sin egen avföring. Detta har betydelse för deras näringsintag: om man hindrar koprofagin får de näringsbrist (Ebino m.fl. 1988). I övrigt skiljer de sig både beträffande matintag
och tillväxt. Möss, med sin snabba ämnesomsättning, kan uppleva problem redan efter något
dygns svält; de kan under en period bli livligare och aktivt söka efter föda, innan de blir mer
stillasittande för att spara på energin. Råttor klarar sig utan mat längre innan de får stora
problem (vilket inte innebär att de inte lider av svälten). De flesta studier över hur djuren reagerar på minskat matintag har man också gjort på råttor.
En faktor i detta sammanhäng är den individuella variationen. Toth och Gardiner (2000)
konstaterar att olika individer skiljer sig ”tremendously” både i matintag och vikt: vuxna hanråttors (Sprague-Dawley) matintag kan variera från 21 till 32 g/dag, och genetiskt identiska
12 månder gamla B6C3F1-möss varierade i vikt från 30–48 g. Till detta kommer att matintag och kaloribehov varierar med en rad yttre faktorer.
Begränsat födointag
Då man under en tid gav råttor en kalorifattigare kost så deras vikt sjönk till 80 % av de andra råttornas (kontrollgruppens) och sedan lät dem ligga på denna 20 %-skillnad (d.v.s. båda
gruppernas vikt steg kontinuerligt, men på olika nivåer) märktes ingen påverkan i form av
stress eller liknande hos de magrare råttorna under den tre veckor långa testperioden. Om
man däremot höll dem kvar på samma absoluta vikt som de hade första dagen med 80 % vikt
(så att avståndet mot den allt tyngre kontrollgruppen ständigt ökade) märktes snart tydliga
stressreaktioner i form av utsöndring av stresshormoner (Heiderstadt m.fl. 2000).
En viss begränsning (inte upphörande) av matintaget under en kortare tid, något eller
några dygn, bedöms alltså inte påverka råttornas hälsa nämnvärt.
Total svält
Att råttor utsätts för en stark minskning av fodermängden, eller total svält, under flera dagar
är betydligt allvarligare. Efter 24 timmars svält har man inte kunnat se någon stress hos dem,
och värdena för vanliga stressmarkörer som adrenalin och kortikosteron är oförändrade (De
Boer m.fl. 1989). Efter två dygn är däremot utsöndringen av stresshormoner markant och
104
hela dygnsrytmbalansen i olag. Toth och Gardiner (2000 s. 12) drar slutsatsen att svält under
mer än 24 timmar medför en ökande metabolisk stress och kanske ocksåen intensifiering av
den psykologiska stressen.
En amerikansk forskare beskrev beteendet hos råttor som berövats maten: under de första
6–8 timmarna blev de mer aktiva än normalt under sitt sökande efter föda. Sedan gav de
tydligen upp och blev relativt inaktiva, vilket förklarades som en ”fysiologisk/beteendemässig reaktion på födobristen”. Tecken på ”distress” iakttog man inte innan kroppsfettet började minska påtagligt (efter 3–5 dagar??), men hur tidigt råttorna upplevde ett lidande är
naturligtvis en annan sak.
En mus, med sin mycket snabbare ämnesomsättning, klarar svält betydligt sämre och kan
avlida redan efter ett dygn utan mat. (Det finns olika beräkningar för hur mycket mat en mus
behöver per dag, men de skiljer sig inte dramatiskt från varandra. Om en vuxen mus behöver
ca 12–18 gram mat per 100 g vikt, kan en ung mushona på 20 g behöva ca 2,4–3,6 g. mat/
dag. Om de vuxna mössens vikt varierar mellan ca 25 och 40 g, behöver de ca 3–6 g mat/dag.
[CM 050512])
Utdragen svält är dessutom en stressor som använts i stressförsök. Resultatet kan bli att
djuren får magsår, särskilt om de har tillgång till ett springhjul eller om restriktionerna kombineras med någon annan stressor som fixering eller nedkylning.
Svältperioder och deras effekter
Före operationer eller vissa medicineringar förekommer det att djuren får svälta över natten.
Eftersom det huvudsakligen är på natten de äter kan svältperioden i praktiken bli 18 timmar
eller längre. Detta är lång tid för smågnagare som äter enligt principen ”lite men ofta”.
Det är inte alltid denna svält får någon saklig motivering. Ofta förklaras den med att magen ska tömmas, men hur lång tid detta tar är man inte säker på. I själva verket beror denna
rutinmässiga svält ofta på ren konvention utan vetenskapligt underlag, och olika bakomliggande faktorer spelar stor roll för i vilken utsträckning magen töms. Se vidare under Svält och
anestesi nedan.
Jeffrey m.fl (1987) jämförde olika grupper råttor som fått svälta över natten. Grupperna
skiljde sig därigenom att de tidigare fått äta begränsad eller obegränsad mängd av två olika
slags dieter (normal och extra kraftig). Det visade sig att alla grupperna, utom den som haft
den mest återhållna mathållningen, hade (varierande mängder) mat i magen trots svältperioden, vilket naturligtvis kan påverka vissa testresultat. Viktutvecklingen hos råttor som tidigare uppfötts på en kontrollerad diet var oförändrad, medan de som tidigare fått äta utan
restriktioner hade minskat 10 % i vikt över natten.
Vermeulen m.fl. (1997) gjorde däremot undersökningar som visade att magen hos hanråttor var tömd efter 6 timmar utan mat.
Eftersom råttorna är koprofager, d.v.s. kan äta sin egen avföring, kan svälten bli en meningslös åtgärd som inte får annan funktion än att den sänker djurens välbefinnande utan att
projektets mål uppnått (vilket man kanske aldrig märker).
Vad som ska tömmas är också viktigt. Det är naturligtvis skillnad om bara magsäcken behöver
vara tömd eller om tarmsystemet ända ner till tunntarmen ska vara det. Frågan är hur lång
svältperiod som behövs för en viss effekt.
Man har jämfört mag- och tarminnehåll hos råttor efter 6, 12 och 18 timmars svält. I alla
tre grupperna var magen ”nästan tom” efter respektive testperiod. Skillnaderna mellan grup105
perna var så obetydlig att det inte fanns anledning att låta råttorna vara utan mat mer än sex
timmar, om målet bara var att tömma magen.
Då man undersökte tarminehållet ända ner till blindtarmen (alltså hela tunntarmen) fann
man inte heller någon signifikant skillnad. Innehållet hade minskat väsentligt jämfört med
den ätande kontrollgruppen, men hur mycket mat som ev. fanns kvar framgår tyvärr inte av
studien. En slutsats är dock att om man vill påverka tarminnehållet finns det inte större anledning att låta råttorna svälta 18 timmar än bara sex timmar.
Efter 18 timmar hade råttorna, som ursprungligen vägde 200–250 g, minskat ca 10%.
(Viktskillnaden med kontrollgruppen, som fått äta som vanligt och alltså ökat i vikt, var
14%.)
Samtidigt studerade man hur de olika svältperioderna påverkade råttornas beteende. Generellt konstaterade man att skillnaderna mot normalt beteende märktes enbart på natten. Av
iakttagelser som bara görs under dagtid kan man alltså inte dra några slutsatser om råttornas
välbefinnande eller brist på sådant.
18-timmarsgruppen var betydligt aktivare på natten än de andra, troligen eftersom råttorna sökte efter föda.
Både 12-timmargruppen och 18-timmarsgruppen putsade sig mer än normalt under natten, vilket kan tolkas som en stressreaktion.
Alla tre grupperna (6-, 12- och 18-timmars) drack betydligt mycket mindre vatten än
normalt.
Resultaten av detta försök har betydelse för både djurens välbefinnande och mätresultaten.
Forskarna konstaterar att eftersom svältperioderna medför att djuren dricker mycket mindre
än normalt, påverkas värdet för andelen röda blodkroppar i blodet (d.v.s. hematokritvärdet,
vilket alltså ökar då plasmavolymen minskar), vilket kan ge allvarligt missvisande resultat vid
exempelvis farmakologiska studier. Dessa problem minskar naturligtvis om svältperioderna
avkortas. (Schlingmann m.fl. 1997)
Svält bör alltså inte föreskrivas slentrianmässigt utan måste ges en vetenskapligt grundad
motivering, t.ex. att ett visst preparat absorberas olika beroende på om djuret äter eller inte.
Av ansökan måste det framgå vad som gäller, och vad som alltså motiverar en eventuell svält.
Då svälten motiveras med att den är nödvändig för att inte mätresultaten ska förvrängas p.g.a. mat i mage (och eventuellt i tarmarna), måste man samtidigt vara medveten om
de fysiologiska förändringar som svälten i sig orsakar. I diskussioner om detta ämne på
COMPMED-listan har man påpekat att studier över t.ex. läkemedelsupptag har ett rätt begränsat värde (om något) då de görs på djur vars hela matsmältnings- och metabolismmaskineri är rubbat efter en lång svält.
I många fall vill man låta djuren svälta t.ex. 12 timmar genom att ta bort maten kvällen
före en operation som ska utföras morgonen därpå. Eftersom t.ex. smågnagare huvudsakligen
äter på natten kommer de att vid operationen ha svultit i över ett dygn. Sedan de vaknat upp
efter operationen är de kanske dessutom så påverkade att de äter mindre än normalt.
Utan noggrann planering kan alltså en svältperiod bli avsevärt längre än beräknat, vilket
påverkar djurets metabolism och kan riskera att allvarligt störa mätresultaten av exempelvis
läkemedelsupptag.
Den tid djuren inte har tillgång till mat bör alltså anpassas dels tid djurens matvanor, dels
till tidpunkter för operation, mätningar etc. Ett alternativ till att ta bort maten exempelvis
på efternatten är att endast ge dem en begränsad mängd mat på kvällen. Svältperioden börjar
helt enkelt då denna föda tagit slut.
106
Att lindra problemen vid svält
Vid svält kan det vara en fördel för både djuren och forskningsprojektet att djuren får tillgång
till någon form av socker. Levine och Saltzman (2000) studerade råttor som tvangs svälta ett
eller två dygn men samtidigt fick olika typer av socker i fast eller flytande form. Genom denna – som författarna framhåller – enkla och billiga åtgärd påverkades deras normala homeostas mindre (vilket torde vara en fördel för studiens validitet), och råttorna mådde troligen
mycket bättre.
Svält och anestesi
Försöksdjur får ibland svälta en tid inför operationer. En sådan åtgärd måste i så fall motiveras.
Katter, illrar, hundar, grisar och primater bör svältas ca 8–12 timmar innan de sövs för
att undvika att de kräks i samband med sövning eller uppvaknande. Flecknell (2009) betonar
emellertid att eftersom sådana problem inte finns hos smågnagare och kaniner behöver dessa
inte svältas inför sövning, såvida de inte ska opereras i mag-tarm-området och det därför finns
anledning att minska tarminnehållet. Alla djurslag bör ha tillgång till vatten till någon timme
före sövning.
Det kan förekomma att marsvin har kvar mat i matstrupen sedan de sövts. Detta kan i så
fall undvikas med 3–4 timmars fasta före anesterin.
Se vidare t.ex. Flecknell 2009.
Törst
I alla sammanhang där djur utsätts för svält brukar de få obegränsad tillgång till vatten. Man
kan kanske tro att de dricker normalt, fast födotillgången är begränsad. Detta är emellertid
felaktigt, och resultatet kan bli att mätresultaten störs allvarligt (se nedan).
Hur mycket vatten ett djur dricker beror på en rad faktorer som rumstemperatur, relativ
luftfuktighet, ålder, kön, reproduktions- och hälsostatus och fodrets vatteninnehåll. Till detta
kommer att det kan finnas skillnad mellan olika stammar av samma djurart.
För att undvika att djuren utsätts för ett onödigt stort lidande ställer detta naturligtvis
stora krav på planeringen av försök där det ingår att djuren endast ska dricka en viss andel av
sin normala konsumtion (eller ingenting).
En ung råtta kan dricka 30 ml/100 g kroppsvikt. Konsumtionen sjunker sedan enligt flera
forskare till 4–5 månaders ålder då den stabiliseras på 8–9 ml/100 g för hanråttor och 10–12
ml/100 g för honråttor. Andra däremot uttrycker det så att vuxna råttor under standardiserade laboratorieförhållanden dricker 20–30 ml/dag (litteraturöversikt av Schleif 2001).
Hos både råttor och möss är vattendrickandet i huvudsak kopplat till ätande. Maten är viktig
i sammanhanget: den gör att vätska stannar längre i systemet, alltså t.ex. under den tid de
inte har tillgång till vatten under ett experiment. Vatten- och födokonsumtion anpassar sig
till varandra, så om de får begränsad tillgång till föda dricker de också mindre även om de har
obegränsad tillgång till vatten, och möss och råttor som får begränsad tillgång till vatten, eller
inget vatten alls, äter också mindre. Det förefaller som om de har en förmåga att behålla den
homeostatiska balansen även om de dricker mindre än normalt. Men när de får tillgång till
föda och vatten i normal omfattning kan de dricka rejält mycket mer vatten än normalt.
107
Råttor som inte får vatten får förhöjda värden stresshormon (kortikosteron) redan efter 12
timmar, och nivån steg sedan stadigt under de fem dygn man undersökte dem. De minskar
snabbt i vikt: vuxna råttor som fått torrfoder men varit utan vatten i 24 resp. 48 timmar förlorade 7–9% resp. 10–13% i vikt,
Också en begränsning av vattentillgången är stressande. Då 60 dagar gamla SD-råttor
bara fick tillgång till vatten 20 minuter om dagen var deras kortikosteronvärden påtagligt
förhöjda efter en vecka, och ännu högre efter en månad. Men efter två månader hade värdet
sjunkit till kontrollgruppens nivå (Lessers 2003, s. 143).
I ett försök (av Heiderstadt m.fl. 2000) skilde sig råttor, som fått sin vattentillgång allt
mer begränsad under en vecka tills de slutligen bara hade tillgång till vatten 15 min/dag under ytterligare en månad, inte på något sätt från kontrollgruppen i beteendetester. Inte heller
fanns det någon skillnad i kortikosteronnivåer någon gång under perioden. Författarna drar
slutsatsen att denna typ av begränsad vattentillgång inte är stressande för råttorna, men detta
motsägs som vi sett av andra forskare.
Möss som fått torrfoder men varit utan vatten i 12, 24, 48 och 72 timmar förlorade i vikt
7–9%, 10–15%, 15–20% resp. 22–25%. Efter 12 timmar utan vatten blev de oroliga, och
efter 24 timmar orsakade törsten ett påtagligt lidande som ökade ju längre tiden gick (Lesser
2003). Efter 24 timmar var alla blodvärden man överhuvud taget kontrollerade förändrade
p.g.a. de begynnande uttorkningen.
Möss som varit utan vatten i en vecka men fått ett foder med 12,5% vatteninnehåll levde
visserligen efter en vecka, men hade då förlorat ca 12 resp 19% av sin vikt (beroende på musstam) och var apatiska. I andra försök har mössen dött efter 3–8 dagar utan vatten.
Hur djur reagerar på vattenbrist kan påverkats av om de genmodifierats. Fenton m.fl.
(2004) skapade knockoutmöss genom att slå ut gener som reglerar urinens passage genom
cellmembranet. Då de varit utan vatten under 24 timmar var de letargiska och hade tappat
21% i vikt. Som kontroller hade han wildtype-möss. Efter 24 timmar utan vatten hade de
minskar i vikt drygt 4%. (En mycket låg siffra, jämfört med de värden som Lessers redovisar.
Hur vattenhaltig deras föda var framgår inte av presentationen.)
108
6 . Smärta och smärtlindring
6
Sövning, smärta och smärtlindring
”Unless the contrary is established, investigators should consider that procedures that
cause pain or distress in human beings may cause pain or distress in other animals.”
(U.S. Government Principles for the Utilization and Care of Vertebrate Animals Used in Testing, Research, and Training s. 4.)
Investigators should assume that procedures that would cause pain in humans also cause
pain in other vertebrates, unless there is evidence to the contrary.
(European Science Foundation, Policy document on Use of animals in research.)
In the absence of evidence to the contrary it must be assumed that any stimuli or experience which produces pain or discomfort in man may also be painful and discomforting for
animals.
(The assessment and control of the severity of scientific procedures on laboratory animals. Report
of the Laboratory Animal Science Association working party.)
How much of what we do is done because ”that is the way it was done before?” If there is
sound scientific justification, fine. What needs to be questioned is the things we do that
have no basis in facts. How many times have we seen or written protocols that states ”we
can not give pain alleviating drugs because it might have some effect on the compound
being studied? Well it might just as easily not have an effect. Has this question really been
thought out considering the different mechanism of various analgesics or is this just a no
thought standard statement that lets off the hook?
(Doerning 1999)
Vad säger bestämmelserna?
EU:s direktiv 86/609/EEG, Article 8
1. All experiments shall be carried out under general or local anaesthesia.
2. Paragraph 1 above does not apply when:
(a) anaesthesia is judged to be more traumatic to the animal than the experiment itself;
(b) anaesthesia is incompatible with the object of the experiment. In such cases appropriate legislative and/or administrative measures shall be taken to ensure that no such experiment is carried
out unnecessarily.
Anaesthesia should be used in the case of serious injuries which may cause severe pain.
109
3. If anaesthesia is not possible, analgesics or other appropriate methods should be used in order
to ensure as far as possible that pain, suffering, distress or harm are limited and that in any event
the animal is not subject to severe pain, distress or suffering.
4. Provided such action is compatible with the object of the experiment, an anaesthetized animal,
which suffers considerable pain once anaesthesia has worn off, shall be treated in good time with
pain-relieving means or, if this is not possible, shall be immediately killed by a humane method.
Europarådets konvention ETS 123 om ryggradsdjur som används till försök och andra vetenskapliga ändamål
Article 7
When a procedure has to be performed, the choice of species shall be carefully considered
and, where required, be explained to the responsible authority; in a choice between procedures, those should be selected which use the minimum number of animals, cause the least
pain, suffering, distress or lasting harm and which are most likely to provide satisfactory results.
Article 8
A procedure shall be performed under general or local anaesthesia or analgesia or by other
methods designed to eliminate as far as practicable pain, suffering, distress or lasting harm,
applied throughout the procedure unless:
a. the pain caused by the procedure is less than the impairment of the animal’s well-being
caused by the use of anaesthesia or analgesia, or
b. the use of anaesthesia or analgesia is incompatible with the aim of the procedure. In such
cases, appropriate legislative and/or administrative measures shall be taken to ensure that no
such procedure is carried out unnecessarily.
Djurskyddslagen
2 § Djur skall behandlas väl och skyddas mot onödigt lidande och sjukdom.
Djur, som används för ändamål som avses i 19 §, skall inte anses vara utsatta för onödigt lidande eller sjukdom vid användningen, om denna har godkänts av en djurförsöksetisk nämnd.
19 § Djur får användas för vetenskaplig forskning eller undervisning, sjukdomsdiagnos, framställning av läkemedel eller kemiska produkter eller för andra jämförliga ändamål endast under
förutsättning
[…]
2. att verksamheten utformas så att djuren inte utsätts för större lidande än vad som är absolut nödvändigt.
[…]
Djurskyddsförordningen
53 § Innan ett ryggradsdjur används för sådana ändamål som avses i 19§ djurskyddslagen
(1988:534) skall djuret bedövas, om användningen kan medföra fysiskt eller psykiskt lidande. Om
det är nödvändigt med hänsyn till ändamålet med användningen eller om bedövningen skulle orsaka mer lidande än användningen i sig, får användningen dock ske med ofullständig bedövning
eller utan bedövning. I sådana fall skall, i den utsträckning det är möjligt, smärtstillande eller lugnande medel användas för att begränsa djurets lidande, så att djuret inte utsätts för svår smärta,
svår ångest eller annat svårt lidande.
110
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om djurförsök m.m. DFS 2004:4 (L 55)
2 kap. 7 § Grundläggande bestämmelser om bedövning m.m. av försöksdjur finns i 53 § djurskyddsförordningen (1988:539).
Ett försöksdjur som har bedövats och som kan få mer än obetydlig smärta i samband med att
bedövningen upphör ska innan dess behandlas med smärtstillande medel i tillräcklig utsträckning.
Om detta inte är möjligt ska djuret omedelbart avlivas.
En djurförsöksetisk nämnd får medge undantag från andra stycket i den utsträckning det är
nödvändigt med hänsyn till syftet med försöket och om djuret inte utsätts för svår smärta, svår ångest
eller annat svårt lidande. I sådana fall ska dock, i den utsträckning det är möjligt, lugnande medel
användas för att begränsa djurets lidande.
2 kap. 11 § Betydande smärta, betydande lidande eller att djuret självdör ska undvikas som avbrytningspunkt.
Om ett försök kan orsaka mer än obetydlig smärta eller lidande ska djuret sövas och få smärtlindring. Nämnden kan medge undantag, men bara under speciella omständigheter. Djurskyddslagen ger nämnden stor frihet att besluta om villkoren, men man riskerar då att komma i
konflikt med EU-direktivet.
Djurskyddslagens 2§ och Djurskyddsmyndighetens föreskrifter, 2 kap 7§, säger att det är
tillåtet att utsätta ett försöksdjur för svår smärta eller annat svårt lidande utan sövning. Smärtstillande eller lugnande medel ska ges ”i den utsträckning det är möjligt”. Därmed finns det
utrymme för försöksledaren att hävda att detta inte är möjligt men att försöket ändå ska
genomföras. Och djurskyddslagen ger nämnden möjlighet att bestämma precis vad den vill.
Men riktigt så enkelt är det inte.
Grundregeln är att djuret ska ”bedövas” om det riskerar fysiskt eller psykiskt lidande. Detta är Djurskyddsförordningens sätt att uttrycka det krav som finns i EU:s direktiv 86/609/
EEG, ”försöksdjursdirektivet”, som medlemsstaterna är skyldiga att följa: ”Alla försök ska genomföras under allmän anestesi eller lokalbedövning” (Article 8/1).
Fortsättningen av direktivets Art. 8 och DF 53 § medger undantag till denna bestämmelse, om anestesin skulle störa försöket. Det är alltså under speciella omständigheter tillåtet
att utsätta ett försöksdjur för smärta eller annat lidande utan sövning.
Direktivets Art. 8 mom. 3 tycks emellertid sätta ett absolut tak beträffande vilken smärta ett
försöksdjur kan utsättas för:
◆ man ska använda anestesi om försöket orsakar allvarliga skador som kan medföra stark
smärta (severe pain);
◆ är detta inte möjligt (av försökstekniska skäl) ska man med smärtstillande medel eller
andra metoder begränsa lidandet så långt det är möjligt;
◆ under inga omständigheter (”in any event”) får djuret utsättas för ”severe pain, distress
or suffering” (kursiverat här).
Detta tak finns också i DFS 2004:4 (L 55), 2 kap. 7 §. En djurförsöksetisk nämnd får medge
undantag från kravet på smärtstillande medel sedan ett sövt djur vaknat upp såvida djuret
därmed inte utsätts för svår smärta, svår ångest eller annat svårt lidande (kursiverat här).
Det finns dock en skillnad mellan dessa båda bestämmelser i direktivet resp. i DFS. Den
senare talar enbart om den situation då ett sövt djur vaknar upp. Tolkat efter bokstaven gäller
111
detta skydd mot svår smärta etc därmed inte om djuret inte sövs under försöket.
Om detta beror på att man allför tanklöst vävt in direktivets Art. 8 mom 4 i de svenska
bestämmelserna, eller om skillnaden är avsiktlig, är det omöjligt att avgöra. SJV har emellertid en tendens att läsa lagexter exakt efter bokstaven. Det är alltså möjligt att skyddet mot den
svåraste smärtan och lidandet enligt myndigheten endast gäller sövda djur som vaknar upp.
Någon sådan begränsning finns emellertid inte i direktivet. Även djur som inte varit sövda
ska ”in any event” skyddas mot ”severe pain, distress or suffering”.
Efter de juridiska problemen kommer de praktiska. Ett sådant i sammanhanget kan vara att
den smärtlindring den djurförsöketiska nämnden accepterat kanske inte fungerar i vissa fall.
Ett exempel är buprenorfin (Temgesic) mot t.ex. vissa cancersmärtor och smärtor i inälvorna;
se om detta i avsnittet om buprenorfin nedan och om cancer i kap. 8.
Också erfarenheterna från smärtlindring inom humanmedicinen är oroande. En studie
(Boström 2003) över smärtor hos två grupper mänskliga patienter – dels postoperativt, dels
i den palliativa cancervården – visade att många patienter led av smärta i nödan, trots att det
fanns tillgång till effektiv smärtlindring. Patienter som hade smärtor förklarade t.ex. att de
hade ”ont överallt” och att de var rädda att få ökade smärtor.
Förhållandena för människor är alltså långt ifrån tillfredsställande. Det finns tyvärr ingen
anledning att tro att förhållandena för försöksdjuren är bättre, trots regelverkets krav.
Några grundbegrepp
”Lidande” kan bestå av många olika slags upplevelser: det kan bero på ängslan, negativ stress.
frustration m.m., men kan förstås också orsakas av smärta. (I mycket speciella fall behöver
däremot inte smärta orsaka lidande.)
”Smärta” är också en upplevelse i vårt medvetande.
Smärta som upplevelse måste skiljas från de fysiologiska mekanismer som utlöser smärtan,
d.v.s. att vissa typer av receptorer utsätts för en retning av något slag. En receptor är ett slags
mottagare på eller i cellen, som är mottaglig för en speciell typ av signal utifrån. En sådan
retning (som kan utlösas av att man slår, sticker, bränner, fräter, irriterar med kemiska ämnen, ger elstötar o.s.v.). kallas ”nociceptiv retning”. Den kan också uppstå om man spänner
en muskel kraftigt en stund (t.ex. kramp), eller att genomblödningen i en muskel försämras
(t.ex. vid angina pectoris).
En annan typ av receptorer kan ha en rakt motsatt funktion: de kan vara specialiserade på
att ta in signaler från ett läkemedel som dämpar smärtan. Smärtlindringen uppstår när molekyler från läkemedlets verksamma substans binder till dessa receptorer.
I detta avsnitt behandlar de viktigsste mekanismerna bakom smärtupplevcelsen.Smärta,
sövning och och smärtbehandling hos foster och nyfödda (neonataler) behandlas i ”Neonataler, smärta och anestesi” i slutet av kapitlet.
Smärtmekanismerna
Kroppens smärtsystem består, förenklat uttryckt, av två huvudsystem. Det ena förmedlar
smärtimpulserna från skadan till hjärnan i två steg: från det skadade stället till ryggmärgen
112
och sedan vidare upp till hjärnan. Det andra systemet hämmar (”modulerar”) smärtupplevelsen.
Vi kan dämpa smärtimpulserna med två huvudtyper av smärtstillande medel: NSAID
(Non-Steroidal Anti-Inflammatory Drugs) och opioider. Vad man väljer beror dels på smärtans karaktär och dels på själva försöket.
Hur smärtan förmedlas
det perifera systemet Smärtreceptorerna kallas ”nociceptorer” och finns överallt i kroppen; de
tillhör därför de ”perifera” smärtmekanismerna. De aktiveras då vi slår oss, bränner oss o.s.v.
Den nociceptiva retningen, med alla de fysiologiska förlopp som den orsakar, behöver
alltså i sig inte orsaka att man upplever smärta och lidande (t.ex. om man är under narkos).
När ”det gör ont” någonstans beror detta på att nociceptorerna aktiveras; de ”sensiteras”.
Olika slags nociceptorer aktiveras på olika sätt; somliga reagerar t.ex. när man slår sig, andra
då man bränner sig.
En tredje orsak till smärta är inflammation. Då bildas en särskild grupp ämnen, prostaglandiner, vilka i sin tur skapas med hjälp av vissa enzym och som sensiterar vissa nociceptorer. Det gäller därför att hindra dessa enzymers arbete. Det kan man göra med ”NSAID”,
”non-steroid anti-inflammatory drugs”, som är både smärtstillande och inflammationshämmande. Vanliga preparat som liknar NSAID är de som innehåller acetylsalicylsyra, t.ex. värktabletter som Bamyl, Magnecyl m.m.
(Tabletter som har paracetamol som aktiv ingrediens är också bra på smärtlindring, men
dåliga på att hämma inflammationer. Det beror på att paracetamol inte är så bra på att hämma det enzym som är kopplat till inflammationer. Men det har dock en viss inflammationshämmande effekt, och kan därför tyvärr vara olämpligt vid artritförsök.)
Receptorn som utsatts för retningen skickar nervimpulser (via det
perifera nervsystemet) till centrala nervsystemet (CNS), starkare ju kraftigare retningen är.
”CNS” innebär här i praktiken ryggmärgen om retningen gäller kroppen eller extremiteterna,
och förlängda märgen om den gäller huvudet.
Den centrala ryggmärgskolumnen ser i genomskärning ut som ett H med staplarna
riktade framåt och bakåt. (Egentligen brukar man betrakta H:ets olika delar som separata
kolumner.) Detta H består av ”grå substans”, d.v.s. en del av det centrala nervsystemet som
består av bl.a. nervceller. Hela H:et är i sin tur inbäddat i ryggmärgens s.k. vita substans.
Nervimpulserna från receptorn hamnar i H:ets s.k. bakhorn, d.v.s. de staplar i H:et
(kolumner) som är riktade mot ryggsidan. I ryggmärgens bakhorn (resp. förlängda märgen)
kopplas impulserna om till olika nervbanor i den vita substansen som leder till hjärnan. Detta
sker via två system, det laterala och det mediala, som båda slutar i storhjärnan men på olika
platser. Skillnaden mellan dessa system är viktig för våra smärtupplevelser.
Via det laterala systemet leds impulserna till storhjärnans känselbark (kortex). Därmed
blir vi medvetna om bl.a. var och hur starkt det smärtar. Det är detta som kallas ”smärtförnimmelse”.
Via det mediala systemet leds impulserna samtidigt till pannloberna och det limbiska
systemet i mellan- och storhjärnan. Då uppstår de psykiska effekterna: smärtupplevelse (som
orsakar lidande, till skillnad från smärtförnimmelse), räddsla, ångest m.m.
En viktig skillnad mellan systemen har med smärtlindring att göra. Med vissa ämnen
(t.ex. morfin) som binds till celler i bl.a. det limbiska systemet (det mediala systemet) kvarstår
det centrala systemet
113
visserligen smärtförnimmelsen, men man lider inte längre av någon smärtupplevelse – d.v.s.
man besväras inte längre av smärtan. En mänsklig patient kan säga: ”Jag känner fortfarande
smärtan, men jag bryr mig inte så mycket”. (En operation på rätt ställe i hjärnbarken kan
ge samma effekt.) Men man kan inte förutsätta att ett djur reagerar exakt likadant. Att morfin dämpar smärtupplevelsen på ett mycket effektivt sätt kan vi avläsa av djurets beteende,
och detta måste rimligtvis vara en stor lättnad för det. Om djuret upplever den kvarvarande
smärtförnimmelsen som ett visst stress- och orosmoment eller inte är det dock svårare att
säga.
I stället för att, som med NSAID, påverka de perifera smärtmekanismerna (sensibiseringen
av nociceptorerna) kan man försöka påverka impulserna – eller resultaten av dem, d.v.s.
smärtupplevelsen – i centrala nervsystemet. Detta gör man med den andra huvudgruppen
av smärtstillande medel, s.k. centralt verkande analgetika. Hit hör olika slags opioider, som
morfin och kodein och buprenorfin (den aktiva substansen i Temgesic, som är vanligt som
postoperativ smärtlindring).
Opioiderna verkar genom att stimulera (d.v.s. binda till) fyra olika slags receptorer.
Ett läkemedel – t.ex. ett smärtstillande medel – kan binda till en receptor på olika sätt.
Det kan stimulera receptorn (och kallas ”agonist”), men det kan också blockera den (och kallas då antagonist). Det kan också vara en ”partiell agonist” för en viss receptor. Då binder den
till receptorn, men har inte full effekt på denna. Samtidigt blockerar den receptorn så att fullständiga agonister inte kan binda till denna.
Buprenorfin (”Temgesic”) är en sådan partiell agonist i sin relation till en av de fyra receptorerna, µ- (my-)receptorn). Då denna receptor stimuleras har det en analgetisk effekt. Men
att buprenorfin är en partiell agonist innebär i praktiken att det har en takeffekt; doser över
en viss storlek är inte längre smärtstillande, utan kan t.o.m. börja förvärra smärtorna.
En receptor kan ha flera funktioner. My-receptorn ger t.ex. bland annat eufori och
beroende men också andningsdepression, en annan av de fyra ger olustkänslor, en tredje
verkar sederande o.s.v. Alla är dock smärtstillande.
Man kan alltså praktiskt inte skilja den ena effekten från den andra, utan får ta det onda
med det goda. Sådana bieffekter finns därmed s.a.s. inbyggda i många anestesi- och analgesipreparat, och är därför något man måste ta hänsyn till när man väljer metod för sövning
och smärtstillande. En överdosering av ett smärtstillande preparat kan därför ha ödesdigra
effekter. (Att djur dör i samband med försök kan delvis bero på att vissa individer är speciellt
känsliga för sådana effekter hos anestesi- och analgesi-preparat.)
Olika opioider skiljer sig från varandra bland annat genom hur starkt de verkar på de fyra
receptorerna och hur länge deras smärtstillande effekt varar.
Olika rått- och musstammar skiljer sig beträffande hur känsliga de är för olika opioider
som verkar på my-receptorn (alltså även för buprenorfin). En genetisk faktor är alltså viktig,
och detsamma gäller i viss mån också kön.
Detta innebär att standardlösningar och tumregler inte alltid duger. Smärtstillande preparat bör därför väljas med omsorg.
Ingenting hindrar att man för effektiv smärtlindring kombinerar något NSAID-preparat
med en opioid. (Ett exempel är den smärtstillande ”Bamyl-kodein” som tidigare såldes receptfritt på apoteken. ”Bamyl”-delen hade acetylsalicylsyra som verksam substans, d.v.s. ett kortverkande NSAID, medan kodein är en svag opioid som alltså verkar på opioidreceptorerna.)
114
De smärthämmande systemen
Förutom de smärtförmedlande systemen (man talar om dem som ”uppåtstigande”, alltså mot
hjärnan) finns det flera olika smärthämmande system.
Mekanismerna bakom dem är fortfarande inte helt kartlagda. En grundidé framlades
emellertid redan 1965 (Melzack och Wall 1965) och har sedan modifierats flera gånger. Denna ”grindkontrollteori” (”gate control theory”; på svenska ibland även ”portkontrollteori”) går
bland annat ut på att smärtimpulserna kontrolleras genom elektrofysiologiska mekanismer:
om det samtidigt med smärtimpulserna kommer t.ex. beröringsimpulser till ryggmärgen
hämmas överföringen av smärtimpulserna. (Att lindra huvudvärk genom att massera tinningarna är exempel på denna mekanism.)
Det finns också nedåtstigande bansystem, som utgår från hjärnan och förlängda märgen,
och som bidrar till att hämma överförandet av smärtimpulser till ryggmärgen och vidare upp
till hjärnan. Sådana nedåtstigande system gör att kroppens egna ”morfiner”, enkefaliner, samt
hormonet noradrenalin frisätts då nervsignaler överförs till ryggmärgens bakhorn. Enkefaliner
och noradrenalin är transmittorsubstanser i nervsystemet, och genom dem hämmas nu den
inkommande smärtsignalen.
Det är mycket viktigt att man har existensen av dessa båda system, det smärtförmedlande
och det hämmande, klart för sig. De utvecklas nämligen inte samtidigt hos neonataler (vare
sig djur eller människor); de hämmande systemen är färdigutvecklade senare än det smärtförmedlande. Resultatet är att neonataler är smärtkänsligare än vuxna, något som barnläkare
är medvetna om sedan minst 15 år (Ljungman 2003) och som också gäller t.ex. möss och råttor. Se vidare om detta i avsnittet ”Neonataler, smärta och anestesi” nedan.
Detta har naturligtvis konsekvenser för operationer och andra ingrepp på unga försöksdjur, t.ex. svansbiopsier på möss. Sådana ingrepp bör visserligen alltid göras under sövning och
med postoperativ smärtlindring (se avsnittet om svansbiopsi och smärta i avsnittet om genmodifiering i kapitel 8), men smärtlindringen är särskilt viktigt när det gäller ungar.
Smärta och upplevelse
Man måste alltså skilja smärtimpulser (den nociceptiva aspekten) och förnimmelsen av dessa
från upplevelse av smärta. Vare sig man kan uppleva någon smärta eller inte (t.ex. under
narkos, eller genom att smärtupplevelsen dämpas genom morfin eller motsvarande; se ”Hur
smärtan förmedlas” ovan) orsakar den nociceptiva retningen automatiska reflexer. Innan man
hunnit uppleva smärta rycker man undan handen, och även hos den sövde patienten kan
blodtryck, hjärtfrekvens m.m. öka under operationen. Sådana reflexer är (som sagt) inget
tecken på att djuret (eller människan) upplever smärta.
Sådana tecken är däremot att djuret försöker komma loss, försvara sig, vokaliserar (d.v.s.
ylar, piper) o.s.v. Då är det inte längre bara fråga om en nociceptiv retning utan om en medveten smärtupplevelse.
Smärta och ”lägre” djur
Vid val av försöksplan ska den plan väljas som […] tar i anspråk djur med den lägsta graden av
neurofysiologisk känslighet. (Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om djurförsök
m.m. (DFS 2004:4), 2 kap. 1§ “)
En skillnad mellan olika djurslag i djurserien är att ju ”högre” djuret är, desto mer har pannloberna utvecklats. Detta skulle innebära, påstås det ibland, att ”lägre” djur som t.ex. fiskar
115
inte skulle uppleva smärta i samma grad som exempelvis hundar eller primater.
Det svenska regelverket har dock inga undantagsbestämmmelser för fiskar; de är ryggradsdjur och ska behandlas med samma hänsyn och omsorg som alla andra försöksdjur. Så är det
emellertid inte alltid i praktiken. Orsaken är att det ibland hävdas att fiskar inte har samma
förmåga att uppleva lidande, eller i varje fall smärta, som andra ryggradsdjur.
Resonemanget bygger på förutsättningen att hjärnan hos alla ryggradsdjur är organiserad
på samma sätt. Detta är emellertid felaktigt. Djur som fåglar och fiskar kan mycket väl ha
förmåga att uppleva smärta med andra delar av hjärnan än med de svagt utvecklade pannloberna:
Inom gruppen däggdjur finns det påtagliga likheter hos de delar av hjärnan som har speciella funktioner.
Men olika grupper ryggradsdjur skiljer sig avsevärt beträffande var olika funktioner är lokaliserade. Vissa
processer (analysis) som förekommer i däggdjurens neocortex äger hos fåglarna rum i striatum, och olika
grupper fiskar skiljer sig beträffande platsen för komplexa processer. Det är nödvändigt att ta reda på var
i hjärnan en viss funktion finns i stället för att förutsätta att den är placerad i samma område som hos
människan. Det är inte logiskt att förutsätta att en viss funktion hos människan inte finns hos en annan
grupp ryggradsdjur, endast därför att det område i hjärnan där denna funktion är belägen hos människan är litet eller saknas hos den andra gruppen. (Broom 2001)
(Within the Mammalia, there is considerable uniformity in the areas of the brain that have particular
functions. However, different vertebrate groups vary considerbly in the locations of function. Some analysis that occurs in the neocortex in mammals takes place in the striatum in birds, and within the different groups of fish there is diversity in thje localization of complex analysis. It is necessary to look for the
site of any particular function rather than assuming that it will be in the same area as in man. It is not
logical to assume that, because an area that has a certain function in man is small or absent in another
group of vertebrates, the function itself is missing)
Svepande påståenden att fiskar inte kan känna smärta har inte heller stöd i auktoritativa internationella riktlinjer beträffande fiskar som försöksdjur.
CCAC (Canadian Council on Animal Care) guidlines, som har hög internationell prestige, konstaterar att det finns olika meningar beträffande om fiskar kan uppleva sådant lidande (adverse status) som i vanliga fall orsakas av smärta hos däggdjur, men
framhåller också att man måse konstatera att fiskar har förmågan att uppleva skadliga stimuli. Med
skadliga stimuli avses sådana stimuli som skadar, eller skulle kunna skada, vanlig vävnad (genom
t.ex. mekanisk påverkan, extrema temperaturer och frätande kemikalier). Fiskar kan reagera både
beteendemässigt, fysiologiskt och hormoniellt på stressorer (inklusive skadliga stimuli) som kan
skada deras välbefinnande.
Resultatet blir en ”working definition”:
man ska tala om ’smärta’ hos fiskar när de reagerar beteendemässigt eller fysiologiskt på skadliga
retningar som skulle vara smärtsamma för en människa.
(http://www.ccac.ca/en/CCAC_Programs/Guidelines_Policies/GDLINES/Fish/fish_faq.htm#7)
Detta är alltså i grunden samma tanke som används i många andra sammang som en etisk
tumregel i samband med djurförsök, exempelvis av OECD:
There is strong scientific evidence that pain and distress are present in animals in comparable situations as they occur in humans
och:
If something is known to cause suffering in humans, it should be assumed to cause suffering in
animals.
116
(OECD Guidance document... 2000 s. 12, 11)
Men, som man framhåller i de senaste omfattande riktlinjerna ”Guidelines for health and
welfare monitoring of fish used in research” (Johansen m.fl. 2006), ’lidande’ är ett brett begrepp som omfattar bl.a. fruktan, uttråkning, smärta och hunger. I varje fall fruktan, smärta
och hunger är lidanden som sannolikt kan upplevas av fiskar: man hänvisar till en omfattande
forskningsöversikt, som med sedvanlig vetenskaplig försiktighet konkluderar att fiskar kan
uppleva något som liknar fruktan och att de troligen kan lida (Huntingford m.fl. 2006).
Vidare vet man nu att även djur som fiskar har ett utmärkt minne för situationer och även
individer som orsakat dem skadliga (nociceptiva) retningar. När situationen, eller individen,
åter visar sig flyr de eller försöker gömma sig. Det är här naturligare att tänka sig att sådana
manövrar beror på att de haft upplevelser av lidande än att det bara gäller att slags reflexer.
Sådana upplevelser har negativa effekter på fiskarnas välbefinnande. Europakonventionens
Appendix A betonar:
Fiskar […] reagerar mycket snabbt på stress med omedelbara fysiologiska effekter som kan vara
relativt långvariga. Förutom att de har uppenbara följder för fiskarnas välbefinnande påverkar sådana förändringar också forskningsresultaten. (K.1. s. 104)
Vilka djurförsök orsakar lidande?
Centrala försöksdjursnämnden ställde i slutet av 1999 bl.a. följande fråga till de djurförsöksetiska nämnderna: ”Nämn några typer av djurförsök som nämnden prövat och som enligt
nämndens uppfattning kan innefatta medelsvår eller svår smärta eller annat likvärdigt lidande
för djuren”. Svaren redovisades i CFN:s utredning Smärta och andra obehag i samband med
djurförsök m.m.:
Umeå:
♦
Vissa akuta toxicitetstest på osövda djur (t.ex. nervgasförsök);
♦
artrit;
♦
♦
vissa tumörförsök;
kronisk sjukdom som t.ex. amytrof lateral skleros (ALS)
Uppsala:
Överlevnadsförsök, t.ex.
♦ toxicitetstester,
♦
♦
infektions- och
artritförsök.
I en del fall kan psykiskt lidande förekomma.
Stockholm N:
(a) ♦ Experimentella ingrepp i nervsystemet som resulterar i symptom av förlamning
117
eller andra känsel-/rörelserubbningar vilka påverkar djurens naturliga beteende,
varav en speciell grupp inom detta forskningsfält är de djurexperimentella mod
ellerna för neuroinflammatoriska (t.ex. radiculit, myelit, encephalit) och neuro-de
generativa (t.ex. ALS, Parkinsons sjukdom);
♦
sjukdomar, vilka modeller innebär som regel att djuren utvecklar (ibland pro
gredierande) störningar i motorik och sensorik som kan komma att ge en omfat
tande påverkan på djurens naturliga beteende;
(b)modeller för att studera inflammationer och infektioner, särskilt de modeller vari artrit
studeras;
(c)sådana tester av toxiners effekter som kräver att djuren blir svårt sjuka;
(d)vissa typer av tumörstudier, särskilt där tumörer metastaserar;
(e) ♦ framställning av genförändrade djur eller
♦
avel av spontanmutationer med olika sjukdomssymptom, t.ex. djur som utvecklar
motsvarigheten till anorexi och som tidigt avlider av svält och olika neurologiska
störningar;
(f) mer omfattande operativa ingrepp där djuren avses vakna upp efter operationen (med
adekvat smärtlindring torde emellertid i de flesta fall smärtan kunna elimineras eller
kraftigt begränsas);
(g)ensamhållning av flockdjur, särskilt om djuret inte kan röra sig fritt.
Göteborg:
♦
Operativa ingrepp i skelettet där djuret vaknar upp efter operationen;
♦
långvarig ensamförvaring av djur som naturligt är flockdjur.
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
hypoxiprovokation där ”lufthunger” framkallar ”ångestekvivalenta” tillstånd;
Transgena djur där genetisk modifikation ger begränsningar i livsstilen, t.ex. reu
matism och andra ledinflammationer.
Defekter där livsviktiga organ som njurar, hjärta försämras och symptom uppstår.
Märgspik,
olika farmakaförsök,
metabolismburar,
olika psykologiska tester,
utdraget förlopp vid spontandöd,
autokannibalism.
Malmö/Lund (redovisade separata svar från två beredningsgrupper):
(1)
118
♦
Artritförsök
♦
Framkallande av sepsis samt
där vi tror oss bestämt veta att dessa försök åsamkar djuren smärta.
♦
ascitesförsök
där vi tror men ej vet huruvida försöken orsakar smärta.
(2)
♦
Inflammation – artrit.
♦
Toxicitetstester med letal slutpunkt.
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Större operationer som djuren får vakna upp efter.
Sepsis.
Sårbildning.
Ascitesproduktion (i vissa fall).
Fixering av vaket djur under längre tid.
Lång tid i ensambur.
Sammanfattningsvis:
fysiskt lidande
Operationer efter vilka djuret vaknar upp.
Inflammationer och infektioner (som svåra exempel nämns artrit och sepsis).
Sårbildning (inkl. brännskadeförsök).
Toxicitets- och läkemedelstester.
Tumörförsök.
Nervsjukdomar (med rörelsehinder etc).
Genetiska förändringar (genom genmodifiering eller avel).
Övriga kroniska sjukdomar.
psykiskt lidande
Ensamhållning av flockdjur
(obs särskilt metabolismburar).
Fixering.
Denna förteckning är inte heltäckande. Stressförsök, köld- och svältförsök nämns inte, till
exempel. Inte heller den påfrestning det innebär då blodprov eller injektioner upprepas ofta
under en längre tid.
Exemplen ger anledning till funderingar över en del nuvarande rutiner, t.ex.:
119
♦
♦
♦
♦
Immunisering med Freunds kompletta adjuvans resulterar i inflammationer och
sårbildning. Hur svåra problemen blir beror av faktorer som den nuvarande an
sökningsblanketten inte frågar efter.
Avlivning med koldioxid kan orsaka stark smärta och ångest. Hur plågsam den är
beror på flera faktorer som ansökningsblanketten inte frågar efter, t.ex.: hur många
procent koldioxid?; gradvis ökning eller full styrka från början?
”Operativa ingrepp i skelettet” inkluderar även svansbiopsi (för gentypning av
genmodifierade djur), då även svansspetsen innehåller ben med starkt smärtkänslig
benhinna.
Blodprov genom orbitalpunktion är en typ av operativt ingrepp som orsakar en
varaktig smärta, vilken förvärras om provet upprepas.
I början av 2006 gjorde Djurskyddsmyndigheten en sammanställning över de typer av försök
som klassificerats som ”avsevärd svårighetsgrad”. En förteckning som denna har av flera orsaker ett begränsat värde. Inte heller i denna översikt är alla nämnder representerade; vissa
nämnder ändrar efter egen bedömning den klassificering försöksledaren gjort, medan andra
aldrig gör detta oavsett hur missvisande den ev. kan förefalla; och även omständigheterna
i samband med försöket är naturligtvis av betydelse, men redovisas inte i den summariska
redovisningen. Ändå ger den en fingervisning om typer av försök som man bör vara särskilt
uppmärksam på.
Att det för varje punkt nämns ett speciellt djurslag innebär inte att försöket orsakar ett
speciellt stort lidande hos just det djurslaget, utan på att förteckningen återger klassificeringar
av konkreta försök. Prostatumörer och artrit är inte mindre smärtsamma på möss än på, exempelvis, råttor.
Umeå:
♦
Ryggmärgsskadestudier på råttor.
♦
Avsiktlig bakterieinfektion på regnbågelax
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Framkallande av kramper på råttor.
Septisk chock på möss
Streptokockinfektion på möss
Strålskadeförsök på råttor.
Prostatatumörstudier på råttor.
Avsiktlig virusinfektion på möss.
Cancerstudier på möss.
Stockholm N:
♦
Experimentell artrit på råttor.
♦
Experimentell parkinsonism på råttor.
♦
120
Experimentell encefalomyelit på råttor.
♦
Implantation av hjärntumörer på möss
♦
Neuropeptidstudier på råttor och möss.
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Salmonellainfektion på möss.
Pneumokockinfektion på möss.
Aterosclerosförsök på möss.
Ryggmärgsskador på råttor.
Säkerhetsstudier av läkemedel på råttor.
Ryggmärgsskador på kaniner.
Tarminflammation på möss.
Stockholm S:
♦
Hud- och benmärgstransplantation på möss.
♦
Säkerhetsstudier av läkemedel på möss.
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Ryggmärgscystor på möss.
Experimentell encefalomyelit på råttor.
Hudtumörer på nakna möss.
Levercancer på råttor.
Experimentell infarkt på grisar.
Tumörinduktion på möss.
Göteborg:
♦
Experimentell artrit på råttor.
♦
Blodförgiftning på möss.
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Kärlgraft på gris.
Experimentell hjärtischemi på möss.
Experimentell hjärninfarkt på råttor.
Tunntarmtransplantation på råttor.
Experimentell multipel skleros på råttor.
Experimentell hjärtsvikt på möss.
Mag- och tarmfistlar på råttor.
Tumörutlöst matleda på råttor
Malmö/Lund:
♦
Spontana prostatatumörer på möss.
♦
Antikroppar med ascitesmetoden på möss.
♦
♦
SLE på genmodifierade möss.
Streptokockinfektion på möss.
121
♦
Experimentell hjärninfarkt på råttor.
♦
Akut toxicitet på fisk (zebra, öring, regnbåge).
♦
♦
♦
♦
♦
♦
Reumatoid artrit på möss.
Farmakokinetikstudier på råttor.
Experimentell multipel skleros på råttor.
Colonrektalcancer på råttor.
Experimentell hjärnblödning på råttor
Tumörcellsimplantation i hjärnan på råttor.
Sedering och anestesi
Anesthesia is generally a means to an end for most investigators. Many of them don’t understand basic principles of anesthetic pharmacology/physiology, but through trial & error
become proficient in cookbooking anesthesia w/a specific agent or cocktail. This is often
the basis for reluctance to change anesthetic techniques, since considerable time/effort
unrelated to actual data collection may be required to use an unfamiliar anesthetic.
(Pauline Wong, veterinärmedicinsk forskare vid University of California och expert på
anestesi)
Sedering innebär att man ger ett lugnande medel (ett sedativ el. sedativum), exempelvis inför
en transport, före vissa undersökningar eller andra åtgärder, eller för att motverka oönskade
effekter som excitation som kan vara en biverkan hos anestesimedel m.m. (som t.ex. ketalar).
Anestesi innebär sövning, och analgesi smärtlindring. Ett anestesimedel, och även ett
sedativ, kan ha en viss kvarstående smärtlindrande (analgetisk) effekt sedan djuret vaknat upp.
Andra anestesimedel, som t.ex. isfluran och andra anestesigaser – har dock ingen smärtstillande effekt, utan djuret börjar känna smärtor efter uppvaknandet. Man måste då kombinera
anestesin med smärtlindring så tidigt att den analgetiska effekten har satt in redan då det
återfår medvetandet. Här skiljer sig olika analgesimedel; somliga verkar snabbt, medan andra, som t.ex. bupenorfin (handelsnamn Temgesic), kan ha en anslagstid på en halvtime eller
t.o.m. mer.
Ett viktigt standardverk är Paul Flecknells Laboratory animal anaesthesia (3:e uppl, 2009).
På svenska finns en kort översikt Försöksdjursanestesi – rekommendationer från SVS försöksdjurs
sektion (2009). Informationer och synpunkter från dessa har inarbetats i detta kapitel.
Administrationssätt
De olika preparaten kan ges (administreras) genom inandning av gas (inhalation) eller som
injektion.
När man söver smågnagare med gas brukar de placeras i en låda (induktionskammare)
av t.ex. plexiglas, som fylls med anestesimedlet. Sedan de flyttats till operationsbordet kan
sövningen upprätthållas med hjälp av mask. Mask kan dock inte användas på mycket små
djur (som neonatala möss); se vidare om sövning av neonataler nedan.
Ett alternativ (som också är det normala när det gäller större djur än smågnagare) är att de
söva ner med en i.v.-injektion, varefter sövningen bibehålls med hjälp av inhalationsanestesi
122
via intubering (ett rör el. motsvarande i strupen).
Hur snabbt en injektion börjar verka beror bl.a. på var den ges. En intravenös injektion
absorberas mycket snabbt, en intramuskulär injektion betydligt långsammare. Med i.v.-injektion räcker det också med mindre doser för att söva djuret än om man ger anestesin i.p., s.c.
eller i.m.
En fördel med inhalationsanestesi jämfört med injektionsanestesi är att den lätt kan
regleras genom att man ändrar eller avbryter gastillflödet. Vill man ändra effekten av en injektion måste man försöka ge en ny injektion av något medel som motverkar effekten av det
första. Kan man på detta sätt avbryta anestesin så snart den inte behövs längre är detta en
fördel även för djuret, som slipper eventuella problem med sänkt kroppstemperatur, syrebrist,
och ett långdraget och kanske obehagligt uppvaknande. (Se t.ex. Hedenqvist m.fl. 2000b.)
Själva sövningen måste ofta kompletteras med andra rutinåtgärder. För att hindra att
kroppstemperaturen sjunker (hypotermi) använder man ofta värmedyna eller värmelampa.
Små djur med hög metabolism kan kräva åtgärder för att ersätta sjunkande glykoshalt i
blodet, liksom eventella blod- och andra vätskeförluster måste ersättas.
Fisk och amfibier kan sövas med isofluran direkt i vattnet – kraftigare koncentration först,
sedan flyttas de till ett bad med lägre koncentration för att underhålla anestesin. Man väcker
dem genom att flytta dem till vanligt vatten; det tar några minuter för fisk, men mer än 1 1/2
timme för amfibier. Fisk bör fastas 12–24 timmar före anestesin.
Preparat och effekter
Vilket preparat man väljer i en viss situation beror på många faktorer. Alla påverkar organismen mer eller mindre starkt och på olika sätt. Det kan gälla depressorisk påverkan på andningen, hjärtfrekvens, sänkning av blodtryck och kroppstemperatur, ämnesomsättning och
mycket annat. De kan lämna ämnesomsättningsprodukter (metaboliter) i t.ex. levern, o.s.v.
När man väljer sövningsmedel måste man ta hänsyn dels till sådana effekter, och dels till
andra faktorer som försökets karaktär, eventuell samverkan med andra preparat som djuret
behandlats med, och hur de mätresultat man vill undersöka kan komma att påverkas.
Det primära, lagstadgade kravet är givetvis att man ska använda anestesi om detta alls kan
minska lidandet, och dels att man ska välja den anestesi som orsakar minst lidande och obehag för djuret. Om detta inte går, av hänsyn till försöket, får man som vanligt göra en vägning mellan nytta och lidande.
Här kan det alltså bli konflikter mellan vad som är önskvärt ur djurskyddets och försökets
synpunkt. Djur reagerar olika på olika preparat: en del inhalationsanestetika kan vara mycket
irriterande för andningsvägarnas slemhinnor, andra kan ha en skarp och frånstötande lukt
som djuren av alla krafter vill undvika. Vissa preparat gör djuren oroliga (exciterade) och
måste kombineras med lugnande medel.
Andra skillnader kan gälla uppvaknandet: det kan gå relativt snabbt, medan det i andra
fall kan vara ett utdraget förlopp innan djuret beter sig normalt igen; då gör djuret intryck av
att fysiskt inte må särskilt bra. Hur det mår psykiskt kan det naturligtvis vara svårt att veta,
men om ett preparat ger obehagliga upplevelser och mardrömmar hos människa är det troligt
att också ett djur får obehagliga upplevelser.
Alla dessa aspekter kan dock variera mellan olika djurslag och djurstammar (och ibland
även i förhållande till kön, ålder o.s.v.).
123
Det sätt på vilket ett preparat – ett läkemedel eller något annat – färdas i kroppen , hur det
tas upp, fördelas och så småningom utsöndras, kallas dess farmakokinetik. Hur det däremot
verkar i kroppen kallas dess farmakodynamik. Båda aspekterna är naturligtvis viktiga både
vid behandling och testning. En del av de studier av läkemedelsadsorption som man tidigare
gjorde på bl.a. råttor kan numera snabbt och effektivt göras utan djurförsök. Ett exempel är
prof. Per Arturssons modeller för studier av läkemedelsadsorption över humant tarmepitel i
cellodling och dator, ett projekt som blivit mycket framgångsrikt. (Som introduktion, se redovisning i Med andra metoder 1996, s. 59–62.)
Om preparat och preparatnamn
Handelsnamn och aktiv substans
De preparat som används för sedering, sövning, smärtstillande och avlivning är oftast kommersiellt tillgängliga och har då ett visst handelsnamn (t.ex. Ketalar). I den vätska som flaskan innehåller finns flera olika ämnen men det viktiga – det som åstadkommer den effekt
man behöver – är den ”aktiva substansen” (i Ketalar: ketamin). Samma aktiva substans (t.ex.
pentobarbital) kan finnas i flera olika preparat som saluförs under olika namn. Ett välkänt
exempel från humanmedicinen är acetylsalicylsyra, som är den verksamma ingrediensen i
flera olika huvudvärkstabletter som i praktiken är tämligen likvärdiga (Albyl, Aspirin, Bamyl,
Magnecyl m.fl.).
Godkända läkemedel (inkl. sövningsmedel m.m.) registreras av Läkemedelsverket som s.k.
farmaceutiska specialiteter. De beskrivs bl.a. i FASS (FArmaceutiska Specialiteter i Sverige),
som förtecknar humanläkemedel, och FASS Vet., som innehåller läkemedel i Sverige för
veterinärt bruk. FASS och FASS Vet. kommer ut årligen och finns också på nätet (www.fass.
se). Dessa publikationer, som ges ut av läkemedelsindustrin, är standardverken när det gäller
grundläggande information om läkemedel i Sverige.
I en del fall ingår samma aktiva substans i läkemedel för både human- och veterinärsjukvården. Propofol, t.ex., ingår bl.a. i Diprivan som används av humansjukvården för
sedering och anestesi, och i Rapinovet som är ett anestesimedel inom veterinärmedicinen.
När man vill ha upplysningar om ett visst medel som används i ett försök kan man alltså behöva titta i både FASS Vet. och i FASS.
I vissa ansökningar använder man namnet på den aktiva substansen, i andra handelsnamnet. I rubrikerna nedan står först beteckningen på den aktiva substansen, därefter inom parentes handelsnamnet på den eller de kommersiella produkter där denna substans ingår.
Koncentration, mängd, administrationssätt
I en del fall blandar man till det preparat som ska injiceras på det egna laboratoriet, t.ex. kloralhydrat genom att lösa kristaller i saltlösning eller tribromoetanol (”Avertin”) genom att lösa
kristallerna i alkohol. Koncentrationen beror då på proportionen mellan den aktiva substansen och den vätska man löst den i. Ur djurets synpunkt kan det vara stor skillnad om man
löst kloralhydratkristallerna med en koncentration av 40 eller 80 mg kristaller per milliliter
saltlösning (uttrycks 40mg/ml resp. 80 mg/ml).
Också vid inhalationsanestesi består den gas som djuret andas in bara till en liten del
av den aktiva substansen (t.ex. halotan 4%.) Då djuret kommit ned i kirurgiskt djup och
man från induktionsfasen övergår till underhållsanestesi sänker man koncentrationen. Dessa
124
procenttal brukar aldrig meddelas i ansökningarna och har normalt ingen betydelse för den
etiska bedömningen (utom för koldioxid och då särskilt vid avlivning).
Mängden av det preparat man tillför djuret bör anges i relation till kroppsvikten, vanligen
som mg/kg (skrivs ibland som mg/kg-1); t.ex. 125 mg/kg. (Om det gäller en mus på 25 g,
alltså en fyrtiondedel av ett kilo, blir i detta fall dosstorleken en fyrtiondedel av 125 mg. Se
även kap 5, Om injektion och distribution av substanser. En omvandlingstabell mellan olika
vikt- och volymenheter finns som bil.1.)
Vid inhalation (för anestesi eller avlivning) kan djuret placeras i en behållare som fylls/är
fylld med gasen (t.ex. eter, koldioxid) eller ha en ansiktsmask (t.ex. isofluran). Särskild när det
gäller avlivning med koldioxid (CO2) har det förts livliga diskussioner om vad som är minst
plågsamt för djuren: en långsam ökning (från/till vilka värden?) eller att de omedelbart utsätts
för en hög koncentration.
Om ett ämne injiceras är det ofta viktigt att veta var detta sker. Flera ämnen orsakar nekroser (vävnadsdöd) om de ges intramuskulärt, t.ex.
Det vore önskvärt att konkret information om dessa aspekter lämnades i ansökan, eftersom enbart ett preparatnamn som svar på ansökningsblankettens fråga om anestesi- och
avlivningsmetoder inte gör det möjligt att bedöma hur lämplig eller skonsam sövningen (eller
analgesin, eller avlivningen) är.
De olika preparaten nedan är ett urval av dem som är vanliga inom försöksdjursverksamheten. De är sorterade i lugnande, nedsövande och smärtstillande medel. En sådan kategorisering är dock inte särskilt knivskarp, eftersom många preparat har flera funktioner (men i
olika grad: ”lugnande med viss analgetisk effekt” o.s.v.) Inte heller terminologin är alltid så
klar. Med ”anestesi” brukar man ofta mena nedsövning, men ”lokalanestesi” innebär ju en
lokal analgesi oberoende om patienten är nedsövd eller vid medvetande. Sedering
Lugnande medel (sedativ) används ofta både inom human- och veterinär medicinen i samband med sövning av patienter och ges normalt som injektioner. Förutom att patienten blir
mindre orolig brukar ett lugnande medel göra att det behövs mindre mängd anestesimedel
för att söva patienten. I kombination med vissa smärtstillande medel kan ett sedativ fungera
som anestesimedel.
Diazepam
Diazepam är ett vanligt lugnande och muskelavslappande medel (som ingår i preparat under
handelsnamn som Diazepam och Valium) med god effekt på smgnagare, kaniner,får och gris.
Medetomidin (Domitor)
Medetomidin är den aktiva substansen i Domitor, som är ett lugnande medel med analgetisk
effekt. Injiceras t.ex. som premedicinering av mindre djur före operation. Se också nedan om
tribromoetanol.
Xylazin (Rompun)
Xylazin (den aktiva substansen i Rompun) är en injektionsvätska som är mycket vanlig i
försöksdjurssammanhang, ofta i kombination med anestesimedlet ketamin (handelsnamn:
125
Ketalar). Kan alternativt ev. kombineras med ett lokalbedövningsmedel. Det är muskelavslappande, men dess smärtstillande effekt efter uppvaknandet är så begränsad att det måste
kombineras med någon typ av analgesi vid kirurgiska eller andra smärtsamma ingrepp. Effekt
efter 5–15 minuter, och analgesin upphör efter 10–45 minuter beroende på djurslag, dos och
administrationssätt. Den sedativa effekten kan sitta i flera timmar, varför djuren kan verka lite
dimmiga och påverkade långt efter det att de vaknat upp.
Anestesi
Man skiljer mellan fyra anestesistadier:
1. Induktion (inledningsstadiet). Redan här får man en viss smärtfrihet (fast reflexerna
mot nociceptiva retningar är kvar).
2. Excitationsstadiet.Varierar i intensitet mellan olika anestetika. Man är känslig för
retningar (ljud o.s.v.), varför det bör vara så lugnt i rummet som möjligt.
3. Kirurgisk anestesi. Det är nu man kan genomföra ordentliga operationer. Ofta
övergår man till underhållsanestesi genom intubation (en slang i luftstrupen) med
ett annat anestesimedel än det som gav induktionen.
4. Kollaps genom överdosering, reflexer och andning upphör, och patienten är nära
döden.
Vid en fullständig anestesi är man utan medvetande, upplever ingen smärta, och musklerna är
avslappade. En kort och ytlig anestesi utan muskelavslappning kallas ”rus”. Den används t.ex.
för korta ingrepp, som orbitalpunktion. (Se om orbitlpunktion i kap. 4.)
Man kan söva djur (och människor) med hjälp av gas (inhalationsanestesi) eller injektion
(injektionsanestesi). Nyfödda mus- och råttungar försöker man dessutom ofta söva genom att
man sänker deras kroppstemperatur kraftigt (hypotermi).
I många fall är det lämpligt att söva djuret med en metod (induktionsanestesi, t.ex. med
en injektion) men därefter hålla det nedsövt med en annan (underhållsanestesi, normalt med
någon gas).
Bieffekter och kombinerade preparat
Den som är nedsövd upplever förhoppningsvis ingen smärta. Däremot kan kroppen reagera (se om nociceptiva retningar ovan) genom muskelspänning m.m. Detta kan motverkas
genom att samtidigt ge något muskelavslappande medel, eller använda en anestesi som i sig
motverkar muskelspänningar.
Vissa sövningsmedel (fr.a. injektionsanestetika, som t.ex. ketalar) kan ha som bieffekt att
djuret blir oroligt och rör sig okontrollerat (blir exciterat). Därför är det nödvändigt att man i
sådana fall samtidigt med det egentliga anestesimedlet också ger ett lugnande medel.
Det gäller alltså att om möjligt söva djuret på ett sätt som kombinerar sedering (lugnande
effekt), smärtstillande, sövning och avspänning. Att patienten är tillräckligt nedsövd för en
operation (i tillräckligt anestesi- eller narkosdjup, ”i kirurgiskt djup”) kontolleras ofta med
enkla metoder, t.ex. genom att nypa i tassen för att se om djuret reagerar.
För mycket anestesi kan göra så djuret dör; för lite att det inte är tillräckligt sövt. Ju mindre avståndet är mellan dessa båda värden (ju mindre den s.k. anestesi- eller narkosbredden är),
126
desto mer svårhanterlig är den anestesimetoden. Det händer därför inte sällan att djur avlider
under försöket som ett direkt resultat av sövningen. Hur olika preparat påverkar sådana fysiologiska faktorer påverkar naturligtvis valet av anestesimedel.
Olika djurslag kan reagerar olika på samma preparat. Dosstorlekar anges ofta i t.ex. ml/kg
kroppsvikt, men är inte proportionella för djur av olika storlek: smådjur som mus och råtta
har snabb ämnesomsättning och behöver därför proportionsvis större doser än större djur. Ett
preparat som normalt verkar starkt dämpande (som morfin) kan tvärtom göra katter exciterade och ge möss konvulsioner, om det ges i mycket stora doser. Pentobarbiton har kraftigare
effekt på honråttor än på hanråttor, unga djur är generellt sett känsligare än äldre, o.s.v.
Sådana skillnader beror ofta på skillnader i enzymaktiviteter i levern (och alltså på ämnesomsättningen).
Omvänt är koldioxid mycket ineffektivt på nyfödda djur (neonataler), eftersom koldioxid
i praktiken fungerar som ett slags kvävning och nyfödda varelser har kvar mycket av sin anpassning till ett syrefritt liv i livmodern.
Ytterligare en aspekt gäller den ibland svårt retande effekten hos vissa inhalationspreparat.
Att eter kan verka starkt irriterande på andningsvägarna är välkänt och en av anledningarna
till att detta preparat inte bör användas. Men detsamma gäller, fast i lägre och varierande
grad, vanliga anestesimedel som isofluran och desfluran. Se mer om detta i avsnittet ”Jämförelser mellan några olika sövningsmedel” nedan.
Hur man ger anestesin kan också vara av betydelse. På större djur (som t.ex. gris) kan det
vara normalt att ge en spruta intramuskulärt, medan samma sak vore olämpligt på råtta eller
kanske t.o.m. på kanin. Dels gör de små musklerna att det uppstår smärtande spänningar i
vävnaderna (vilket delvis kan motverkas genom att man ger sprutan mycket långsamt), dels
kan en del preparat eller kombinationer orsaka vävnadsdöd (nekros).
Uppvaknande och återhämtning
Sövning och operation medför att en rad aspekter av organismens normala funktioner råkar i
olag, och det kan ta flera dagar innan djuret fått tillbaka den normala balansen igen.
Man har studerat hur Sprague-Dawley-råttor fungerade sedan de vaknat upp efter en
tämligen enkel operation (kateterisering av halspulsådern). Råttorna var sövda med antingen
ketamin/xylazin/acepromazin (injektion), sodium pentobarbital (injektion) eller halotan (inhalation). Ingen analgesi användes, eftersom man inte såg några tecken på smärta och lidande
hos djuren efter denna enkla och snabba operation. Med hjälp av telemetri (sändarna hade
opererats in långt tidigare) noterade man förändringar i en rad avseenden.
Råttorna förlorade omedelbart i vikt, och var tillbaka på normal nivå först efter ca fyra
dagar. De som sövts med pentobarbital åt som vanligt efter 24 timmar och drack normalt
efter 48; de halotansövda åt och drack normalt efter ett dygn. Förutom att blodtryck och puls
ökade och aktiviteten minskade de första dagarna efter operationen fanns det långtidseffekter:
hos råttor sövda med halotan och pentobarbital ökade blodtryck och puls igen tillfälligt på
femte och sjätte dagen.
Råttornas aktivitet i buren under dagtid påverkades inte i någon högre grad efter operationen (då är de ju även under normala förhållanden ganska passiva) med ett undantag:
de ketaminsövda råttorna blev plötsligt mycket aktivare den tredje dagen efter operationen.
Nattetid, däremot, var deras aktivitet påtagligt dämpad under flera dagar, vilket särskilt gällde
de ketaminsövda.
127
Det tar alltså flera dagar innan råttorna kommer i balans efter denna rätt triviala operation.
Vad detta innebär för råttornas upplevelser och välbefinnande är det naturligtvis svårt
att säga, men författarna fastslår att man under alla förhållanden, oberoende av vilken typ av
anestesi man använder, bör låta råttorna hämta sig i fyra dagar innan man gör något mer med
dem. (Lawson m.fl. 2001.)
Anestesi och postoperativ smärtlindring
När anestesin släpper kan patienten börja känna smärtor omedelbart vid uppvaknandet eller
med början en kort tid därefter, beroende på sövningsmetod. Det är därför viktigt att ge postoperativ smärtlindring. Regelverket anger att om ett djur vid uppvaknandet känner starka
smärtor ska det avlivas, om lidandet inte kan lindras.
α- (alfa-)kloralos
Ett i de flesta sammanhang olämpligt preparat som har låg analgetisk effekt (som dock varierar starkt mellan olika djurslag och stammar) och är starkt vävnadsretande. Skall det användas måste det därför ges intravenöst, och djuret bör först sövas ned med hjälp av något annat
preparat. Sin funktion har α-kloralos främst vid långa nedsövningar (8–10 timmar), men då
i kombination med morfinsulfat, genom att hjärtfrekvens och blodtryck (hemodynamiken)
inte påverkas.
Desfluran (Suprane)
(Inhalation.) Enligt Flecknell det snabbaste av alla inhalationsanestetika. Greg Whelan konstaterade i en jämförelse mellan olika inhalationsanestier att desfluran ”var både hans och
mössens favorit”, och Hedenqvist m.fl. (2001) fann att det var att föredra framför isofluran
vid sövning av kaniner (som tycker illa om t.ex. isofluran och sevofluran). Modern forskning
har emellertid ifrågasatt om desfluran är så lämpligt eftersom det tillhör de preparat med
stickande och frän lukt som kan orsaka direkta smärtor. Se vidare under ”Jämförelser mellan
några olika sövningsmedel” nedan.
Enfluran (Efrane)
(Inhalation.) Snabb induktion och d:o uppvaknande. Lättskött, effektivt och bra. Fungerar
ungefär som halotan, utom att det inte metaboliseras i levern, vilket alltså ofta är en fördel.
I de jämförelser som gjorts mellan olika inhalationsanestesier ur djurskyddssynpunkt har
enfluran visat sig höra till de allra djurvänligaste; det har myckert litet av de retande och i
värsta fall rent plågsamma effekter på andningsvägarna som flera andra gasar har. I en jämförelse mellan 11 olika preparat var enfluran det som möss fann minst motbjudande (se bl.a.
Leach och Morton 2004 för översikt och referenser, särskilt Leach m.fl. 2002 och Leach m.fl.
2004).
Eter
(Inhalation.) Eter borde egentligen inte behöva nämnas här, eftersom det av de allra flesta
betraktas som olämpligt av flera olika anledningar och därmed ohjälpligt föråldrat.
Vid sammanträde den 26 november 1997 diskuterade Centrala försöksdjursnämndens
arbetsutskott för etik användningen av eter inom djurförsöksverksamheten. Ur protokollet
128
(§7):
Ordföranden [universitetsveterinär Torgny Jeneskog] redovisar flera ärenden från den djurförsöksetiska
nämnden i Malmö/Lund där eter i flera djurförsök använts såväl som nedsövnings- som avlivningsmedel. Enligt ordföranden är den utbredda användningen av eter i flera försök anmärkningsvärd eftersom
substansen numera anses som olämplig av djurskyddsskäl men också av flera andra skäl.
Av protokollet framgår att etikutskottet var enigt med ordföranden i dennes avvisande av eter.
Orsaken till fördömandet är välkänt. Flecknell påpekar att induktionsfasen är obehaglig
eftersom eter är irriterande och kan orsaka hosta, omfattande slem- och salivbildning och
ibland kramper i strupen. Särskilt smågnagare och kaniner som redan har någon kronisk sjukdom i andningsvägarna kan akut drabbas av allvarliga infektioner.
Induktions- och uppvaknandefaserna är relativt utdragna, vilket är praktiskt för den ovane
djurförsökaren (minskar risken för överdosering). (Flecknell 1996)
Eter upplevs alltså som starkt irriterande och obehagligt av djuren, och orsakar därför
stark stress och chockliknande försvarsmekanismer. Då t.ex. en råtta utsätts för eter stiger
halten av stresshormoner snabbt (van Herck m.fl. 1991). Wiersma och Kastelijn mätte
prolaktinnivåerna som stressindikator då de jämförde tekniker för blodprovstagning med
sin egen (kateter i jugularvenen), och fann att denna var starkt förhöjd vid blodprov under
etersövning (Wiersma och Kastelijn 1985). Gärtner m.fl. hör till de många som undersökt
vad som hände om man tog ut råttor ur burarna och utsatte dem för eter. Resultatet blev att
hjärtverksamheten gick upp i topp (från 340 till ca 450 slag i minuten) på 2–5 minuter, och
inte var nere i normala värden förrän 10–20 minuter senare (Gärtner m.fl. 1980:270f ).
Eterns mycket obehagliga effekter gör att den t.o.m. används som stressor i stressförsök
(Sutanto och de Kloet 1994; Hem m.fl. 1998:367) och Stern (1996) sammanfattar i sin
jämförelse mellan olika inhalationsanestesier att eter är mindre lämpligt att använda av etiska
skäl. Att den ändå använts som sövningsmedel beror på att den är billig och lättadministrerad. Till skillnad från flera andra anestesipreparat behövs inga dyra förgasare och liknande,
utan det räcker med att hälla lite etervätska på en bomullstuss som läggs i botten av den behållare där man placerat djuren. Den har relativt stor terapeutisk bredd, vilket bidrar till att
göra den lättskött och praktisk.
Förutom de rena djurskyddsargumenten finns det andra faktorer som talar emot användningen av eter. Tillsammans med luftens syre kan den bilda en explosiv gas, som orsakat svåra
olyckor, och att den stickande lukten sätter sig i hår och kläder gör att personalen protesterar.
Det är alltså lätt att förstå varför omdömen som följande (ur ett Policy Document från
The University of Newcastle (mars 1992) återkommer i riktlinjer och anvisningar från universitet och forskningsinstitutioner världen runt:
The best known examples of inappropriate procedures are the use of common gaseous anaesthetics such as chloroform or ether which, until recent years, were in common use for the disposal of
small experimental rodents such as rats and mice. Both agents cause significant distress to the animals and are risky to use.
Ett modernt standardverk i försöksdjurskunskap fastslår också (i avsnittet om råttor):
Ether should not be used, unless there is no alternative, because it is highly irritant to the respira
tory tract. Ether also induces a powerful neuroendocrine stress response, so that it must be concluded that it is distressing for the rat. (Koolhaas 1999)
Som argument för att behålla eter sägs det ibland att alla påståenden om att den är irriterande
för djurens andningsvägar är ogrundade. Det skulle inte finnas några vetenskapliga bevis för
129
just den saken.
Detta argument är emellertid irrelevant. Det väsentliga är att eter ofrånkomligen orsakar
djuren ett onödigt lidande (eftersom det finns många skonsammare alternativ), och att det
därför inte får användas enligt DL 19§.
Eterförsvararna hävdar också, samtidigt som de menar att eter inte är irriterande, att andra inhalationsanestetika också är irriterande. Vilket preparat man valde skulle därmed inte
spela någon roll.
Att djuren upplever eter som mycket obehagligare än något annat preparat är dock väl
belagt i flera studier. Exempelvis framhåller Fowler m.fl (1980: 276, 278) att eter är olämpligt
för anestesi eftersom det dels ger ett ojämnt anestesidjup, dels orsakar en värre excitation än
t.o.m koldioxid, och att de kämpar emot av alla krafter för slippa all kontakt med etern.
Vidare skiljer sig olika inhalationsanestetika från varandra beträffande hur irriterande de
är för olika djurslag. Att jämställa dem ur denna synpunkt är inte möjligt. För jämförelser
mellan olika sövningsmedel, se nästa avsnitt.
Det är mycket svårt att i litteraturen hitta någon seriös forskare som försvarar eteranestesi.
Att hitta kritiker är däremot mycket lätt. Då Jablonski m.fl. (2001) av praktiska, lokala skäl
är tvungna att använda eter för ett speciellt försök beklagar de detta och betonar: ”The use of
ether is in no way recommended if less hazardous and more effective anaesthetic agents are
available”.
Fentanyl
Fentanyl, en opioid, är ett mycket kraftfullt smärtstillande medel med relativt kortvarig verkan (mindre än en halvtimme). Används normalt i kombination med något neuroleptikum
som som droperidol eller fluanison (kombinationen fentanyl + fluanison finns som kommersiellt preparat, Hypnorm). Hypnorm, eller kombinationen fentanyl + midazolam, men i
kombination med något sedativ som t.ex. medetomidin kan det även injiceras i.p. (råtta) eller
i.v. (kanin) för effektiv anestesi med kvardröjande analgetisk effekt. Se också om fentanyl i
avsnittet om analgesi nedan.
Halotan (Fluothane)
(Inhalation.) Induktion och uppvaknande går snabbt (1–3 minuter). Flecknell (1996) rekommenderade det som ett bra och effektivt preparat: ”an excellent agent for maintaining anaesthesia in most species”. I dag har det dock i huvudsak kommit ur bruk.
halotan visat sig höra till de allra djurvänligaste; det har mycket litet av de retande och i värsta
fall rent plågsamma effekter på andningsvägarna som flera andra gasar har. I en jämförelse
mellan 11 olika preparat var halotan det som möss och råttor fann minst motbjudande (se
bl.a. Leach och Morton 2004 för översikt och referenser, särskilt Leach m.fl. 2002 och Leach
m.fl. 2004). Stern (1996) konstaterar att möss och råttor är mindre stressade vid induktionen
än om man använder eter eller metoxifluran, men att de inte är lika lugna som med isofluran.
Induktions- och uppvaknande tid är relativt kort.
Samtidigt har halotan en rad negativa effekter på djuret, som kan göra det olämpligt i
djurförsökssammanhang. Dessutom kan halotani längden kan ge allvarliga leverskador. Detta
hann sällan bli ett problem för djuren, men kunde däremot vara det för labpersonalen. Med
dagens anestesiapparaturer är riskerna mindre, men de många nackdelarna gör ändå att halotan nu knappast längre används.
130
Hypnorm
Hypnorm är namnet på ett smärtstillande och sederande preparat med fentanylcitrat (fentanyl är en opioid som är ett kraftfullt analgeticum) och fluanison (ett sederande, ångestdämpande preparat). Med enbart hypnorm är patienten smärtfri, vid medvetande, märker han
t.ex. opereras, men bryr sig inte mycket om det. För anestesi kombineras hypnorm ofta med
t.ex. midazolam eller någon annan s.k. benzodiazepin, och blir då ett utmärkt anesteticum för
möss, råttor, kaniner och marsvin. Enbart hypnorm har dock fungerat väl som sövningsmedel
för neonatala råttor (se ”Anestesimedel för neonataler” nedan).
Isofluran (Isoflo Vet.; Forene)
(Inhalation.) Isofluran säljs under handelsnamnen Isoflo, Forene och Isofluran. Det är en
vätska som lätt förångas och med hjälp av en speciell förgasare används för inhalationsanestesi, både som induktion och underhåll. Det är numera ett mycket vanligt sövningsmedel.,
inte minst som ersättning för t.ex. halotan och metoxifluran.
Isofluran har små eller inga analgetiska egenskaper. Används det för ingrepp som kan ge
smärtor sedan djuret vaknat upp är det alltså nödvändigt med postoperativ smärtlindring, och
ofta kombineras isofluran med andra preparat som ger sedering och analgesi.
Induktion och uppvaknande går snabbt. En mus blir medvetslös på någon minut, en råtta
efter ett par. Populärt eftersom det är effektivt och lättskött och har minimal störande inverkan på läkemedelsmetabolism och toxstudier, och används för alla möjliga djurslag från fåglar,
möss och reptiler till häst (för så stora djur dock inte som induktion utan bara för underhållsanestesi).
Nackdelen ur djurskyddsynpunkt är att dess skarpa och fräna lukt som kan orsaka direkta
smärtor. Resultatet kan bli att inte minst kaniner håller andan så länge som möjligt under
induktionsfasen, vilket får flera oönskade effekter. (Se vidare under ”Jämförelse mellan några
olika sövningsmedel” nedan. Söver man kaniner induceras därför anestesin med injektionsanestesi, och isofluran används bara för underhåll.)
Kombinationen isofluran + morfin har prövats med gott resultat vid äggtransfer på råttor
(för framställning av transgena djur: Smith m.fl. 2004) sedan flera andra sövningsmedel visat
sig olämpliga (tribromoetanol ger nekroser; ketamin-xylazin ger alltför stora skillnader mellan
individuella djur beträffande anestesins djup och längd). Morfinsprutan gavs omedelbart efter
det att man börjat ge isofluranet, och råttorna kom snabbt ned i kirurgiskt djup och vaknade
också upp snabbt efter operationen.
Författarna föreslår (naturligtvis) att sövningen kombineras med postoperativ smärtlindring, och är öppna för att andra kombinationer av inhalationsanestesi och någon opioid
också kan ge lika goda resultat.
Det förefaller inte finnas någon anledning varför denna typ av kombination inte skulle
fungera lika bra på möss som på råttor, och är alltså ett lämpligt alternativ till den annars vanliga kombinationen ketamin-xylazin. (Ett problem med kombinationen ketamin-xylazin är
dess ojämna effekt; se nedan.)
Ketamin (Ketalar)
Ketamin har varit ett vanligt sövningsmedel och har goda egenskaper när det fungerar, men också nackdelar. Det får inte användas ensamt, utan alltid tillsammans med
något lugnande preparat. Om möjligt bör man välja något annat.
131
(Injektion; i.p.) Ketamin är den aktiva substansen i Ketalar, som är ett mycket vanligt
sövningsmedel. Det är ett allmänanestetikum som snabbt ger djup anestesi med viss analgetisk effekt i lägre doser. Graden av analgesi varierar dock med djurslaget. För primater fungerar
det väl, och ketamin är här det vanligaste sövningsmedlet. På smågnagare är däremot analgesin dålig, och det kan vara nödvändigt att kombinera ketamin med något smärtstillande
preparat.
Vid längre operationer m.m. kan man använda ketamin plus något sedativum för induktion och sedan underhålla narkosen med hjälp av inhalationsanestesi.
Både under insomnings- och uppvakningsfasen kan ketamin göra djuret oroligt (motoriskt excitation), varför man alltid ska kombinera det med något lugnande medel, t.ex.
xylazin eller medetomidin. Man ger då båda preparaten samtidigt, blandade i samma spruta.
Sedan juni 2005 är ketamin narkotikaklassat.
Kombinationen ketamin/xylazin är mycket vanlig vid operationer på smågnagare. En mus
eller råtta är sövd a 20–30 minuter, och sover totalt ca 1–2 resp. 2–3 timmar. Då t.ex. Zeller
m.fl. (1998b) mycket bestämt avråder från tribromoetanol (”Avertin”), som är vanligt som
sövningsmedel vid embryotransfer, nämner de ketamin/xylazin som ett tänkbart alternativ (se
nedan). Andra möjligheter att förstärka effekten är kombinationer med lugnande medel som
medetomidin och/eller acepromazin.
Sövningen är riskerar emellertid att inte vara tillräckligt djup för större operationer. Man
bör då kombinerta det med något tredje, analgetiskt eller sedativt, preparat; se (b) nedan.
Modernare studier har visat två allvarliga problem med kombinationen ketamin/xylazin: (a)
skador vid i.m. injektion och (b) ojämn effekt.
(a) Det normala administrationssättet är intraperitonealt (Flecknell 1996) (detta för
smågnagare; för kanin subkutant) Att ge det intramuskulärt till mihdre djur kan vara direkt
skadligt, som flera studier visat. En undersökning fann att nästan alla i.m.-injektioner av
kombinationen ketamin/xylazininjektioner på råtta resulterade i nekroser (Smiler m.fl. 1990);
författarna avråder bestämt från i.m.-injektioner och rekommenderar i.p. i stället (mindre
vävnadsskador och inget konstaterat obehag för djuren). En annan undersökning visade detsamma på hamster: djuren fick nekroser och inflammationer. Författarna konstaterade att
ketamin/xylazin absolut inte fick ges intramuskulärt (Gaertner m.fl. 1987). Ytterligare andra
studier har visat problem vid i.m.-injektion på kaniner: degeneration av axoner och att djuren
ger sig själva bitskador (Beyers m.fl. 1991). Även vit silkesapa har visat sig få skador vid i.m.injektioner med ketamin (Davy m.fl. 1987).
(b) Ett annat problem är att kombinationen ketamin/xylazin ger stora skillnader i anestesins djup och längd hos både råttor och möss (ref. i Smith m.fl. 2004 s. 38 f.). I Smiths m.fl.
egna undersökningar hade så många som en fjärdedel av råttorna inte nått kirurgiskt djup
efter 10 minuter (2004 s. 40). De rekommenderar i stället kombinationen isofluran + morfin,
helst i kombination med postoperativ smärtlindring.
Även Simpson 1997 s. 522 kritiserar i.p.-injektioner av ketamin/xylazin dels eftersom effekten varierar, och dels eftersom det blir problem om man injicerar i inälvorna; han föredrar
därför trots allt i.m.-injektioner, eventuellt dock kombinerat med något annat preparat.
Peeters m.fl 1988 gjorde samma iakttagelse då de jämförde olika sövningsmedel för kanin:
kombinationen ketamin/xylazin gav alltför ojämnt resultat, och de avråder bestämt från att
använda det. (I deras undersökning gav kombinationen halotan/lustgas (nitrous oxide) bäst
132
resultat).
Ett liknande försök av Popilskis m.fl. (1991) gav samma resultat. Av sex kaniner som
sövdes med ketamin/xylazin nådde två inte ned i kirurgiskt djup.
Man har försökt komma förbi denna opålitlighet hos ketamin/xylazin genom att lägga
till en opioid. Då blir dels narkosen något längre, dels får man en postoperativ smärtlindring.
Marini m.fl. (1992) kombinerade med butorphanol, en kombinerad agonist-antagonistopioid (som på flera sätt liknar det i Sverige vanliga buprenorfin, den aktiva ingrediensen i
Temgesic). Då man testade de förhoppningsvis sövda kaninernas fotreflex (nypa i en tå och se
om kaninen drog till sig foten) visade det sig att de som sövts med ketamin/xylazin plus butorphanol alla hade förlorat reflexen och alltså troligen var tillfredsställande sövda, medan fyra
av tio kaniner som enbart sövts med ketamin/xylazin hade reflexen kvar.
Buprenorfin (Temgesic) är ju vanligt som postoperativ smärtlindring, och eftersom det
kan ta någon halvtimme innan effekten sätter in kan det vara lämpligt att ge denna analgesi redan innan man ger själva anestesin. Därmed har man uppnått den effekt Marini m.fl.
beskriver.
Alternativt kan man lägga till ytterligare ett lugnande medel som acepromazin (handels
namn Plegicil vet) vilket kraftigt förstärker den analgetiska och anestetiska effekten hos ketamin/xylazin.
Ett annat sätt att använda ketamin/xylazin är vid långtidsanestesi. Simpson (1997) sövde råttor genom en i.m.-injektion ketamin/xylazin, och fortsatte sedan att ge dem denna kombination intravenöst. Djuren var djupt sövda i tolv timmar, och vaknade snabbt upp då anestesin
avbröts.
Det finns flera sätt att låta djur vara sövda under en längre tid; detta är ett av dem. Att
låta djuren vara sövda mellan t.ex. två operationer eller mellan en operation och en mätning
åtskilliga timmar senare i stället för att låta dem vakna upp däremellan kan vara ett sätt att
förvandla ett plågsamt försök till ett akutförsök.
Hanmöss tycks vara känsligare för sövning med ketamin än honmöss. De förlorar reflexerna
snabbare än honmöss, även om de senare fått större doser (Taylor m.fl. 2000). Detta är ett
exempel bland flera på könsskillnader i samband med anestesi.
Kloralhydrat
(Injektion; i.v.) Ett kontroversiellt anestesimedel av flera orsaker. Innan det används bör man
tänka över t.ex. koncentration och dosvolym, och om det går att ersätta med något annat preparat. Den har knappast någon smärtstillande effekt, och ska det alls användas bör det därför
vara i kombination med något effektivt analgetiskt preparat. Det är dessutom vävnadsretande
och bör därför bara ges intravenöst.
Särskilt vid stora doser (400 mg/kg) av högre koncentrationer (t.ex. 80 mg/ml), och vid
i.p.-injektion, har kloralhydrat en rad mycket obehagliga bieffekter som skador i magslemhinnan, tarmstopp (paralytisk ileus), bukhinneinflammation, sammanväxningseffekter, nekroser m.m.
Dessa bieffekter kan undvikas om man sänker koncentrationen till 40 mg/ml. Man kan
då behålla en dos på 400 mg/kg som anses nödvändig för att vara någorlunda säker på att
få en sövningseffekt. Men riktigt bra blir det inte. I en undersökning kom 20% av de råttor
man försökte söva inte ned i kirurgiskt djup. (Med den högre koncentrationen var siffran
133
10%. Vachon m.fl. 2000.) En sådan variation är naturligtvis inte acceptabel.
För de råttor som sövdes varierade anestesitiden mellan 30 och 90 minuter vid den lägre
koncentrationen (typvärde 45 min), och mellan 30 och 75 minuter (typvärde 60 min.) vid
den högre.
Lustgas (kväveoxidul el. dikväveoxidul), N2O
(Inhalation.) Ger viss analgesi, men kan inte ensam åstadkomma kirurgisk anestesi. En del
försöksledare vill blanda in lustgas då de söver med inhalationsanestesi (isofluran, enfluran
m.m.) för att förstärka deras effekt. Flecknell (2009) betonar dock att detta är en myt. Det
finns ingen anledning att tillsätta lustgas utom i de speciella fall då man behöver ”spä ut”
syrgasandelen i anestesiblandningen för att undvika syreförgiftning vid mycket långa sövningar (bortåt ett dygn i sträck).
Metoxifluran
(Inhalation.) Detta preparat är numera svårt få tag på och är därför, liksom t.ex. halotan, i
praktiken inget altarnativ för de flesta. Det marknadsfördes tidigare under namnet Penthrane
(Abbott Lab:s). 2005 stoppades försäljningen i USA av FDA (Food and Drug Administration) av säkerhetsskäl. I Australien och Nya Zeeland är det dock fortfarande vanligt i ambulansernas nödutrustning. Och en del labb har det fortfarande i lager varför det kan vara motiverat att nämna det här. Det återkommer också i en del jämförelser och andra studier nedan.
Metoxifluran anses (inom djurförsöksverksamheten) vara ett bra preparat med utmärkta
analgetiska egenskaper. Det har relativt lång induktionstid och bör för större djur därför bara
användas till att bibehålla en anestesi som man inlett med något annat preparat. Metoxifluran
har också en viss smärtstillande effekt postoperativt.
För små djur har däremot den långsamma induktionen samma fördelar som eterns (utan
dess nackdelar): mindre risk att man överdoserar.
Flecknell (2009) anser att metoxifluran ”is an excellent agent for inducing and maintaining anaesthesia in neonatal animals”. Stern (1996) ansåg däremot att hennes vuxna råttor och
möss var stressade och oroliga under induktionen (jämfört med isofluran och halotan).
Pentobarbital
(Injektion, i.v.) Ett åtminstone tidigare vanligt, korttidsverkande barbarbiturat (ger kirurgisk
anestesi under en halvtimme, men med flera timmars eftersömn). Ingen smärtstillande effekt
efter uppvaknandet, utan måste kombineras med postoperativ smärtlindring.
Propofol (Diprivan)
(Injektion, i.v.) Ett bra, kortverkande sövningsmedel, snabbt insomnande och uppvaknande.
Utan analgetisk effekt.
Sevofluran (Sevorane)
(Inhalation.) Också ett bra anestesimedel.
sevofluran visat sig höra till de allra djurvänligaste; dess lukt är normalt inte frånstötande på
de vanliga lab.djuren med undantag av kaniner och marsvin (till skillnad från flera andra inhalationsanestetika), har myckert litet av de retande och i värsta fall rent plågsamma effekter
på andningsvägarna som flera andra gasar har, och utmärks av mycket snabb induktion och
134
uppvaknande. Tacke m.fl (1998) jämförde effekten då hundar sövts med sevofluran, isofluran
och halotan: med sevofluran vaknade hundarna lugnt och utan excitering och kunde stå upp
tio minuter före isofluranhundarna och 85 minuter före dem som sövts med halotan. Detta
lugna uppvaknande gäller också oftast även andra laboratoriedjur.
Se också diskussionen under ”jämförelser mellan några olika sövningsmedel” nedan!
Tiopental (Pentothal Natrium)
(Injektion, i.v.). Mycket vävnadsirriterande; får därför inte ges i.p., i.m. eller s.c. Kortverkande; ger upp till 15–20 minuters kirurgisk anestesi efter någon minut. Ingen analgetisk effekt.
Bra som inledning till efterföljande gasanestesi.
Tribromoetanol (”Avertin”)
Tribromoetanol (”Avertin”), som är ett vanligt sövningsmedel vid embryotransfer, ger
skador kan orsaka lidande och bör inte användas.
(Injektion; i.p.) Då man tillverkar transgena möss ska det genmodiferade embryot genom en
operation flyttas till en surrogatmamma. Som sövningsmedel använder man ofta tribromoetanol (TBE), som injiceras intraperitonealt. TBE har använts (även inom humanmedicinen)
sedan 1920-talet och är den aktiva substansen i sövningsmedel som tidigare sålts under en rad
olika handelsnamn. Det mest kända av dessa, ”Avertin”, används fortfarande ofta för TBE fast
det (liksom de andra) inte längre finns tillgängligt kommersiellt. De som vill använda tribromoetanol måste blanda till det i det egna laboratoriet.
Tribromoetanol har som anestesimedel flera fördelar. Det är billigt, och det är lätt att tillverka i det egna laboratoriet (ett pulver som löses i alkohol). Det är lätt att administrera (en
i.p.-injektion med en vanlig spruta), kort induktions- och uppvakningstid (mössen är nere i
kirurgisk anestesi på fem minuter, anestesin varar 20–30 minuter, och efter 80 minuter är de
åter fullt rörliga) och det har ofta effektiv anestetisk och analgetisk effekt. Dessutom har det
minimal effekt på fostrets embryonala utveckling.
Å andra sidan har det flera allvarliga nackdelar och bieffekter. Det irriterande och ger
ökad mortalitet särskilt vid större doser. Det orsakar organförändringar (sammanväxningseffekter m.m.) som kan bli mycket plågsamma. Dessutom visar flera rapporter att dess effekt
är ganska opålitlig. Olika musstammar skiljer sig mycket beträffande hur mottagliga de är
för TBE-anestesi, vilket innebär att induktionstiden kan variera starkt och tiden för kirurgisk
anestesi kan bli kort; ibland har den t.o.m. uteblivit helt. Det finns dessutom könsskillnader:
hanmöss kan vara mer motståndskraftiga mot sövning med TBE än honmöss. (Eftersom preparatet huvudsakligen används på honmöss är detta i sig kanske av mindre betydelse, men det
är ytterligare ett tecken på TBE:s generella olämplighet.)
(En faktor som kan orsaka problem är om TBE-kristallerna inte löser sig helt i alkoholen.
I polemik mot Zeller m.fl 1998b har Weiss och Zimmermann (1999) bl.a. förklarat att man
därför bör filtrera lösningen genom sterilfilter. Zeller m.fl (1999) svarar att mössen ändå får
bukhinneinflammation, även om den är i något mildare form.)
Till detta kommer att tribromoetanol måste användas medan det är färskt. Efter även en
kort tids förvaring börjar det förändras och blir toxiskt (det är mycket känsligt för ljus och
fukt, även i luften), och då ökar problemen med bukhinneinflammation och överdödlighet.
Likaså ökar mortalitet och andra problem kraftigt om man ger det mer än en gång.
135
Dessa nackdelar har gjort att tribromoetanol numera kommit ur bruk. Men det lever kvar
just som sövning vid embryotransfer.
Fyra forskare vid läkmedelsbolaget Sandoz Pharma i Schweiz har jämfört möss som sövt
med, bl.a., en svagare dos TBE, en starkare dos, med pentobarbiturat, och med en kombination ketamin/xylazin (ibland används handelsnamnen i ansökningarna: Ketalar/Rompun).
(Zeller m.fl. 1998b.) Tribromoetanolblandningen var absolut färsk och injicerades endast en
gång.
Försöket omfattade 71 möss, hämtade från tre olika slags stammar. 28 av dessa fick skador, och dessa hade alla sövts med TBE. Skadorna bestod av nekroser i muskelhinnan under
bukhinnan, kopplade till bukhinneinflammation. Dessutom fick de serositis (inflammation i
den serösa hinnan) vid mjälten, levern, inälvorna och magen. Nekroserna och inflammationerna i bukhinnan var kraftigare hos de möss som fått den större dosen, och de hade också mer
serotis. Någon skillnad mellan de olika musstammarna kunde man inte se. (Man reserverar
sig dock för att sådana skulle kunna finnas i ett större material.) Dessa effekter kommer
snabbt, inom ett par timmar. Man hänvisar också till andra forskare som observerat sammanväxningseffekter hos mjälte, lever och njure flera veckor efter en 2,5-procentig injektion av
Avertin.
De andra sövningsmedlen gav inga problem och hade inga negativa effekter på avkomman.
Forskargruppens slutsatser är ovanligt starkt formulerade för att vara publicerade i en
vetenskaplig tidskrift. Av djurskyddsskäl avråder man utan reservationer från att använda tribromoetanol, eftersom det orsakar irritationer i bukhålan som kan orsaka smärta och lidande.
Sammanväxningseffekterna kan i värsta fall orsaka förträngningar som leder till lidande och
död.
(Som alternativ nämner man, exempelvis, den beprövade kombinationen ketamin/xylazin. Senare studier har dock visat att detta kanske är en olämplig metod, eftersom det blir
stora individuella skillnader i kirurgiskt djup mellan olika djur; ref. i Smith m.fl. 2004, s. 38
f.; se under ”ketamin” ovan.)
En annan forskargrupp studerade tribromoetanols effekt på möss, och gav 17 djur en injektion 400 mg/kg nytillverkad tribromoetanol. Efter ett dygn var alla mössen letargiska och
hade ovårdad päls. Efter fyra dagar hade fem av mössen dött, och ytterligare fyra var döende
varför de avlivades. Sex dagar senare dog den tionde musen.
Då de obducerades visade det sig att alla mössen hade olika grader av bukhinneinflammation, och de som dött eller avlivats hade även andra sjukliga förändringar i bukhålan av olika
slag. Gruppen uttrycker sina slutsatser med den försiktighet och precision som är kutym i
vetenskapliga sammanhang: ”På grund av dess varierande effektivitet som sövningsmedel, och
de sjukliga organförändringar, den sjuklighet och den dödlighet som trobromoetanol medför,
kan vi inte rekommendera det som sövningsmedel för honmöss av typen ICR”. (Lieggi m.fl.
2005)
Eftersom det var ICR-honmöss man använde för studien yttrar man sig inte om något
annat. Efter de resultat forskargruppen presenterat verkar det dock mindre lämpligt även att
söva andra möss med tribromoetanol.
En annan studie av tribromoetanol (Gopalan 2005) försökte hitta sätt att kombinera tribromoetanol med andra preparat vid försök på råttor för att kunna behålla avertinets fördelar
men slippa nackdelarna. Då gruppen testade enbart tribromoetanol 400 mg/kg blev resultatet
kastastrofalt: av sex råttor dog en omedelbart, medan en annan blev lätt sederad men aldrig
136
sövd. De övriga 2/3 blev dock sövda i 10 minuter.
En lägre dos tribromoetanol (120–250 mg/kg) kombinerat med xylazin (5–10 mg/kg gav
inte bättre resultat: ingen av råttorna blev sövd.
(Det enda som gav tillfredsställande resultat var kombinationen tribromoetanol och medetomidin (ett lugnande, muskelavslappande och smärtstillande preparat.)
Efter en rad oroande rapporter som dessa publicerade tidskriften Lab Animal Europe en
grundlig översikt över de studier som gjorts av tribromoetanol (Meyer och Fish 2005). Resultatet av deras granskning är: ”Trots att TBE använts sedan lång tid tillbaka, gör mängden
av studier som beskriver dess allvarliga följder efter uppvaknandet, liksom dess ojämna och
varierande sövningsperioder, det svårt att motivera att man använder det för att söva laboratoriedjur. Detta särskilt som lämpliga alternativ, som inte ger peritonit och andra inflammartioner och som kan användas på samma sätt, finns lätt tillgängliga. Vi rekommenderar att
TBE – liksom kloralhydrat och kloralos, två sövningsmedel som ger inflammation, tarmvred
och bukhinneinflammation när man ger dem i.p. till djur – TBE som i.p.-injektion endast
används på djur som inte ska vakna upp ur narkosen.”
Uretan
(Injektion; i.p.) Uretan är så hälsovådligt för både djur och människor att det inte får användas utan särskilt tillstånd från Arbetsmiljöverket, men ”its use should be avoided whenever
possible” (Flecknell 2009). Det är så cancerogent att det inte får användas vid överlevnadsexperiment med djur, och det hämmar immunsystem och mitos (celldelningen); p.g.a. det sista
skall gravida kvinnor inte alls befatta sig med det, och övrig personal ska vara täckt av ordentliga skyddskläder, glasögon o.s.v.
Sin funktion har det då man behöver långa narkostider. En injektion söver en råtta eller
kanin i 6–10 timmar, och den tiden kan förlängas med en ny injektion utan att andning och
cirkulation störs nämnvärt.
Jämförelser mellan några olika sövningsmedel
Inhalationsanestetika och irritation
Alla djur reagerar inte likadant på ett visst preparat. Ett sövningsmedel som får ett djurslag
att kämpa emot av alla krafter och försöka fly kan få ett annat djurslag att somna in relativt
lugnt. ”Det lidande som djur upplever då de blir medvetslösa är en av de viktigaste, men samtidigt mest förbisedda, aspekterna av anestesi och eutanasi”, förklarar en brittisk forskargrupp
då den presenterar resultaten av en stor undersökning av djur reaktioner på olika slags inhalationspreparat (Leach m.fl. 2004).
Att djur visar mer eller mindre stark motvilja mot exempelvis olika sövningsgaser eller injektioner med vissa anestesimedel har man naturligtvis lätt kunnat konstatera genom att helt
enkelt att iaktta deras reaktioner och, mer sofistikerat, med kontrollerade beteendestudier.
Även människor kan känna en stark, brännande smärta om de injiceras direkt med t.ex. anestesimedlet propofol (som därför bör kombineras med något smärtstillande medel – inte mot
den smärta som orsakas av det kommande ingreppet, utan mot sövningsmedlet). (Djur som
injiceras med propofol upplever inte alls detta som ett lika stort problem.)
Och paradoxen är: varför kan vissa anestesimedel som är avsedda att få djur att inte känna
smärta samtidigt orsaka smärta, så att djur t.o.m. visar smärtbeteende i samband med anestesin och efter uppvaknandet kan drabbas av överkänslighet för smärta (hyperalgesi)?
137
Problemet finns också inom humanmedicinen. I ett försök lät man, inför samma typ
av operation, en grupp sövas med propofol och en annan grupp med isofluran. (I båda
fallen gav man först en kombination av det lugnande medlet midazolam och det kraftigt
smärtlindrande fentanyl.) Resultat: under dygnet efter operationen hade isoflurangruppen
genomgående större postoperativa smärtor än propofolgruppen. (Cheng m.fl. 2008)
För att reda ut problemen med t.ex. isofluran måste vi först skilja mellan två effekter av anestesigaserna.
Dels kan de lukta illa. Detta är något som djur normalt vill undvika, liksom människor
helst undviker en påträngande lukt av ruttna ägg eller gödselstack. (Exakt vilken lukt som
”luktar illa” kan naturligtvis skilja sig mellan olika djurslag.}
Dels kan en gas karakteriseras av en annan luktkvalitet, som vi i brist på andra termer kallar ”stickande”, ”frän” eller ”skarp” (eng. ’pungent’). Hit hör den brännande smärta som vi
kan känna vid olyckliga kontakter med t.ex. vitlök eller chilipeppar.
Ofta används ordet ”irriterande” i dessa sammanhang. Det är då inte bara fråga om en
”irriterande” klåda eller liknande, utan om en smärtande, ”vävnadsirriterande” effekt. T.o.m.
den toxiska effekten hos t.ex. Freunds kompletta adjuvans, som orsakar inflammation och
ofta sår, kallas ”vävnadsirriterande”. (Se om Freunds adjuvans i avsnittet om immunisering i
kap. 8.) Man måste alltså veta att ordet ”irriterande” här används för andra och kraftfullare
reaktioner än när ordet används i vardagsspråket.
Exakt hur denna smärta uppkommer har länge varit okänt. Hur sövningsgaser överhuvud
taget verkar på cellnivå har likaså varit ett av medicinens olösta mysterier, och man har fått
nöja sig med att de fungerar och med att mäta upp deras olika karakteristika beträffande effektivitet för sövning och smärtlindring, biverkningar som andningsdepression och puls, o.s.v.
Att man inte alltid skiljt mellan de båda effekterna ”obehaglig lukt” och ”stickande smärta” har också försvårat tolkningen av de beteendeförsök där man t.ex. mäter vid vilken koncentration av en gas ett djur inte längre vill hämta någon godsak ur ett gasfyllt rum. Man ser
att djuret känner obehag, men inte nödvändigtvis på vad sätt.
Modern forskning har emellertid börjat kartlägga mekanismerna bakom dessa oönskade bieffekter. (Det följande bygger bl.a. på Cornett m.fl. 2008, Matta m.fl. 2008 och Eilers m.fl.
2010.)
Man upplever ju smärta då att en smärtkänslig (nociceptiv) neuron, en ”smärtcell”, sänder en impuls till hjärnan via en smärtnerv. Anestesimedlet dämpar visserligen aktiviteten
i centrala nervsystemet och därmed dessa smärtimpulser. Men samtidigt motverkas denna
dämpande effekt av att vissa ämnen – t.ex. en del anestesimedel – tvärtom verkar direkt stimulerande på smärtcellerna.
Det som då händer är att vissa preparat, som isofluran och desfluran, har förmågan att
stimulera och därmed öppna ett par s.k. jonkanaler (fr.a. de som kallas TRPA1 och TRPV1)
genom de nociptiva neuronens cellvägg. (Dessa jonkanaler fungerar alltså som receptorer för
de ämnen som gör att man upplever gaserna som smärtsamma.)
Resultat: kalciumjoner strömmar in i cellen, den stimuleras och börjar sända smärtimpulser.
Man kunde se detta redan i in vitro–försök, då man utsatte mänskliga njurceller för isofluran och konstaterade att dessa jonkanaler öppnades. När man däremot gjorde om samma
sak med celler från knockoutmöss som saknade genen som kodar för TRPA1, och därmed
138
inte hade den jodkanalen, hände ingenting.
Och då man testade normala celler – alltså med TRPA1 och TRPV1 – med mildare anestesimedel som sevofluran och halotan i stället för med isofluran, aktiverades kanalerna inte
heller.
Dessa fynd kunde man sedan bekräfta i försök på levande djur. När man testade hur möss
med och utan TRPA1 eller TRPV1-generna reagerade på propofol och sevofluran, visade de
möss som saknade gener för dessa jonkanaler inga reaktioner som tydde på obehag ens då
man placerade propofol på nosen på dem. Normala möss visade däremot genast att detta var
irriterande (de försökte komma undan, gnuggade nosen mot golvtäckningen, o.s.v.).
Sevofluran, däremot, orsakade inga motsvarande reaktioner varken hos vanliga möss eller
knockoutmöss.
Men de försöksdjur som får andas in sövningsgaser är ju oftast inte oskadda. Orsaken till att
de sövs är ju oftast att de ska utsättas för någon vävnadsskada genom att de t.ex. opereras eller
att man tar ett vävnadsprov (biopsi). Kirurgi innebär inflammation.
Vid en vävnadsskada frigörs bl.a. bradykinin, ett slags signalmolekyl som kan aktivera
TRPV1-kanalen, alltså har samma effekt som isofluranet har. Med andra ord: vävnadsskada
plus isofluran i samverkan ökar stimulansen på smärtcellen. Och man har starkare postoperativa smärtor än om man sluppit isofluranet och sövts med något annat i stället.
Man kan därmed säga att postoperativ smärtlindring med hjälp av något analgetiskt preparat inte bara motverkar operationssmärtan i sig, utan också behövs för att motverka den
smärthöjande effekten av isofluranet.
Därmed kan man hittills konstarera att man bör använda ett annat sövningsmedel än
isofluran, fr.a. om man inte använder postoperativ smärtlindring (vilket ju är vanligt vid t.ex.
svansbiopsi).
Det visade sig också att isofluran stärker inflammationer. (Tidigare har man trott att de
motverkas.)
Liknande oönskade, långsiktiga effekter har man också sett av andra preparat. Opioider
kan visserligen vara effektiva vid postoperativ smärtlindring, men kan samtidigt paradoxalt
nog orsaka en långvarig överkänslighet vid senare smärtupplevelser, en hyperalgesi som består
långt efter det att den akuta postoperativa smärtan avklingar. Ett medel som i denna potentiellt besvärliga situation är Nefopam, som kan ges preoperativt och inte bara bidrar till postoperativ smärtlindring utan också minskar risken att utveckla hyperalgsi. En enda injektion
Nefopam omedelbart före en operationsskada har i försök med råttor visat sig på något sätt
minska den ”minneseffekt” i nervsystemet som orsakar den framtida överkänsligheten mot
smärta (Laboureyras m.fl. 2009).
Det finns många undersökningar som studerar hur djur reagerar på olika
anestesier. Man har t.ex. jämfört stresshormoner (glukokortikoider) hos Wistarråttor som
sövts på fyra olika sätt:
råttor och möss
♦
♦
hypnorm (en opioid) kombinerad med midazolam (ett lugnande medel), injicerat
intramuskulärt;
xylazin (lugnande och analgetiskt) kombinerat med ketamin (anestetikum), inji
cerat intraperitonealt;
139
♦
♦
metoxifluran, inhalationsanestetikum;
halotan, inhalationsanestetikum.
Nivån av glukokortikoider i t.ex. urinen är en bra indikator på akut stress, och denna nivå
var påtagligt förhöjd i de tre första fallen. De som sövdes med halotan hade däremot normala
värden, vilket troligen berodde på att induktionen med halotan går relativt snabbt. (O’Brien
m.fl. 1993.)
Flecknells medarbetare Greg Whelan har bidragit med data för olika anestesimedel för
möss. Det visade sig då att sevofluran var det ämne som gjorde mössen mest oroliga under
induktionsfasen.
Om man ordnar preparaten från längre till kortare induktionsfas får man
1. metoxifluran,
2. halotan
3. sevofluran
4. isofluran och
5. desfluran.
Nästan samma ordning får man beträffande uppvakningstiden, men här var sevofluran ett par
sekunder kortare än isofluran.
Sammanfattningsvis, skrev Whelan, var han och mössen överens om att desfluran var det
bästa medlet:
Overall sevoflurane produced by far the most “stormy” induction, with the mice throwing themselves around the induction chamber. The smoothest induction was with desflurane. Desflurane
was certainly my (and probably the animal’s) favorite...
En brittisk forskargrupp med bl.a. M.C. Leach och David Morton som framträdande medlemmar har gjort en rad studier över hur råttor och möss reagerar på olika inhalationspreparat
i olika koncentrationer för anestesi och eutanasi genom att mäta bl.a hur snabbt de lämnade
ett rum fyllt med gas och hur lång tid det tog innan de ville besöka samma rum igen när det
bara innehöll vanlig luft. (När det gäller sevofluran och desfluran för möss är deras erfarenheter annorlunda än Whelans, vilket de själva konstaterar. De anser sina egna data pålitligare
än dennes.)
Resultatet sammanfattas i vidstående tabell, med preparaten ordnade från det mest
djurvänliga till det mest frånstötande.
I en svensk studie har Stern (1996) jämfört hur sövning med eter, metoxifluran, halotan och
isofluran påverkar dels beteende, dels fysiologiska och biokemiska parametrar hos Sprague
Dawley-råttor och NIMRI-möss. Hennes resultat kan sammanfattas så (ordnade från bättre
till sämre ur djurskyddssynpunkt):
Isofluran
Bäst ur djurskyddssynpunkt (av de testade altenativen). Låg induk
tionstid (1 à 1 1/2 minut i kombination med lustgas resp. syrgas- och
uppvakningstid). Djuren nästan helt lugna under induktion och up
pvakning. Serumkortikosteronnivåerna bland de lägsta i testet.
Halotan
Djuren mindre stressade än med metoxifluran och (förstås) eter. Kort
induktionstid (ett par minuter).
Metoxifluran Lång induktionstid (4 min). Tecken på stress under induktionen, vilket
140
Eter
också visade sig i höga kortikosterinnivåer i blodserum efter fem minut
ers sövning. Rekommenderas inte om man vill ha så liten stress som
möjligt.
Ungefär som metoxifluran, men sämre: också långa induktions- och upp
vaknandefaser, stress, höga kortikosterinnivåer. Dessutom slemhinneirri
terande egenskaper.
Leach & Morton och Stern bedömer alltså isofluran på olika sätt. En förklaring kan vara att
a
Råttor
halotan
sevofluran
desfluran
enfluran
isofluran
koldioxid
→
mer – mindre
frånstötande/irriterande
e
Möss
enfluran
sevofluran
halotan
isofluran
desfluran
koldioxid
Råttor
Möss
argon
argon
koldioxid
koldioxid
iakttagelserna bygger på helt olika tester och olika situationer för djuren. Leach och Morton
lät djuren välja i vilken utsträckning de ville utsättas för gasen, medan Stern iakttog dem då
de sövdes under normala kliniska förhållanden.
De flesta inhalationsanestetika är mer eller mindre irriterande för djuren, men isofluran, sevofluran och halotan är speciellt plågsamma för kaniner (till skillnad från för t.ex.
smågnagare). Då man studerade deras reaktioner (Flecknell m.fl. 1996) såg man att dessa
preparat fick kaninerna att hålla andan upp till två minuter (!) och kämpade emot så gott de
kunde för att komma undan gaserna. De sträckte på sig och tryckte nosarna mot taket (gaserna är tyngre än luft och sjunker alltså nedåt), de höll tassarna för nosen, och de tog i allt vad
de kunde för att fly. Att kaninerna höll andan så länge resulterade f.ö. i att hjärtverksamheten
gick ned från 250 till 50 slag i minuten och att koldioxidhalten i blodet steg. Forskarna konstaterar att detta är oroande ur minst två synpunkter: dels med hänsyn till det lidande som
djuren uppenbarligen upplever, och dels genom risken att dessa sövningsmetoder orsakar en
ökad dödlighet hos djuren.
Ett sätt att slippa dessa problem är att sedera kaninerna före sövningen. Ett annat är att
välja bättre sövningsmedel. En jämförelse mellan hur kaniner reagerar på isofluran och desfluran bekräftar isofluranens nackdelar och visar att desfluran är mycket mindre irriterande för
kaninerna (Hedenqvist m.fl. 2001; äv. hennes bidrag på CM 990518: med desfluran kämpar
inte kaninerna emot så som de gör med isofluran, sevofluran och halotan). Då man söver
kaniner bör man därför i första hand välja halotan framför något av dessa.
kaniner
141
Neonataler, smärta och anestesi
Neonataler är smärtkänsligare än vuxna djur. Därför är det extra viktigt att de sövs
och får postoperativ smärtlindring efter ingrepp. De bör inte sövas med nedlylning
(hypotermi).
Det har tidigare diskuterats mycket om man kan/skall ge anestesi till neonataler. Argumentet mot anestesi är
♦
att deras nervsystem är så outvecklat att de ändå inte känner någonting;
♦
att anestesi kan vara direkt livshotande för neonataler.
♦
att stressen i samband med sövningen är ett större lidande än de eventuella
smärtupplevelsen vid exempelvis svansbiopsi eller intracerebral injektion;
Dagens synsätt är emellertid det motsatta, och det gäller inte bara vanliga neonataler utan
även foster i ett sent utvecklingsstadium, oberoende av om de är djur eller människor. De
fysiologiska mekanismerna är desamma.
Dessa konstateranden vilar på en omfattande forskning. Även om själva företeelserna och
de kliniska konsekvenserna för både människor och djur är väl kända är ännu inte alla mekanismerna helt kartlagda. Här är emellertid några exempel på vad smärtforskarna visat. (Se
också avsnittet ”Några grundbegrepp” i detta kapitel, ovan.)
Neonataler är smärtkänsliga
Först frågan om neonataler alls är smärtkänsliga och alltså kräver smärtlindring vid annars
smärtsamma åtgärder.
För att studera smärtmekanismerna hos unga djur har man ofta använt råttor, som injicerats med Freunds kompletta adjuvans i undersidan av tassen (något som inte accepteras av
det svenska regelverket). Detta orsakar inflammationer och ihållande smärtor hos både råttungar och vuxna djur.
Då Qiu m.fl. (2001) utsatte råttungar för detta och studerade hur olika slag av smärtlindring påverkade vissa neuroner i ryggmärgen, kunde de konstatera att smärtkänslan hos
neonatala råttor var väl utvecklad. Deras slutsats blev en stark rekommendation att använda
effektiv, förebyggande smärtlindring.
Under senare år har man t.o.m. konstaterat att inte bara unga djur och neonataler utan
även ofödda foster kan uppleva smärta. När det gäller människor fastslog en expertpanel från Royal College of Obstetricians and Gynaecologists 1997 att smärtupplevelser var möjliga från 26:e veckan (d.v.s. efter ungefär 2/3 av graviditeten)
eftersom viktiga nervbanor då utvecklats mellan mellanhjärnan och kortex, och att man därför för säkerhets skull borde
använda anestesi och analgesi vid tester eller operationer på
foster från 24:e veckan (Concar 1997).
Flecknell hör till dem som förmodar att orsaken till att
man inte märkt några tecken på smärta hos de unga djuren
kan vara att man fixerat dem så väl att man inte märkt att de
försökt komma undan, och om man märkt det har man trott
142
att det enbart varit fixeringen som stört dem.
Neonataler är smärtkänsligare än vuxna
Inom humanmedicinen är det sedan många år välkänt att nyfödda är smärtkänsligare än
vixna. Läkartidningen sammanfattar (Larsson m.fl. 2002):
En procedur eller ett tillstånd som anses orsaka smärta hos äldre barn och vuxna skall antas orsaka
smärta också hos barn i nyföddhetsperioden och behandlas därefter.
Det nyfödda barnet har sannolikt en ökad känslighet för smärtsamma stimuli jämfört med
vuxna och äldre barn. Förutom omedelbara följder kan tidigt upplevd smärta medföra negativa konsekvenser senare i livet.
En orsak varför man trott att nyfödda barn inte är smärtkänsliga har att göra med att den
s.k. myeliniseringen inte är färdig hos den nyfödde. Myelin är ett fettliknande ämne som
omger bl.a. vissa nerver, och man trodde därför tidigare att inte heller nervsignaler – t.ex.
smärtimpulser – fungerade fullt ut. Nu vet man emellertid att det bara är nervsignalens hastighet, inte dess innehåll, som påverkas (Anand och Hickey 1987).
Det som gäller hos människor gäller också hos andra arter. Unga djur har inte bara smärtförnimmelser, utan dessa kan t.o.m. mycket väl vara starkare än hos vuxna djur. Hos både råttor och människor hänger detta samman med att de mekanismer som dämpar smärtupplevelserna utvecklas senare än de smärtförmedlande systemen. (Se om ”De smärthämmande systemen” under ”Några grundbegrepp” i början av kapitlet.) Hos t.ex. råttor är de hämmande
mekanismerna inte färdiga förrän vid 2 à 3 veckors ålder, medan däremot de smärtförmedlande systemen är färdiga redan från början. Flecknell (2001), t.ex., framhåller att ett antal
studier av olika djurslag visar att nociceptiva responser är väl utvecklade redan under perioden
omedelbart efter födseln; han hänvisar till Anand 1998 och Fitzgerald och Jennings 1999.
Att neonataler med i vissa avseenden outvecklade nervsystem är mer smärtkänsliga än
vuxna djur påpekas även av Meyerson (2001).
Problemet är inte bara att neonataler har en lägre smärttröskel än vuxna. Den ökade
smärtkänsligheten, hyperalgesi, sprider sig s.a.s. både geografiskt och kronologiskt. Den omfattar ett större område än enbart själva skadan, och den kan komma att bestå under lång tid.
”Såväl kliniska undersökningar som laboratoriestudier tyder på att för tidigt födda neonataler
har en ökad smärtkänslighet, och att akuta smärtstimuli leder till långa perioder av hyperalgesi. Stimuli som normalt inte är smärtsamma kan resultera i kronisk smärta”, konstaterar
Anand 1998. (Anand räknas som världens kanske främste expert på neonataler och smärta.)
Takahashi m.fl. (2004) undersökte mekanismerna bakom det faktum att en vävnadsskada
orsakar större smärta hos neonataler än hos vuxna individer (”tissue injury-induced pain is
strong as compared with adult”). De studerade saken hos 1–14 dagar gamla råttungar som
fick ett litet suturerat skärsår i tassen, och fann att skadan orsakade förändringar hos nervceller i ryggmärgens bakhorn på ett sätt som inte hade motsvarigheter hos vuxna råttor. Djuret
fick en starkt ökad känslighet för mekanisk beröring jämfört med hos de äldre djuren. Dessa
förändringar var långvariga, och författarna drar slutsatsen att mekanismerna i samband med
postoperativ smärta hos neonataler skiljer sig från dem hos vuxna.
Detta är i och för sig ingen nyhet för forskningen. Redan i början av 1980-talet försökte
Woolf (1983) ta reda på varför t.ex. råttor som utsatts för en hudskada kunde få både
bestående smärtor, en ökad känslighet för smärta, samt smärtor av en försiktig beröring som
normalt inte skulle orsaka några problem. I sina försök kunde han dels visa att råttorna fick
143
en allmänt kraftigt sänkt smärttröskel under det närmaste dygnet efter skadan: en normalt
oskyldig beröring uppfattade de nu som smärtsam. Och då Woolf doppade en av deras tassar
i varmt (inte hett) vatten drog de undan tassen mycket snabbare än den oskadade kontrollgruppen. (Woolf tror att orsakerna till denna hyperkänslighet ligger i neurologiska förändringar både i platsen för den ursprungliga skadan och i det centrala nervsystemet.)
Följderna senare i livet av att neonataler utsatts för smärta kan man se hos människor lika
väl som hos djur. En ofta citerad studie konstaterade att nyfödda barn som blivit omskurna
utan sövning reagerade starkare än andra barn på smärtan då de vaccinerades något halvår
senare (Taddio 1997).
Dessa problem med neonatalernas överkänslighet, smärtkänslighetens spridning och dess
långtidseffekter kan minskas om neonatalerna får en lämplig sövning och smärtlindring,
något som med den kunskap vi har i dag är ett ofrånkomligt krav. ”The current non-use of
anaesthesia [för neonataler] is part of outdated wisdom” konstaterar man i riktlinjerna Refining procedures... 2001.
De problem man eventuallt haft tidigare med anestesi åt mycket unga djur tillhör numera
historien. Med moderna anestesimedel kan man utan risk söva även neonataler, liksom man
lugnt kan ge dem lokalbedövning (Refining procedures... 2001:14 f.; Danneman och Mandrell 1997).
Att bestämma korrekt dosstorlek kan dock vara ett problem. Det går ofta inte att extrapolera från de dosstorlekar som fungerar på vuxna djur: Eftersom unga djur ofta inte är
lika mottagliga för anestesin kan resultatet bli att de får otillräcklig sövning och smärtlindring. Kunskaper om detta är ännu rätt ofullständiga. Därför är det särskilt viktigt att man
observerar djuret noga för att kontrollera att anestesidjupet är tillfredsställande.
Hypotermi
En vanlig teknik för att ”söva” neonataler är nedfrysning (hypotermi). Djuren kyls ner kraftigt, ofta med hjälp av kolsyresnö, varefter de tycks förlora de reflexer man använder för att
testa djurens vakenhetsgrad. För att undvika att djuret kommer i direkt kontakt med en
mycket starkt kyld yta (vilket kan vara mycket smärtsamt) kan man lägga djuret i en liten
tunn gummipåse eller latexhandske så man undviker direktkontakt mellan hud och kyla.
Flecknell (1991; 2001) ifrågasätter emellertid metoden. Hypotermin medför, påpekar
han, att djuren inte rör sig, att de inte svarar på yttre stimuli, och att de ”may be unconscious”. Om de verkligen är medvetslösa eller
om de bara förlorat förmågan att röra sig är
emellertid oklart, eftersom ingen har studerat
huruvida aktiviteten i centrala nervsystemet
verkligen ändras. Djurens påstådda okänslighet
för smärta bygger enbart på fysiologiska resonemang (impulserna från de perifera nerverna
bör ha stoppats upp, mer eller mindre). Att
djuret är orörligt och inte tycks reagera på t.ex.
nyp i tassen (ett vanligt test på att ett djur är
sövt) är inte tillräckligt som bevis, anser han;
så länge man inte kan fastslå otvetydigt att
metoden verkligen är djurvänlig bör man använda inhalationsanestesi i stället.
144
Men även om djuren skulle vara tillräckligt sövda genom hypotermin räcker inte detta
som försvar för metoden. Flecknell påminner om att människor kan få starka smärtor då
vävnaderna tinar efter en stark nedkylning. Även om hypotermi skulle ha en anestetisk effekt
kan den alltså ge djuret smärtor när den upphör.
David Morton (Compmed 050405) har påpekat samma sak, med tillägget att smärtan
också kan orsakas av att nedfrysning kan skada vävnaderna. Båda konstaterar att måste använda andra, mer konventionella metoder vid ingrepp på neonataler.
Tidskriften Lab Animal refererade 2008 en diskussion i en amerikansk djurförsöksetisk
nämnd (IACUC) (Silverman 2008). En av nämndens forskare, J. Bellamy med neurovetenskap som specialitet, hade ifrågasatt hypotermi som anestesimedel ur flera synpunkter. Dels
var det oklart om ett hypotermiskt djur verkligen var sövt och inte bara förlamat. Och även
om djuret verkligen blev sövt av hypotermin, kunde det vara så att både nedkylnings- och upptiningsprocessen var smärtsamma.
En av de kommentarer till denna händelse som tidskriften publicerade var positiv till hypotermi med motiveringen att neonatalerna hade ”klarat sig bra” då de opererats under hypotermi, att neonatalernas ”cortical pain memory” ännu inte var fullt utvecklat, men att ämnet
förtjänar att aktualiseras igen och diskuteras grundligt. Tills vidare borde man dock inte ändra
en etablerad praxis.
(Författarna till denna kommentar känner tydligen inte till Narsinghani och Anand 2000.
Denna uppsats refererar studier som inte bara tillbakavisar uppfattningen att nyfödda råttor är mindre smärtkänsliga än vuxna, utan dokumenterar att de t.o.m. är mer känsliga för
smärta än dessa.)
De båda övriga kommentarerna var skrivna av veterinärer och forskare och kritiska mot
hypotermi:
”Som Bellamy påpekade är hypotermi smärtsamt för människor och djur [...] De bekymmersamma aspekter av hypotermi som Bellamy tog upp ger anledning till eftertanke och
borde få den djurförsöksetiska nämnden att ompröva sin inställning till hypotermi. De borde
överväga att endast acceptera hypotermi som bedövning om försöksledaren kan vetenskapligt
dokumentera att andra metoder är oacceptabla.” (Richerson 2008) och:
”En mycket oroande aspekt är att under nedkylningsprocessen påverkas de nerver som
kontrollerer rörelseförmågan snabbare än de nerver som förmedlar sinnesintryck. Resultatet
blir som när man använder preparat som resulterar i förlamning men inte har någon smärtstillande effekt.” (Sådana preparat, som t.ex. curare, är totalt och ovillkorligen förbjudna i
svenska och internationella bestämmelser.) Att nedkylning och upptining orsakar smärta är
”väldokumenterat beträffande både människor och vuxna djur, och inga belägg som skulle
antyda att inte också neonataler känner smärta under processen. [...] Forskarna ska kunna
styrka att lämpligare sövningsmetoder stör deras resultat innan de tillåts använda andra
metoder [som hypoterrmi]. [...] Forskaren är kanske inte medveten om att hypotermi resulterar i många fysiologiska förändringar som andningsdepression, sänkt hjärfrekvens, acidos,
och minskad metabolism av glukos och citrat i lever, vilket allt kan påverka forskningsresultaten” (Fyke 2008).
Sveriges Veterinärmedicinska Sällskap konstaterar i sina rekommendationer beträffande
försöksdjursanestesi kort och gott: ”Inducerad hypotermi, dvs en avsiktlig sänkning av kroppstemperaturen, kan inte rekommenderas som metod för allmän anestesi för något djurslag”
(Försöksdjursanestesi (2009), 39).
145
Anestesimedel för neonataler
Många metoder för att söva neonataler har presenterats under senare år. En studie jämförde
ett antal olika sövningmetoder på 1–3 dagar gamla råttor: ketamin, pentobarbital (flera olika
koncentrationer), en kombinatiuon av fentanyl och Flecknell rekommenderar bl.a. metoxifluran, som är ett pålitligt anestetiskt medel för mycket unga djur (till skillnad från ketamin och
pentobarbital; Danneman och Mandrell 1997).
Ett annat effektivt anestetikum för neonataler (yngre än sju dagar) är Hypnorm, d.v.s.
en kombination av fentanyl(citrat) och fluanison. Clowry & Flecknell (2000) prövade att ge
råttungarna en spruta i.p. inför hjärnoperationer, men det misslyckades eftersom råttungarna
dog. Då man ändrade till s.c.-administrering fungerade det hela utmärkt. Alla djuren nådde
kirurgisk anestesi på 5–10 minuter, och var uppenbarligen smärtfria under hela försöket.
Även andra studier har visat goda resultat vid sövning av neonatala råttor med fentanyl
(Park m.fl. 1992).
Man har också prövat att söva neonatala råttor med halotan (via mask) med gott resultat
(Park m.fl. 1992). I de båda senare fallen kunde man utan problem genomföra komplicerade
ögonoperationer under 30–45 minuter. Dazert m.fl (2000) använde också en specialgjord
mask då de uförde mikrokirurgi i öronen på nyfödda råttor och möss.
Man kan också söva mycket unga möss med isofluran. Drobac m.fl. (2004) använde en
mycket enkel apparat (utan dyra förgasare m.m.; se bild): musungen (2, 5 el. 8 dagar gammal) placerades i en 50 ml glaskolv (till en injektionsspruta) som anslöts till en flaska med
isofluran i botten. Då man ökade kolvens volym fylldes den med ca 32% isoflurangas, och
efter endast 30 sekunder var mössen sövda. Efter några minuter var de vid medvetande igen.
Den tiden varierade dock med åldern. 2-dagarsmössen var sövda mindre än 5 minuter, medan 8-dagarsmössen var sövda ännu efter 10 minuter.
Gotoh m.fl. (2004) sövde 6 till 10 dagar gamla möss med isofluran (2% vid induktion,
därefter 1,5%, vilket dock ibland behövde ökas något) och mask. Med denna utrustning
kunde man utföra operationer som tog 20 minuter.
Ett problem med att söva unga djur med isofluran är att det – kanske med hypoglykos
som mellanled – kan förstöra hjärnans nervceller, vilket gör det olämpligt vid försök som
också innebär test av inlärnings- och minnesförmåga. När Jevtovic-Todorovic m.fl. (2003)
sövde 7 dagar gamla råttungar under 6 timmar med med isofluran blev det en påtaglig och
dosberoende neurodegeneration i hjärnan på djuren. Resultatet blev likartad med en initial,
sederande dos midazolam följt av 6 timmar av lågdoserad isoflurananestesi, och den skadliga
effekten på inlärning/minne visade sig tydligt vid test i exempelvis Morris water-maze. Samma destruktiva effekt på hjärnceller under utveckling i unga djur har påvisats i 6 dagar gamla
rhesus-makaker efter 5 timmars isofluransövning i kirurgiskt djup (Brambrink m.fl. 2010).
Att återföra neonatalerna till modern
Det är alltid en risk att mus- eller råttmamman äter upp en skadad unge (efter t.ex. svansbiopsi eller annan operation) då den åter placeras i buren. Park m.fl. (1992) utvecklade metoder
för att undvika detta. De viktigaste punkterna:
För att skapa en så lugn miljö som möjligt placerades den dräktiga råtthonan i ensambur
med tjockt lager bäddmaterial på botten.
Man hanterade och strök den dräktiga råtthonan försiktigt flera gånger varje dag (från ca
7–10 dagar före operation, med c:a 4-timmarsintervaller) för att vänja den vid personalens
146
lukt.
Man vande den också vid lukten av föremål som skulle användas vid operationen av ungarna och vars lukt sannolikt skulle följa med ungen då den återlämnades. Innan ungen återgick till modern tvättade man den omsorgsfullt ren från allt blod.
Såren täcktes med sårtejp för att undvika att suturer stack ut och väckte moderns nyfikenhet.
Man undvek naturligtvis tå- och öronklippning etc utan märkte ungarna med tatuering
på sidan.
Man lämnade inte tillbaka ungarna förrän de återfått sin normala rörlighet och röst; vokalisering spelar troligen en viktig roll för ungarnas kontakt med modern.
Analgesi
Systemisk och lokal effekt
En enkel indelning av smärtstillande medel:
➣ Systemisk effekt; påverkar hela kroppen.
♦
♦
Perifert verkande. Antiinflammatoriska preparat, d.v.s. NSAID (non-steroidal
anti-inflammatory drugs) som t.ex. aspirin och andra med acetylsalicylsyra som
verksam substans.
Centralt verkande. Opioider, d.v.s. morfinliknande som t.ex. som morfin, petidin
[N02A B02]), fentanyl, buprenorfin (Temgesic).
➣ Lokal effekt (lokalbedövningsmedel el. lokalanestetika); verkar bara där man applic
erar dem, som t.ex. bupivakain, lidokain.
(De perifera och centrala smärtmekanismerna beskrevs i början av kapitlet under rubriken
”Några grundbegrepp”.)
Även opioider kan ibland påverka inflammationer. Buprenorfin, t.ex., kan under vissa
förhållanden ha en anti-inflammatorisk effekt på artrit och under andra förvärra den (Volker
m.fl. 2000). Av den enkla indelningen i NSAID/opioider (behandlade i avsnittet ”Smärtmekanismerna” ovan) kan man alltså inte dra slutsatsen att de senare kan användas för att lindra
smärtorna vid t.ex. artritförsök utan att själva försöket påverkas.
Då man ger anestesi eller analgesi t.ex. i.v., i.m., s.c., i.p., p.o. eller p.r. förs preparatet
via blodet till huvudet, passerar blod-hjärn-barriären och kan därefter börja påverka centrala
nervsystemet (CNS). Därmed har de en systemisk effekt, d.v.s. de påverkar hela kroppen.
Preparat som administreras intratekalt (t.ex. direkt i ryggmärgsvätskan) påverkar däremot
CNS direkt utan att först gå i systemisk cirkulation.
Om ett dräktigt djur sövs med ett systemiskt verkande preparat kan man utgå från att
det samtidigt söver fostret. (Kan anestesimedlet passera blod-hjärn-barriären kan det också
passera placentabarriären.)
Vid exempelvis större operationer eller andra särskilt smärtsamma ingrepp kan det vara
lämpligt att kombinera en opioid och ett NSAID. Detsamma kan gälla om man använder en
147
opioid som buprenorfen, som är effektivt när det fungerar men som dock tycks bete sig nyckfullt, beroende på dosstorlek, antal administreringar och vilket djur man använder (se vidare
om buprenorfin nedan).
I vissa fall kan det hända att det preparat som förefaller effektivast ur djurskyddssynpunkt har
bieffekter som kanske kan påverka försöksresultatet. I sådana fall bör försöksledaren kunna
styrka att det preparat som är mest skonsamt ur djurets synpunkt inte går att använda (jfr
DL 19§). Det kan han göra genom hänvisningar till litteraturen eller egna el. kollegers dokumenterade erfarenheter från pilot- eller fullskaleförsök.
Ibland kan en försöksledare bedöma att det inte går att använda t.ex. ett centralt verkande
smärtstillande medel alls. För att undvika att ett djur får smärtor då det vaknar upp ur narkosen kan man då ge ett effektivt och ev. långtidsverkande lokalbedövningsmedel (som t.ex.
lidocain). Obs dock anvisningarna i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter (L55), 2 kap 6§
om smärtor hos försöksdjur då de vaknar upp efter en operation.
Några varningsord från prof. Paul Flecknell (författaren till standardverket Laboratory animal
anaesthesia) från 2001 är fortfarande angelägna:
We are just reviewing strain and sex variation in analgesic (well antinoceptive) efficacy of opioids
– in case you’re wondering, its huge (the variation in effect). What’s even more worrying to me, is
that the indicators of pain that Johnny Roughan (my post doc) has come up with, are behaviours
that I hadn’t even noticed until he showed me them – and we only have data for one type of procedure – we have a long way to go, and a lot of people don’t even seem to think there’s a problem!
De ”kokboksrecept” som P. Wong kritiserar (se ovan under ”Sedering och anestesi”) är alltså
lika förrädiska när det gäller analgesi. Kokbokens anvisningar får inte ersätta den kontinuerliga kontrollen av att smärtfriheten verkligen fungerar.
Särskilda preparat, översikt
I många fall är det praktiskt att använda en viss kombination av preparat. Vid en operation kan man t.ex. söva ned patienten med ett preparat och sedan underhålla narkosen med
någonting annat. Det kan kanske också vara lämpligt att ge ett särskilt lugnande medel som
dessutom kanske bidrar till att få musklerna att slappna av.
Ett exempel är kombinationen ketamin/xylazin (Ketalar/Rompun), där ketamin är ett
anestetikum med god analgetisk effekt. Det bör dock inte användas ensamt, eftersom det
kan göra djuret exciterat, och ska därför kombineras med ett lugnande medel. Ofta använder
man xylazin (även t.ex. diazepam är vanligt), och enklast ger man båda preparaten samtidigt i
samma spruta: en ”cocktail”.
(Ketamin/ketalar har också andra nackdelar, t.ex. att effekten är olika stor för olika individer. Det är därför på många håll på väg att försvinna från laboratorierna.)
Eftersom en del sövningsmedel har dålig smärtstillande effekt kan det vara lämpligt att
kombinera med något analgeticum. Ett exempel är det som föreslagits vid äggtransferering:
råttan eller musen sövs med inhalationsanestesi (t.ex. isofluran) och får direkt därefter en
spruta morfin.
Andra typfall är då man för säkerhets skull kombinerar sövning och allmän smärtlindring
med ett lokalbedövningsmedel. I en del fall vill forskaren inte använda allmänt (systemiskt)
148
verkande smärtstillande medel, eftersom det kan påverka försöket. I sådana fall kan man ofta
åtminstone använda någon form av lokalbedövning.
En speciell typ av smärtstillande medel är de salvor som används för utvärtes bruk. Den
vanligaste är EMLA-kräm. De kan användas t.ex. då man ska ta blodprov från kaniners
öronvener eller från råttans svans. I det senare fallet bör salvan appliceras i god tid (kanske
en halvtimme) innan med börjar sticka i svansen, eftersom salvan har svårt att verka genom
svansens hårda yta.
Det brukar också dröja en tid (som naturligtvis varierar mellan olika preparat) innan ett
smärtstillande medel börjar verka. Man bör alltså ge dem i mycket god tid innan operationen
avslutas och djuren vaknar ur narkosen.
Självadministrering
En vanlig typ av försök som smärtforskarna kan använda för att undersöka om ett visst ingrepp är smärtsamt eller inte är att ge djuren tillgång till dricksvatten med smärtstillande medel i (alltså en typ av peroral administrering). Om de då dricker mer än vanligt kan man anta
att det beror på att de har en smärta som lindras av preparatet.
Metoden kan användas för att ge en långtidsverkande analgesi som anpassas efter djurens
behov eftersom de själva administrerar den. Ett exempel gäller smärtorna efter en svansbiopsi.
En forskare vid BioResources Unit, Trinity College, Dublin skriver. ”I think that the discussion re analgesia/anaesthesia while tail tipping often misses the point. I suspect most of the
pain is post operative when they are quietly resting post op. We have instituted a practice of
giving post op carprofen in the drinking water for 24 hours post op. (Han tillägger: ”We are
trying to get researchers to use alternate tissues”.) (Compmed 050407) – (Om karprofen, se
nedan)
Problemet med detta är att djur (inte minst råttor och möss) ofta är mycket obenägna att
pröva mat och dryck som verkar alldeles obekant för dem och har en konstig smak. I ett test
utgick man från två (i USA) kommersiellt tillgängliga smärtstillande preparat i flytande form,
båda med paracetamol (acetaminofen) som aktiv substans: det ena (avsett för barn) hade
körsbärssmak, och det andra (för vuxna) innehöll 7% alkohol. Man spädde ut detta i vatten
(6 mg/ml) och gav det i stället för rent dricksvatten till två grupper råttor
Resultatet blev att alkoholgruppen minskade sitt vattenintag med 41%, och körsbärsgruppen med 51%. Detta påverkade också råttornas ätande: körbärsgruppen åt betydligt mindre
än normalt, medan minskningen för alkoholgruppen var obetydlig.
Det hela kompliceras ytterligare av att råttor dricker 90% av sitt vatten under den mörka
dygnshalvan; ska man då öka koncentrationen så att effekten även räcker under dagtid? Författarnas slutsats är att bestämt avråda från detta sätt att ge råttor smärtstillande medel. De
rekommenderar i stället att man ger råttorna effektiv och kontrollerad analgesi genom injektioner (Speth m.fl. 2001).
Det är dock inte säkert att man bör avråda så kategoriskt som dessa författare gör. Det
finns ju alltid en möjlighet att det var någon tillsats i dessa kommersiella produkter som råttorna reagerade mot, och det kan förstås inte uteslutas att man kan blanda till en lösning som
råttorna uppskattar. Vad undersökningen visar är dock att man inte ska acceptera en sådan
administration av smärtstillande medel innan man genom pilotförsök eller på annat sätt (som
litteraturhänvisningar) visat att metoden verkligen accepteras av de djur man använder.
Dessa betänkligheter gällde alltså ett speciellt fall av smärtstillande medel i dricksvattnet.
Det finns många exempel på att man i stället lagt det i maten med gott resultat. Jello, t.ex.,
149
brukar fungera utmärkt. (Jello är ett slags gelé, en mycket populär efterrätt i USA, finns i ett
otal smaker. I praktiken: gelatin, socker, smakämne.) Kirsch m.fl. 2002, t.ex., gav råttor både
starka och svaga doser buprenorfin i Jello med jordgubbsmak, vilket alla råttor åt utan problem.
Acetylsalicylsyra (t.ex. Aspirin)
NSAID-liknande. Ges i fodret.
Att döma av erfarenheterna från levertransplantation på råttor (Dark Agouti) föreföll aspirin ha en viss smärtstillande effekt. Man ville kunna ge råttorna en smärtstillande behandling
under två dygn efter operationen utan att de stressades genom att man hanterade dem (t.ex.
genom att injicera dem upprepade gånger med buprenorfin eller liknande). Råttorna fick därför aspirin i maten, i detta fall i gelatin, genom att man löste det i etanol och hällde lösningen
över gelatinen, lät etanolen avdunsta, och därefter täckte med ett yttre lager gelatin. Det hela
fick en starkt syrlig doft som några råttor så småningom utvecklade en aversion mot. Behandlingen förbättrade inte viktutvecklingen, men gjorde att råttorna i den behandlade gruppen
var något mer aktiva än de som inte fått någon smärtstillande behandling alls. (Jablonski och
Howden 2002.)
Buprenorfin (Temgesic)
Buprenorfin är i många sammanhang ett effektivt medel för postoperativ smärtlindring.
Men det är inte lämpligt för alla slag av smärtor (och operationer), och alltför stora
doser kan förvärra smärtorna i stället för att lindra dem. Även upprepade doser kan
göra att smärtorna lindras eller förvärras, beroende på omständigheterna.
Opioid. Injektion (i.p. eller s.c.) Finns även för oralt bruk (i fodret).
Buprenorfin (handelsnamn: Temgesic) är en i många fall effektiv och långtidsverkande
(8–12 timmar) opioid som ofta ges som postoperativ smärtlindring. Det brukar ges i dosstorlekar på 0,01– 0,05 mg/kg s.c. eller i.v. Då det används som postoperativ smärtlindring bör
det ges senast i samband med att operationen inleds eller t.o.m. före, eftersom dess effekt sätter in först efter minst en halvtimme. I vissa fall kan detta dock medföra en viss överdödlighet
p.g.a. andningsdepression (Hedenqvist m.fl. 2000a).
Under senare år har det varit en livlig debatt om buprenorfin i facktidskrifterna. Flera
studier har hävdat att det är utan nämnvärd effekt vid vissa typer av skador/smärtor, att peroral distribution är ineffektivt, o.s.v.
En del av dessa påståenden bygger troligen på studier som är otillförlitliga p.g.a. metodiska brister. Men det utesluter inte att det finns problem med buprenorfin. Effekten varierar
med typ av skada/smärta och med djurstam, och den kan visa stora individuella variationer.
Det orsakar beteendeförändringar (t.ex. en onormalt hög aktivitet) som gör den eventuella
smärtstillande effekten svårtolkad. Man kan därför inte använda tumregler när man ger buprenorfin som postoperativ smärtlindring, utan de individuella djuren bör bedömas noga
med avseende på smärtbeteende m.m.
En viktig text som ger en översikt över buprenorfinets för- och nackdelar och diskuterar
en rad moderna studier av skiftande vetenskaplig kvalitet är Roughan och Flecknell 2002.
Den bör vara obligatorisk som startpunkt för alla som använder buprenorfin i sin verksamhet.
150
är buprenorfin effektivt?
För många slag av smärtor, t.ex. som postoperativ smärtlindring
efter många typer av vanliga operationer, anses buprenorfin vara ett mycket effektivt analgetikum. I andra fall kan dock effekten vara dålig, obefintlig eller t.o.m. närmast skadlig för
djuren genom att smärtan förvärras i stället för att lindras.
Följande exempel (Jablonski m.fl. 2001) illustrerar en del av problemen med buprenorfin:
♦
♦
det har olika effekt beroende på råttstam, dosstorlek och om dosen upprepas eller
inte;
det svårt att bedöma om förändringar i beteendet (t.ex. ätandet och viktutvecklin
gen) beror på smärta/smärtlindring eller på buprenorfinet i sig.
I korthet:
♦
♦
♦
Olika råttstammar reagerar olika på upprepade doser buprenorfin: en andra spruta
buprenorfin som var till viss nytta för Dark Agouti-råttorna orsakade ett stort li
dande för Sprague-Dawley-råttorna, till exempel.
Råttor som inte fått postoperativ smärtlindring alls hade större smärtor än de andra
det första dygnet, men återhämtade sig snabbare.
Att studera råttornas beteende sade ingenting om deras smärtor och välbefinnande.
Så här gjorde man försöket:
Efter en bukoperation på råttor, då man också manipulerade inälvorna för att de säkert
skulle ha postoperativa smärtor, delades de in i fyra grupper (plus kontrollgrupper):
• 0,01 mg/kg buprenorfin efter operationen,
• 0,01 mg/kg buprenorfin efter operationen + likadan dos efter 9 timmar,
• 0,05 mg/kg buprenorfin efter operationen,
• 0,05 mg/kg buprenorfin efter operationen + likadan dos efter 9 timmar.
Råttorna kom från två stammar som är vanliga i laboratorierna: Sprague-Dawley (SD) och Dark Agouti
(DA). Det blev alltså sammanlagt åtta olika grupper.
De båda råttstammarna reagerade olika på detta, och resultaten blev komplicerade:
• SD-och DA-råttor utan buprenorfin hade det värst första dagen och bättre än de
andra dag 2 och 3.
• SD-råttor med en dos 0,01 mg/kg hade viss smärtlindring dag 1 och bättre smärtlin
dring än alternativen dag 2 och 3.
• DA-råttor med en dos 0,01 mg/kg hade det sämst av alla.
• SD-råttor med två doser 0,01 mg/kg hade bäst smärtlindring dag 1 men sämre dag
2 och 3 än de som endast fått en dos 0,01 mg/kg.
• DA-råttor med två doser 0,01 mg/kg hade bäst smärtlindring av alternativen alla
dagar.
• SD- och DA-råttor med en dos 0,05 mg/kg hade det näst sämst.
• SD- och DA-råttor med två doser 0,05 mg/kg hade det i huvudsak sämst. Undan
tag: DA-råttor, som fick stark smärtlindring dag 1, men betalade ett högt pris för
151
Förändringar i kroppsvikt för Sprague-Dawley-råttor efter anestesi, bukoperation och
manipulering av inälvorna. Diagrammet visar utvecklingen för sex grupper: (1) ingen
injektion; (2) injektion (saltlösning); (3) buprenorfin 0,01 mg/kg en gång i samband med
operationen; (4) buprenorfin 0,01 mg/kg två gånger: vid operationen och 9 timmar
senare; (5) buprenorfin 0,05 mg/kg en gång i samband med operationen; (6) buprenor
fin 0,05 mg/kg två gånger: vid operationen och 9 timmar senare.
Förändringar i kroppsvikt för Dark Agouti-råttor efter anestesi, bukoperation och manip
ulering av inälvorna. Diagrammet visar utvecklingen för sex grupper: (1) ingen injektion;
(2) injektion (saltlösning); (3) buprenorfin 0,01 mg/kg en gång i samband med opera
tionen; (4) buprenorfin 0,01 mg/kg två gånger: vid operationen och 9 timmar senare;
(5) buprenorfin 0,05 mg/kg en gång i samband med operationen; (6) buprenorfin 0,05
mg/kg två gånger: vid operationen och 9 timmar senare. Alla injektionen s.c.
152
det dag 2 och 3.
Se diagrammen på föregående sida!
Alltså: om man ska döma av detta skulle kanske en SA-råtta föredra en spruta på 0,01
mg/kg, och en DA-råtta två doser på 0,01 mg/kg. Eller, om de stod ut med den svåra smärtan den första dagen, helt avstå från postoperativ smärtlindring eftersom de då hade mindre
smärtor under de följande dagarna än någon av de andra grupperna.
För att avgöra om råttornas smärtor minskade eller förvärrades använde man deras viktutveckling. Alla råttorna åt mindre och förlorade i vikt efter operationen. Denna viktförlust var
störst hos de råttor som inte fick någon buprenorfin alls. Men däremot började dessa obehandlade råttor återfå vikten snabbare än några andra grupper, vilket man alltså tolkade så att de
hade mindre smärtor än de andra.
Orsaken att man var tvungna att använda vikten som kriterium på smärta var att man
inte kunde se några väsentliga skillnader i råttornas beteende.
Och man kan dra flera slutsatser av detta försök, t.ex. att iakttagelser av djurens beteende
– som ju ingår i vanliga bedömningsscheman, t.ex. (se nästa kapitel) – inte alltid är till hjälp.
Författarna fastslår att ”behavioural observations… were of no value in assessing pain or distress in this study”. Man kan inte heller gå efter enkla tumregler när man ger smärtstillande
behandling: den andra spruta buprenorfin som var till viss nytta för DA-råttorna tycks orsaka
ett stort lidande för SD-råttorna, till exempel. Författarna drar slutsatsen att effekterna på
matlust och viktutveckling kan bero på kvardröjande effekter hos buprenorfinet, och framkastar att NSAID-preparat kanske är lämpligare: samma smärtstillande effekt men utan buprenorfinets bieffekter.
Fler exempel på bristande effekt hos buprenorfin:
♦
♦
Då man sökt lindra cancersmärtor med buprenorfin (i lymfsystemet och i urin
blåsan; Loo m.fl. 1997 resp. Roughan m.fl. 2004) har effekten närmast uteblivit,
och djuren har fått svår smärtor (se vidare om cancer i kap 8).
I ett försök opererade man bort en del av tarmen på råttor och gav en grupp postop
erativ smärtlindring med buprenorfin (0,5 mg/kg subkutant var 6:e timme i 32 tim
mar) och en annan med oxymorfon (0,03 mg/kg i timmen intravenöst i 32 timmar).
Oxymorfon är liksom buprenorfin en opioid som dock dessvärre inte är registrerat
som läkemedel i Sverige.
(Tidsperioden 32 timmar valdes eftersom smärtorna hos obehandlade djur börjar
klinga av efter den tidsrymden.)
Resultatet var att råttorna som fått buprenorfin visade tydliga tecken på smärta och
lidande: den typ av oroligt beteende som orsakas av smärtor, ovårdat yttre, och ett
allmänt stresstillstånd. Detta varade under hela den 32 timmar långa testperioden.
Oxymorfon var däremot, av alla tecken att döma, ytterst effektivt som smärtlin
drare. (Gillingham m.fl. 2001.)
♦
♦
Man har i ett smärtförsök på gris (där man använde en värmestråle från en lam
paoch mätte hur lång tid det tog innan grisen reagerade) testat buprenorfin på gris
i en rad olika dosstorlekar, och fann att 0,01 mg/kg i.v. torde ha analgesisk effekt i
sex timmar och 0,02 mg/kg i tolv. 0,05 mg/kg hade ingen effekt alls.
En kompletterande genomgång av protokoll över drygt 400 fall där man använt
153
buprenorfin visade att det inte gjorde någon nytta för djur med systemiska problem
eller organsvikt. (Detsamma gällde f.ö. NSAID-preparat.) Effekten var dessutom
osäker när det gällde inflammatorisk smärta; här är dock NSAID lämpligt. Däremot
fungerade buprenorfin bra när det gäller smärtor efter kirurgiska ingrepp samt tandögon och skelettskador. (Rodriguez m.fl. 2001.)
Om buprenorfin är effektivt efter kirurgiska ingrepp, som Rodriguez m.fl. menar, beror dock
tydligen på vilket slags kirurgi det gäller; se Gillingham m.fl. om tarmoperation ovan.
olika meningar beträffande dosstorlekar
Beträffande dosstorleken är rekommendationerna
förvirrande olika.
Ibland används en betydligt högre dos än 0,05 mg/kg till råttor. Man kan då stödja sig på
väletablerade standardverk och texter av välkända experter. Thurmon m.fl., Lumb & Jones’
veterinary anesthesia, 3. uppl. 1996, är ett tjockt (drygt 900 sidor) standardverk, fyllt med
tabeller och rekommendationer för alla möjliga slags djur, inkl. labbdjur. För t.ex. råttor uppger den att den analgetiska effekten sitter i 6–12 timmar om man ger 0,5–1,0 mg/kg (d.v.s.
500–1.000 µg/kg) s.c. eller 0,25–1,6 mg/kg (d.v.s. 250–1.600 µg/kg) i.p. (d.v.s. 50–320 µg
för en råtta på 200 g.)
Men dessa rekommendationer är föråldrade. Prof. Paul Flecknell har själv kommenterat
att ”the references given in edition 3 are rather old (2 of them are my publications, and we’ve
moved on a bit since 1984).”
1984, samma år som den amerikanska luntans tredje upplaga kom, publicerade Flecknell
en uppsats där han har en lägre dos för råttor: 0,1–0,5 mg/kg, och efter några år hade han
sänkt den rekommenderade dosen ytterligare, nu till 0,01–0,05 mg/kg (d.v.s.10–50 µg/kg)
som terapeutisk dos (Liles Flecknell 1992a).
Samma dosintervall återkommer också i Koolhaas 1999, och upprepas av Flecknell själv
i Dobromylskyj m.fl. 2000, i ANZCCART fact sheet om “Pain” (ANZCCART news 12(4),
1999, i det tyska Gesellschaft für Versuchstierkundes grundliga och ambitiösa Schmerz-therapie bei Versuchstieren (2002), och i Roughan och Flecknell 2002.
Enligt litteraturöversikten i den senare publikationen är dosen 0,05 mg/kg för råttor den
vanligaste, men författarna betonar att den individuella variationen är stor och att dosen
också är beroende på ingreppets svårighetsgrad. Man kan alltså börja med en låg dos och öka
dosen vid behov. För att kunna bedöma detta behov är det synnerligen viktigt att man har väl
utprovade smärtbedömningssystem som gör det möjligt att gradera den postoperativa smärtan.
En stor dos, t.ex. som den som Lumb & Jones rekommenderar, ger emellertid inte en
garanterat maximal effekt. Större doser påverkar bl.a. matintaget, djuren blir passiva, avmagrade och mår troligen inte så bra. Det blir även här svårt att avgöra om skillnaderna i råttans beteende beror på smärta eller på buprenorfinet; en ordentlig smärtbedömning blir alltså
omöjlig. Och naturligtvis är det olämpligt att råttan inte får i sig tillräckligt med mat när den
ska återhämta sig efter en operation. (Liles och Flecknell 1992.)
Beträffande möss: rekommendationen av Flecknell (i Dobromylskyj m.fl., ovan, och i samma ANZCCART
fact sheet) är dramatiskt annorlunda än den i Lumb & Jones (som anger enorma 2,5 mg/kg kroppsvikt, d.v.s.
ca 63 µg för en 25-gramsmus!) och den han själv gett tidigare: 0,05–0,1 mg/kg s.c. (alltså inte i.p., som var
den enda distributionsväg han rekommenderade 1984!).
En slutsats är att den som använder en handbok som Lumb & Jones riskerar att ge buprenorfindoser som
är 20 gånger så stor som den lämpliga för råtta och 50 gånger större än den lämpliga för mus.
154
Det finns alltså all anledning att fundera över dels hur stor dos djuren ska få, och dels vilka rekommendationer detta bygger på.
hur länge varar effekten?
C:a 6–8 timmar hos smågnagare i doser på t.ex. 0,05 mg/kg s.c.
Generellt sett: större doser förlänger tiden. Men hos t.ex. får kan den vara så kort som två
timmar.
Paul Flecknell (som sammanfattar sina erfarenheter på detta sätt på Compmedlistan
050610) beskriver den modell hans berömda smärtforskningslaboratorium kommit fram till
när det gäller större operationer: först en dos buprenorfin, därefter eventuellt ytterligare en
efter åtta timmar, tillsammans med ett NSAID en eller två gånger/dag, och i en del fall – om
det gäller stora djur – ett långtidsverkande lokalanestetikum kring såret.
Den viktiga kombinationen med ett NSAID beror naturligtvis på de oberäkneliga effekter
av buprenorfin som exemplet med de olika doseringarna på två råttstammar (ovan) illustrerar.
Individuella och andra faktorer gör att man måste vara uppmärksam på djurens beteende
sedan de vaknat upp efter operationen, göra systematiska iakttagelser av dem med avseende
på eventuellt smärtbeteende, och ge dem mer smärtstillande behandling efter behov. Eftersom
alltför stora doser buprenorfin kan ge en takeffekt och t.o.m. öka smärtan i vissa sjukdomsmodeller (se exemplet under ”Är buprenorfin effektivt?” ovan), är andra slag av smärtstillande
preparet (NSAID) lämpliga som komplettering – som Flecknell framhåller.
Efter försök med ”hot-plate-test” och liknande rekommenderar Gades m.fl. (2000) ett dosintervall på 6–8
timmar för råttor och 3–5 timmar för möss. De använde då doser på 0,5 mg/kg för råttor (alltså mycket
stora! koncentration 0,25 mg/ml) och 2,0 mg/kg för möss (ännu större!! koncentration 0,29 mg/ml), och påpekar att deras och andras erfarenheter inte stödjer äldre påståenden att den analgetiska effekten varar 8–12
timmar för råttor och 6–8 timmar för möss. Tvärtom: så snart som 1 1/2 timmer efter injektionen hade 25%
av råttorna fått tillbaka sin normala känslighet i foten (d.v.s.: då den utsattes för värme drog de den till sig
lika snabbt som innan de fick buprenorfinsprutan). Detta test kan kritiseras starkt ur metodisk synpunkt,
men illustrerar åtminstone den individuella variation man får räkna med då man använder buprenorfin.
Man har undersökt hur effektivt buprenorfin är som smärtstillande medel för råttor om de har tillgång till det i dricksvattnet. Detta distributionssätt har
fördelarna att man inte behöver hantera djuren med den stress och ev. smärta detta medför,
och att – som det ibland visat sig – djuren själva kan reglera sin smärtbehandling efter behov.
0, 02 mg buprenorfin/ml vatten föreföll – enligt författarna – kunna ge en god postoperativ
smärtlindring, även om det krävdes större dos än om medlet injicerades, och det tog längre
tid innan plasmakoncentrationen nådde sin topp, och då jämförde man ändå med i.m.-injektion. (Svagare koncentrationer hade ingen användbar effekt.) Den smärtlindrande effekten
visade sig mer som en allmän tendens än som exakt mätbara resultat (Cooper m.fl. 1997).
Man kan spekulera om detta beror på att vissa råttor inte var så benägna att dricka vatten som
kanske hade en ovan smak.
buprenorfin i dricksvattnet
Ett problem med denna och en del andra liknande undersökningar av olika slag av smärtbehandling är att
deras diskutabla validitet. De mäter inte det man egentligen är intresserad av, nämligen ett visst preparats
smärtstillande effekt postoperativt. I Coopers m.fl. undersökning lät man en liten lampa stråla på råttans tass,
och när det blev för varmt drog råttan undan tassen. Ju längre tid det tar innan råttan gör detta, desto effektivare är analgesin, resonerar man. Men eftersom smärtmekanismerna i denna situation kan skilja sig från dem
efter t.ex. olika slag av operationer är det oklart i vilken utsträckning resultaten är tillämpliga i praktiken. (Jfr
om buprenorfin som analgesi vid cancerstudier i avsnittet om cancer och smärtlindring i kapitel 8.)
(Ett problem med denna typ av test, som t.ex. det s.k. ”hot-plate-testet” där man mäter hur lång tid det
tar innan råttan hoppar bort från en varm metallplatta, är f.ö. att djuret kan bränna sig om analgesin är allt155
för effektiv och plattan för varm. Djurets situation sedan analgesin släppt bruka inte beröras i undersökningarna. Denna typ av test användes t.ex. av Gade m.fl. 2000 (ovan).)
Buprenorfin har flera biverkningar som dels gör dess eventuella smärtstillande
effekt svårbedömd, dels kan orsaka åtminstone vissa råttstammar allvarligt lidande eller död.
Både om det ges omedelbart efter en operation och en vecka senare kan buprenorfin orsaka beteendeförändringar: hyperaktivitet, höjt kroppstemperatur, minskat mat- och dryckintag. Eftersom dessa förändringar inte behöver ha samband med någon ev. smärtlindring, kan
det vara svårt att avgöra om en buprenorfinbehandling gör någon nytta eller inte. Efter en
smärre bukoperation (inopererad teleletrisändare) konstaterade Hayes m.fl. (2000) att ibuprofen i dricksvattnet gav en säkrare smärtlindring och snabbare tillfrisknande än buprenorfin.
Andra biverkningar: Sprague Dawley-råttor som fått en spruta buprenorfin (både 0,05
mg/kg och 0,3 mg/kg; Clark m.fl. 1997) åt av burens spånunderlag på ett dosberoende sätt:
ju större dos buprenorfin, desto mer åt de av spånen. Resultatet blev att deras viktutveckling
stannade upp, de fick förstoppning, blev sjuka och dog (i en del fall). (Den engelska termen
för att äta sådant material utan näringsinnehåll är ”pica behaviour”.)
Detta gäller emellertid inte alla råttor, utan här finns det ännu inte kartlagda skillnader
mellan olika djurarter och olika djurstammar. Vid ett försök med levertransplantation, då
olika grupper Dark Agoutiråttor fick aspirin resp. buprenorfin, dog ett par råttor från båda
grupperna av att ha ätit spån. Dessa problem var dock inte större än buprenorfingruppen än
i aspiringruppen (Jablonski och Howden 2002). Vid en annan undersökning av buprenorfins
effekt på Sprague Dawley-råttor åt inga råttor spån (Gade m.fl. 2000). Slutsatsen blir dock att
man för säkerhets skull bör använda något annat analgetiskt preparat än buprenorfin till S-Dråttor, och djur som behandlats med detta ämne bör vistas i en bur utan spån eller liknande
material (Jacobson 2000).
I Vera Baumans avsnitt ”The laboratory mouse” i UFAW:s handbok tar hon anmärkningsvärt nog inte alls upp buprenorfin som lämpligt preparat för möss. Och i Roughan
och Flecknell 2002 (den bästa och modernaste översikten) redovisas visserligen data för mus
från smärtförsök, men musen lyser med sin frånvaro i den tabellariska forskningsöversikt som
författarna hänvisar till som rekommendationer.
biverkningar
Fentanyl
En mycket kraftfull opioid med snabb effekt. Injiceras. Bra vid längre kirurgiska ingrepp.
Liksom buprenorfin binder den till µ- (my-)receptorn (se “Några grundbegrepp” i början av
detta kapitel). Använder man sedan buprenorfin (Temgesic) som postoperativ smärtlindring
ska man därför inte ge detta lika tidigt som om man endast sövt med t.ex. isofluran eller
liknande, som inte har någon smärtstillande effekt sedan djuret vaknat upp (buprenorfin får
effekt först efter någon halvtimme eller mer), utan kan ge det först i samband med att operationen avslutas. Hör dock till de smärtstillande medel (opioider) som orsakar överkänslighet
mot smärta (analgesi) i framtiden. Att motverka detta i de fall det blir aktuellt är ett problem.
Ett av de medel som prövats i råttförsök och som när det ger preoperativt, förutom att i sig ge
postoperativ smärtlindring, motverkar hyperanalgesin är nefopam. (Laboureyras m.fl. 2009)
Ibuprofen
En NSAID som getts i dricksvattnet som postoperativ smärtlindring med gott resultat. Hayes
m.fl. (2000) använde det sedan man opererat in telemetrisändare i möss, och fann att de
156
snabbt återvände till ett naturligt beteende. (De eventuella fördelarna med buprenorfin, däremot, var mer svårbedömda.)
Karprofen (Rimadyl vet.)
NSAID. Injektion; finns även som tabletter. Allmänt och effektivt, t.ex. postoperativt, vid
lindrig eller måttlig smärta. Den analgetiska effekten av en behandling (5 ml/kg) en timme
före operation varar ca 4–6 timmar.
Flecknell m.fl. (1999) jämförde tre grupper råttor som alla genomgick en ganska enkel
operation: en osmotisk minipump placerades i buken via ett cemtimeterlångt snitt i flanken.
En grupp fick ingen postoperativ smärtlindring, en grupp fick karprofen i hallongelé (godis
för råttor) så de fick i sig 5 mg/kg kroppsvikt, och en fick en subkutan spruta karprofen.
Hos de råttor som inte fick någon analgesi sjönk vattenkonsumtionen med 40%, hos de
som fick det i maten sjönk den 13%, och hos dem som fick en injektion sjönk den inte alls.
Matkonsumtionen sjönk hos alla råttorna, men mycket mer i gelégruppen (47%) än i den
som fick analgesi s.c. (17%).
Försöket visar alltså:
♦
djuren påverkas även en skenbart enkel operation;
♦
att djuren börjar dricka som vanligt efter operationen är inget tecken på att de är
opåverkade av operationen, eftersom deras matkonsumtion sjunker även om de
fått en subkutan spruta karprofen. Behovet att dricka är så stort att det måste till
fredsställas trots postoperativa smärtor.
♦
s.c. injektion är effektivare än analgesi i maten (i maten krävs högre doser, skriver
författarna);
Ketoprofen (Romefen vet.)
NSAID. Injektion; finns även som tabletter. Allmänt och effektivt smärtlindrande, t.ex. postoperativt. Den analgetiska effekten av en behandling (5 ml/kg) en timme före operation varar
ca 4–6 timmar.
Vid det försök av Flecknell m.fl 1999 som beskrivs under karprofen testade man också
ketoprofen på samma sätt. Resultatet blev ungefär detsamma, utom att vattenkonsumtionen
sjönk med 22% i stället för 13% när råttorna fick analgesin via hallongele. I varje fall om man
ger det i maten tycks alltså ketoprofen vara mindre effektivt än karprofen.
Meloxikam (Metacam vet.)
NSAID. Injektion; finns även som suspension som blandas i fodret. Allmänt och effektivt
smärtlindrande, t.ex. postoperativt.
Morfin
Injektion. Rekommenderas för särskilt starka smärtor. Gade m.fl. (2000) rekommenderar ett
dosintervall på 2–3 timmar, 10 mg/kg, för både möss och råttor.
157
Lokalanestesi
Bupivakain (Marcain)
Bupivakain (Marcain) är ett effektivt och långtidsverkande lokalanestetikum; effekten varar ca
10–12 timmar. Injiceras.
EMLA-kräm
EMLA-kräm (med lika delar lidokain och prilokain som aktiva substanser) är avsedd för
ytanestesi vid nålstick och ytliga kirurgiska ingrepp. Den appliceras under förband en timme
före själva åtgärden, och behåller sin analgetiska effekt ytterligare någon timme sedan den
avlägsnats.
Flecknell m.fl. (1990) provade EMLA-kräm vid venpunktion på hundar och katter (cefalvenen), kaniner (öronvenen) och råttor (svansvenen) och mätte skillnaden mot samma
provtagning på obehandlade djur med hjälp av ett smärtbedömningstest. På katterna, Beaglarna och kaninerna var den smärtstillande effekten mycket effektiv och tydlig avläsbar i
skillnader i djurens beteende. Med råttor var det en annan sak. De reagerade starkt, med både
ljud och beteende, mot den fixering som var nödvändig både då kräm och bandage skulle appliceras och tas bort. Detta gjorde det omöjligt att konstatera någon positiv effekt av krämen
på råttor.
Flecknell m.fl. har också använt krämen utan skyddsbandage då de tatuerat katter i
öronen och vid venpunktion på marsvin. I båda fallen gav krämen en fullständig smärtfrihet i
huden efter ca 30–60 minuter.
Lidokain (Xylocain)
Lidokain (Xylocain) är det klassiska, svenskuppfunna lokalbedövningsmedlet. På människor
varar det ca en timme. Som spray och gel är det ineffektivt på intakt (djur)hud (Flecknell
m.fl. 1990).
Tetrakain
Används i ögondroppar efter ögonoperationer i både människor och djur.
158
lugnande medel
FASS
Några preparat
Allmänt namn
QN05A
N05B A01
N05C D08
N02A B
Fenylpiperinderivat
Aktiv ingrediens
Handelsnamn
amperozid
diazepam
medetomidin
xylazin
midazolam
midazolam
pepidin
Hogpax
Diazepam
Domitor
Rompun
Dormicum
Midazolam
Pepidin
Aktiv ingrediens
(Generiskt namn)
Handelsnamn
(Preparatnamn)
anestetika
Allmänanestetika
FASS
Inhalering
Allmänt namn
N01A
Halogenerade kolväten
och etrar
Injektion
FASS
Allmänt namn
halotan
enfluran
isofluran
isofluran
desfluran
sevofluran
kloralhydrat
Fluothane
Efrane
Forene
Isofluran
Suprane
Sevorane
Aktiv ingrediens
(Generiskt namn)
Handelsnamn
(Preparatnamn)
N01A F
N01A F
metohexital
pentobarbital
pentobarbital
pentobarbital
tiopental
Brietal
barbiturater/syraderivat
catboxylated imidazole
N01A H
opioidanestetika
(Q)N01A X (Dissociatives)
N01A X
(Alkylphenol)
QN01A X
Mebumal
Nembutal
Pentothal Natrium
etomidate
fentanyl
Fentanyl
ketamin
Ketalar
propofol
Diprivan
propofol
Rapinovet.
tribromoetanol Avertin
159
Lokalanestetika
FASS
Allmänt namn
Aktiv ingrediens
N01B B
amider
bupivakain
(Q)N01B B amider
lidokain
S01H A
Tetrakain
Handelsnamn
Marcain
Xylocain
Tetrakain ögondr.
ANALGETIKA
Opioider
160
FASS
Allmänt namn
Aktiv ingrediens
N02A A
N02A B
N02A E
Nat.opiumalkal., opioider
Fenylpiperinderivat
pepidin
Oripavinderivat
buprenorfin
Handelsnamn
morfin
Morfin
Pepidin
Temgesic
7 . Lidande och avlivning
7
Lidande och avlivning
Hur ser man hur djuren mår?
Although small animals in particular may experience pain without outward signs of distress, the most likely explanation for our apparent under-use of analgesics in rodents is
that the behavioural markers are overlooked.
(Roughan och Flecknell 2003)
Av flera orsaker kräver regelverket man kan bedöma graden av djurets lidande:
1. Man ska göra en totalbedömning av de påfrestningar djuret kommer att utsättas för
och ange resultatet enligt en tregradiga skala.
2. Om djuret har smärtor ska man ge smärtlindring eller avliva djuret.
3. Man ska definiera en avbrytningspunkt, d.v.s. kriterier som anger att djurets lidande
inte är acceptabla varför det ska tas ur försöket och avlivas.
Det finns en rad yttre tecken man kan använda för att bilda sig en uppfattning om djurets
situation. Ett problem är att välja ut vilka symptom som är relevanta för just det aktuella
försöket; lidande i samband med benbrott, bukhinneinflammation och artrit visar sig ju inte
på exakt samma sätt. Ett annat är att kriteriet självt kan påverkas då man mäter det: blir ett
djur stressat då man t.ex. ska ta temperaturen på det kan denna gå upp och alltså bli missvisande. Ett tredje är att alla symptom kanske inte går att definiera och kvantifiera i en skala,
fast en erfaren djurvårdare ”känner” att djuret inte mår bra. Ett etiskt problem är hur man ska
hantera lidande som är övergående, t.ex. artit som tillfälligt går tillbaka av sig själv efter ett
skov.
Om allt detta har man fört omfattande diskussioner, och helst vill man då hitta objektivt mätbara kriterier och inte bara bygga på mer suddiga iakttagelser (som t.ex. ”minskad
rörlighet”). Olika forskare har pekat på olika symptom som enligt deras uppfattning är de
mest informativa och kritiserat dem som förts fram av andra. I många fall beror sådana skilda
bedömningar på att olka sjukdomsmodeller resulterar i olika slags symptom.
Andra har fört samman olika kriterier till en systematisk beskrivningsmodell, en s.k.
bedömningsmall (score sheet). Även sådana bör utformas på ett sätt som är adekvat för sjuk161
domsmodellen och för det enskilda djuret.
Det bästa vore förstås om man kunde se dessa förändringar så tidigt som möjligt, helst redan
innan djuret kände av problemen. Här har man gå till väga på två sätt.
♦
♦
Se hur djuret beter sig. Här gäller det att försöka skärpa våra iakttagelser av djurens
beteende så vi märker förändringar som annars skulle undgått oss.
Vi kan objektivt mäta fysiologiska förändringar hos djuren som varningssignaler
innan djurens välbefinnande påverkats.
Båda metoderna har sina problem.
Se hur djuret beter sig
I ansökningarna säger man ofta att man ska iaktta djuren och vidta olika åtgärder om de beter
sig ovanligt.
Men med hjälp av beteendet kan man bara läsa av förändringar hos djuret först efter det
att det redan drabbats av smärtan. (Naturligtvis finns det också förändringar i förhållande till
djurens naturliga beteende som inte är förknippade med smärta eller lidande.)
Förändringarna hos djuren har naturligtvis inte börjat först när vi ser något onormalt i
deras beteende eller utseende. Djuret kan ha smärtor och lida utan vi lägger märket till något
ovanligt under de tidiga stadierna.
Här finns det dessutom stora skillnader både mellan djurslag och mellan olika iakttagare.
Om ett djur rör sig mindre än normalt är detta lättare att se om det gäller en mus än t.ex. en
kanin i en ensambur, och en tränad iakttagare ser naturligtvis mer än en outbildad. Det är
därför nödvändigt med systematiska iakttagelser under genomtänkta förutsättningar.
Att klassificera smärta: myten om den säkra bedömningen
Man hör ofta påståendet att personalen kan bedöma om ett djur lider eller inte. (Nästa steg i
resonemanget, uttalat eller ej, kan vara: ...därför räcker det med några allmänna termer som
avbrytningspunkt.)
Det finns minst fem fel med ett sådant påstående:
✔
162
Ett djur som är aktivt på natten – som t.ex. råttor och möss – visar inte upp sin
fulla beteenderepertoar under kontorstid.
Exempel: man ville veta om i.p.-injektioner av Freuds kompletta adjuvans
(FCA) orsakade lidande. Som kriterium använde man djurens rörelsemönster, som
man undersökte på ett objektivt sätt med hjälp av infraröda ljusstrålar (som bröts då
djuret rörde sig). Resultatet var att djuren visade ett normalt beteende, och slutsat
sen skulle blivit att FCA inte hade några obehagliga effekter.
Dessa iakttagelser gjordes emellertid under dagtid. Det visade sig att rörelse
mönstret nattetid – djurens normala aktivitetsperiod – var påtagligt hämmat på
ett sätt som tydligen orsakades av lidande och som dessutom var dosberoende: ju
större dos, desto mer stört beteende. (Jansen van’t Land och Hendriksen 1995)
Felet är alltså att smågnagare och kaniner är nattdjur och därmed inte har så
mycket beteende att visa upp under dagen. Scott & Hollands (1994) gav råttor
injektioner med aktiverande resp. lugnande preparat och videofilmade dem sedan
med hjälp av infrarött ljus ett dygn i sträck. Effekten var påtaglig och dosrelaterad:
ju mer lugnande medel, desto mindre aktivitet och tvärtom. Men dessa skillnader
kom fram nattetid; 90 % av råttornas spontana aktiviteter ägde rum under den
mörka dygnsfasen. Slutsatser som endast baseras på iakttagelser under kontorstid
är alltså inte representativa.
✔
Bytesdjur som t.ex. möss, råttor och kaniner döljer i det längsta att de har problem,
och särskilt om en människa är närvarande i djurrummet försöker en mus dölja alla
tecken på smärta (Schaefer m.fl. 2010).
✔
Beteendeförändringar kan vara svåra att konstatera vid vanlig besiktning
(oberoende av när på dygnet de äger rum), men kan ändå vara möjliga att kon
statera med bättre analysmetoder än att man tittar på djuren.
Två exempel: H. van Herck har i undersökningar av råttors reaktioner på orbital
punktion (under etersövning) inte kunnat se att denna provtagningsmetod orsakat
någon skillnad råttornas beteende jämfört med kontrollgruppen som enbart sövts
utan operation. (Han har dock själv föreslagit att detta kan bero på att eventuella
reaktioner på orbitalpunktionen maskeras av den stress som etersövningen medför.)
Då han sedan mätte råttornas beteende med LABORAS visade det sig emellertid att
råttor som utsatts för orbitalpunktion visade ett ännu mer stört beteende än de som
enbart sövts med eter. Stressen av orbitalpunktionen slog igenom etersövningen
ännu 24 timmar efter ingreppet, men detta hade man inte märkt vid enbart besikt
ning. (Herck 2000)
Då man skulle undersöka hur två råttstammar reagerade på olika sätt att ge
postoperativ smärtlindring med buprenorfin visade det sig att man inte kunde
bedöma skillnader i råttornas smärtupplevelser utifrån deras beteende, eftersom
man helt enkelt knappast såg några skillnader alls. Men dessa skillnader framträdde
tydligt när man i stället tittade på de olika gruppernas viktkurvor. ”Experimenten
visar tydligt att observationer av beteenden var värdelösa när det gällde att avgöra
smärta eller lidande i detta försök”, fastslog man (Jablonski m.fl. 2001. Försöket
beskrevs närmare i avsnittet om buprenofin i kap. 6).
Även utan sådana tekniska hjälpmedel kan valet av metod då man iakttar djuret
spela en stor roll. I ett försök (Clausing m.fl. 1994) iakttog man möss som utsatts
för en relativt oskyldig behandling (i.p.-injektion av 0,9% saltlösning i olika voly
mer: 12, 25 och 50 ml/kg kroppsvikt). Därefter iakttog man dem noga i femminut
ersperioder dels omedelbart före, dels efter en halvtimme, 1 1/2 timme och 3 1/2
timme efter injektionen. Man noterade noga beteenden som rörelsemönster, put
sande m.m., men märkte inganting som tydde på att djuren skulle vara påverkade
av injektionerna. Det gjorde man inte heller då man studerade de djur som fått den
största dosen kontinuerligt under en halvtimme omedelbart efter injektionerna. I
protokollet noterade man därför att djuren inte var påverkade av injektionerna.
Då man delade upp denna halvtimme i tiominutersperioder som beskrevs sepa
rat upptäckte man emellertid förändringar i beteendet som tydde på att att djuren
var klart negativt påverkade av injektionerna.
Ett sätt att se hur mycket en viss åtgärd påverkat djuret är ”Disturbance Index”
(DI). I denna noterar man hur djuret beteende under en längre tid i en ny miljö
(Barclay m.fl. 1988). Då man i studien 1994 jämförde resultatet av DI-mätning
efter injektioner med resultatet av de olika iakttagelserna under fem minuter blev
163
resultatet likartat: DI visade att djurens beteende var stört efter injektionerna, vilket
de kortare iakttagelserna missade. Med andra ord: även systematiska och uppre
pade iakttagelser efter ett beskrivningsschema kan vara opålitliga.
Att bedöma hur allvarliga olika ingrepp är för djuren är (som Barclay kon
staterar) ”a sophisticated task”, och för att få en pålitlig bild av djurs lidande och
smärta krävs det att man använder en rad olika metoder som kompletterar varandra.
Rapporten ”The assessment and control of the severity of scientific procedures on
laboratory animals” fastslår att akut smärta och lidande kan orsaka beteendeförän
dringar som man kan konstatera genom direktobservation, även om bedömningen
är subjektiv och påverkas av observatorens kunskaper,erfarenhet och attityd. Gäller
det kronisk smärta och lidande, liksom förhållanden som påverkar specifika bi
ologiska system, kanske detta endast visar sig i subtila förändringar som bara kan
påvisas i tester. Man drar slutsatsen att kliniska undrsökningar ska kompletteras
med specifika tester som är konstruerade så att de kan upptäcka dysfunktioner i
biologiska system eller beteenderepertiaren (1990, 109).
✔
Olika iakttagare kan skilja sig mycket starkt både vad observationsförmåga och
tolkning beträffar.
Exempel:
(a) I december 2000 var prof. Paul Flecknell i Lund för att ge en tvådagarskurs
i försöksdjursanestesi. (Flecknell är den internationellt mest aktade auktoriteten på
försöksdjurs lidande och hur det lindras, författare till det överallt använda stan
dardverket Laboratory animal anaesthesia.) Under kursen visade prof Flecknell
bl.a. en serie filmupptagningar av olika lab.djur efter olika åtgärder, och de ca 150
närvarande försöksdjurteknikerna fick bedöma djurens lidande.
Sammanställningen av svaren visade en förbluffande variation. Samma lidande
bedömdes av vissa vara mycket lågt och av andra mycket högt. Förhoppningsvis
kunde flera av dessa bedömare göra en generellt god bedömning av djurens situa
tion. Men den stora spridningen gör det naturligtvis närmast omöjligt att lita på ett
en bedömning i ett visst fall är korrekt.
(b) I en amerikansk undersökning lät man hundar med olika grad av lidande
bedömas av olika grupper veterinärer. Dessa använde tre olika bedömningsskalor
(beskrivning/karakterisering, poängsättning, och visuell analog skala). Resultatet
var att det fanns signifikanta skillnader mellan bedömarna vilken skala de än an
vände. (Holton m.fl. 1998.)
Sjuk mus med insjunkna ögon, piloerektion, kutryggig ställning
164
(c) I en svensk undersökning lät man ett sextiotal veterinärer och
djursjukvårdare se filmupptagningar av djur med uppgiften att klassificera deras li
dande. Resultatet var oroväckande: Trots att bedömarna ”bestod av mycket erfaren
veterinärmedicinsk personal, varierade bedömningarna ibland kraftigt”, i värsta fall
från ”noll” till ”maximal smärta” för samma fall (Beck-Friis 2001: 92 f).
✔
Till detta kommer att då vissa tecken ska användas som kriterium på avbrytnings
punkt (t.ex. ”minskad rörlighet”, ”spasmer” m.m.) kan dessa ord tolkas på olika sätt
av olika bedömare.
Exempel: i en mycket omfattande undersökning visade det sig t.ex. att vid ett
visst toxicitetstest noterade ett visst laboratorium ”minskad rörlighet” hos 73% av
de råttor som dog av försöket, medan ett annat tyckte sig se samma sak hos endast
22% (Schlede m.fl. 2000).
Till detta kommer också andra problem när man ska bedöma smärta. Även inom samma
djurslag kan både stammar och individer skilja sig i smärtkänslighet och smärtbeteende. Dessutom måste man veta vilka symptom man ska vara särskilt uppmärksam på. Smärtor i olika
organ kan yttra sig i olika beteenden, så standardiserade bedömningsnodeller med ett fåtal
kriterier kan därför göra mer skada än nytta.
För att effektivisera och standardisera bedömningen har man gjort olika försök att samla
aspekter av djurets beteende till s.k. bedömningsscheman (score sheets; se nedan). Med deras
hjälp kan man dessutom föra in en tidsdimension i beskrivningen, så man snabbt kan få en
överblick över hur djurets situatiuon förändrats öven en tidsperiod.
Sådana bedömningsscheman blir dock inte pålitligare än bedömningarna av de enskilda
aspekter de består av. Beynen m.fl. gav möss och råttor mat med bl.a. höga kolesterolvärden
för att ge dem leverförstoring och gallsten (det senare gäller endast mössen; råttor har ingen
gallblåsa och kan alltså inte få gallsten). Tre veterinärer fick, oberoende av varandra, bedöma
djuren ur nio olika synpunkter för att avgöra om de led eller inte.
För mössens del (Beynen m.fl. 1987) var de nio parametrarna:
(1) Allmänt beteende (undersöka omgivningen, stå upp, vädra, putsa sig)
(2) Kroppshållning (kutryggighet, omotiverade rörelser)
(3) Päls (inte putsa sig, piloerektion, håravfall)
(4) Ögon (utstående eller insjunkna)
(5) Flytningar från ögon eller nos
(6) Ren eller nedsölad analöppning
(7) Svans (bör inte vara glanslös, torr, fjällig)
(8) Tassar och öron (blåtoning tyder på störd cirkulation, d.v.s. cyanos)
(9) Palpation av högra delen av buken under revbenen (hypokondriet)
Av dessa gav 1 (allmänt beteende), 3 (päls), 4 (ögon), 5 (flytningar), 6 (analöppning) , 7
(svans) och 8 (tassar och öron) inget utslag beträffande skillnader mellan försöksgrupp och
kontrollgrupp. De var alltså otjänliga som kriterier för att bedöma eventuellt lidande i detta
fall. De enda skillnaderna var att mössen med gallsten tenderade att vara mer kutryggiga än
kontrollerna, och framför allt att de ofta pep mer och hade påtagliga muskelsammandragningar (p.g.a. smärta) då man kände på deras mellangärde.
165
För råttorna (Beynen m.fl. 1988) användes en liknande uppsättning bedömningskriterier:
(1) Kroppshållning (kutryggighet, omotiverade rörelser)
(2) Päls (inte putsa sig, piloerektion, håravfall)
(3) Ögon (utstående eller insjunkna)
(4) Flytningar från ögon eller nos
(5) Ren eller nedsölad analöppning
(6) Svans (bör inte vara glanslös, torr, fjällig)
(7) Tassar och öron (blåtoning tyder på störd cirkulation )
(8) Nos, tassar och öron (gulfärgning tyder på ansamling av gallfärgämnen i blodet)
(9) Palpation av högra delen av buken under revbenen (hypokondriet)
Här var det enbart nr 9, palpationen, som gav utslag.
I båda undersökningarna var det dessutom en påtaglig variation mellan de tre bedömarna.
Dessa studier visar de stora riskerna med att förlita sig på fasta bedömningsmodeller. Kritiken drabbar både Mortons m.fl. bedömningsscheman och t.ex. den s.k. KI-mallen (bilaga
7), som om de tillämpas alltför mekaniskt kan riskera att orsaka djuren stort lidande. Men
även detaljerade och nyanserade bedömningsscheman måste kombineras med kriterier som är
adekvata för det aktuella försöket för att vara av värde.
Ett grundproblem med denna typ av kriterier är dessutom att de (i bästa fall) konstaterar ett lidande hos
djuret sedan detta redan funnits en tid och kanske orsakat duren svåra plågor. Ambitonen måste i stället vara
att förutse lidandet så man kan vidta åtgärder (och ev. ta djuret ur försöket) innan lidandet börjat. Om detta,
se nedan om kriterier för avbrytningspunkt.
Då de båda undersökningarna presenterades vid ett symposium 1988 (Beynen m.fl. 1989,
som kort sammanfattar de båda studierna) påpekade en veterinär under den följande diskussionen att det fordras en avsevärd skicklighet att palpera en mus, eftersom dess lever är mindre än människans fingertopp (Beynen m.fl. 1989, s. 70). Möjligen skulle detta innebära att
även denna parameter riskerade att missa några av de sjuka mössen.
Till dessa svårigheter att fastställa ett eventuellt lidande kommer den kultur eller tradition
som råder på det enskilda laboratoriet. Rowan m.fl. (1998) jämförde klassificeringen av
djurförsök i det amerikanska, femdelade graderingssystemets ”svåraste” kategori från ett antal
amerikanska stater. Trots att klassificeringen (i likhet med den nuvarande svenska) byggde
på definitioner av smärtklasser med exemplifieringar, fanns det mycket stora skillnader såväl
mellan stater som mellan klassificeringsår i samma stat utan att detta kunde förklaras med
skillnader i försökens karaktär. Slutsatsen var att det tydligen fanns stora skillnader i praxis
beträffande hur ett visst försök skulle klassificeras.
Det finns många konkreta exempel på svårigheterna att bedöma ett djurs lidande. Hundar,
t.ex., kan ha avancerad cancer utan att deras ägare märker något speciellt ändrat beteende,
även om motsvarande cancer skulle vara smärtsam för en människa. Det som så småningom
får dem att söka veterinär är att de upptäckt en svulst som inte försvinner. Om hunden därefter får någon form av analgesi märker ägarna däremot en förändring i hundens beteende
som tyder på att den mår bättre (Baumans m.fl. 1994).
166
Hur känner man igen smärta hos ett djur?
Flecknell (1984:156) ger några allmänna erfarenheter av djur som har smärtor:
De är ovanligt inaktiva; ibland sitter de alldeles stilla. Om de förflyttar sig har de ofta en
onaturlig kroppshållning, och försöker man röra dem kan de bli aggressiva på ett okarakteristiskt sätt. Ibland kan de bli egendomligt rastlösa: växlar oupphörligt mellan att ligga ned och
gå upp, eller också rör det sig rastlöst hit och dit i buren. De äter och dricker onaturligt lite,
och kan ge ifrån sig ljud som låter annorlunda än de vanliga. Musklerna i buk och rygg drar
ihop sig, så djuret får ett annat utseende än annars.
Djur som visar sådana tecken kan ha hunnit bli mycket sjuka och borde troligen ha tagits
ur försöket på ett tidigare stadium. Man bör i stället vara uppmärksam på mer subtila tecken,
specifika för de olika sjukdomsmodellerna.
Ett tecken på smärta som sällan berörts i de vanliga bedömningsschemata är när djuren
ihärdigt krafsar eller kliar på det onda stället. Kupers m.fl. (1992) band om ischiasnerven på
råttor, dels med resorberande, dels med icke-resorberande ligaturer. Efter operationen kliade
råttorna intensivt på den opererade (högra) sidan, typiskt med en vibrerande rörelse i luften
med baktassen. Gav man råttorna morfin minskade detta beteende, vilket visar att det utlöstes av smärtan i nerven. (Råttornas sätt att förflytta sig var dessutom stört under hela den
fyra månader långa observationsperioden hos dem med icke-resorberande suturer, men bara
under en månad hos dem med resorberande suturer.)
Det finns en del kommersiellt tillgängliga (men dyra) handledningar i smärtbedömning
på DVD. En grundorientering ligger dock ute gratis på nätet: ”An introduction to Recognising Post-Operative Pain in Animals” (http://www.ahwla.org.uk/)
Som kriterier på lidande – och ofta som avbrytningspunkt – använder ansökningar till
de djurförsöksetiska nämnderna ofta formuleringar som ”stillasittande”, ”ovårdad päls”,
”viktnedgång” (med för olika försöksledare starkt varierande procenttal) o.s.v. Sådana kriterier
återkommer, mer eller mindre nyanserade, i bedömningsscheman som Mortons Score sheet
och K.I.-mallen (se nedan).
Men sådana schablonuttryck kan medföra at maskorna i bedömningsnätet blir alltför
grova, och att bedömaren inte observerar otvetydiga med kanske subtila tecken på lidande.
Johnny Roughan och Paul Flecknell vid universitet i Newcastle videofilmade, kodade och
analyserade 150 olika slags beteenden hos råttor med olika grader av lidande efter bukoperationer. Därmed upptäckte man tecken på smärta som man tidigare inte känt till: vissa typer
av ryckningar i ryggen och sidan, ett slags vridande rörelser i sidan, en snabbt övergående tendens att falla fast djuret omedelbart återvinner balansen igen, och ett sätt att skjuta rygg som
är typiskt just för buksmärtor (Roughan & Flecknell 2001; Roughan 2002). Att tecken som
dessa undgår även erfarna djursköttare och veterinärer förklarar en del av den stora spridning
i bedömningen av djurs lidande som nämnts ovan.
Omsorgsfulla studier som denna bidrar alltså till vårt kunskap om råttors smärtbeteende
(även om denna kunskap inte är särskilt spridd, särskilt inte i vårt land). Forskarna har också i
viss mån studeratäven andra djursolag, men vi vet inte säkert i vilken utsträckning tecken som
dessa också gäller möss, kaniner, marsvin o.s.v. Jämförelser mellan Fisher och Wistarråttor har
dock visat att tecknen åtminstone inte är specifika för en viss råttstam.
Den fundamentala lärdomen av detta är att man inte ska begränsa sina iakttagelser till
det fåtal aspekter av beteendet man av tradition brukar nämna som exempelvis avbrytningskriterier.
167
Lika lätt som man missar tecken på lidande, kan man misstolka andra beteenden som tecken
på välbefinnande eller åtminstone smärtfrihet. Att djuret börjar äta och dricka (för neonataler: dia) efter t.ex. en operation kan vara yttringen av en basal, livsviktig drift som måste
tillfredsställas även om det är påfrestande för djuret. Detta gäller t.ex. möss och råttor, som
har snabb ämnesomsättning och (vilket särskilt gäller möss) måste äta och dricka ofta. En katt
som har smärtor kan ändå spinna; positiva responser är inte uteslutna även om djuret samtidigt lider ( Baumans m.fl. 1994).
(Det är emellertid dessvärre att vanligt påstående i ansökningar om etisk prövning att
djuren mår bra efter t.ex. en operation, eftersom de snart är uppe och äter och dricker.)
Ytliga tecken kan alltså lätt misstolkas, och det finns ett stort behov av kontrollerade,
precisa metoder för bedömning av
smärta och lidande – adekvata för
djurslag, djurstam och sjukdomasmodell. Nedan följer några kriterier
och metoder för att bedöma smärta
och annat lidande. Se också avsnitten om avbrytningspunkt nedan.
Mätningar
Att mäta smärta direkt är dessvärre
omöjligt. Vi kan mäta ”smärtimpulsers” styrka och hastighet, d.v.s.
Den här musen har en mycket ovårdad och missfärgad päls. Den är
olika aspekter av nociceptiva retninavmagrad och skjuter rygg av smärta. Men den följer sin livsinstinkt:
gar (kap 5) och hur signalen löper in
att äta.
i hjärnstam och mellanhjärna. Men
hur detta upplevs av individen är en annan sak. Här är vi, konstaterar t.ex. Loeffler (1994),
inne på den subjektiva sinnespsykologins område, och då är det inte längre möjligt att göra
några naturvetenskapligt precisa konstateranden.
I stället, förklarar Loeffler, måste man studera djurets beteende (d.v.s.: avvikelser från dess
normala beteende) för att bilda sig en uppfattning om smärtans intensitet. Han betonar att
man måste känna till både artens och helst också individen väl för att kunna tolka dess artspecifika och individuella beteende korrekt, och referar ett antal exempel på beteenden som är
tecken på smärta.
Samtidigt finns det dock lidande av annat slag än smärta, och där alltså inga smärtreceptorer är inblandade. Här är alltså inte ens elektrofysiologiska mätningar av nervimpulser av
något värde. Däremot kan man t.ex. försöka mäta olika slag av stresshormoner. Problemet är
bara hur man ska göra det utan att djuret stressas av själva mätningen.
Men trots allt finns det flera olika aspekter man kan mäta objektivt, och som sedan – om
man bedömer dem rätt – kan ge en uppfattning om djurets lidande.
Mat
Smågnagare som försöksdjur utfodras vanligen ”ad.lib.”, d.v.s. ad libitum; de har fri tillgång
till mat och vatten och får äta så mycket de vill. Detta beror inte på att detta är hälsosammast
168
för djuren, tvärtom. Labdjuren är under normala förhållanden påtagligt överviktiga, och djur
som hålls på en begränsad diet lever i snitt ca 50% längre än om de har fri tillgång till foder.
Orsaken till den generösa mattilldelningen är sannolikt ekonomisk: det är billigare att inte
behöva kontrollera fodertilldelningen hela tiden.
Som ett kriterium på avbrytning, eller att djuret lider, anges ibland ”minskat matintag”.
Det finns flera problem med detta.
♦
♦
♦
♦
♦
Djuren förvaras oftast i grupp. Frågan hur man ska avgöra ett enskilt djurs matintag
blir oftast obesvarad.
De smågnagare det oftast är fråga om äter huvudsakligen på natten (råttor, t.ex, äter
70–85 % av sin föda då), när ingen observerar dem.
Matintag och fysisk aktivitet är inte pålitliga indikatorer på smärta, eftersom de
hämmas resp. stimuleras av opioider (Flecknell och Liles 1991; fr.a. Liles och
Flecknell 1992a). Detta är ett av problemen med buprenorfin (Temgesic), till exem
pel.
Matintaget skiljer sig mycket starkt mellan olika individer. En studie konstaterade
att det hos vuxna Sprague-Dawleyråttor (hanar) kunde variera från 21 till 32 g/dag,
och kroppsvikten hos genetiskt identiska B6C3F1-möss varierade från 30 till 48
gram (Tooth och Gardiner 2000; tydligen p.g.a. individuella matvanor). Dessutom
finns det många faktorer utöver metabolismens krav som styr matintaget: matens
smak, yttertemperatur, sociala förhållanden m.m.
För att kontrollera matintaget individuellt måste djuren hållas isolerade, helst i en
metabolismbur för att hindra dem att äta sin avföring. Både isolering och metabo
lismbur är dock stressande för djuren, och kräver goda motiveringar för att kunna
accepteras.
Det faktum att djuren äter, t.ex. sedan det vaknat upp efter en operation, behöver inte vara
ett tecken på att de inte känner smärta. Sådana påståenden är emellertid vanliga i ansökningarna.
En mus med dess snabba metabolism måste äta ofta för att inte dö, även om den är sjuk
och har smärtor. Ett större djur kan ha råd att avstå från mat i samma situation. (t.ex. Flecknell i Baumans 1994?).
Samma sak gäller även andra smågnagare. I ett smärtexperiment lät man råttor gå igenom
en levertransplantation utan någon som helst smärtlindring. De fick dessutom sina inälvor
manipulerade för att säkerställa att de hade ordentliga smärtor sedan de vaknat ur narkosen.
Under veckan efter operationen hade de också förlorat ca 10% i vikt (de var inte tillbaka på
normalvärde förrän efter ca två veckor), och deras aktivitet var naturligtvis påtagligt minskad. De var emellertid uppe och åt redan 30 minuter efter uppvaknandet, vilket gällde även
de grupper som fick mat med en starkt syrlig lukt som de senare utvecklade en aversion mot
(Jablonski och Howden 2002.)
Även stora djur kan börja äta omedelbart i en motsvarande situation. Exempelvis kan
hästar, som genomgått en mycket smärtsam kastration, börja äta omedelbart (Benson i Baumans m.fl 1994).
Det kan också vara så att vissa preparat, exempelvis en del smärtstillande medel, i sig stimulerar djurens aptit utan att denna effekt nödvändigtvis är tecken på smärtlindring (Baumans
m.fl. 1994).
169
Vikt
Ofta pekar forskarna på att djuren mår bra, eftersom man väger dem regelbundet och det inte
finns några tecken på viktnedgång efter t.ex. olika ingrepp eller annan behandling.
Ferber m.fl. 1999 illustrerar det missvisande i denna slutsats. I hans studium av hur en
rad olika adjuvanser påverkade möss kunde man inte se något anmärkningsvärt i viktkurvan
för varje enskild mus. Om man däremot tittade på hur kurvan för genomsnittsvikten för hela
den grupp djur som testades för en viss adjuvans/antigenkombination såg man en påtaglig
nedgång i viktkurvan efter varje injektion – minst efter den första boosterinjektionen, större
efter den andra, störst efter den första (grund)injektionen.
Problemet är att det enskilda djurets viktminskning vid dessa tre tillfällen försvinner i
djurets individuella, naturliga viktvariationer från den ena dagen till den andra. Ritar man en
kurva över alla djurens genomsnittliga viktvariationer syns det emellertid tydligt.
Det finns f.ö. två principiella problem med att använda en stigande viktkurva som värdemätare på djurets välbefinnande (Jansen och Hendriksen 1995):
♦
♦
Även om en avbruten viktökning eller en viktminskning tyder på att djuret har pro
blem, är det ingenting som säger att djurets välbefinnande är tillfredsställande bara
därför att viktkurvan ökar igen.
Viktkurvan kan inte användas som indikator på välbefinnande i sådana fall där den
påverkas av andra faktorer som exempelvis tumörtillväxt eller ascitesproduktion.
Telemetri
Ett effektivt sätt att objektivt mäta djurens tillstånd är med hjälp av telemetri. Det bygger
på att man opererar in en liten kombinerad mätare och sändare, inte mycket större än filtret
på en cigarett, i djuret. Den sänder sedan signaler som informerar om t.ex. blodtryck. puls,
temperatur m.m. (Kramer m.fl. 2000; Kramer m.fl. 2001) Denna teknik har flera fördelar ur
djurskyddsynpunkt:
Den tillåter djuret röra sig fritt, utan att hämmas av katetrar eller yttre mätinstrument.
Vid exempelvis toxikologiska studier får man lätt en bra uppfattning om djurets hälsotillstånd. Ett konkret exempel är att djuren inte behöver bli allt sjukare för att sedan i bästa fall
hinna avlivas innan det ändå dör i sviterna efter den förgiftning som försöket vill undersöka.
Döden som slutpunkt är nu onödigare än någonsin.
Fördelen ur vetenskaplig synpunkt är att man slipper hantera och behandla (ev. söva,
o.s.v.) djuren på olika sätt för att få mätresultat. Sådan hantering kan påverka fysiologiska
funktioner, orsaka stora variationer i försöksresultaten, och i sista hand orsaka felaktiga slutsatser, påpekar Kramer m.fl. (2001). (Denna rapport slutar med att till fullo stödja uttalandet
”Telemetry is the truth!”)
Metoden har emellertid också nackdelar:
Den kräver ett smärre operativt ingrepp, vilket är påfrestande för djuren.
Mortaliteten hos djuren ökar. I en undersökning där man jämförde två i övrigt identiska
grupper möss som man gett en svår infektion var dödligheten 95% i gruppen med transpondrar men 70% i gruppen utan. Obduktionerna antydde att detta kunde bero på blodförgiftning som stimulerats av den inopererade transpondern, men den extra hanteringen av djuren
och påfrestningarna i samband med operationen kunde också spela in (Warn m.fl. 2003).
170
Eftersom alla sändare normalt använder samma frekvens kan man normalt inte ha flera
djur med telemetriutrustning i samma bur (såvida man inte utifrån kan slå av och på enskilda
sändare och göra avläsningar av individuella djur vid olika tidpunkter). Däremot kan man
naturligtvis låta djur med sådan utrustning leva tillsammans med andra djur i en normal,
social grupp. Att isolera djur med telemetriutrustning är onödigt och förkastligt (se Morton
2004, nedan).
Detaljerade råd om hur man ska använda telemetri för att hålla antalet djur litet som
möjligt och orsaka dem minsta möjliga lidande finns i rapporten Morton m.fl. 2003 och
2004. Del A tar bl.a. upp försöksdesign, val av utrustning, hur och var apparaturen ska placeras, kirurgi, återanvändning av djur, hur apparaturen avlägsnas och djurens återanpassning,
telemetri och vilda djur, vetenskaplig redovisning, och hur man följer den tekniska utvecklingen. Del B behandlar själva djurhållningen och diskuterar bl.a. grupphållning, hur man
väljer individuella försöksdjur och skapar lämpliga, stabila grupper, hur djuren återanpassas efter undersökningens slut, och långtidsundersökningar. (Beträffande den sista punkten
menar gruppen att man – i konflikten mellan människans önskemål om långa studieperioder
och djurens intressen – måste beakta djurens behov att få återgå från den telemetriska undersökningssituationen till ett (relativt sett) mer humant liv där det har större möjligheter
att utöva sina normala beteenden. Man får heller aldrig försöka minska antalet använda djur
genom att använda ett litet antal djur under långa tidsperioder, om detta orsakar lidande som
t.ex. beteendeproblem. Rapporten betonar också starkt att det absolut inte finns någon anledning att isolera djur i telemetristudier eller att inte låta dem leva i en stimulerande miljö.”
”Stresshormon”
Ett vanligt sätt att försöka mäta stress hos laboratoriedjur är att undersöka mängden av vissa
typer av hormoner som utsöndras av binjurebarken, s.k. kortikosteroider. Ju större sådan
utsöndring, desto större stress. Detta kan ibland vara ett värdefullt tecken på djurets tillstånd,
men det finns många felkällor, t.ex.:
(1) Dessa hormonnivåers basvärden kan variera med t.ex. dygnsrytmen, och det finns
också stora individuella variationer.
(2) Stresshormoner utsöndras även av de mest angenäma orsaker (lek, kopulation m.m.).
(3) Det är ju blodprov man analyserar, och det kan vara svårt att ta sådana utan att djuret
bli stressat av själva hanteringen och provtagningen.
(4) Hormoner av olika typer kan ta mycket olika tid på sig att reagera på en störning
(stressor): vissa responser kan komma sekundsnabbt, medan andra som kräver mer komplicerade omvandlingsprocesser kan ta upp till två dygn på sig för att synas, och då har kanske
själva stressorn försvunnit för länge sedan.
(5) Hormonnivåerna skiljer inte alltid mellan akut och kronisk stress. Glukokortikoider
som t.ex. kortisol är ofta bra indikatorer på akut stress, men vid kronisk stress sjunker de efter
högst några timmar ner till normalvärden fast djuret fortsätter att vara stressat (Pihl och Hau
2003). Att immunoglobulin A (IgA)-nivån sjunker kan däremot vara ett tecken på kronisk
stress (IgA-nivån sjunker också hos studemter under tentamensperioderna; Skandakumar
m.fl. 1995). Vid en undersökning av stress hos hundar visade det sig att de som hade sjunk
ande IgA-värden i saliven också visade beteendemässiga tecken på stress (Skandakumar m.fl.
1995).
Allt detta är i och för sig välkända förhållanden, men trots detta används ibland nivåer av
stresshormon som indikator på stress, eller frånvaro av stress, på ett sätt som gett anledning
171
Naturliga förändringar under dygnet i kroppstemperatur, puls, och tre ”stresshormoner” (adrenalin, noradrenalin och
kortikosteron) hos vuxen Wistarråtta (hane). Tiden 12–24 är den mörka perioden då djuren är aktiva.
Siffrorna till höger (39,4°C o.s.v.) visar som jämförelse maximinivåerna under 15 minuters fixering. (Koolhaas 1999)
till kritiska diskussioner i facklitteraturen.
LABORAS
LABORAS (Laboratorium Animal Behaviour Observation, Registration and Analysis system)
är ett mekaniskt system som automatiskt registrerar en rad olika beteenden hos smågnagare i
ensambur: då de flyttar sig i buren, sover, klättrar, putsar sig, äter och dricker (Bulthuis m.fl.
1997). Resultatet presenteras i form av grafer och tabeller. Själva apparaten består av en plattform, som buren står på och som tar emot impulserna från de olika rörelsemönstren. Med
LABORAS kan man både natt och dag göra detaljerade jämförelser mellan djurens beteende
under olika omständigheter. Exempelvis har man med hjälp av LABORAS kunnat konstatera
smärtbeteenden (minskad rörlighet) hos råttor ännu ett dygn efter orbitalpunktion, vilket
man inte lagt märke till då man bara rutinmässigt observerat dem (under dagtid) (Herck
2000). Samma sak har man konsterat hos möss efter svansbiopsi (Puustinen 2004).
Ansiktsuttryck
När det gäller människor har antropologerna visat att vårt minspel i samband med vissa fundamentala upplevelser (t.ex. glädje, överrakning, räddsla, vrede, avsmak, sorg) är kulturellt
universella och rimligtvis medfödda (Ekman 1977). Detta gäller också smärta. Om sådana
172
Exempel på LABORAS-diagram. (Råttan putsar sig, äter, dricker ur en
vattennippel, vilar, står upp och spanar, förflyttar sig, klättrar.)
uttryckssätt ligger djupt bevarade i vårt biologiska arv, vore det inte otänkbart att även djur
har en viss förmåga att uttrycka känslor och reaktioner via ansiktet och inte bara genom
kroppsspråket i allmänhet.
Darwin hävdade redan 1872 (Darwin 1999) att åtminstone vissa djurslag kunde uttrycka
känslor genom olika ansiktsuttryck. Modern forskning har visat att sådana kroppsuttryck kan
användas som indikator på smärta hos försöksdjur.
Langford m.fl. (2010) placerade möss i en liten plastlåda och utsatte dem för olika smärtsamma stimuli samtidigt som de filmades. På grundval av detta material kunde de upprätta
en ”mouse grimace scale” (MGS) med fem kriterier på smärta:
1. Orbital tightening. Ögat dras eller knips ihop.
2. Nose bulge. Huden på nosryggen rundas till en liten bula.
3. Cheek bulge. Kindmuskeln (mellan ögat och morrhåren) spänns till en liten bula.
4. Ear position. Öronen rör sig utåt och bakåt, eller de får en liten vertikal ås som bildas
då öronspetsarna läggs bakåt.
5. Whisker change. Morrhåren läggs antingen bakåt (intill ansiktet), eller framåt (står rätt
ut); de kan också föras tätt ihop.
(I de flesta av dessa fall kunde man också konstatera en tydlig piloerektion.)
Illustrationen visar dessa fem uttrycksdimensioner på tre nivåer: normalläge (smärtfri),
tämligen framträdande, starkt framträdande. Särskilt då kodarna studerade filmupptagningar
gjorda med hög upplösning var korrelationen mellan ansiktsuttryck och smärta mycket hög.
Man tillämpade testskalan på olika smärtsamma stimuli och jämförde utfallet då mössen
utsattes för detta under olika långa tidsperioder. Då framträdde flera skillnader. De tydligaste
173
tecknen fick man för smärtor som
pågick ca 10 minuter–4 timmar.
Tecknen var också tydligare för
smärtor i de inre organen och i lederna är för mer ytliga skador. Kraftigt lidande som förekommer i olika
smärttester (som t.ex. att injicera
magnesiumsulfat, ättiksyra, formalin m.m. i buken, injektion med det
retande ämnet zymosan i fotsulan,
urinblåseinflammation med hjälp av
injektion av cyklofosfamid, liksom
bukoperationer utan sövning eller
smärtlindring, o.s.v.) var tydligt avläsbart i mössens ändrade ansiktsuttryck.
Som man kunde vänta speglade
mössens ansikten också det ökande
lidandet vid ökad dosering av
smärtande preparat, som t.ex. den
cyklofosfamid-inducerade urinblåseinflammationen eller då man injicerade zymosan i lederna.
Till de viktiga iakttagelserna
hörde att mössens yttre beteende
inte ändrades vid zymosaninflammationen, men det ändå orsakade
lidande framgick av att ansiktsuttrycket och att de drabbades av
hyperkänslighet vid beröring (allodyni). Alltså en påminnelse att
ytliga iakttagelser av kroppspråk och
andra tecken inte alltid avslöjar om
djuret lider av smärta eller inte
Författarna konstaterar sammanfattningsvis att deras kodningssystem, MGS, har hög precision, hög validitet och reliabilitet, och därför kan användas som instrument för att bedöma smärta hos bl.a. labbdjur. På
begäran sänder de också en detaljerad utbildningshandbok i systemet.
Vokalisering
Att djur ger ifrån sig ljud – piper, t.ex. – behöver inte innebära att det har ont. Då man lyfter
upp en mus kan pipa till av ren överraskning. Å andra sidan har vi svårt att bedöma särskilt
smågnagares ljud, eftersom de i huvudsak använder frekvenser som ligger långt över vad det
mänskliga örat kan uppfatta.
Laboratorier som har lust och råd kan dock numera köpa en utrustning som fångar upp
frekvenser i området 20–100 kHz och transponerar ner ljuden till ett läge där vi kan uppfatta
174
dem och bedöma eventuella skillnader och mönster i olika situationer. (Om man kompletterar utrustningen med en konventionell mikrofon täcker man också frekvenser ned till 20 Hz.)
Men sådana hjälpmedel är ännu inte vanliga på laboratorierna, och forskningen om vilken
information som finns i smågnagarnas ljud är ännu rätt ofullständig. Därmed har vi alltså
två problem: vi kan bara höra en liten del av djurens vokaliseringar, och vi är inte så bra på
att tolka ens det lilla vi hör (även om en del forskare informellt hävdar att dessa ljud inte innehåller någon särskilt användbar information).
Därför är det t.v. oftast de för oss hörbara ljuden i mössens och råttornas allra lägsta ljudomfång man använder sig av, som t.ex. då man i en studie skulle undersöka akupunkturens
ev. smärtstillande effekt på råttor. Det första problemet var att ge olika råttor samma smärta.
Man brände dem då med en het lampa och använde deras pip av smärta som smärtmätning;
de som vid upprepade försök gav ifrån sig vad man bedömde vara ”samma” pip användes
till försöket (ref. i Wedholm 2004 s. 5). Och då man t.ex. i en ansökan om ett smärtförsök i
Lund 2001 skulle använda ”vokalisering” som avbrytningspunkt tänkte försöksledaren aldrig
på andra ljud än dem han själv kunde höra; mössen kunde alltså tänkas ha reagerat ljudligt
och länge långt före dess utan att någon (utom andra möss) märkt något.
Att på dessa sätt bygga på ljud som ligger inom människans hörbarhetsområde innebär
dock att man grovt felbedömer de signaler djuren ger ifrån sig. Då man i ett försök jämförde
ultraljud från råttor som fått en injektion av Freunds kompletta adjuvans i baktassen med
råttor som fått samma injektion men också fått smärtlindring, fann man att råttorna i båda
fallen reagerade med ljud som huvudsakligen låg över 30 kHz och i några fall gick över 100
kHz. De råttor som fått smärtlindring vokaliserade emellertid i mindre utsträckning än de
som enbart fått FCA, och det dröjde dessutom längre innan de alls började ge ljud ifrån sig
(Nicholson 2005).
Ett par av de vanligaste ljud råttor ger ifrån sig inom ultraljudområdet är ett kort ”utrop” i
frekvensområdet 50 kHz, och det s.k. ”långa” ropet i 22 kHz-området. Medan det förra varar
endast några millisekunder, kan det senare vara upp till ca tre sekunder långt. Ljud som dessa
kan man beskriva ur olika synpunkter: längd, frekvens och frekvensändringar, upprepningar,
och allehanda mönster som kan bildas av dessa parametrar.
Att mer precist tolka dessa ljudmönster är dock en annan sak. Det långa ropet används
t.ex. av vuxna råttor i en rad olika situationer: då de signalerar undergivenhet inför en råtta
som är högre i hierarkin, vid ejakulation, då de skilts från sin grupp, då de hotas av något
rovdjur, och i olika smärtsamma eller obehagliga situationer (Sales 2002). Vad ropet betyder
måste alltså tolkas i ljuset av en rad andra faktorer. Dessutom vet vi mycket litet dels om den
nödvändiga baskunskapen – d.v.s. råttornas ljud under naturliga förhållanden – och dels om
eventuella skillnader mellan t.ex. olika stammar.
Trots detta borde dock det lilla vi nu vet, tillsammans med de tekniska möjligheter vi har
att fånga upp råttornas olika ljud och transformera dem till vad som hörbart eller avläsbart för
oss, kunna bidra till vår bedömning av djurens situation.
Bedömningsscheman (”score sheets”)
Det finns som synes många förslag på aspekter att observera då man bedömer ett djurs hälsotillstånd. Av diskussionen kan man dra två viktiga slutsatser:
I. Kliniska observationer bör kombineras med objektiva tester
175
Denna punkt illustreras av en lista på aspekter att uppmärksamma vid en översiktlig,
allmän screening (ur ”The assessment and control of severity of scientific procedures…”:
(1)Förändringar i kroppsvikt och tillväxtkurva
(2)Mat- och vattenintag
(3)Beteendeförändringar – sömn, putsning, undersökning, utseende
(4)Motorik, förflyttning – rightening reflex (”rättningsreflex”, d.v.s. djuret vänder sig
rätt sedan man lagt det på rygg), klättrings- och gripförmåga
(5)Specifika reflexer – muskeltonus, pupillrespons, kroppstemperatur
(6)Neuromuskulära responser, responser i det autonmoma nervsystemet
(7)Laboratoriekonmtroller av hematologiska och biokemiska parametrar
(8)Röntgendiagnostik
II. Det är mycket viktigt att de för att vara verkligt effektiva måste skräddarsys för speci
ella djur och speciella sjukdomsmodeller.
Lloyd och Wolfensohn (1999) betonar att ”många forskningsprojekt orsakar förändringar
i endast ett organsystem, och och i sådana fall är ett allmänt bedömningsschema är inte tillräckligt känsligt för att notera specifika tecken på ohälsa”, och illustrerar vikten av detta med
några konkreta exempel.
Det är därför angeläget att alla erfarenheter som är användbara som underlag för sådana
bedömningsscheman publiceras, och att man inför ett försök kontrollerar i litteraturen om
något har publicerats på området som gör det möjligt att konstatera lidande på ett så tidigt
stadium som möjligt. Detta är ett krav på försöksledaren som ställs i ansökningsblankettens
p. 3, ”andra metoder, med eller utan användning av djur, för att uppnå syftet med försöket”.
Enligt DL 19§ får ju ett djurförsök inte utföras om det kan göras på ett skonsammare sätt,
exempelvis genom en tidigare avbrytningspunkt.
Ett illustrerande exempel på en sådan specifik kombination av kliniska tecken gäller test
av erysipelasvaccin på gris. Erysipelas är en bakterie som orsakar allvarliga problem för svinfarmare världen över, men också drabbar t.ex. får och höns. (Det är dessutom en zoonos som
kan drabba slaktare, fårfarmare och vetrinärer.)
Vid detta test drabbas de oskyddade kontrolldjuren av ett mycket svårt lidande: hög feber, apati, stora hudskador, och så småningom död. Det visar sig emellertid att försöket utan
nackdel kan avbrytas under någon av följande omständigheter:
(a) hudreaktion vid injektionsstället i kombination med förhöjd kroppstemperatur med
två grader; eller
(b) grisen har mycket höjd kroppstemperatur, magrar och ligger stilla, dock utan hudreaktioner.
Även detta innebär naturligtvis ett lidande, men det är åtminstone betydligt mindre än
under traditionella testförhållanden. (Johannes m.fl. 1999; 2003.)
Den viktiga konferensen Humane Endpoints in Animal Experiments for Biomedical Research (bidragen tillgängliga i tryck 1999 eller på http://www.lal.org.uk/endpoints.php) gav flera
konkreta exempel på skräddarsydda bedömningsscheman för olika sjukdomsmodeller.
I app. 8 återges det bedömningsschema för smågnagare och kaniner som utarbetats vid
Karolinska institutet (det används bl.a. av Stockholm N:s djurförsöksetiska nämnd). Det har
176
sitt ursprung i ett bedömningsschema som användes för en speciell sjukdomsmodell (neurokirurgi som involverade ett litet borrhål i skallen på råttor; Hampshire m.fl. 2001 – det är
också därifrån det en smula egendomliga poängsystemet kommer) men har senare utvidgats
till att omfatta fler aspekter än de ursprungliga fem (attityd, porfyrin/”röda ögon”, hållning,
vikt och aptit). Ett sådant schema kan vara till hjälp vid en första bedömning, men kan alltså
inte ensamt användas för en klassificering av ett djurs tillstånd. Alltför många parametrar
saknas, som kanske skulle ge avgörande information om djurets hälsostatus.
Idén att samtidigt få en systematisk beskrivning och en samlad bedömning av djuret med
hjälp av ett ett bedömningsschema lanserades först av David Morton och Paul Griffiths 1985.
De delade upp bedömningen i tre steg: iakttagelser (a) på avstånd av djurets beteende, (b)
hur djuret interagerade med människan, och (c) klinisk undersökning. Bedömningen bestod
av ett antal frågor/punkter (varje fråga på en rad, under varandra) som kunde besvaras med
ja eller nej. Svaret markerades med en bock i en ruta. Nästa iakttagelseomgång resulterade
i en ny kolumn (märkt med ett nytt klockslag eller datum) med tomma eller bockade rutor intill den förra. Vartefter schemat fylles i med flera iakttagelseomgångar var det lätt att se
hur det enskilda djurets hälsotillstånd utvecklades. Här kombinerades alltså den systematiska
beskrivningen med en tidsaspekt.
Redan i denna första artikel betonade författarna att det generella schemat måste byggas
ut och ges speciella utformningar beroende på sjukdomsmodell, djurslag o.s.v. Både David
Morton själv och många andra författare har sedan presenterat både kritik, kompletteringar
och olika specialiserade scheman.
En annan typ av bedömningsschema är den s.k ”K.I.-mallen” (bil. 7). Denna rekommenderas ibland som ett slags slagruta för att avgöra när ett djurs lidande är så stort att det bör tas
ur försöket, d.v.s. när man nått avbrytningspunkten. Och den är otvivelaktigt till stor nytta
på så sätt att då den säger att ett djur ska tas ur försöket är också gränsen nådd, och kanske
överskriden, för det djuret. Det finns flera liknande bedömningsscheman; ett exempel är Biovitrums schema (bil. 8). Tanken är att man med deras hjälp lätt kan ange avbrytningspunkten
som ett visst poängtal.
Det finns dock fyra slags invändningar mot dessa slags scheman som gör att man endast
ska använda dem med stor försiktighet. (Särskilt en mekanisk tillämpning av K.I.-mallen kan
orsaka djuren lidande, om den används som enda kriterium på avbrytningspunkt.)
♦
♦
♦
♦
De riskerar att inte se de tecken som är av betydelse i just den aktuella sjukdoms
modellen.
Exempel på de katastrofala följderna av att man förlitar sig på en fast up
psättning bedömningskriterier är studierna av Beynen m.fl. (se ovan under ”Myten
om den säkra bedömningen”). De kriterier som man där konstaterade var otillräck
liga var huvudsakligen desamma som i K.I.-mallen, och Beynens kritik drabbar den
i lika stor utsträckning som Mortons bedömningsscheman.
Subtila tecken på lidande blir obeaktade om uppmärksamheten inriktas på ett fåtal,
tydliga tecken (se ”Hur känner man igen smärta hos ett djur?” ovan).
De mänskliga bedömarnas slutsatser skiljer sig i betänkligt hög grad och är därmed
inte pålitliga. (Se även här ”Myten om den säkra bedömningen”.)
Tecken som stillasittande, att djuret skjuter rygg och liknande signalerar att djuret
lider. Strävan bör givetvis vara att finna kriterier för bedömning av djurets hälsa
177
och prognos som inte kräver att djuren först utsätts för lidande, utan som kan kon
stateras på ett tidigare stadium. Exempel på sådana kriterier följer i nästa avsnitt.
Avbrytningspunkt
Att förutsäga döden
Animals obviously in pain or showing signs of severe distress should be humanely
killed” (OECD Guidelines for testing of chemicals 420, 423, 425)
Severe pain, suffering, or death are to be avoided as endpoints (OECD Guidance
document on the recognition, assessment, and use of clinical signs as humane endpoints for
experimental animals used in safety evaluation)
Betydande smärta, betydande lidande eller att djuret självdör ska undvikas som avbrytningspunkt (DFS 2004:4, L55)
How do I determine humane endpoints for my study??
1. severe pain, fear or suffering is illegal
2. for certain types of experiments there are legal requirements
3. experience (your own or that of other researchers)
4. THINK (Østergaard 2008)
Att använda döden som slutpunkt vid toxicitetstester och liknande har kritiserats ur inte bara
humanitära utan också vetenskaplig synpunkt. Det senare beror på att döden ofta inte står
i ett direkt samband med de variabler man är intresserad av (t.ex. toxiciteten hos ett ämne
eller effektiviteten hos en viss terapi), utan beror på sekundära orsaker. Djuren kan t.ex. vara
så medtagna att de inte orkar äta eller ens dricka ordentligt, varför deras tillstånd förvärras av
näringsbrist, uttorkning, ökad viskositet hos blodet och slutligen hjärtsvikt, d.v.s. död (Draft
guidance document... 1999, annex 7, s. 42).
Då djuren utsätts för sjukdomar som leder till döden kan alltså en alltför sen avbrytningspunkt orsaka ett svårt lidande eller självdöd (en egendomlig term: de “självdör” ju inte, utan
dödas som ett resultat av de åtgärder de utsatts för). Därför måste avbrytningspunkten anges
med största möjliga precision.
Enligt DM:s föreskrifter och allmänna råd (DFS 2004:4, 1 kap. 3§) är avbrytningspunkten ”den planerade gränsen för ett djurs lidande som föranleder att djuret av djurskyddsskäl
tas ur ett försök oavsett om försökets slutpunkt uppnåtts”, och 2 kap 11 § föreskriver att
”betydande smärta, betydande lidande eller att djuret självdör ska undvikas som avbrytningspunkt”. Det åligger försöksledaren att ”särskilt överväga, motivera och beskriva” denna avbrytningspunkt, hur bedömningen av smärta, obehag eller annat lidande för djuren ska göras,
och hur tillsynen av djuren under och efter försöket ska utföras (2 kap. 10§).
OECD:s Test Guidelines har genom åren skärpt sina krav på eutanasi för djur som lider.
1980-talets riktlinjer var ännu ganska vaga, men under senare delen av 1990-talet börjar man
använda starka formuleringar: ”Animals obviously in pain or showing signs of severe distress
178
should be humanely killed” (Guidelines 420, 423, 425). Och i sitt Guidance document on the
recognition, assessment, and use of clinical signs as humane endpoints for experimental animals
used in safety evaluation (2000) <http://www.olis.oecd.org/olis/2000doc.nsf/LinkTo/env-jmmono(2000)7> anger man som ”guiding principles” bl.a.:
• Severe pain, suffering, or death are to be avoided as endpoints
• The earliest possible endpoints that are indicators of distress, severe pain, or im
pending death that should be used as indications for humanely killing the animals
should be determined prior to the aninmals’ reaching a moribund state. (s. 12)
Detta är alltså samma bestämmelser som införts i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter.
Samma förbud mot dödsförsök, d.v.s. att använda döden som slutpunkt, finns naturligtvis
även utanför Europa. Exempelvis föreskriver American Association for Laboratory Animal
Science i sina ”Position statements”:
Death should be avoided as an endpoint for animal experiments. Alternatives such as behavioral
changes, fluctuations in body temperature, body condition, and weight-loss patterns should be
sought and implemented.
Till detta fogas en rad litteraturhänvisningar som beskriver hur man kunnat tillämpa tidiga
avbrytningspunkter i olika slag av försök (AALAS 2005).
Var ligger gränsen för djurens lidande?
Frågan är: sätter regelverket ett tak för djurens lidande eller inte? Har nämnden rätt att efter
eget gottfinnande godkänna försök som utsätter djuren för svåra lidande, om syftet enligt DL
21 § är gott?
Denna fråga är naturligtvis viktig. Och svår att besvara entydigt, eftersom regelverket förefaller ge dubbla budskap:
(1) På ansökningsblankettens första sida ska försöksledaren ange hur svårt lidande försöket
väntas medföra. Blankettens indelningen i tre svårighetsgrader konstruerades av CFN:s s.k.
smärtutredning (Smärta och andra obehag i samband med djurförsök m.m. 2000). Kriteriet på
den svåraste nivån, ”avsevärd svårighetsgrad”, är ”Försök där djuren löper risk för avsevärd
smärta och/eller andra obehag som inte alltid är möjlig att eliminera ens med goda kunskaper
och tekniker hos användarna”. (Se också ”Anvisningar för blankettens ifyllande”.)
Men avbrytningspunkten ska sättas innan djuren känner ”betydande smärta” eller ”betydande lidande”, och innan djuren dör av försöket (DFS 2004:4, saknr L 55, 2 kap. 11§)
”Avsevärd smärta”, som är den tredelade indelningens högsta kategori, har ingen definierad övre gräns. ”Avsevärd smärta” måste rimligtvis innebära att djuret känner en ”betydande
smärta” eller ”betydande lidande”.
Detta borde innebära att ett försök med svårighetsgrad 3 aldrig ska accepteras.
Redan innan de bindande bestämmelserna (L 55) kom till fanns f.ö. ett övre tak för vilken
smärta ett djur kunde utsättas för:
“Ett bedövat försöksdjur som kan få svåra smärtor när bedövningen upphör skall, innan bedövningen upphört att verka, behandlas med smärtstillande medel eller, om detta inte är möjligt, omedel179
bart avlivas utan onödigt lidande” (SJV:s föreskrifter om uppfödning, förvaring, tillhandahållande
och användning m.m. av försöksdjur (SJVFS 1998:20, 5 kap (Åtgärder i samband med avslutandet av ett djurförsök m.m.), 1§) beslutade i samråd med CFN.)
Klassificeringens ”avsevärd smärta” innebär naturligtvis de ”svåra smärtor” som inget djur ska
behöva leva med.
(2) DF 53§ säger: ”Innan ett djur av djurklasserna däggdjur, fåglar, kräldjur, groddjur, fiskar
och rundmunnar används i djurförsök skall djuret bedövas, om användningen kan medföra
fysiskt eller psykiskt lidande. Om det är nödvändigt med hänsyn till ändamålet med användningen eller om bedövningen skulle orsaka mer lidande än användningen i sig, får användningen dock ske med ofullständig bedövning eller utan bedövning. I sådana fall skall, i den
utsträckning det är möjligt, smärtstillande eller lugnande medel användas för att begränsa
djurets lidande, så att djuret inte utsätts för svår smärta, svår ångest eller annat svårt lidande.”
Detta innebär alltså inte något absolut tak för djurets lidande, eftersom hänsynen till
försöket har prioritet: ”Om det är nödvändigt med hänsyn till ändamålet”. Den djurförsöksetiska nämnden är suverän när det gäller att bestämma vilket lidande ett djur ska utsättas för:
”Djur som används i djurförsök skall inte anses vara utsatta för onödigt lidande eller sjukdom
vid användningen, om denna har godkänts av en djurförsöksetisk nämnd” (DL 2§). Nämnden kan då, med hänvisning till DL 21§, motivera sitt beslut med att försökets betydelse uppväger djurets lidande, och därmed acceptera att djuren utsätts för vilket lidande som helst.
Utomlands finns emellertid exempel på en mer humanitär syn. I den brittiska s.k. Bannerkommittens rapport om bioteknologi (Animal prodcedures committe report on biotechnology
2001) framhåller man en allmän och fundamental princip för arbetet som blivit ”widely accepted”: ”Harms of a certain degree and kind ought under no circumstances to be inflicted
upon an animal” (s. 15).
Och den danska lagen om djurförsök tillåter visserligen att man kompromissar med grundregeln att djuret ska vara sövt under försöket; är detta inte förenligt med försökets syfte kan
man nöja sig med att ge smärtstillande medel, så att ”smärta, lidande, ångest och varaktigt
med” undviks i största möjliga utsträckning. Men när det gäller den högsta graden av lidande
sätter man ett absolut tak: Djuret får inte uppleva ”stark smärta, annat intensivt lidande eller
intensiv ångest” (Lov om dyreforsøg 2 kap. 7§ st. 3).
Hur bestämmer man avbrytningspunkt?
I avsnittet ”Hur ser man hur djuret mår?” ovan presenterades olika sätt att bedöma djurets
lidande eller välbefinnande. Några av dem tycks vara särskilt vanliga då försöksledare bestämmer avbrytningspunkt i ett djurförsök.
Det enklaste, ”Nedsatt allmäntillstånd”, är så grovt och oklart att det är oanvändbart. Om
forskare och tillsynsmöjlighet ska ta det på allvar innebär det att många, kanske de allra flesta,
djurförsök omedelbart skulle avbrytas. Oftast ingår det ju i försöket att försämra djurets
allmäntillstånd. (Majoriteten av alla försök klassas i svårighetsgrad 2, vilket kan innebära
smärtor och obehag ända upp till den gräns där de är så svåra att djuret måste avlivas.)
Ska man förutsätta att uttrycket innebär något annat än vad det faktiskt säger blir möj180
ligheterna för vitt skilda tolkningar oacceptabelt stora. Men nämnden ska inte överlåta
avgörandet beträffande avbrytningspunkten till några anonyma personer, vars exakta kriterier
inte redovisas. Kriterierna för avlivning måste vara så klart uttryckta att tillsynsmyndigheten
kan avgöra om de följs eller inte.
Som alternativ används ibland i ansökningarna några allmänna kriterier på att djur lider:
”raggig” eller ”ovårdad” päls (vad skribenten egentligen menar är ofta oklart), stillasittande,
viktnedgång eller onormalt låg viktökning (ofta anges ca 10–15% lägre vikt än kontrollernas
som avbrytningspunkt), ibland också kutryggighet (”kyfotisk kroppshållning”, vilket ofta är
tecken på direkta smärtor i t.ex. buken).
Det förekommer att en ansökan räknar upp kanske 3–4 sådana kriterier och anger att
djuret ska tas ur försök först när alla, eller t.ex. 3 av 4, föreligger. Bilderna i detta kapitel, liksom t.ex. Beynens m.fl. granskningar av bedömningsscheman (ovan), illustrerar emellertid att
ett djur kan visa ett eller kanske ett par tecken på svårt lidande, medan det förefaller problemfritt ur andra aspekter. Visar ett djur tecken på svåra smärtor eller annat lidande enligt något
kriterium är detta därför troligen anledning till eutanasi, även om andra beteendeparametrar
förefaller normala.
Ibland används, för ökad precision, något bedömningsschema. Ett sådant, som används
vid KI i Stockholm och av några av de djurförsöksetika nämnderna, återges i bilaga 9; ett annat, mer utförligt och med mer specifika beskrivningar, i bilaga 10.
Värdet av sådana tumregler (som ”KI-mallen”) blir emellertid mindre ju enklare de är.
Det är då nämligen stor risk att kriterierna inte fånga upp komplikationer som är specifika
för det aktuella försöket. Därför är det ofta lämpligt att till de allmänna bedömningsmallarna
lägga något eller några specifika kriterier för speciella sjukdomsmodeller; exempelvis när en
cancersvulst nått en viss storlek eller vikt, när en fortskridande förlamning når framtassarna,
när en polyartrit nått en viss poängsatt nivå, eller när kroppstemperaturen stigit eller sjunkit
till ett visst värde (vid exempelvis toxicitetstester). Se exempel nedan, inte minst om mekanismbaserade slutpunkter.
Vad är en bra avbrytningspunkt?
Tänkande och metodiska aspekter i samband med att man bestämmer avbrytningspunkt
behandlas i en viktig uppsats av Linda A. Toth: The moribund state as an experimental endpoint (1997). Många författare har hänvisat till den under de senare årens diskussioner om
ämnet. Huvudpunkterna är följande.
Toth börjar med en jämförelse med humanmedicinen, där man gjort olika försök att se
säkra tecken på att en patient är döende. Allmänna kliniska, kvantifierbara kriterier (motsvarande ”score sheets” inom djurförsöksverksamheten) kunde möjligen ha ett visst statistiskt
värde, men var knappast användbara när det gällde att bedöma en specifik individ.
Mer användbara var vissa specifika kriterier, särskilt i relation till speciella sjukdomstillstånd. Exempel på sådana är de andningsproblem som ofta uppkommer då döden är nära,
eller – vid cancersjukdom – snabb viktminskning, svårigheter att svälja, muntorrhet m.m. Ett
exempel på klinikopatologiska variabler är att koncentrationer av inflammatoriska cytokiner
kan konstateras vid dödliga tillstånd hos patienter med brännskador, blodförgiftning, malaria
m.m.
Den osäkerhet som dock finns inom humanmedicinen borde vara betydligt mindre då
det gäller djurförsök. Man vet när och med vilken styrka sjukdomen drabbat djuret. Djuren
i ett försök är dessutom en ur de flesta synpunkter mycket homogen grupp. Att förutsäga ett
181
oundvikligt dödligt tillstånd borde därför vara betydligt lättare.
Toth är kritisk mot allmänna bedömningsscheman, där man försöker poängsätta olika
variabler (som i Mortons och andras ”score sheets”). Problemet är att de inte är fokuserade på
en specifik sjukdomsmodell. Bedömaren måste därför ta ställning till variabler som inte är relaterade till graden av lidande hos djuret. Systemet är tidskrävande, och att bedömaren måste
bedöma irrelevanta variabler gör att han kan missa betydelsen av de relevanta. Kort sagt: för
varje specifik situation måste man veta vilka variabler som är relevanta.
Ett exempel är råttor med tumörer som påverkar centrala nervsystemet. Det visade sig att
dessa råttor ändrade vikt i tre faser: minskning då tumören planterades in och spred sig; en
viktuppgång då råttorna föreföll vara i ett kliniskt stabilt tillstånd, och en viktnedgång som
föregick döden. En statistisk analys visade att man exakt kunde förutsäga döden för råttor
som förlorade i vikt 7 eller 8 dagar i följd. Med hjälp av denna kunskap kunde man i kommande försök avliva råttorna i god tid utan men för själva försöket.
Det är viktigt att det som visade sig vara av betydelse var en tidsfaktor i samband med
den tredje viktändringsfasen. Däremot kunde variabler som graden av viktnedgång i procent
räknat, eller minskad matlust, inte förutsäga om råttorna var döende eller ej. Alltså sådana
variabler som schablonmässigt nämns som avbrytningskriterier i många ansökningar.
I andra studier kunde t.ex. blodanalyser och observerade ändringar i djurens sömnmönster användas som säkra tidiga tecken på att djuren (kaniner med allvarliga bakterieinfektioner) var på väg att dö.
En central fråga är naturligtvis: lider djuren när de är döende? Eller är de så avtrubbade att
de inte upplever något?
Frågan är särskilt viktig eftersom många djur verkar ha sjunkit ned i ett nästa komaliknande tillstånd och reagerar inte på yttre stimuli – att man petar på dem, t.ex. Att avliva
dem då tycks inte innebära någon förändring, framför allt ingen speciell lindring, i deras situation.
Här kan man åter hämta erfarenheter från humanmedicinen. Det finns flera studier av
patienter som befunnit sig i ett motsvarande tillstånd men sedan återhämtat sig. En förbluffande stor andel av dessa, som det föreföll livlösa, människor hade i själva verket varit mer
eller mindre medvetna om omvärlden.
Svenska exempel är då på 1950-talet välkände Rysslandskännaren Sven Vallmark och författaren Artur Lundkvist. Då man t.ex. analyserade den förres redogörelse för sina upplevelser under hans ”medvetslöshet” och
försökte korrelera dessa med olika medicinska åtgärder, visade det sig att exempelvis sondmatningen innebar
formliga skräckupplevelser för honom. – I radioprogrammet ”Samtal pågår” 051022 hade gästens hustru
blivit mycket svårt skadad vid en trafikolycka och låg länge djupt nedsövd på sjukhuset. Mannen satt långa
perioder bredvid sängen och sjöng för henne till gitarr. Sjukhuspersonalen uppmuntrade honom i detta, trots
att kvinnan rimligtvis inte borde vara medveten om vad som hände; men de kunde konstatera att olika fysiologiska mätvärden ändrades till det bättre när han sjöng. Kvinnan själv hade efteråt inga som helst minnen
av detta.
Toth jämför dessa människors, och motsvarande djurs, situation med att de är utsatta för en
neuromuskulär blockering (ungefär som om de behandlats med curare). Följaktligen måste
man skilja mellan att vara ”unaware” och att vara ”unresponsive”. Hon hänvisar till andra
studier som bekräftar att även djur som kan förefalla ligga i koma i själva verket kan uppleva
smärta och lidande. (Jfr om anestesi av neonataler genom hypotermi ovan.) Detta, konstaterar hon, understryker vikten av en tidig avbrytningspunkt.
Ett annat problem gäller om djuren, då de är döende, kan få sin situation lindrad genom
något slag av palliativ vård. Exempel på detta skulle vara att värma upp djuret då kropps182
temperaturen sjunker, eller försöka tillföra vätska, föda eller näring då det visar tecken på uttorkning och/eller viktförlust.
Toth avråder bestämt från detta, och stödjer sig då både på erfarenheter från humanmedicinen och på djurstudier. Sådana åtgärder kan snarare öka lidandet än motsatsen, och dessutom bidrar de oftare till att ytterligare förkorta livet än att förlänga det.
Allmänna och specifika kriterier
I ansökningarna förekommer olika slags kriterier för avbrytning:
♦
Allmänna omdömen utan konkretisering, t.ex. ”uppenbart lidande”, ”nedsatt
allmäntillstånd” m.m.
Sådana fraser måste tolkas av observatören, och resulten kan skilja sig mycket
starkt beroende på både individ och tradition på det enskilda laboratoriet. De är
knappast till någon hjälp för veterinärerna, och absolut inte för kontrollmyndighet
en. Dessutom är de inte förenliga med kraven i Djurskyddsmyndighetens föreskrift
er och allmänna råd om djurförsök (L 55) 2 kap 10§.
♦
Konkreta men allmänna kriterier i den meningen att de inte är speciellt kopplade
till det specifika försöket eller djurslaget, t.ex. ”viktnedgång >10%”, ”piloerektion”,
”vokalisering”, ”minskat rörelsemönster”, ”hopkurad ställning”.
Liksom den första punkten innebär dessa i de flesta fall att djuren lider innan
man vidtar någon åtgärd. När det gått så långt att djuren visar sådana tecken är de
oftast rejält sjuka, och det finns all anledning att undersöka om det inte finns mer
specifika kriterier som tillåter en tidigare avbrytningspunkt.
Kliniska tecken och beteenden
(Detta avsnitt utnyttjar bl.a. översikterna av Kuijpert och Walvoort 1991 och Foltz 1999. För illustrationer
och vidare informationer, se t.ex. An Introduction to Recognising Post-Operative Pain in Animals, http://
www.ahwla.org.uk), och AALAS Learning Library, http://www.aalaslearninglibrary.org)
Pälsen: piloerektion m.m.
Att pälsen inte ser normal ut kan bero på flera olika orsaker som ofta inte hålls isär i ansökningarna. Den kan t.ex. vara smutsig och ovårdad, eftersom djuret inte förmår att sköta
den ordentligt. (Se bild under ”Hur känner man igen smärta hos ett djur?” ovan.
Piloerektion är något annat, en reaktion som innebär att pälsen burrar upp sig, och nämns
ofta som ett av de tecken som visar att t.ex. en mus är sjuk och har en infektion. Genom att
(vid pilotförsök) notera när piloerektionen uppträder kan man i en del fall ange en tidigare
avbrytningspunkt än annars hade varit möjligt.
Vid vissa vaccintester då man behövde veta i vilken utsträckning djur överlevde testet
visade det sig t.ex. visat sig att inga möss som visade piloerektion dag 5 överlevde. Det fanns
då ingen anledning att låta mössen med piloerektion gå i försök längre än så (White 2004).
Påtaglig piloerektion bör under alla förhållanden vara kriterium för avlivning.
183
Piloerektion
Viktnedgång – punkter och mönster
Viktutvecklingen anses i många fall vara
ett bra tecken på djurets hälsotillstånd
och det är vanligt att använda viktkurvan
då man bestämmer avbrytningspunkt, exempelvis en viktförlust på 10–15 % inom
förloppet av några dagar. Man jämför då
med den normala tillväxtkurvan.
Vill man i stället jämföra med vikten
vid försökets startpunkt gäller helt andra,
och lägre, siffror. Ta, som exempel, ett
försök med BALB/c-möss som börjar då
mössen är ca 3 veckor gamla och pågår
i tre veckor. En avbrytningspunkt är då
mössen förlorat 15% av startvikten.
Se tillväxtkurvan för BALB/c-möss
i kapitel 2. Då försöket startar väger en
hanmus ca 11,5 gram. Efter en viktför-
lust på 15% väger musen ca 10 gram.
Tre veckor efter försökets start, då mössen är 6 veckor gamla, väger hanmössen i genomsnitt ca 20,5 gram. För att nå avbrytningspukten måste musen då ha förlorat mer än 50% i
förhållande till normalvikten, naturligtvis en totalt orealistisk siffra.
Exemplet kan förefalla extremt. Men resultatet blir lika absurt om man använder t.ex. en
C57BL-mus som vid försökets början är en månad gammal. Två veckor senare måste musen
ha tappat ca 35% av vikten i förhållande till normalvikten för att ha nått avbrytningskriteriet.
Exemplen är inte verklighetsfrämmande. Anasökningar till djurförsöksetiska nämnder kan
som avbrytningspunkter ange viktminskning med både 15 och 20% av startvikten utan att
den djurförsöksetiska nämnden genomskådat konsekvenserna.
Den s.k. KI-mallen (Bil. 7) anger att vid 10–20 % viktförlust under dag 1–3 jämfört med
vikt före ingrepp ska djuret avlivas eller veterinär tillkallas. På tre dagar kan exempelvis en sex
veckor gammal SD-råtta (hanne) växa från ca 175 g till ca 200 g. En viktförlust på 20% från
utgångsvikten, d.v.s. till ca 140 g, innebär en viktförlust på ca 30% från normalvikten 200 g.
En viktnedgång kan dessutom vara ett svårbedömt kriterium på djurens tillstånd: cancer
tumörer och diabetes kan göra att viktkurvan inte sjunker så dramatiskt som djurens tillstånd
borde ge anledning till. Även vid toxicitetstester kan vikten visa sig vara otillräcklig som kriterium (Hendriksen m.fl. 1999).
En viktnedgång kan å andra sidan också vara tillfällig och inte nödvändigtvis innebära
något påtagligt lidande. I själva verket är ju de flesta lab.djur övergödda genom att de, till
skillnad från i naturen, har ständig tillgång till mat (mat ”ad lib.”) men däremot inte får särskilt mycket motion.
Detta innebär inte att man ska nonchalera viktkurvan, utan den bör vara ett av de kriterier
som används för att definiera avbrytningspunkten. Samtidigt finns det mer sofistikerade
tekniker att definiera denna än att bara notera vikten vid enskilda tillfällen. Ett exempel:
Vid försök med råttor med hjärntumörer konstaterade Redgate m.fl. (1991) att vikt184
kurvorna beskrev speciella mönster. I detta fall bestod de av tre faser: (1) viktnedgång, som
troligen berodde på det kirurgiska ingreppet och flera omgångar med strålning under anestesi
några dagar senare; (2) viktuppgång, som i ca hälften av fallen avbröts av viktnedgång (som
kunde motverkas) under 1–5 dagar; (3) en ohjälplig viktnedgång som föreföll kopplad till
avmagring och kraftlöshet. Denna tredje fas var betydligt längre än de tidigare perioderna av
viktförlust och ledde oundvikligen till döden utan att någon behandling hjälpte.
Då man upptäckt detta mönster och hade konsterat längden på fas 3, visste man hur lång
tid råttorna hade kvar att leva i fas 2. I stället för att vänta på att råttorna skulle bli allt sämre
under fas 3 kunde man sätta avbrytningspunkten redan i slutet av fas 2, och därmed bespara
djuren ett onödigt lidande.
Uttorkning
Djur som drabbats av uttorkning kan förefalla ha insjunkna ansikten och ansiktspälsen kan
verka tovigare (p.g.a. piloerektion). Då man nyper dem lätt återgår huden inte till sitt vanliga
läge utan står kvar på ett tältliknande sätt (”tenting”). Orsaken kan vara att djuret inte får tillgång till vatten (vattnet är slut eller nipplarna har täppts till), eller djuret kan inte dricka p.g.a
sårig mun. Uttorkningen kan också bero på diarré, skadad njurfunktion, eller på att djuret är
så sjukt att det inte orkar äta eller dricka. Så allvarliga problem ger anledning till eutanasi.
Kroppstemperatur
Kroppstemperaturen har i flera studier visat sig vara ett bra kriterium på lämplig avbrytningspunkt. Låg kroppstemperatur (hypotermi) under ett visst värde kan vara ett precist tecken på
att djuret är döende. Det finns här två problem: dels vilken temperaturnivå som ska utgöra
avbrytningspunkten och dels hur temperaturen ska mätas.
Det nämligen visat sig att de kroppstemperaturer som borde signalera avbrytningspunkter
skiljer sig mellan olika försök som borde vara jämförbara.
Det finns flera orsaker till denna variation:
En är skillnader mellan hur djuren hanteras av olika personer och i olika laboratorier, eftersom kroppstemperaturen hos möss stiger då den hanteras.
Den tidpunkt på dagen då det toxiska ämnet sprutas in i musen är också av betydelse, eftersom temperaturkurvan varierar under dygnet.
Slutligen spelar också djurens boendeförhållanden in, eftersom t.ex. grupphållna möss har
högre kroppstemperatur än ensamlevande (Vlach m.fl. 2000).
Några exempel på konkreta rekommendationer:
Kort m.fl. 1998, t.ex., mätte temperaturen stressfritt med transpondrar på möss och råttor
som infekterats med Klebsiella pneumoniae. ”Resultaten visar att när man väljer en avbrytningspunkt på 36° kroppstemperatur i stället för döden som slutpunkt i denna speciella djurmodell påverkas inte det statistiska resultatet, men djuren slipper ytterligare lidande under
ungefär 24 timmar”. Detta gällde både möss och råttor.
Hendriksen m.fl. (1999) har studerat kliniska tecken som alternativ till döden vid test av
pertussisvaccin. Viktnedgång visade sig vara ett opålitligt kriterium. Genom att med hjälp av
transpondrar mäta när kroppstemperaturen sjönk under 34,5° kunde djurens lidande förkortas med 1–2 dagar med bibehållande av tillfredsställande validitet. Även förlust av muskelkoordineringsförmågan var ett mycket pålitligt tecken, som med stor säkerhet visade sig 1–3
185
dygn före döden.
Det går alltså inte att ange någon generellt giltig temperatur som avbrytningspunkt. Den
beror på interaktionen mellan den mikroorganism som orsakar sjukdomen (patogenen) och
djuret i det specifika försöket. Den nivå man väljer påverkar också precisionen i mätresultatet.
En välvald temperaturnivå som avbrytningspunkt är dock ett viktigt sätt att minska djurens lidande. Den bör då väljas efter jämförelser med tidigare försök och pilotstidier.
En vanlig metod att mäta temperaturen är att placera en termometer i djurets ändtarm. Detta
kräver emellertid en stressande hantering av djuret, vilket även kan påverka temperaturen.
Hos möss, t.ex., har temperaturen stigit upp till två grader inom tio sekunder efter det man
tagit fast den (Warn m.fl. 2003).
Som alternativ till en konventionell termometer eller en inopererad transponder kan man
använda en tredje, icke-invasiv och därmed skonsammare metod med minimal stress för
djuret: en ”termometer” som läser av temperaturen på några centimeters avstånd med hjälp
av infraröd teknik (Warn m.fl. 2003). Djuret, t.ex. en mus, hålls i handen (ungefär som vid
en i.p.-injektion) och man håller läsaren ca 5 cm från musen, riktad mot bröstbenet. Det
värde man noterar kan t.ex. var ett snittvärde på 3–4 sekunder, eller det värde som stabiliserat
sig efter några ögonblick. Obehaget för musen inskränker sig till den korta hanteringen.
På ett mer lågteknologiskt sätt fastslår Foltz (1999) att djur som känns svala vid beröring
är illa ute och bör avlivas. Har de under 36,5° är de i en allvarlig farozon och är antagligen
slöa och utan responser. Kan man inte omedelbart få liv i dem genom uppvärmning ska de
avlivas.
Andning
Svårigheter att andas el. tung andning (dyspné), onormala ljud – rasslande el. knastrande
– från lungorna (krepitation) och onormalt snabb andning (takypné) är nästan alltid ett allvarligt tecken varför eutanasi rekommenderas. (Obs dock att t.ex. möss även normalt har en
mycket snabb andning!)
Röda ögon och röd nos (chromodacryorré)
Inom några minuter efter det att en råtta utsatts för något smärtande eller stressande kan den
visa tecken på s.k. porfyri: ett rödaktigt sekret (porfyrin) som utsöndras kring ögon och nos.
Snett buret huvud
Att t.ex. en mus konsekvent lutar huvudet åt ena sidan kan ha många orsaker: inflammation
i ytter- eller innerörat, tumörer, problem med tänder, käkar, salivkörtlar, lymfkörtlar m.m.
Ofta är orsakerna oklara, och symptomet kan försvinna spontant. Man måste alltså göra individuella avgöranden. I allvarliga fall ger det anledning till eutanasi. (Foltz 1999).
Andra onormala kroppställningar
Onormala kroppställningar hos djur som mus, råtta, katt o.s.v. visar att djuret har smärtor,
fr.a. buksmärtor, som ger anledning till eutanasi. Dessa ställningar kan vara av rätt olika slag,
som t.ex. å ena sidan en mer eller mindre kraftigt krökt rygg, eller å andra sidan motsatsen:
djuret sträcker ut sig och pressar buken mot golvet.
Med hjälp av senapsolja gav Wesselmann m.fl. (1998) råtthonor smärtsam livmoder
inflammation (den ena äggledaren) och studerade deras beteende. Man kunde urskilja sex
186
Exempel på porfyri (röda ögon och röd nos). Den vänsta musen har
svullnader kring ögon och nos, vilket kan bero på att dessa områden
är irriterade och att den därför har skadat sig där genom att riva sig.
(Vänstra bilden ur AALAS Learning Library; högra bilden Østergaard
2008)
typer av beteenden (jfr ill. nedan):
(A) Skjuta rygg kraftigt.
(B) Kröka ryggen.
(C) Ofta slicka buken på den smärtande sidan.
(D 1–3) Olika versioner av s.k. alfa-ställning: råttan ligger som i en halvcirkel med buken
mot golvet och nosen mot svansen på den smärtande sidan. I denna ställning kunde man se
rytmiska sammandragningar i muskulaturen på den smärtande sidan, samtidigt som bakbenet
på samma sida vändes inåt. Råttorna kunde vara i denna ställning under 1–45 minuter.
(E) Sträcka ut kroppen. De trycker inte buken mot burgolvet, utan håller i stället rygg
raden rak.
(F) Trycka buken mot burgolvet.
Dessa beteenden kan man naturligtvis se även om buksmärtorna orsakats av något annat
än just livmoderinflammation.
Letargi
Om djuret är slött, har onormalt låg aktivitet, sitter i en hopkurad ställning eller ligger utsträckt kan detta bero på en tumör i hjärnan eller hypofysen, eller att det befinner sig i slutfasen av en allvarlig sjukdom. Omedelbar vård eller eutanasi.
187
Förlamning
Förlamning i svans eller ben kan bero på flera olika faktorer, t.ex. tumör i ryggraden. I försök
med vissa neurodegenerativa sjukdomar kan förlamningen tillfälligt släppa. Påfallande viktförlust, liggsår eller att djuret biter sig själv är kriterier för eutanasi.
Kramper (epilepsi, konvulsioner)
Kramper och epileptiska anfall kan vara orsakade av ett visst försök (t.ex. genom neurotoxisk
påverrkan eller näringsbrist, särskilt på magnesium), men kan också tillhöra den medfödda
sjukdomsbilden hos t.ex. en genmodifierad råtta. Under ett sådant anfall piper råttan till, det
biter ihop käkarna och kan bita sig fast i burgallret eller liknande. Djuret sträcker ut sig eller
ligger utsträckt med huvudet bakåtböjt, det kan sparka med benen, och släppa ifrån sig urin
och avföring. På grund av den starka muskelspänningen kan det bryta framtänderna, käken,
eller t.o.m. benen eller ryggraden (Kuijpers och Walvoort 1991). Ibland, då det bitit sig i tungan, är nosen blodig och avföringen är svart någon eller några dagar senare.
Skakningar m.m.
Skakningar, darrningar, kramper m.m. kan ge anledning till eutanasi.
Stokes (2000) ger ytterligare en rad kriterier på avbrytningspunkter, särskilt med tanke på
toxicitetsstudier:
· Svår diarré (kronisk eller påtagligt påfrestande för djuret).
· Ihållande hosta, rosslingar, ansträngd andning (dyspné).
· Urin påfallande missfärgad, onormalt riklig eller onormalt liten mängd.
· Symptom från centrala nervsystemet: darrningar, kramper, förlamning.
· Blödning från kroppsöppningar.
· Gulsot; anemi.
· Djuret biter sig eller skadar sig själv på annat sätt återkommande.
Råtta efter neurokirurgi. Den sköter sin päls som är ren och fin, men börjar få en viss piloerektion. Att den har smär
tor syns på den typiska kroppställningen: krökt rygg, dessutom med sänkt huvud. Detta var anledning till eutanasi.
Obduktionen visade att den led av tarmstopp, orsakad av sövning med kloralhydrat.
Sådana bieffekter kan också orsakas av andra sövningsmedel, som tribromoetanol (”Avertin”); dessa bör därför
undvikas (se kap. 6). (Bild från AALAS Learning Library)
188
· Mikrobakteriella infektioner som påverkar de toxiska eller cercerogena responser
na.
Stokes rekommenderar att djuret som standard observeras två gånger om dagen, och oftare
omedelbart efter behandling med det toxiska ämnet och då man har anledning vänta sig att
djuret kommer i ett livshotande tillstånd. Om det inte är sannolikt att ett djur kommer att
överleva till nästa observation bör det avlivas. Om man hittar döda djur i buren finns det anledning att göra observationerna tätare och noggrannare.
Andra undersökningsmetoder
Vid studium av t.ex. levercancer kan man få en god uppfattning om tumörernas antal och
storlek med hjälp av laparoskopi. Kobæk-Larsen m.fl. (2004) beskriver i detalj en enkel
metod som gör det möjligt att undvika onödigt lidande genom att i en råttmodell bestämma
en tidig avbrytningspunkt med hjälp av direktinspektion av levern. De föreslår att en råtta ska
tillåtas ha högst 1–2 separata metastaser, var och en med en diameter på högst 10 mm. Själva
undersökningen är såpass problemfri för råttan att det som orsakade mest besvär för den var
själva sövningen (en s.c.-spruta med den vanliga kombinationen Hypnorm/Dormicum); författarna föreslår emellertid att även detta lidande kan minskas om man använder inhalationsanestesi i stället.
Flera olika exempel på bedömningsscheman finns i app. 7–10.
Mekanismbaserade slutpunkter
Problemet med kliniska tecken som kriterium för avbrytning är att försöket går så långt
att djuret utsätts för lidande. Ett bättre alternativ är att försöka identifiera olika fysiologiska förändringar på ett tidigt stadium i sjukdomsprocessen, och använda dessa som mekanismbaserade avbrytningspunkter.
Stokes ger en översikt över hur man fastställer och validerar sådana slutpunkter för sitt
försök (2000 s. 901 f.) och ger ett par konkreta exempel på vad detta kan innebära för djuren.
Testet bygger på att mäta ökningen av lymfocyter i lymfkörtlarna, eftersom denna ökning är en väsentlig del av induktionsfasen i kontaktdermatit (hudinflammation genom att huden kommit i kontakt med något allergen). Testet innebär att man
kan använda färre djur (traditionellt används marsvin), går snabbare att utföra, och att man
inte behöver använda något potentiellt irriterande adjuvant. En jämförelse mellan ett traditionellt marsvintest (GPMT) och lymfkörteltestet (LLNA):
lymfkörteltest på smågnagare
Stokes jämför också ett traditionellt cancertest med ett test
på ett par transgena musstammar (p53 homozygot knockout och TG.AC med en muterad
onkogen). De transgena djuren går i försök sex månader i stället för två år i det traditionella
försöket; man använder 60 djur i stället för 200; medan åldersrelaterad sjukdom och tumörer
orsakar smärta och lidande i det traditionella försöket förekommer detta inte hos de transgena
djuren; och överlevnadsgraden som traditionellt är ca 59–79% är nu bättre än 90%.
cancerogentest på transgena djur
189
190
Acute, surgical
(laparotomy)
Acute, surgical
(laparotomy)
Acute, surgical
(laparotomy)
Acute, surgical
(laparotomy)
Acute, surgical 1991, Flecknell
(unilateral
and Liles (30)
nephrectomy)
and jugular
venous catheter
Rat
Rat
Rat
Rat
Rat
1993, Liles and
Flecknell (17)
1994, Liles and
Flecknell (29)
1998, Liles,
et al. (28)
1999, Flecknell,
et al. (27)
-Locomotor activity
-Food and water
consumption
-Locomotor activity
-Food and water
consumption
-Locomotor activity
-Food and water
consumption
-Food and water
consumption
Behaviors
-sleeping
-sitting
-grooming
-licking
-exploring
-walking
-running
-eating
-drinking
-Food and water
consumption
None
Body weight
Body weight
Body weight
Body weight
None
Behavioral and
movement analysis
-active, inactive,
grooming, sleeping,
position, and
attentive
2000, Rougham
and Flecknell
(26)
Acute, surgical
(laparotomy)
Rat
Physiologic
criteria evaluated
None
Behavioral
criteria evaluated
2001, Gillingham, Posture
et al. (25)
-stance
-locomotion
Physical condition
-haircoat
-nasal drainage
-ocular squinting
-porphyrin staining
Behavior
-activity
-temperament
Year, study
Visceral
(intestinal
resection)
Quality of pain
Rat
Species
Food and water intake
useful parameters,
locomotor activity with
variability
Food and water intake and
body weight useful
parameters, locomotor
activity not influenced by
analgesic use
body weight useful
analgesic use
body weight useful
parameters, Behavioral
assessment: licking and
sleeping most useful, but
interpret with caution
and body weight useful
parameters
Parameters highly
variable for baseline,
presurgery assessment,
and surgery
Based on previous
observations of behaviors
in postoperative rats,
these parameters are
consistent with others’
descriptions of
pain-related behaviors
Conclusion of
parameter usefulness
Table 1. Summary of selected articles using pain scales in animals
Effective
Buprenorphine
jello
Effective
Flunixin
Nalbuphine
Effective (six doses
more effective
than three doses)
Effective
Effective
Carprofen
Buprenorphine
Effective
Buprenorphine
(Naltrexone
evaluated to
confirm that
endorphins
not affecting
variables
measured in
this model)
Effective
Morphine
Effective
Altered behavior
from baseline
Buprenorphine
Buprenorphine
jello
If behaviors
pain-related,
ketoprofen not
effective
Highly effective
Oxymorphone
Ketoprofen
Ineffective
Analgesia
evaluated beneficial?
Buprenorphine
Analgesia
evaluated
191
Dog
Lambs
Dog
Volume 42, No. 4
Species
Sheep
Swine
Cats
Miniature
pigs
Body weight
Analgesia
Respiratory rate,
-unsolicited
-explorationhowling ABG
None(arterial blood
-resents
manipulation gas)
-grooming
of
surgical site
-posture
-comfortable
but
-food and water
slightly
uneasy
consumption
-very
comfortable
-fur quality
Level of sedation
Motor response
None
Visual
analogue
None
-wiping
off acid
scale
Behavioral assessment
-posture
-corneal reflex
-response
to vocal
-righting reflex
interaction,
general
-hind limb withdraw
stroking,
and
wound
(to evaluate level
of
manipulation
sedation)
-Locomotor activity
-Food and water
consumption
Pain assessment may be
subjective
orthese
effects of
Concluded
analgesia
(interpret
parameters
suggest with
caution)Respiratory
discomfort but not rate
and
ABG to pain
evaluate for
necessarily
respiratory depression
from analgesics—
none seen
Parameters useful to
Observer
bias a risk,versus
evaluate analgesia
difficult
to
sedation ordistinguish
underlying
pain
from
analgesia
motor
dysfunction
Ketoprofen
Buprenorphine
Many
Pethidine
Some more effective
Mildly
effective
than others
(see reference for
Variable,
details) longer
duration
Most effective
Equivalent analgesic
without
Buprenorhine gel effect
Insufficient
Buprenorphine undesirable side
effects
Pentazocine
Morphine
Effective
Effective (six doses
more effective
than three doses)
Effective
Effective
Analgesia
Effective
Effective
Effective
Acute, surgical
(castration and/
or tail dock,
varyingsurgical
Acute,
combinations
(orthopedic)
producing
variable
severity of pain)
-abnormal
Behavioral stance
-vocalization
lying,
posture
Level
of sedation
changes,
locomotor
activity
Analgesia
Cortisol level
Cortisol showed ceiling
effect, postural and
locomotor changes useful,
total
lying time—no
Respiratory rate,
Pain assessment
may be
1984, Taylor
foreffects
any group
and Houlton (35) -unsolicited howling ABG (arterial blood difference
subjective or
of
-resents manipulation gas)
analgesia (interpret with
of surgical site
caution)Respiratory rate
-comfortable but
and ABG to evaluate for
1997, Molony
and Kent (24)
effect without
undesirable side
effects
Morphine
Pentazocine
Buprenorphine
Similar results as
control group and
tail dock alone
Lidocaine
Visual
analogue
Heart
rate,
Visual
analogue
scale
Morphine
Effective
Acute,
,
Acute,surgical
surgical 1996,
2001,Stanway
Wilkenson,
-mentation
Vital signs,
Subjective
observation,
Transdermal
Slow onset, prolonged
scalerespiratory
done
by anesthetist,
no
(unspecified)
etetal.
(coronary
al.(37)
(32)
-behavior
vomiting, rate
no correlation
between
fentanyl patch
elimination,
Pain
other
interpretation
Buprenorphine Effective,
lower
pain
stent)
-appetite
defecation,
physiologic
parameters
therapeutic
levels
-demeanor
of
parameters
scores,
longer
drug levels
and
drug levels
achieved
-vocalization
duration
digital
Superficial,
2001, Rodriguez, -response
(By chart to
review)
None
Inconsistent nomenclature Buprenorphine Effective except not
stimulation
deep surgical,
et al. (33)
-lethargy of
and lack of standardization
always sufficient to
wound
organ
-anorexia
alleviate pain from
Sedation
score
dysfunction,
-vocalizing
inflammation
-attitude
inflammation,
-locomotor deficits
Table-response
1. Summary
of selected articles using pain scales in animals (cont.)
to handling
dental,
-teeth
grinding
ophthalmic,
-abdominal
splinting
Quality
of pain Year, study
Behavioral
Physiologic
Conclusionforofevaluation
Analgesia
Analgesia
Behavioral
Respiratory rate
Adequate
Buprenorphine Effective
Acute,
other surgical 2000, Otto et
criteria
evaluated
criteria
evaluated
parameter
usefulness
evaluated
evaluated
beneficial?
(orthopedic)
al. (38)
-vocalization, activity,
of postoperative analgesia
food
and
water
intake,
Piritramide
Effective
Acute,
surgical 1994, Hellebrekers, Pain
Respiratory rate, CONTEMPORARY
No interpretation
Buprenorphine Effective
/ July 2003
TOPICS © 2003 by the American Association for Laboratory Animal Science
15
facial
expression
(soft tissue or
et al. (34)
-biting/licking
wound heart rate, body
of usefulness of
Lameness
orthopedic)
-restlessness
temperature
parameters
Nalbuphine
Effective
2001, Stevens
1998,
et al. Slingsby
(21)
and WatermanPearson (36)
venous catheter
Acute, surgical 1984, Taylor
(orthopedic)
and
Houlton
Chronic
1997,
Vanloo,(35)
(advanced
et al. (31)
tumors)
1994, Liles and
Flecknell (29)
Food and water intake and Buprenorphine
body weight useful
Carprofen
analgesic use
Flunixin
Table 1. Summary of selected articles using pain scales in animals (cont.)
Acute, surgical 1993, Liles and
-Locomotor activity
Body weight
Food and water intake and Buprenorphine
Quality
of pain Year,
study(17)
Behavioral
Physiologic
Conclusion
Analgesia
(laparotomy)
Flecknell
-Food and water
body weightofuseful
criteria
evaluated
criteria evaluated
parameter
usefulness
evaluated
consumption
parameters,
locomotor
Acute, surgical 1994, Hellebrekers, Pain
Respiratory rate,
No interpretation
Buprenorphine
analgesic
useof
(soft tissue or
et al. (34)
-biting/licking wound heart rate, body
of
usefulness
orthopedic)
-restlessness
parameters
Nalbuphine
Acute, surgical 1991, Flecknell
-Locomotor activity temperature
None
Nalbuphine
-abnormal
(unilateral
and Liles (30)
-Food andstance
water
useful parameters,
-vocalization
nephrectomy)
consumption
locomotor activity with
Level of sedation
and jugular
variability
Acute, surgical
(laparotomy)
Amphibians Acetic acid
Cats
Acute,
test surgical
(ovariohysterectomy)
Mice
Dog
Rat
Dog
Rat
Species
Rat
Acute, surgical
(soft tissue or
orthopedic)
Quality of pain
Dog
192
Acute, surgical
(orthopedic)
Acute, surgical
(ovariohysterectomy)
Acute, surgical
(ovarioAcute,
surgical
hysterectomy)
(unspecified)
Acute, surgical
(unspecified)
Acute, surgical
(orthopedic)
Acute, surgical
(castration and/
(orthopedic)
or tail dock,
varying
combinations
producing
Acute, surgical
variable
(castration
and/
severity of pain)
or tail dock,
varying
combinations
producing
variable
severity of pain)
Dog
Cats
Cats
Cats
Sheep
Lambs
Sheep
Lambs
Cats
Acute, surgical
Acute,
surgical
(soft tissue
or
(orthopedic)
orthopedic)
Dog
Dog
Species
Quality of pain
Species
Behavioral
criteria evaluated
Physiologic
criteria evaluated
Conclusion of
1997, Molony
and Kent (24)
1997, Otto
Molony
2000,
et
and(38)
Kent (24)
al.
Cortisol showed ceiling
effect, postural and
total lying time—no
difference for any group
Behavioral
lying, posture
changes, locomotor
activity
Cortisol level
Cortisol showed
ceiling
Adequate
for evaluation
effect,
postural and
of
postoperative
analgesia
total lying time—no
difference for any group
Cortisol
levelrate
Behavioral
Respiratory
lying, postureactivity,
-vocalization,
changes,
food
and locomotor
water intake,
activity
facial expression
Lameness
1994, Hellebrekers, Pain
Respiratory rate,
No interpretation
et al. (34)
-biting/licking
wound
heart
rate,
body
of usefulness
of (cont.)
Table 1. Summary of selected articles using pain scales
in animals
-restlessness
temperature
parameters
-abnormal stance
Year, study
Behavioral
Physiologic
Conclusion of
-vocalization
criteria
evaluated
criteria evaluated
Level of sedation
1994, Hellebrekers, Pain
Respiratory rate,
No interpretation
Analgesia
Respiratory
rate,
Pain
assessment
1984,
Taylor
et al. (34)
-biting/licking
wound heart
rate, body
of
usefulness
of may be
and Houlton (35) -unsolicited
(arterial blood subjective
-restlessness howling ABG
temperature
parametersor effects of
-resents manipulation
gas)
-abnormal
stance
of surgical site
caution)Respiratory rate
-vocalization
-comfortable
but
and ABG to evaluate for
Level
of sedation
slightly uneasy
respiratory depression
Analgesia
Respiratory rate,
Pain assessment
may be
1984, Taylor
-very comfortable
from
analgesics—
and Houlton (35) -unsolicited
howling ABG (arterial blood none
subjective
Level of sedation
seenor effects of
-resents manipulation gas)
1998, Slingsby
Visual
analogue
None
Observer
bias a risk, rate
of surgical
site
caution)Respiratory
and Watermanscale
difficult
-comfortable but
and ABGtotodistinguish
evaluate for
Pearson (36)
-postureuneasy
pain from analgesia
slightly
respiratory
depression
-response
to vocal
-very comfortable
from analgesics—
interaction,
general
Level
of sedation
none seen
stroking, and wound
1998, Slingsby
Visual
analogue
None
Observer bias a risk,
manipulation
and Watermanscale
difficult to distinguish
Visual
analogue
Heart rate,
Visual
analogue
scale
1996,
Stanway
Pearson
(36) ,
-posture
pain from
analgesia
scalerespiratory rate
done by anesthetist, no
et al. (37)
-response
to vocal
Pain
other interpretation
interaction, general
-demeanor
of parameters
stroking,
and wound
-vocalization
manipulation
-response to digital
Visual
analogue
Heart rate,
Visual analogue scale
1996, Stanway ,
stimulation
of
scalerespiratory rate
done by anesthetist, no
et al. (37)
wound
Pain
other interpretation
Sedation score
-demeanor
of parameters
-attitude
-vocalization
-response to handling
-response to digital
Behavioral of
Respiratory rate
Adequate for evaluation
2000, Otto et
stimulation
al. (38)
-vocalization,
activity,
of postoperative analgesia
wound
food and score
water intake,
Sedation
facial
expression
-attitude
Lamenessto handling
-response
Year, study
Effective
Effective, lower pain
scores, longer
duration
Effective
Effective
Morphine
Buprenorphine
Buprenorphine
Piritramide
Lidocaine
Piritramide
Lidocaine
Buprenorphine
Similar results as
control group and
tail dock alone
Similar results as
Effective
control group and
tail
dock alone
Effective
Effective
Variable, longer
duration
Effective,
lower pain
Most effective
scores, longer
duration
Morphine
Buprenorphine
Buprenorphine
Ketoprofen
Mildly effective
Pethidine
Ketoprofen
Buprenorphine
Pethidine
Pentazocine
Buprenorphine
Variable, longer
duration
Most effective
effect without
undesirable side
Mildly effective
effects
Morphine
Pentazocine
Effective
effect
without
Effective
undesirable side
effects
Effective
Analgesia
Nalbuphine
Analgesia
evaluated
Buprenorphine
Morphine
Nalbuphine
Buprenorphine
Effective
Analgesia
Buprenorphine
Analgesia
evaluated
Nya tester utvecklas ständigt, och det som var ”state of the art” i går (som t.ex. ovanstående)
kan vara föråldrat i dag. Moralen är: ett grundvillkor för att en viss försöksmodell ska accepteras är att det är säkerställt att det inte finns modeller som ger samma resultat med mindre lidande (jfr EU-direktivet och DL 19§!) Det bör vara ett krav att försöksledaren kan visa att så
inte är fallet.pteras är att det är säkerställt att det inte finns modeller som ger samma resultat
Lymfkörteltest på smågnagare
GPMT
Tid
>32 dagar
Antal djur32–43
Dermatit utvecklas
ja
Adjuvans krävs
ja
LLNA
7 dagar
16–30
nej
nej
GPMT = guinea pig maximation test
LLNA = local lymph node assay
med mindre lidande (jfr EU-direktivet och DL 19§!) Det bör vara ett krav att försöksledaren
kan visa att så inte är fallet.
Eutanasi
Flera allmänna rekommendationer om eutanasimetoder för försöksdjur finns tillgängliga.
Centrala försöksdjursnämnden publicerade 1995 Euthanasia of experimental animals. EUrapport om avlivning av försöksdjur, en engelskspråkig översikt över vilka fysiska och kemiska
metoder som är lämpliga eller olämpliga för olika djurslag med förhoppningen att rapporten
”skall vara den försöksdjursbaserade forskningen till stöd när det gäller att välja djurskyddsmässigt godtagbara avlivningsmetoder för försöksdjuren”. Sedan dess har dock naturligtvis
rekommendationerna moderniserats. Den största och senaste auktoritativa översikten är
American Veterinary Medical Associations ”AVMA Guidelines on Euthanasia” (juni 2007).
Den finns att ladda ner som pdf-fil från nätet (www.avma.org/resources/euthanasia.pdf). Det
finns dock många frågor som dessa texter inte tar upp, och dessutom pågår det en ständig
diskussion om ämnets olika aspekter.
Eutanasi ska naturligtvis orsaka så lite stress och lidande som möjligt för djuren. Samtidigt
kan detta komma i konflikt med forskningens intresse att försöksresultaten inte ska påverkas. Exempelvis kanske inte vissa typer av sedering eller anestesi går att använda, eftersom de
påverkar de biokemiska data som projektet undersöker.
Ett, som det kan förefalla: humant, sätt att avliva djur är genom en överdos av anestesimedel. Men vissa sådana preparat kan vara direkt plågsamma att använda, i varje fall under vissa
omständigheter. Eter och koldioxid är exempel på detta.
Vissa fysiska metoder – som halshuggning eller att knäcka nacken, ”cervikal dislokation”
– kan förefalla snabba även om de gör ett obehagligt intryck. (De är ”oestetiska”, som jargon193
gen uttrycker det). Hur snabba de i själva verket är kan emellertid diskuteras. Och då kvarstår
frågan om hur skonsamma de är för djuren.
Dessutom har man problemet med andra djur inom syn-, hör- eller lukthåll: i vilken utsträckning påverkas de av olika avlivningssätt?
Fysiska metoder
Halshuggning (dekapitering) och cervikal dislokation
Det finns data som tyder på elektrisk aktivitet i hjärnan i genomsnitt drygt 13 sekunder efter
halshuggning (Mikeska och Klemm 1975). Detta kan tyda på att smärtreceptorer i djuret är
aktiverade. P.g.a. denna studie har man ibland krävt att djur ska vara sövda före halshuggning
eller cervikal dislokation.
En rad andra studier har emellertid hävdat att det inte kan finnas några smärtförnimmelser efter så lång tid, och har därför kortat ned tidsrymden för elektrisk aktivitet till 3–6
sekunder (ibland ännu kortare).
Att söva, eller i varje fall sedera, före avlivningen är under alla
förhållanden angeläget. Att försöka dekapitera en osövd mus kan
lätt göra att man i stället plötsligt står med ett svårt skadat djur i
handen.
För fisk och amfibier räcker det inte med dekapitering. De kan
bara avlivas snabbt om man krossar huvudet (hjärnan).
AVMA:s expertpanel om eutanasi hör till dem som endast vill
tillåta haslshuggning i undantagsfall. HUSUS (The Humane Society of the United States) anser däremot att halshuggning är ett
betydligt bättre avlivningssätt än t.ex. koldioxid, eftersom lidandet
Giljotin för smågnagare (WPI)
vid dekapitering under alla förhållanden är betydligt kortare än
med CO2.
Man har dessutom påpekat att fixeringen i samband med dessa slag av avlivning i sig är
stressande, och att djuren redan av den anledningen bör sederas.
En annan aspekt gäller hur djur i närheten påverkas av att djur avlivas i samma rum. Flera
studier har mätt ev. stressreaktioner hos flera olika djurslag, och resultaten har varit negativa:
någon nämnvärd påverkan har man inte kunnat konstatera.
Koldioxid
(Inhalation.) Används vanligen som avlivningsmedel, men också ibland som anestetikum.
Koldioxid har ifrågasatts allt mer under senare år, eftersom man insett att det alltid orsakar ett lidande som många gånger kan vara mycket stort. Man bör därför helst undvika det,
alternativt kombinera det med någon skonsam inhalationsanestesi. Ska man nödvändigt använda det bör det vara på ett sätt dom orsakar så litet lidande som möjligt.
Då man testat koldioxid på människor har effekterna visats sig vara
plågsamma. Exampelvis har man låtit försökspersonerna andats luft i ett slutet system, d.v.s.
koldioxid på människa
194
ingen frisk luft tillförs utifrån, utan man andas in sin egen utandningsluft. Eftersom kroppen tillgodogör sig luftens syre och släpper ut koldioxiden stiger koldioxidhalten gradvis. Så
småningom blir andningen så snabb och djup att man inte står ut längre. Samtliga försökspersoner avbröt försöket långt innan medvetslösheten skulle inträtt.
Vid lägre koncentrationer (10–12,5%) blir människor medvetslösa efter ett par minuter.
Vid 5–10% får man huvudvärk, dödskänslor, illamående och kräkningar (Paton 1983).
Man kan låta försökspersonerna bli medvetslösa genom att låta dem andas en koncentration av 30% koldioxid. Inte heller denna metod har kommit i bruk p.g.a. de konvulsioner
metoden medför (Freed 1983).
Då mänskliga försökspersoner andades 50% CO2 bedömde dessa upplevelsen som ”highly
unpleasant”, och 100% var ”painful”
En del av de obehagliga effekterna, har det påståtts (Ewbank 1983), beror emellertid på
djurets storlek. Är det större än ett marsvin uppstår en fördröjningseffekt som gör att koldioxiden irriterar andningsvägarna innan medvetslösheten sätter in. Djuret blir oroligt, andas djupt, salivutsöndringen ökar, det håller tassarna för nosen.
Danneman m.fl. (1997) anser däremot, till skillnad från Ewbank, att råttor upplever CO2
som lika obehagligt som människor; det finns ingen anledning att anta något annat.
100%
Prof. David Morton, som är en av världens mest respekterade forskare inom
ämnet försöksdjurskunskap, leder en forskargrupp som publicerat en rad studier som redovisar hur djur reagerar på koldioxid i olika koncentrationer. I alla dessa studier gör djuren
kraftfulla försök att slippa gasen, vilket förklaras bero på dess retande och stickande egenskaper och de kvävningskänslor den orsakar innan man förlorar medvetandet. Försök på människor bekräftar de reaktioner man ser hos djuren. Att avliva djur med koldioxid är, enligt
Morton och hans medforskare, oetiskt med tanke på det lidande det orsakar. Då man jämför
djurens reaktioner på CO2 med andra gaser ser man stora skillnader i gasernas ”djurvänlighet”, med CO2 som värst med god marginal. Morton anser att om man vill avliva djur med
koldioxid bör djuren först sövas med något djurvänligare sövningsmedel.
Att CO2 upplevs som speciellt obehagligt för djuren bekräftas även av andra forskare,
t.ex. Danneman m.fl. 1997. Erkkilä m.fl. 2000, i en studie som egentligen jämför koldioxids
och metoxiflurans lämplighet som anestesi i samband studier av en speciell sjukdom i andningsvägarna (Chlamydia pneumoniae), konstater att mössen kippar efter luft då de sövs med
CO2, vilket inte förekommer med metoxifluran. Förutom att detta stör försök som rör infektioner i nosen, påpekar man att koldioxid är ett obeahligt preparat ur djurens synpunkt,
Iwarsson och Rehnbinder (1993) fann att möss och råttor blev medvetslösa efter upp till
10 rep. 20 sekunder i ren koldioxid; för marsvin tog det upp till 40 sekunder. Under tiden såg
man tecken på lidande, som troligen orsakades av att koldioxiden irriterade andningsvägarnas
slemhinnor, i kombination med en tung och ansträngd andning (kvävningskänslor?).
koldioxid
Raj och Gregory har i ett par uppsatser (1995, 1996) studerat hur grisar reagerar på koldioxid i olika koncentrationer. De har samtidigt jämfört vad
grisarnas tyckte om argon (en ädelgas som är nästan okänd som sövningsmedel, kanske delvis
eftersom den är rätt dyr).
Även om ett utrymmer var fyllt med 90% argon gick grisarna gärna in för att ta för sig av
godsaker (äpplen) därinne. Gasen, som påverkade dem så snart de stack in huvudet i lådan,
gjorde att de snabbt började tappa kroppskontrollen och inte kunde fortsätta, men så snart
koldioxid i lägre koncentrationer
195
de kunde stå stadigt på benen försökte de ta sig in igen. Argon orsakar alltså inget obehag för
dem, utan förefaller vara lukt- och smaklös för grisar.
De flesta av grisarna accepterade också, eventuellt med en viss tvekan, en tämligen låg
koncentration (30%) koldioxid.
90 % koldioxid var däremot tydligen mycket frånstötande. Med något undantag vägrade
samtliga att gå in till godsakerna, t.o.m. om de varit utan mat under ett dygn. Upplevelsen
var så obehaglig att nästa dag vägrade drygt en tredjedel av grisarna att befatta sig med lådan,
fast den då bara innehöll vanlig luft. Detta har två orsaker. Dels har den höga koncentrationen CO2 en skarp och obehaglig lukt, och dels får man kvävningskänslor om man ändå
stannar kvar i gasen.
Argon är alltså helt djurvänligt, 30 % koldioxid acceptabelt, 90 % mycket obehagligt.
Problemet med 30% CO2 är att sövningen tar lång tid. Författarna föreslår alternativet
30% CO2 och 60% argon. Av praktiska och ekonomiska skäl kan man dock misstänka att
den lösningen inte är realistisk, men om möjligt bör den prövas.
Det är vanligare att man kombinerar koldioxid med syrgas (O2) stället för med argon.
Iwarsson och Rehnbinder (1993) provade kombinationen 80% CO2 och 20% O2, och fann
att ”av de undersökta avlivningsmetoderna rekommenderas ur strikt djurskyddssynpunkt
CO2/O2-metoden”.
För möss, råttor och marsvin ansåg emellertid UFAW att koldioxod var ett humant avlivsningsmedel .
Hewett m.fl. (1993) avlivade råttor med koldioxid på flera olika sätt: i en behållare fylld
med 100% CO2, eller i en behållare som gradvis fylldes med CO2 i olika koncentrationer.
Med ingendera metoden kunde man observera tecken på lidande hos djuren.
Liksom vissa tidigare författare konstaterade Danneman och hennes medarbetare
(1997) också en rad bieffekter av koldioxiden: kramper, flytningar och blödningar från nosen,
abnormt ökad salivutsöndring. Vid obduktion hittade man ödem och blödningar i lungorna.
Dessa bieffekter var fler ju lägre CO2-koncentrationen var.
Å andra sidan: ju högre koncentrationen är, desto snabbare avlider djuren, men desto
större smärta m.m. upplever de innan de förlorar medvetandet.
Sammanlagt skapar detta ett dilemma om man (som författarna uttrycker det) absolut
måste använda koldioxid:
Ju högre koncentration koldioxid, desto snabbare men plågsammare död.
Ju lägre koncentration koldioxid, desto långsammare död. Den är inte förbunden med
lika stora smärtor som vid ren koldioxid, men å andra sidan hinner då de olika bieffekterna
uppstå.
bieffekter
Motsättningarna mellan olika författares syn på koldioxidens effekter är slående.En orsak kan
vara metodiska brister: att man här, liksom i andra liknande fall (t.ex. bedömning av smärta
och lidande hos neonataler och fiskar) inte har förmåga eller redskap att läsa av fysiologiska
och beteendemässiga förändringar och rätt tolka deras innebörd.
newcastle-konferensen
För att reda ut sådana problem anordnades 2006 en konferens med
deltagande av ett stort antal experter på CO2 som avlivningsmetod för att fastställa vetenskapens senaste rön på området, för att ge riktlinjer för en så human tillämpning av CO2-avlivning som var möjligt, och att undersöka vilka lämpliga alternativ som fanns tillgängliga
196
(Newcastle consensus meeting on carbon dioxide euthanasia of laboratory animals 2006;
Hawkins m.fl. 2006. Även tillgänglig via <http://www.nc3rs.org.uk/downloaddoc.asp?id=416&
page=292&skin=0>). Som ett resultat av konferensen enades majoriteten av deltagarna om bl.
a. följande:
♦
Det finns ingen ”idealisk” metod att avliva djur med koldioxid. Vare sig man utsät
ter djuren för full gaskoncentration från början eller låter koncentrationen stiga
gradvis utsätter man djuren för lidande.
Orsaken är att ryggradsdjuren har lukt- och smakreceptorer som snabbt
påverkar andningsmeakanismerna och resulterar i andnöd. Dessutom omvandlas
koldioxiden till kolsyra i ögonens, nosens och munnens slemhinnor, vilket aktiverar
smärtreceptorer och alltså ger smärtupplevelser. Det är därför djur försöker und
komma koldioxid över en viss koncentrationsnivå. [Att avfärda djurens beteende då
de försöker slippa ifrån koldioxiden med jämförelser som att människor tycker att
gödsel och liknande luktar illa och därmed vill slippa ifrån lukten är alltså miss
visande.]
♦
Om djuren placeras i en behållare med hög koncentration koldioxid (över 50%)
kommer de att upppleva minst 10–15 sekunders smärta i de övre luftvägarnas slem
hinnor innan de förlorar medvetandet. Detta är ett allvarligt problem för dem.
Innervationen i näsa/nos, ögon och andningsvägar hos däggdjur (som råttor och
människor) är mycket likartad, och den ”tröskelnivå” vid vilken smärtreceptorerna
reagerar är densamma. Man kan därför anta att de upplevelser mänskliga försök
spersoner haft delas av t.ex. möss och råttor.
Då försökspersoner fick testa koldioxid i olika koncentrationen under en enda
inandning börjar en del av dem beskriva känslan som ”smärtsam”. Andelen försök
spersoner som använder detta ord (det högsta av de fyra alternativen ”Not unpleas
ant”, ”Unpleasant”, ”Uncomfortable” och ”Painful”) stiger med ökande CO2-kon
centration. Kontakten med koldioxiden beskrivs ofta, oberoende av koncentration,
som ”brännande”. Om man utgår från försökspersonernas upplevelser finns det
anledning att anta att mössen och råttorna i varje fall upplever smärta om koncen
trationen CO2 överstiger 50–60%.
Med hjälp av EEG (som mäter hjärnans elektriska aktivitet) och telemetri har
man undersökt vad som händer i råttor som utsätts för 100% koldioxid. Inom tre
sekunder går hjärtverksamheten ned, vilket tyder på en påfallande irritation i and
ningsväggarna eller aktivering av smärtreceptorerna. De är vid medvetande under
upp till 15 sekunder. Konferensen konstaterade att det är ytterst sannolikt att denna
tid är fylld med smärtupplevelser och ett extremt lidande. EEG-mätningen visar
att hjärnverksamheten sedan slocknar efter närmare 40 sekunder (med ett spann på
23–50 sek.)
Konferensen sammanfattar resultatet med orden: ”This is a serious welfare
problem”.
♦
Om djuren utsätts för stigande koncentration av koldioxid upplever de snart situ
ationen som så obehaglig att ingenting kan locka dem att stanna kvar om de har
möjlighet att komma därifrån. Även råttor som först utsatts för svält och sedan
fick tillgång till mat lämnade denna redan när CO2-koncentrationen var så låg som
15%.
CO2-koncentrationer på 7% ger andnöd hos människor, och den blir allvarlig
197
vid 15%. Andnöd kan orsaka ett påtagligt lidande hos människor, och det är möjligt
att mössen och råttorna upplever detsamma. Då koncentrationen stigit till ca 30–40% blev djuren medvetslösa. Under tiden
fram tills dess – ungefär 2 1/2 minut – har djuren rimligtvis upplevt lidande, efter
som de inte kunnat undkomma koldioxiden. (Koncentrationen ökade med 20% av
behållarens volym/minut, vilket är rätt långsamt. I många laboratorier öker koncen
trationen snabbare, vilket ökar risken att djuren upplever den brännnande smärtan
och intensiv andnöd innan medvetslösheten inträder.) Sedan djuren blivit medvet
slösa börjar hjärtverksamheten gå ner och djuren kan få kramper, men just detta kan
därför inte orsaka något lidande.
Men sammanfattningsvis: enligt konferensens samlade bedömning kan även
denna metod, med stigande koncentration av koldioxid fram till medvetslösheten,
”be a serious welfare problem”.
hur ska man göra?
Danneman m.fl. (1997) föreslår tre alternativa lösningar för en human
avlivning med CO2 (men ger samtidigt läsaren ett intryck av att den fjärde metoden, att använda något annat avlivningssätt, är den bästa):
(a) Placera djuren i en tom behållare låt den gradvis fyllas med 70% koldioxid (de övriga
30% kan vara luft eller syrgas).
(b) Som i (a), men öka CO2-koncentrationen till 100% när alla djuren är medvetslösa. De
dör då snabbare, men slipper uppleva smärtorna.
(c) Placera djuren i en tom behållare låt den gradvis, och långsamt, fyllas med 100%
koldioxid.
I en färsk uppsats försöker sig Conlee m.fl. (2005) på en sammanfattning av läget. De konstaterar att de olika erfarenheterna och studierna förefaller oförenliga. Men just eftersom läget
är så oklart, och eftersom så många rapporter ändå tycker sig konstatera att CO2 medför lidande hos djuren, bär man ge dem ”the benefit of doubt” och avstå från CO2.
Många anser emellertid koldioxid rationellt och ekonomiskt då det gäller att avliva många
djur på kort tid. David Morton har i flera sammanhang (även i t.ex. Leach m.fl. 2004) föreslagit att det mest humana är att man först söver djuren med exemplvis halotan, och därefter
avlivar dem med koldioxid.
(I brist på halotan, som knappast används längre, bör någon annan icke-stressande inhalationsanestesi användas.)
Newcastlekonferensen konstaterade att om man absolut ska använda koldioxid bör man
använda en stigande koncentration. Den bästa hastighetsökningen är svår att fastställa, men
med en ökning av 20% av behållarens volym/minut (varvid gasen lämpligen tillförs uppifrån
i stället för nedifrån, så den tyngre koldioxiden blandar sig bättre med luften) kunde man inte
se några direkta tecken på smärta, däremot på andnöd. Sedan djuren blivit medvetslösa kan
man givetvis öka koncentrationen snabbt utan risk att djuren utsätts för ökat lidande.
Att först använda en inhalationsanestesi är naturligtvis en bra lösning, men man bör observera att även många anestesigaser är irriterande och kanske smärtsamma för djuren. Konferensen nämner sevofluran som ett tänkbart alternativ.
198
Foster och neonataler
Om man avlivar ett dräktigt djur med ett systemiskt verkande preparat (t.ex. en överdos
anestesimedel) innebär detta inte nödvändigtvis att även fostren dör. Det som är överdos för
modern behöver inte vara det för fostren. Däremot blir de sannolikt sövda, och avlider så
småningom sedan moderns hjärtverksamhet upphör. [PW, CM 050512]
Men embryon och foster kan inte avlivas snabbt med CO2. I livmodern är de ju anpassade för ett liv med mycket låg syrehalt i vävnaderna, och de kan vara vid liv ännu efter 15
minuter (eller t.o.m. mer) i koldioxid. I stället ev.: dekapitering. (CM 050515).
Också neonataler kan överleva länge i miljöer med mycket låg syrehalt. CO2-eutanasi av
unga djur ställer därför andra villkor än om för vuxna.
199
8 . Speciella sjukdomsmodeller och försök
8
Några speciella sjukdomsmodeller och försök
Akutförsök
Med akutförsök menas att djuret inte utsätts för några försöksåtgärder innan det sövts ner.
Seden försöket avslutats avlivats djuret innan det vaknat ur narkosen. Ett akutförsök kan
också innebära att djuret avlivas direkt, och då exempelvis endast tjänar som organdonator,
undersökningsobjekt eller liknande.
Ett akutförsök innebär inte att försöket är problemfritt ur etisk synpunkt. Dels kan djuren
utsättas för lidande även vid akutförsök, och dels handlar den etiska problematiken ju inte
bara om djurens lidande, utan också om i vilken utsträckning (om någon) djur alls ska användas för ett visst försök – d.v.s. om försökets samhällsnytta och om det finns djurfria eller
djurbesparande alternativ.
Det är alltså fortfarande mycket viktigt att bedöma försökets syfte, alternativ, dokumentationskrav, djurart och antal djur (inkl. eventuell genmodifiering och dess konsekvenser),
transport och återhämtningstid efter denna, vård och förvaring, samt sövnings- och avlivningsmetoder.
Då ”Anvisningar för blankettens ifyllande” nämner akutförsök som exempel på den lägsta
nivån på den tregradiga skalan för smärta och lidande är detta följaktligen missvisande. Även
akutförsök kan innebära stora påfrestningar av olika slag.
Ett autentiskt exempel är en ansökan om akutförsök, vilken som av beredningsgruppen bedömdes vara okontroversiell och var nära att godkännas av nämnden. Det visade sig emellertid att, enligt ansökan, råtthonor
skulle transporteras på ett sent stadium av dräktigheten (vilket är olagligt), och efter en otillräcklig återhämtningstid under isolering avlivas på ett sätt som redan i sig skulle orsakat lidande och ångest för både mödrar
och foster.
Kirurgi m.m.
Att komma åt hjärnan
Vid djurmodeller av t.ex. Alzheimers, Parkinson, epilepsi och andra sjukdomar, liksom vid
studier av lust- och olustcentra (t.ex. alkoholforskning), smärtforskning m.m., har man ofta
anledning att göra smärre ingrepp i hjärnan. Det kan gälla att plantera in elektroder för att ge
200
Mask över nosen
för isofluransövning
Skallen frilagd
Huden över skallen
vikt åt sidorna
Hållare som fixerar
huvudet med hjälp av
spetsar in i varje öra
Termometer i anus
elektriska impulser eller mäta hjärnans elektriska aktivitet (EEG), eller för att ge injektioner av t.ex. olika
nervgifter för att slå ut delar av hjärnans funktioner.
En filmupptagning med korta glimtar från proceduren finns på http://www.expo21xx.com/automation21xx/14913_st3_university/default.htm.
Cancer
Olika slag av cancer
Tumörer kan ha mycket olika effekt på djurets välbefinnande beroende på deras karaktär och placering.
Även en mänsklig patient kan ha t.ex. en omfattande
cancer i levern utan att detta orsakar något allvarligt
lidande, medan hos en annan patient även en liten
cancertumör i levern med en annan placering kan
I en stereotaxisk ram kan t.ex. en injektionsnål
vara mycket smärtsam. En motsvarande liten tumör i
placeras i hjärnan med stor precision. EB = ear bar;
hjärnan kan, om den påverkar t.ex. de mycket smärtNC = nose clamp (fixerar huvudet med spetsar
mot öronen och hållare kring nosen).
känsliga hjärnhinnorna, orsaka svåra smärtor medan
en stor och tydligt synlig tumör på flanken av en råtta
inte tycks bekomma den alls. (Intrycket att en tumör inte tycks orsaka djuret några problem
behöver dock inte vara korrekt – jfr ovan om Myten om den säkra bedömningen – utan
201
måste undersökas med mer precisa metoder.) Tumörer i fotsulan, ögat och svansen kan vara
mycket smärtsamma, liksom tumörer i muskulaturen.
Vilka delar av kroppen som angrips kan man delvis kontrollera när man ger djuret sjukdomen. Å ena sidan kan man med ett kirurgiskt ingrepp placera cancerceller precis där man
vill ha dem; å den andra kan man ge cancer i lymf- eller blodsystemet som sprider sig i tämligen okontrollerat.
Om cancern behöver man alltså veta:
♦
var tumören/tumörerna sitter eller hur den sprider sig;
♦
i vilken utsträckning den sätter metastaser;
♦
♦
♦
♦
♦
♦
om den är solid, växer in i angränsande vävnader (är infiltrativ), eller alstrar asci
tes-vätska;
hur stor den tillåts bli;
hur snabbt den växer och när de kritiska perioderna infaller;
vilka speciella symptom som kan förväntas;
hur placering och storlek kontrolleras och hur ofta detta görs;
vilken påverkan på djuren man kan vänta sig (på grundval av litteraturen och erfarenheter från kolleger eller gruppen själv, inklusive från pilotförsök).
UKCCCR guidelines for the welfare of animals in experimental neoplasia betonar att det är viktigt att man gör pilotförsök av nya cancermodeller innan man startar försök i full skala. Man
ska då identifiera speciella, relevanta problem, beskriva tidsskalan för olika kritiska skeenden,
och ger möjlighet att bestämma en skonsam slutpunkt. Stora delar av det följande är hämtade
från dessa riktlinjer. (För UKCCCR, se ordförklaringarna.)
Symptom, undersökningsmetoder och avbrytningspunkt
Under sjukdomsförloppet måste man förstås uppmärksamma de aspekter som i första hand
påverkas av det aktuella försöket. För solida tumörer kan det vara sårbildning, bölder och
avmagring. För ascitesbildande tumörer är utspänd buk, anemi och avmagring viktiga tecken.
Vissa cancerformer kan medföra speciella problem. Cancertumörer i mjölkkörtlarna, t.ex.,
kan vara svara för en stor del av djurets vikt utan att djuret är allvarligt påverkat om de är
fördelade på många småtumörer, medan en ensam stor tumör kan vara mycket plågsam och
gör att djuret måste avlivas. Bedömningen försvåras av att det kan vara stora skillnader mellan
individerna både beträffande antalet tumörer och hur snabbt de växer.
De vanliga, allsidiga undersökningarna av djuret måste göras minst dagligen, och oftare
under kritiska perioder. De måste kompletteras med andra undersökningsmetoder för speciella cancerformer: andningsfrekvens för lungcancer, neurologiska störningar för hjärntumör,
kontroll av blodceller vid leukemi. Avbrytningspunkten bör preciseras på ett adekvat sätt och
fastställas på grundval av sådana undersökningar.
Vid obduktionen av djuren kan man upptäcka problem som man missat vid den normala
inspektionen. UKCCCR betoner: Humane end points and other procedures should be refined
in the light of experience (kursiverat i originalet). Detta innebär naturligtvis att allmänt for202
mulerade avbrytningspunkter som ”nedsatt allmäntillstånd” är otillräckliga. Detsamma gäller
kriterier som stillasittande/obenägenhet att röra sig, piloerektion o.s.v. Dessa innebär att
djuret har sådana smärtor att den humana avbrytningspunkten redan passerats.
Problemet med att avbryta försöket innan det börjar orsaka lidande är naturligtvis
svårigheterna att bedöma tumörens storlek. En tumör under huden på djurets sida kan iakttas
direkt, men ligger tumörerna djupare blir det svårare.
Ett sätt att kontrollera tillväxten av levertumörer genom laparoskopi berörs i avsnittet om
avbrytningspunkter (under rubriken Andra undersökningsmetoder). Man kan också bygga in
kontrollen i försöksdesignen: djuren delas in i grupper som avlivas och obduceras vid i förväg
bestämda tidpunkter. Härigenom får man en uppfattning om cancerutvecklingen innan denna börjat orsaka kliniska tecken hos djuren.
UKCCCR anser det oacceptabelt att lägga avbrytningspunkten så sent att man tydligt ser att
djuret kommer att dö. Grundkravet är att de tas ur försöket innan de blir döende. Avbrytningspunkten måste preciseras på ett adekvat sätt och fastställas på grundval av
♦
tumörens storlek,
♦
djurens beteende.
♦
sådana undersökningar av speciella cancerformer som nämnts ovan, och
Smärtorna vid cancer kan vara av en annan karaktär än efter t.ex. en magoperation. Djurens
beteende, d.v.s. de kliniska tecknen på smärta och lidande, kan då vara andra än de vid andra slag av smärtor. Detta måste man naturligtvis ta hänsyn till då man bedömer djuren och
bestämmer avbrytningspunkt.
I en studie (Roughan m.fl. 2004) där man opererat in cancerceller i urinblåsan hos råttor
fick man avliva 20% av djuren efter 2 à 3 veckor (vilket var tidigare än beräknat), eftersom de
föreföll ha starka smärtor och vara döende. Symptom: de rörde sig inte ens då de hanterades,
de hade minskat mer än 10% i vikt, de hade mycket blod i urinen, och man kunde känna att
de hade en stor cancertumör.
Indikationer på eutanasi föreligger om tumören:
♦ är mer än 10% av musens kroppstorlek eller ca 1 cm i diameter (för råtta 2 cm:
Østergaard 2008);
♦ är såriga;
♦ påverkar förmågan att äta, dricka, urinera och defektera, röra sig eller
djurets fysiska förmåga (Foltz 1999).
Ibland anger ansökningar tumörens maximalt tillåtna storlek i vikt i stället för som diameter.
I stort sett kan man räkna med en specifik vikt på 1, d.v.s.:
Mus 1 g (ca 12 mm diameter kan accepteras), ca 900 mm3.
Råtta4 g (ca 20 mm diameter), ca 4200 mm3.
(Detta förutsätter att tumören är placerad på ryggen eller flanken. Jfr Østergaard 2008.)
I verkligheten är dock inte tumörer sfäriska eller ens runda, utan snarare ovala och lätt tillplattade. En formel som brukar användas för att ge en ungefärlig uppfattning om tumörens
storlek är (a x b2)/2, d.v.s.: tumörens längd multipliceras med kvadraten på tumörens bredd,
varpå produkten divideras med två. Exempel: om bredden är 9 mm och längden är 14 mm,
203
blir volymen 567 mm3 (d.v.s. drygt en halv kubikcentimeter).
Cancer och smärtlindring
Om cancertumörer tillåts växa så långt att de orsakar lidande för djuren är grundkravet (enligt Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om djurförsök L55, 2. kap, 7§) att de får smärtlindrande behandling. Ett vanligt sätt är att ge djuren buprenorfin (Temgesic). Det har dock
visat sig att detta kan vara alldeles ineffektivt.
I ett försök (Loo m.fl. 1997) gav man möss cancer i lymfsystemet, vilket så småningom
började ge dem smärtor. Detta var lätt att konstatera genom att de åt och drack mindre, var
mer stillasittande, putsade sig mindre, fick piloerektion, och satt i en hopkurad ställning. En
grupp behandlades då med buprenorfin (0,5 g/kg; ca en vecka före döden), men det blev inga
märkbara skillnader mellan dem och den obehandlade kontrollgruppen. Båda grupperna led
tydligen lika mycket, trots buprenorfinet.
Varför det blev så vet man inte. En hypotes är att den smärtstillande behandlingen var
otillräcklig för att lindra smärtan. En annan är att buprenorfinet visserligen har en effekt mot
smärtan, men att lidandet också beror på andra faktorer som inte påverkas av den smärtstillande behandlingen.
Till detta kan man lägga att man troligen inte skulle nå bättre resultat genom att utgå från
den första hypotesen och öka dosen buprenorfin; detta på grund av den ”takeffekt” som gör
att en stor (eller upprepad) dos buprenorfin snarare kan motverkar effekten av en första, mindre dos. Se vidare avsnittet om buprenorfin ovan.
I det försök med cancer i urinblåsan som nämnts ovan (Roughan m.fl. 2004) behandlade man en grupp råttor där de allvarligaste symptomen utvecklats först något senare med
meloxikam och en annan med karprofen någon timme innan de avlivades. (Båda är smärtstillande medel av NSAID-typ.) Deras smärtsymptom under de fem dagarna innan de fick
smärtstillande medel och kort därefter avlivades var på flera sätt annorlunda än efter en
normal magoperation. Råttorna letade mer än vanligt efter mat och avföring att äta; de stod
ofta på bakbenen och skakade i kroppen; de lade sig ned på ena sidan; vokaliserade när man
hanterade dem; de sträckte ut sig horisontellt i stället för att kröka ryggen som vid vanliga
buksmärtor, och de muskelryckningar som är vanliga efter smärtsamma bukoperationer var
nu sällsynta. Däremot hade de muskelryckningar i huvudet, och de rörde sig cirklande.
Det påfallande var att effekten av de i vanliga fall effektivt smärtstillande meloxikam och
karprofen var obetydlig. De cirklande rörelserna avtog något, men det mest märkbara var att
råttor som fått meloxikam eller karprofen inte längre slickade sig på buken så som de som
inte fått någon analgesi alls.
Allt detta tycks visa att den smärtstillande behandlingen har en viss effekt, men inte alls
tillräcklig för att lindra djurens lidande i någon större grad.
Man kan alltså dra två viktiga slutsatser av detta:
204
♦
de tecken på lidande som brukar nämnas i standardiserade bedömningsscheman
– och därmed som kriterium på avbrytningspunkt – är inte fullt tillämpliga i olika
specialfall, som t.ex. åtminstone en del cancersjukdomar;
♦
de analgetiska medel som är vanliga i försöksdjurssammanhang kan visa sig mycket
otillräckliga mot cancersmärtor
Strålning
Blodkroppar (d.v.s. röda och vita blodkroppar samt blodplättar) bildas då benmärgens stamceller delar sig. Flera typer av blodsjukdomar kan botas genom benmärgstransplantation,
d.v.s. man förstör den blodbildande förmågan hos patientens benmärg och injicerar i stället
nya, blodbildande (hematopoetiska) stamceller från en givare.
Inom bl.a. stamcellsforskningen har det blivit vanligt med sådana benmärgstransplantationer, som då oftast utförs på möss. Man slår då ut musens benmärg genom radioaktiv
strålning och ersätter de förstörda hematopoetiska cellerna genom injektion av nya celler i
svansvenen.
Det finns två problem med detta.
Dels kan det förekomma att de injicerade cellerna inte hittar fram till musens benmärg
för att där börja sin blodbildande verksamhet. Resultatet blir att musen dör av blodbrist.
Dels är det också andra organ än benmärgen som skadas vid bestrålningen. Dessa, för
försöket oönskade och enbart besvärande, sidoeffekter är en mycket vanlig komplikation och
kan orsaka allvarliga skador. Det är främst detta problem som ska beröras här.
Den stråldos man använder brukar vara av storleksordningen 9 Gy (förkortning för Grey;
förr användes enheten rad = 1/100-dels Gy). Så stora doser är letala och gör att musen dör
efter 2–3 veckor p.g.a. den förstörda benmärgen. Detta undviker man dock om transplantationen av de nya cellerna fungerar.
Men det är också framför allt mag-tarmkanalen som skadas vid bestrålningen. Den är
känsligare och påverkas redan vid betydligt lägre doser. Resultatet kan vara diarré, uttorkning
och viktnedgång, vilket naturligtvis orsakar ett lidande som gör att djuret kanske måste tas ur
försöket.
Penson m.fl. (2008) har emellertid visat att detta problem kan undvikas genom att man
utnyttjar skillnaderna i celldelning mellan mag-tarmkanalen och benmärgens blodbildningssystem. Cellerna i den förra är känsliga för strålning, men nybildas snabbt. Metoden är därför
helt enkelt att dela upp strålningen i två doser. Efter en första dos på t.ex. 4,5 Gy har man
åstadkommit skador på både mag-tarmkanalen och benmärgen. Man gör då en paus på ca 3
timmar, under vilken cellerna i mag-tarmkanalen snabbt repar sig igen. En ny stråldos på 4,5
Gy fullbordar förstörelsen av benmärgen, men utan att skadorna i tarmen blir så allvarliga.
Författarna förklarar att med denna metod har de sidoeffekter som annars var normala nu
blivit sällsynta.
Om däremot själva celltransplantationen av någon anledning inte fungerar, så blodbildningen inte kommer igång, kan symptomen börja visa sig redan efter 10–15 dagar. Författarna har gjort upp ett bedömningsschema med variablerna vikt och viktförändring, aktivitet,
skjuter rygg, piloerektion, insjunkna ögon, ”tip toe walking”, utsträckt/upprest kroppshållning och uttorkning (utanför schemat nämner man också svullet huvud). Med hjälp av dessa
avbrytningskriterier kan man se att transplantationen misslyckats och att djuret måste avlivas.
(Not: i den tryckta versionen av författarnas redovisning använder man enheten cGy,
d.v.s. centigray = en hundradels Gray. Detta är dock en felskrivning eller feltryck. Det man
menar är Gy, Gray.)
Immunisering
Vad menas med immunisering?
205
Det korta svaret:
Då vissa främmande ämnen, antigener, kommer in i kroppen tillverkar immunförsvaret
antikroppar mot dessa. Sådana antikroppar finns sedan kvar i kroppen och kan snabbt mobiliseras mot liknande angrepp i framtiden. Immunisering innebär att man avsiktligt startar
denna process genom exempelvis en injektion av antigenet.
Det något längre svaret;
Då man tillför kroppen ett främmande ämne, ett antigen (t.ex. genom smitta eller en
skada på huden), aktiveras kroppens immunsystem. Detta består av två delar: det ”allmänna”
(medfödda) och det specifika.
Det medfödda försvaret börjar fungera snabbt, är inte specifikt i förhållande till någon
speciell antigen, och tämligen kortvarigt. Det specifika försvaret utvecklas som svar på speciella antigener, tar lite längre tid på sig för att utvecklas, och har en ”minneseffekt” som kan
göra att man i framtiden är skyddad mot nya angrepp av samma antigener.
I praktiken samverkar de båda systemen, men det är framför allt mekanismerna och problemen i samband med det specifika systemet som är aktuella i djurförsökssammanhang.
De viktigaste aktörerna är de vita blodkropparna (lymfocyterna), främst T- och B-lymfocyter, samt det lymfatiska systemet: brässen, mjälten, lymfknutor och andra lymfatiska
vävnader. Lymfocyterna bildas ursprungligen, som alla blodceller, i den röda benmärgen. Där
mognar också B-lymfocyterna, medan T-lymfocyterna mognar i brässen (tymuskörteln). Viktiga vidareutvecklingar äger också rum i andra delar av det lymfatiska systemet, som i lymfnoderna
På lymfocyternas yta finns receptorer, där varje typ är specialiserad för att häfta vid ett
visst antigen. Varje lymfocyt kan därmed bara häfta till ett slags antigen. Å andra sidan finns
det många miljarder olika sådana typer av lymfocyter, så beredskapen mot olika antigen är
ändå rätt god.
Då det främmande ämnet kommer in i organismen startar en komplex händelsekedja som
mycket förenklat bl.a. innebär att antigenet bryts ned till peptider som möter lymfocyternas
antigenreceptorer. Sedan lymfocyterna därigenom aktiverats, alstras senare i utvecklingsförloppet antikroppar (även kallade gammaglobuliner el. immunglobuliner), d.v.s. de proteiner
som har till uppgift att ta hand om och oskadliggöra de främmande mikroberna (antigenen).
De cirkulerar i kroppen som fria molekyler eller sitter på ytan av B-lymfocyter. Framställning
och studium av dessa antikroppar spelar en viktig roll inom djurförsöksverksamheten.
Ett exempel från utforskandet av detta komplexa fält visar hur valet av försöksdjur kan leda forskningen på
villovägar.
Hur det lymfatisk/immunologiska systemet hängde ihop var ännu på 1950-talet ganska okänt. Lars Gyllensten var då forskare på Karolinska Institutet där han så småningom blev professor. (Senare fick hans skönlitterära författarskap honom att överge den medicinska vetenskapen, vilket så småningom förde honom till
Svenska Akademien och posten som dess ständige sekreterare.) Han föreställde sig att de lymfatiska vävnaderna hänger samman i ett ömsesidigt samspel. Vad händer då om man tar bort en komponent på ett tidigt
stadium i utvecklingen? Gyllensten valde att ta bort brässen hos neonatala marsvin; hos dem är den ganska
stor och ligger ytligt och lätt tillgängligt på halsen. Ingenting alltför dramatiskt hände, men Gyllensten tyckte
sig, i sin doktorsavhandling 1953, se att den övriga lymfatiska vävnaden tillväxte på ett kompensatoriskt sätt.
Normalt hade emellertid följderna blivit mer dramatiska. Eftersom T-lymfocyterna mognar i brässen
borde hela immunsystemets utveckling ha störts, eller snarare förstörts, av operationen. Organismen skulle
förlorat sin förmåga att skilja de egna vävnaderna och cellerna från dem som kommer utifrån.
Men nu är just marsvin ganska välutvecklade vid födseln. Brässen, som är så viktig för uppkomsten av
normal immunkompetens, har hos de nyfödda marsvinen – som Gyllensten senare uttryckte det – ”så att
206
säga gjort det mesta av sitt”. Brässens funktion förblev därför oupptäckt.
Hos neonatala möss eller råttor, däremot, är brässen ännu inte färdigutvecklad. Den motsvarar då ett
mänskligt foster i fjärde eller femte månaden. Och Gyllensten konstaterar (melankoliskt?): ”Hade jag arbetat
med nyfödda råttor eller möss hade jag haft chansen att göra en mycket betydelsefull upptäckt. [...] Hela
detta komplex hör till den moderna medicinska forskningens viktigaste inmutningar. Insatser på området har
belönats med Nobelpris. Jag var så att säga på rätt spår – med fel försöksdjur.”
Immunisering innebär alltså att man för in något främmande ämne i kroppen för att få en
reaktion från immunsystemet. Inom humanmedicinen använder man t.ex. ofta den minnesmekanism som finns inbyggd i systemet och som innebär att kroppen ”minns” den första immuniseringen (t.ex. efter en vaccinering med en svag dos av ett smittämne). Resultatet är att
då kroppen utsätts för samma antigen en andra gång (t.ex. som naturlig smitta) reagerar dess
immunförsvar snabbare och kraftigare än den första gången, då reaktionen på vaccineringen
var obetydlig, och hindrar en från att bli sjuk.
Inom djurförsöksverksamheten spelar immuniseringar en mycket viktig roll. Det finns
mängder av sjukdomar av de mest olika slag där man försöker hitta botemedel med hjälp av
immunförsvaret: cancer, HIV, hepatit, magsår och många andra.
Andra, s.k. autoimmuna sjukdomar, beror på att kroppens immunförsvar råkat i olag och
antikroppar börjat angripa den egna organismen. Hit hör t.ex. reumatoid artrit, vissa typer av
blodbrist, m.fl. För att studera sådana sjukdomar och terapimöjligheter har man utvecklat en
mängd olika djurmodeller.
Man använder också djur för att studera immunsystemet i sig under olika omständigheter,
exempelvis hur det reagerar på olika slag av antigen. För att förstärka immunreaktionen tillsätter man ofta ett särskilt ”hjälpämne”, ett adjuvans, och naturligtvis forskar man också på
hur olika adjuvanter, ev. i samverkan med olika antigener, påverkar immunsvaret.
Förutom sådana slag av grundforskning och mer eller mindre tillämpad forskning använder man immunisering för att med hjälp av djuren framställa olika slag av biologiskt material
som sedan ska användas för forskning eller framställning av mediciner. Att utvinna olika slag
av antikroppar för att sedan använda dem för något specifikt ändamål (se om monoklonala
och polyklonala antikroppar nedan) är exempel på det.
Immunisering kan innebära problem för ett försöksdjur på flera olika sätt:
• Vissa immuniseringsvägar/administrationssätt kan vara förbundna med smärta.
• I samband med immunisering för vissa ändamål kan det förekomma att
djurhållningen av slentrian är olämplig.
• Resultatet av immuniseringen, t.ex. att framkalla en autoimmun sjukdom, kan
orsaka ett stort lidande.
• Vissa adjuvanter kan vara mer eller mindre svårt vävnadsretande.
207
Immunisering i trampdynan m.m.
Regelverket (DFS 2004:4 (L 55), 3 kap. 1 §) förbjuder vissa immuniseringsvägar. Vissa av
dessa förbud är troligen sällan några problem för forskare och är samtidigt lätta att förklara.
Injektion i huden (intrakutan injektion), t.ex., i en mus eller råtta är inte bara svår att göra
(särskilt i mus är risken stor att det blir en subkutan injektion i stället), utan orsakar lätt sår
och infektioner. (Jfr också om injektioner ovan.)
Förbudet mot injektion i trampdynan i ”annan djurart än kanin” är konstruerat i två steg.
En djurförssöksetisk nämnd får medge undantag från förbudet om injiceringen bara gäller en
baktass. Vill man immunisera i en eller båda framtassarna, eller i båda baktassarna, krävs dispens från den centrala myndigheten (4 kap 1 §).
Orsaken till förbudet mot immunisering i framtassarna är att djuret då inte kan hantera
sin mat. Och djurets tyngd vilar helt eller delvis på baktassarna. Är båda injicerade orsakar
man ofrånkomligen smärta och lidande. I USA, t.ex., har man på många håll direkta förbud
mot imunisering i framtassarna, och ibland också mot varje immunisering i baktassarna.
För många immuniseringsförsök vill man emellertid trots detta injicera i (minst) en baktass. Detta beror inte bara på att immunisering i trampdynan (ofta tillsammans med Freunds
kompletta adjuvans) är ett vanligt protokoll för att framställa antikroppar. Immunresponsen
kan snabbt och enkelt preliminärt avläsas genom den (smärtsamma) svullnad som uppstår i
tassen. Och tassen dräneras direkt av knäets lymfknutor (popliteallymfknutor) och därefter
av lymfknutor i höft och ljumske, där en mängd lymfocyter bekvämt kan skördas för senare
analys.
Man kan emellertid undvika detta problem genom att injicera i hasen i stället för i själva
foten. Kamala (2007) immuniserade 8–12 veckor gamla möss från sex olika inavlade stammar
med två olika antigener (ovalbumin och humant alfa-laktalbumin) och med Freunds kompletta adjuvans, dels i den ena bakfotens trampdyna och dels i hasen till motsvarande fot. Därefter avläste man immunresponsen i de tre närmaste lymfknutorna (knä, ljumske och höft),
och fann att den var lika bra eller bättre vid hasimmunisering jämfört med immunisering i
trampdynan.
Under hela förloppet poängsattes djurens rörlighet i en blindstudie av två djurskötare som
arbetade obeoende av varandra, och resultatet visade att det var
en mycket tydlig skillnad i påverkan på djurens rörlighet mellan
de två metoderna. Här fanns det också en skillnad mellan olika
musstammar. Då man injicerade i hasen blev det inga störningar
i rörelseförmåga hos några av djuren, med undantag för några
obetydliga förändringar dag 3, 4, 10 och 11 i en av stammarna
(B10.D2). I samma stam ökade f.ö. anmärkningsvärt nog problemen ytterligare fr.o.m. dag 8 även för de möss som injicerats i
trampdynan.
Och studien konstaterar sammanfattningsvis:
”Denna undersökning visar att hasimmunisering är bättre än
immunisering i trampdynan vad både styrkan och kvaliteten hos
den inducerade immunresponsen på proteinantigener beträffar.
Den är också mycket humanare, genom att den påverkar mösInjicering i hasen på mus.
(Kamala 2007)
sens möjlighet att röra sig i betydligt mycket mindre grad.”
208
Polyklonala antikroppar
Polyklonala antikroppar reagerar på en mängd olika antigener och är därför ett effektivt försvar för kroppen mot olika sjukdomsalstrande mikroorganismer, och de används i många olika
sammanhang inom forskningen. Vid framställningen använder man vanligen kaniner.
Kaninen injiceras med ett antigen, ofta tillsammans med något adjuvans. Efter någon tid
börjar man ibland ge flera s.k. boosterinjektioner med adjuvans för att ytterligare öka antikroppsvaret. Antikropparna utvinns från blod som man vanligen tar från de stora venerna i
kaninens öron.
Antikroppsbildningen är i sig inte plågsam för kaninen. Problemen gäller användningen
av adjuvans, blodtappningen (se under Blodprov ovan) samt långtidsförvaringen av djuren.
Om adjuvans, se nedan.
De nu gällande bestämmelserna (DFS 2004:4, 3 kap 5 §) om blodtappning av kaniner
för skörd av polyklonala antikroppar är felaktiga eftersom de accepterar en endast hälften så
lång återhämtningstid som EFPIA:s och ECVAMS allmänt acepterade rekommendationer. Se
”Djurskyddsmyndighetens siffror är för höga” i kap 4 ovan.
Eftersom man kan skörda polyklonala antikroppar under mycket lång tid, har det
förekommit att kaniner förvarats i ensamburar och använts som antikroppskälla tills man fått
ta dem ur försöket p.g.a. ålderdomsvaghet. Detta är naturligtvis ett brott mot bestämmelserna
och förkastligt ur djurskyddsynpunkt.
Modern produktion av polyklonala antikroppar använder inte däggdjur alls, utan i stället
den alternativa refinementmetoden att immunisera höns oralt och sedan utvinna antikropparna ur äggulan. Som introduktion, se t.ex. översikten i Hau och Hendriksen 2005. Författarna konstaterar att metoden att använda hönsfåglar i stället för däggdjur har viktiga fördelar
ur etisk synpunkt. Förutom att hönsen sannolikt har en lägre grad av neurofysiologisk känslighet, kan man klara sig med ett mindre antal djur än annars, man undviker moment som
fixering och blödning, och genom den orala administreringen slipper man den stress, smärta
och lidande som traditionell immunisering medför.
Många som använder metoden kombinerar den emellertid ändå med injektioner av
Freunds kompletta adjuvant (FCA). Författarna vänder sig mot detta, dels naturligtvis av
djurskyddsskäl, men också därför att det inte är nödvändigt. Skälet att använda FCA är att
man därigenom för högre titer (större avkastning av antikroppar). Men detta uppvägs av
att äggproduktionen minskar. Det finns därför, konstaterar författarna, ingen anledning att
använda FCA för produktion av polyklonala antikroppar via äggula. (Immunisering med
Freunds inkompletta adjuvans, eller med ett alternativt adjuvans som TiterMax, hade inte
samma negativa effekt på äggläggningen.)
Och författarna sammanfattar kunskapsläget i termer av de tre R:n:
”Att kombinera oral immunisering med skörd av antikroppar från äggula ersätter däggdjur med fåglar, minskar antalet använda djur, och lindrar förhållandena för djuren – allt
med sikte på målet att eliminera allt lidande för djur som utnyttjas för detta ändamål.”
Monoklonala antikroppar
Monoklonala antikroppar är specifika för ett visst antigen. Framställningen består av två hu-
209
vudstadier:
1 Man immuniserar t.ex. en mus eller en råtta med ett antigen, ofta tillsammans med
ett adjuvans. Immunsystemet börjar producera en svärm av (polyklonala) antikrop
par som inte bara är specifika för det injicerade antigenet.
Djuret avlivas och man selekterar in vitro fram de antikroppar man behöver in
vitro i form av monoklonala s.k. hybridomceller med specifika antikroppsegens
kaper.
2 Dessa celler är relativt få, och de måste nu mångfaldigas (propageras). Detta kan
ske på två sätt: genom djurförsök eller in vitro.
2a Propagering av monoklonala antikroppar in vivo (ascitesmetoden):
En mus (eller ev. råtta) injiceras i buken med en mineralolja (ofta pristan), som
irriterar bukvävnaden och ofta orsakar bukhinneinflammation, och därefter med
hybridomet. Därvid bildas tumörer som avsöndrar s.k. ascitesvätska, vilken
innehåller nybildade monoklonala antikroppar. Ascitesvätskan gör att djuret
sväller och ökar i vikt. Efter en tid avlivas djuret och man utvinner de monok
lonala antikropparna ur ascitesvätskan.
Propagering med ascitesmetoden är enkel, billig och säker, men den kan vara
mycket plågsam för djuren. Det finns därför numera en växande insikt om att den
inte ska användas.
2b Det finns i dag en rad sätt att propagera monoklonala antikroppar in vitro.
En expertgrupp inom ECVAM konstaterade redan 1996 att det fanns så många
olika tekniker för detta för både små- och storskalig användning att ascites
metoden inte längre behövde användas utan i stället borde förbjudas inom EU
(Marx m.fl. 1997).
Vad säger regelverket?
Grundregeln är att ascitesmetoden inte får användas (Djurskyddsmyndighetens föreskrifter
och allmänna råd DFS 2004:4, L 55, 3 kap, 6§).
Den djurförsöksetiska nämnden kan dock medge undantag ”om starka vetenskapliga skäl
särskilt motiverar detta”, dock endast under vissa förutsättningar som preciseras i 7§. Exempelvis får höggradigt irriterande adjuvans inte användas, djuret ska ha tillsyn minst två gånger
dagligen sedan ascitesbildningen börjat, och så snart det börjat öka i omfång skall det avlivas
(eller ev. först sövas) före tappningen. Med tanke på de konstateranden som ECVAM:s expertgrupp gjorde redan i mitten av 1990-talet finns det dock knappast någon anledning att i
dag acceptera propagering av monoklonala antikropar med ascitesmetoden.
Adjuvans
Problemet vid djurförsök, där immunisering är vanligt i samband med många olika forskningar, är att man oftast vill förstärka antigenets effekt med ett tillägg, ett s.k. adjuvans.
Resultatet är att man får ett starkare antikroppsvar (”större titer”) än utan adjuvans. Detta är
är naturligtvis en fördel, särskilt om man endast har en mycket liten mängd antigen att utgå
från.
Det handlar därmed om ett samarbete mellan antigen och adjuvans; varje tänkbart ad210
juvans har inte samma effekt tillsammans med varje slag av antigen. Ett adjuvans som är
fördelaktigt ur vissa synpunkter (det är t.ex. inte irriterande för vävnaderna, d.v.s. det har låg
toxicitet) kan vara olämpligt ur andra (t.ex. otillräcklig förstärkning).
Ett adjuvans kan också ha andra funktioner. Exempelvis kan det ha en depoteffekt, som
bl.a. skyddar antigenet från att brytas ned alltför snabbt. Därmed förlängs interaktionen mellan antigenet och organismens immunsystem (stimuleringen av B-lymfocyterna). Vissa adjuvanser kan strukturera antigenet så, att det uppfattas lättare av immunsystemet. Ytterligare en
funktion kan vara att hjälpa de celler som transporterar antigenerna till lymfoid vävnad där
lymfocyterna kan ta hand om dem.
Det är vanligt att man ger en initialdos med antigen plus adjuvans, och därefter ett antal
förstärkningsdoser, s.k. boosterinjektioner. Avsikten är att hålla antikroppsvaret på en obruten
hög nivå. Johnston m.fl (1991) fann emellertid då de undersökte fem olika slag av adjuvans
(bl.a. Freunds kompletta plus inkompletta som booster, RIBI, Montanide ISA 50 och Montanide ISA 70) att antikroppsvaret nådde en platå efter den andra injektionen (d.v.s. den
första boosterdosen). Det var alltså ingen signifikant skillnad i antikroppsnivå mellan den andra, tredje och fjärde boosterinjektionen.
Däremot innebär boosterinjektionerna ett lidande för djuren, vilket bl.a. visar sig genom
en viktnedgång efter varje injektion som är större efter den andra boosterinjektionen än efter
den första (Ferber m.fl. 1999). Om en försöksledare vill göra flera boosterinjektioner finns
det alltså anledning att fråga om det finns grund för detta, eller om injektionerna bara görs av
slentrian.
För att motverka eventuellt lidande i samband med immunologiska experiement kan man
tänka sig att ge någon form av analgesi. Detta tycks dock inte vara vanligt. En genomgång av
100 immunologiska studier visar att ingen nämnde någon analgesi (Piersma m.fl. 1999). Detta kanske beror på att analgesi inte användes, eller alternativt på att det använts utan att sakn
nämnts. Analgetiska preparat av opioidtyp (som t.ex. buprenorfin, med handelsnamnet Temgesic) påverkar visserligen immunsystemet, men detsamma gäller t.ex. hormoniella reaktioner
på den stress och det lidande som ett försök kan medföra. Vad som än gäller borde saken
nämnas, och Piersma m.fl. anser att den som inte använder analgesi ska motivera varför.
(De enda adjuvanter som är tillåtna för humant bruk är aluminiumsalter: aluminiumfosfat eller aluminiumhydroxid.)
Freunds adjuvans
DFD 2004:4 (L 55) föreskriver att höggradigt irriterande adjuvans, som Freunds kompletta adjuvans eller annat preparat med motsvarande egenskaper, ska om möjligt
undvikas. Sådant adjuvans får bara användas till den första injektionen, alltså inte
som boosterinjektion.
”Anvisning till blanketten ’Etisk prövning av djurförsök’” nämner immunisering med
Freunds kompletta adjuvans som exempel på ”måttlig svårighetsgrad”.
Det adjuvans som av tradition är vanligast är Freunds adjuvans, som utvecklades redan i slutet av 1930-talet och finns av två slag: Freunds kompletta och Freunds inkompletta adjuvans.
(De förkortas ofta FCA resp FIA, alternativt CFA resp. IFA.)
Freunds kompletta adjuvans består av mineralolja (paraffin; ca 85%), någon emulgator
(ca 15%) samt avdödade tuberkulosbakterier (Myobacterium tuberculosis). De exakta proportionerna kan variera en smula hos olika tillverkare (detta gäller fr.a. halten av myobakterium).
211
Skillnaden mellan FCA och FIA är att den senare inte innehåller
några bakteriumceller.
Freunds adjuvans är ett s.k. depågivande (långtidsverkande)
adjuvans som länge varit vanligt för immunisering eftersom det
ger ett kraftigt antikroppsvar. Problemet är att det samtidigt kan
ha svåra biverkningar. Myobakterierna kan orsaka svåra inflammationer, och människor som av misstag blivit injicerade med
Sår efter injektion med Freunds
kompletta adjuvans på människa.
FCA har fått långvariga smärtor kopplade till allvarliga inflammationer (Broderson 1989, 404). (FCA får inte användas på
människa.)
Det finns många undersökningar som visar de skador som Freunds adjuvans orsakar då
det används på djur. Alla är medvetna om dessa problem och det finns överallt bestämmelser
som reglerar och begränsar dess användning, men detta eliminerar inte på långt när skadorna
på djuren. Riktlinjer och anvisningar från univeritet m.m. världen runt rekommenderar därför samstämmigt att man i första hand ska använda någon annan adjuvans och endast utnyttja FCA med tung vetenskaplig motivering och då alla andra möjligheter är uttömda.
Broderson (1989) testade FCA på apor och kaniner intrademalt, subkutant och intramuskulärt och konstaterade att alla injektionsställen blev inflammerade. Vid i.d.-injektioner
var inflammationerna lokala, men vid i.m.- och s.c.-injektioner kunde inokulatet migrera och
orsaka inflammationer även långt från injektionsstället.
Vid i.m.-injektioner syntes visserligen inte skadorna utåt, men de resulterade ändå i
nekroser, muskelatrofi och funktionsstörningar. Sådana skador kunde konstateras ännu sex
månader efter injektionen. Djur drabbas av olika skador som granulationsbildning (inflammatorisk vävnad) både lokalt vilket kan orsaka lidande för djuren. Man kan ofta se reaktioner
på denna toxicitet i form av sårbildning och ”raggig” päls kring de platser som injicerats.
Toth m.fl (1989) konstaterade t.ex. att möss som fått Freunds adjuvans i.p. fick bukhinneinflammation och andra problem, tappade aptiten och minskade i vikt under 1–2 veckor.
Förändringar i mössens blodvärden, och skador p.g.a. bukhinneinflammationen, höll i sig
längre än så, vilket tydde på att djurens lidande varade en längre tid. Gruppens slutsats blev
att inte bara avråda från i.p.-injektioner av Freunds adjuvans, utan att man ”närhelst det var
möjligt” skulle använda ett annat adjuvans.
Likaså har Leenaars i en rad studier (samlade i hennes avhandling 1997) dokumenterat
FCA:s skadliga effekter. I hennes jämförelser mellan möss och kaniner fick båda svåra skador,
Sår efter injektion med Freunds kompletta adjuvans
i svansen och nära intill svansroten.
212
men mössen (dock inte kaninerna) visade tecken på allvarligt lidande under flera dagar efter
immunisering (piloerektion, hopkurad ställning, minskad rörlighet, och de åt, drack och
putsade sig mindre). Att man inte såg tecken på lidande hos kaninerna, förklarar Leenaars,
ska inte tolkas så att de inte påverkades av injektionen utan kan bero på kaniner inte visar
några tydliga smärtbeteenden, varför deras grad av lidande knappt går att bedöma. En studie
över mössens rörelsemönster med hjälp av LABORAS visade en påtaglig brist på rörlighet
ännu två dagar efter injektionen. Först den fjärde dagen hade det normala beteendet återvänt.
(Leenaars 1997, 96).
Skadorna av FCA är emellertid delvis dosberoende. På djur som kaniner kan därför skadona lindras genom att fördela upp till fyra små doser s.c. om högst 0, 25 ml (CCAC guide
lines).
Administrationssättet spelar en avgörande roll för uppkomsten av skador och lidande.
I.m.- och i.p.-injektioner bör inte användas, eftersom båda kan ge allvarliga skador och påtagligt lidande. Ska man alls använda FCA, bör det ges som s.c.-injektion (Leenaars 1998).
En studie av hur FCA påverkar rörligheten hos möss kom fram till att även om mössen
inte vokaliserade och inte kämpade inte emot då de hanterades, var de troligen ändå utsatta
för ett lidande eftersom man kunde konstatera att de minskade i vikt, fick piloerektion, och
var mindre rörliga under natten än normalt (Jansen van’t Land och Hendriksen 1995).
De som trots allt bortser från biverkningarna och slentrianmässigt ändå använder FCA
motiverar detta med dess stora effektivitet. Det ger normalt hög titer, och särskilt om det antigen man använder endast finns i mycket små mängder (och är mycket dyrt) anser man sig
ofta inte ha råd att testa alternativa adjuvanter.
FCA:s toxiska effekter har gjort att man aldrig ger det mer än en gång (alltså aldrig som
boosterinjektion), eftersom reaktionerna då blir mycket häftiga och plågsamma och gör att
djuren dör inom 6–12 timmar (Broderson 1989). Eventuella boosterinjektioner ges för att
förstärka antikroppsvaret. Detta är dock ingalunda alltid är nödvändigt, och boosterinjektioner kan alltså komma att ges av slentrian, ”för säkerhets skull”.
Bosterinjektioner får under alla förhållanden inte ges med kortare tidsintervall än fyra
veckor om man använder ett depågivande adjuvans (DFS 2004:4 (L 55), 3 kap 4 §). Detta
gäller oberoende av vilket adjuvans man använder vid boosterinjektionerna, eftersom själva
immuniseringen, grundinjektionen, ju gjordes med ett depågivande adjuvans.
Alternativ till Freunds adjuvans
Utredningsplikten vilar här, som i andra fall, naturligtvis på försöksledaren. Det finns flera
alternativ som är mindre toxiska än Freunds men ändå ger hög titer. En annan kategori adjuvanter är de mineralbaserade, som alum aluminiumhydroxid och aluminiumfosfat: ”Aluminium salts are claimed to be superior to all other adjuvants in their ability to increase immune
response against weak immunogens, including those for which FCA does not work” (Guidelines on: antibody production, 2002, s. 32). Det finns många informationsmöjligheter beträffande alternativ till FCA, som exempelvis University of Iowas Recommendations for use and
alternatives to Freund’s complete adjuvant <http://research.uiowa.edu/animal/?get=adjuvant>.
Valet av adjuvans påverkas också av vilket djurslag man använder. Leenaars (1998) fann
att Ribi gav svåra patologiska förändringar på möss, men endast små på kaniner. Likaså spelar
samspelet mellan antigen och adjuvans stor roll.
213
Den vanligaste djurmodellen för reumatoid artrit, där även immuniseringens resultat – artriten – ofta orsakar ett svårt lidande, åstadkoms genom att injicera kollagen II plus Freunds
kompletta adjuvans. Man kan tyvärr inte utgå från att de skonsammare alternativen till FCA,
aom annars används som adjuvans vid immunisering, alltid går att använda även här.
Genmodifiering; transgena djur
Vad innebär gentekniken?
Gener och proteiner
Ett djur eller människa består av tusentals olika slags celler med olika utseenden och funktioner. Byggnadsmaterialet i dessa celler är proteinmolekyler av olika slag som alla har sina
särskilda uppgifter inom organismen. Hur dessa olika proteinmolekyler är konstruerade är
alltså avgörande för organens, och därmed individens, olika egenskaper.
Själva ”kartan” eller ”instruktionen” för hur alla dessa olika slag av proteiner är uppbyggda finns i DNA-molekylens olika gener. Annorlunda uttryckt: det är den information som
”finns” i generna, den genetiska koden, som reglerar hur olika proteiner bildas. Därmed styr
generna bildandet av det speciella protein som ligger bakom t.ex. ett visst utseende eller annat
karakteristiskt drag (orsakar en sjukdom, till exempel). När celler bildas (vare sig det är i ett
växande foster eller ett sår som läker eller något annat sammanhang) sker detta alltså i sista
hand på grundval av instruktioner från gener i en DNA-molekyl.
Detta kallas för att genen ”kodar” för vissa proteiner eller deras egenskaper. Omvänt säger
man att organismen ”uttrycker” informationen i generna.
Men det är en missvisande förenkling att säga att en viss egenskap alltid beror på en viss
gen. Generna kan samverka med varandra på sätt som man kan ha svårt att förutse. Detta är
en av orsakerna varför det kan få oväntade följder då man slår ut, eller ersätter, en viss gen.
DNA-molekylen och generna
En DNA-molekyl består av två parallella kedjor av fyra slags byggstenar; de liknas ibland med
sidorna i en stege. Varje byggsten är något av fyra kemiska ämnen (nukleotider), och stegpinnarna utgörs av kemiska bindningar som håller ihop de båda kedjorna. Hela stegen, DNAmolekylen, ser i praktiken ut som en lång tråd.
(Det är dessa långa molekyltrådar som brukar kallas ’kromosomer’. En del författare vill
att denna term endast ska användas för DNA-molekylen under ett speciellt stadium av celldelningen, då trådnystanet drar ihop sig till ett stavliknande utseende.)
Ett arvsanlag, en gen, består av en viss kombination eller följd av dessa byggstenar (alltså
nukleotiderna) i DNA-molekylen. Man har liknat dem vid ord, som bildas av fyra bokstäver.
DNA-molekylen består i sin tur av en lång rad sådana ord/gener. Genen utgör därmed en
viss sektion i den långa molekyltråden.
Hela denna stege (DNA-molekylen) är vriden så att de båda kedjorna (stegens sidor)
bildar två spiraler; detta är den berömda ”dubbla spiralen” som de båda forskarna James D.
Watson och Francis C. Crick beskrev 1953 då de presenterade sina epokgörande studier om
sambandet mellan arvsanlagen och DNA. Därmed lade de grunden för hela den moderna
biotekniken med genmodifieringar och genetisk analys.
214
DNA-molekylerna hör ihop parvis. Människan har 23 sådana par, alltså sammanlagt 46
DNA-molekyler. (Musen har 40 DNA-molekyler, råttan 42, kaninen 44 och schimpansen/
gorillan/orangutangen har 48.) Varje gen i den ena molekylen i ett par motsvaras av en gen
i den andra molekylen. Båda dessa gener reglerar samma egenskap. Generna i ett sådant par
kallas för ’alleler’.
Ett av dessa 23 par bestämmer könsolikheterna, och DNA-molekylen i detta par kan vara
av antingen X- eller Y-typ. Kvinnan har ett par X-molekyler (XX), men hos mannen är en Xmolekyl kopplad med en Y-molekyl (XY).
Att man har kartlagt t.ex. musens genom innebär att man känner till alla generna i dess
DNA-spiraler. (Men att känna till alla gener och ha beteckningar på allelerna är en sak. Vad
forskningen nu arbetar med är att förstå vad de olika generna har för funktion. Detta är komplicerat, särskilt som gener kan interagera med varandra. Det är alltså inte så enkelt att man
alltid kan sätta likhetstecken mellan en gen och en funktion.)
Generna kan vara dominanta eller recessiva. För att ta ett ofta använt exempel: om den
ena genen i genparet kodar för blå ögonfärg och den andra för brun, blir individen brunögd,
eftersom brunögdhet är en dominant egenskap. Samma sak blir det naturligtvis om båda generna kodar för brunögdhet. Bara om båda generna kodar för blåögdhet blir individen blåögd.
Cellerna förökar sig genom delning (mitos), och resultatet blir nya cellar med samma uppsättning av par av DNA-molekyler (alltså det som ofta kallas ”kromosompar”).
Alla de 23 DNA-molekylparen ingår i cellkärnan i varje cell i kroppen. För att analysera
individens genuppsättning, genomet, kan man alltså i princip använda vilken cell som helst.
(Hur lätt detta är i praktiken är en annan sak.)
Den konkret existerande individen kallas för ’fenotyp’. Fenotypen är ett resultat av den
process då den mängd olika slags proteiner som kroppen består av har bildats som resultat av
genernas kodningsverksamhet. Men denna konkreta individ, denna fenotyp, har förstås också
påverkats av en rad yttre omständigheter i den fysiska och sociala miljön.
Könsceller
Könscellerna – ägg och spemier – uppkommer vid den speciella typ av celldelning som kallas
reduktionsdelning (meios). Då skiljs de båda DNA-molekylerna i molekylparet åt, så varje
könscell (ägg eller spermie) endast innehåller en DNA-molekyl från varje molekylpar. En
mänsklig spermie eller ägg innehåller alltså bara 23 DNA-molekyler.
Eftersom honans DNA-uppsättning från början innehöll ett DNA-par av typen XX, innehåller hennes könsceller sedan de båda molekylerna skiljts åt ändå alltid en DNA-molekyl
av X-typ. Av de manliga könscellerna kommer däremot hälften att innehålla en X-molekyl
och hälften en Y-molekyl.
Vid befruktningen mellan ägg och spermie uppkommer nya kombinationer av DNAmolekyler till par med en DNA-molekyl (d.v.s. genuppsättning) från varje förälder. Om resultatet av befruktningen blir en manlig eller kvinnlig individ beror på om ägget träffas av en
X- eller Y-spermie.
Om anlaget för en viss egenskap (t.ex. benägenheten att få en viss sjukdom) finns hos
båda föräldrarna blir genparet, allelerna, för denna egenskap identiskt. Individen är då homo
xygot för denna egenskap.
Finns egenskapen bara hos den ena föräldern paras genen i den ena DNA-molekylen ihop
med en DNA-molekyl från den andra föräldern där den motsvarande genen inte har denna
215
egenskap. Då kallas individen heterozygot för denna egenskap.
Detta kan i praktiken innebära t.ex. att vid en korsning mellan två djur vissa av ungarna
blir homozygoter för en viss sjukdom och får den i en svår form (eller dör före födseln), medan hetrozygoterna bara får den i en mildare form eller utan att man märker något speciellt
med fenotypen alls.
Varje cellkärna i människokroppen innehåller alla dessa 23 DNA-molekylpar, fast det bara
är de gener som är relevanta för den enskilda celltypen som är aktiva. Men genom att analysera DNA från vilken cell som helst i kroppen kan man få information om individens hela
genuppsättning, d.v.s. dess arvsmassa.
Genmodifiering
DNA-spiralernas utseende och därmed funktion kan förändras genom genetisk manipulation,
som brukar vara endera av två typer. Antingen försöker man på ett eller annat sätt ersätta en
viss sekvens av kombinationer inom DNA-molekylen med en annan, exempelvis att ge en
mus en viss mänsklig egenskap. Eller också slår man ut anlagen för en viss egenskap. I praktiken gör man dessa förändringar i en befruktad äggcell.
Genförändrade djur av den senare typen kallas ”knockouter”, t.ex. KO-möss. Oberoende
av hur ett djur genmodifierats kallas de numera ”transgena djur” eller ”transgener”.
Biotekniken går ut på att man ändrar i de instruktioner som styr tillverkningen av proteiner.
Man kan t.ex. byta ut några av dem mot andra, eller stänga av dem (”knockout”). Resultatet
blir att den modifierade genuppsättningen på någon eller några punkter uttrycker något annat än tidigare, d.v.s. man har skapat ett genmodifierad djur (eller växt, eller människa).
Dessa sammanlagda ärftliga egenskaper är individens genotyp. Den konkreta levande varelsen (vare sig den är en människa eller ett djur) kallas fenotyp. Individens hela genkomplex,
som i praktiken består av en mängd DNA-molekyler, är individens genom.
I ansökningar står det ibland att de genmodifierade djur som ska användas i försöket ”inte
har någon fenotyp”, ”saknar uppenbar fenotyp” o.s.v. Detta borde strängt taget innebära att
djuren inte existerar. Vad man menar är dock att djuren åtminstone vad utseende och beteende beträffar inte tycks skilja sig från icke-genmodifierade djur av samma slag.
Genmodifiering innebär endera av två saker:
♦
Man skapar knockoutdjur (”knockar”) där någon eller några gener slagits ut. Ge
nom att slå ut genens kodningsförmåga skapar man en brist hos djuret, en förän
dring jämfört med ett friskt djur.
♦
Man skapar transgena djur genom att injicera nytt genetiskt material i befruktade ägg.
(Ibland används uttrycket ”transgena djur” slarvigt även om knockoutdjur.)
Varför gör man genmodifieringar?
♦
♦
216
genom att förändra genuppsättningen (vare sig man lagt till , bytt ut eller slagit
ut/stängt av en gen) kan man jämföra det genmodifierade djuret med ett intakt och
därmed få en uppfattning om genens funktion.
genom att t.ex. förse ett djur med en mänsklig gen för en viss sjukdom kan man få
en mer människolik djurmodell att experimentera med.
♦
genom att förändra ett djurs genuppsättning kan man få det att producera vissa
värdefulla ämnen som människan har nytta av. (Exempel: får som fått en viss hu
man gen producerar proteinet alfa-1-antitrypsin i sin mjölk, vilket sedan kan använ
das för att behandla bl.a. cystisk fibros.)
♦
Inom husdjursnäringen kan man genom genmanipulation framställa djur som blir effektivare produktionsmaskiner (växer fortare, mjölkar mer, har större köttmassa o.s.v.).
Genmodifiering och djurantal
Djurforskningen går oftast ut på att se vilken effekt en viss åtgärd har på djuret, t.ex. om en
viss behandling hjälper mot en viss sjukdom. Det gäller då att vara säker på att effekten beror
just på medicinen och inte på egenskaper hos det enskilda djuret. Både människor och djur är
ju individer och kan reagera olika på både sjukdom och behandling.
Ju mer heterogen den grupp är som man vill undersöka, desto större måste den vara för
att man skall få statistiskt säkra resultat och veta att resultatet beror just på medicinen och
inte på olika slumpfaktorer.
Genmodifiering är ett av flera sätt som man använder för att få fram grupper av försöksdjur som är så homogena som möjligt. Därmed skall man inte behöva så många djur som förut
för att få statistiskt säkerställda resultat.
Ändå gör gentekniken att antalet försöksdjur tvärtom ökat dramatiskt. Denna paradox
har flera orsaker:
♦
♦
♦
Långtifrån all genmodifiering lyckas. Enligt en rapport resulterar mindre än 10%
av alla genmodifierade embryon i livskraftig avkomma (Moore och Mepham 1995;
Van Reenen m.fl. 2001 s. 1765 refererar undersökningar som pendlar mellan 7
och 20%). De övriga, normala ungarna avlivas rutinmässigt. Spillet kan alltså vara
mycket stort. Här finns dessutom ett mörkertal, eftersom dessa ”överskottsdjur”
inte kommer med i någon statistik (Coghlan 1999).
Man vet ofta inte vad resultatet kommer att bli. När man skall framställa nya slag
av genmodifierade djur handlar det ofta om försök-och-misstag. Ibland vet man
precis vad resultatet kommer att bli, ibland blir resultatet en stor (och för djuret
plågsam) överraskning. Då försöker man på nytt, och på nytt, tills man får det man
vill ha.
Men ändå är man inte alltid säker på att en nyutvecklad släktlinje verkligen beror på
genmanipulationen och inte på någon slump, som t.ex. mutation eller annan genpåverkan. Man måste därför använda sin metod till att framställa flera olika släktlinjer.
Först om de är genetiskt lika kan man vara säker på att resultatet inte beror på mutation, genkombinationer utanför forskarens kontroll o.s.v., utan på genmanipulationen.
Dessutom kanske man vill hålla en nyframställd transgen stam levande även efter det att
själva försöket är genomfört. Man vill inte behöva göra om arbetet en gång till, särskilt inte
med det lidande och mängd förspillda liv det skulle medföra. Man håller djuren en tid, låter
dem föröka sig, avlivar dem så småningom, låter avkomman föröka sig, avlivar dem, osv. En
alternativ metod till detta massdödande är kryopreservering, d.v.s. att det genetiska materialet
bevaras som djupfrysta ägg.
217
Gången vid genmodifiering
(1) Man hormonbehandlar en mushona så att hon producerar en onaturligt stor
mängd ägg (hon ”superovulerar”), parar henne så äggen befruktas, dödar henne
och tar ut äggen.
(2) Man väljer ut de av äggen som är befruktade. Deras naturliga DNA ska nu modi
fieras med den nya DNA-sekvensen, d.v.s. transgenen. Denna transgen sprutas in
i cellkärnan på musäggen.
(3) Unga mushonor paras med sterila hannar, vilket får kroppen att reagera som om
hon verkligen blir dräktig, varpå hon sövs och man opererar in det genmodifi
erade ägget i hennes äggledare. Hannarna dödas.
Vid celldelningen kommer nu alla celler i ungarnas kroppar att innehålla den till
satta transgenen. Man kan dock inte kontrollera var i DNA-spiralen den nya
gensekvensen hamnar.
(4) Sedan ungarna fötts dödas surrogatmamman och ungarna typas, d.v.s. man analy
serar deras DNA för att se vilka av dem som verkligen blivit genetiskt förändrade
och är användbara. De övriga dödas.
(5) Ungarna märks för att man ska kunna hålla reda på varje individ.
Därefter är de genmodifierade djuren färdiga att användas i försök. Sådan genförändring med
s.k. mikroinjektion, är fortfarande den vanligaste.
En alternativ metod är att börja med att placera transgenen i embryonala stamceller, vilka
i sin tur placeras i det befruktade ägget innan celldifferentieringen börjat (blastocyststadiet).
Resultatet är att en del celler i det vuxna djuret härstammar från den modifierade embryonala
stamcellen, och de andra kommer från den blastocyst som injicerades med stamcellen. Djur
som skapats på detta sätt kallas därför ”mosaikdjur”. Då hanmöss som har den modifierade
genen i sin sperma sedan förökar sig, kommer ungarna – F1-hybrider – att ha den nya genen
i alla sina celler. Denna metod kommer troligen att bli vanlig i framtiden.
Gentekniken kan medföra lidande för djuren på flera olika sätt:
(1) Åtgärderna i samband med själva tillverkningen (operationer m.m.)
(2) Själva genförändringen. Den kan innebära vad som helst, från förändringar
som djuret självt inte märker eller störs av till svåra missbildningar som orsakar
mycket stort lidande och tidig död.
(3) Märkningen.
(4) Vävnadsprovtagning för gentypning (”typning”), d.v.s. analys av DNA från djurets
celler.
Auktoritativa, internationella riktlinjer i samband med framställning och användning av
transgena djur finns i rapporten Refinement and reduction in production of genetically modified mice. Sixth report of BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group on refinement. 2003. Lab. Anim. 37, suppl. 1, 1–51. Den finns tillgänglig på http://la.rsmjournals.
com/content/vol37/suppl_1/.
218
Transfereringen av det genmodifierade ägget till surrogatmamman
I stort sett bör man här bevaka samma aspekter som vid en vanlig operation. Här finns det
emellertid några särskilda aspekter att ta hänsyn till.
(a) Under operationen skall surrogatmamman sövas. Det sövningsmedel man brukar
använda är tribromoetanol (ibland fortfarande kallat Avertin, vilket var det handel
snamn som användes då preparatet var kommersiellt tillgängligt). I dag betraktas
det som en smula gammalmodigt och används praktiskt taget aldrig i andra sam
manhang. Användningen vid detta speciella situation beror nog huvudsakligen
på ren tradition. De argument som förs fram som försvar för tribromoetanolen att
djuren somnar och vaknar snabbt och att det inte ger en längre sövning än vad man
behöver.
Problemet med tribromoetanol beskrevs i en uppsats i tidskriften Laboratory
Animals (Zeller m.fl. 1998 b). De fyra författarna var alla anställda på de stora
läkemedelsbolaget Sandoz, och det problem de hade upptäckt var att tribromoeta
nol orsakade en visserligen lätt men dock bukhinneinflammation. Deras studie
avslutades med en i vetenskapliga sammanhang ovanligt tydlig rekommendation:
man bör omedelbart sluta med att använda tribromoetanol. Nästan vad som helst
är bättre; de nämnde som exempel den beprövade kombinationen ketalar/rompun
(ketamin/xylazin). (Denna kombination har emellertid senare ifrågasatts; se ovan
under ”Smärta och smärtlindring” om olika anestesi/analgesipreparat).
Se vidare om tribromoetanol i avsnittet i anestesimedel i kap 6.
(b) Själva gentransfereringen brukar på universiteten utföras av en särskild trans
genenhet. Detta är en serviceenhet som forskarna anlitar för denna tekniska aspekt
av arbetet. Ofta ansöker dessa transgenenheter om att få utföra en mängd sådana
operationer under tre år framåt, naturligtvis utan att kunna ange något vetenskapligt
syfte med operationerna; de vet ju inte vilka uppdrag de kommer att få, och vad
forskarens syfte med gentransfereringen är.
Trots att en prövning enligt 21§ DF (tidigare 49§ DF) därmed är omöjlig, bru
kar de djurförsöksetiska nämnderna godkänna dessa kollektivansökningar. Detta
har också, märkligt nog, godkänts både av länsrätten i Skåne och av Djurskydd
smyndigheten.
Därmed har nämnden accepterat att transgenenheterna för alla nya ansökningar
som lämnas in under de närmaste tre åren använda det tekniska tillvägagångssätt
som de beskrivit i ansökan. Nyare och skonsammare metoder som presenterats
under denna tid kommer alltså inte att användas.
Ibland försvarar man ett sådant godkännande med argumentet att ett beslut
alltid innebär att man använder de metoder som beskrivs i ansökan under tre år
framåt, trots att nya och bättre/skonsammare metoder kanske etableras under den
tiden. Men detta är tyvärr oundvikligt med nuvarande system. Det finns ingen an
ledning att därför också acceptera att en ansökan som lämnas in om t.ex. två år ska
kunna använda metoder som vid den tidpunkten är föråldrade och mindre skons
amma än de metoder som då är tillgängliga.
Andra problem med sådana kollektiva godkännanden är att nämnden, då den
godkänner en viss åtgärd vid ett djurförsök, måste kunna ta ställning till djurets
hela situation. Detta försvåras eller omöjliggörs om vad som i realiteten är ett sam
lat försök delas upp i olika åtgärder som behandlas och godkänns separat i olika
219
ansökningar med kanske flera års mellanrum.
Dessa kollektivansökningar har också försvarats med att gentransferering och
typning är triviala standardåtgärder som inte bör kräva någon speciell prövning.
Med samma argument skulle man i så fall kunna bryta ut en rad åtgärder ur den
egentliga ansökan: blodprov, sövning, avlivning, vistelse i burar på ett speciellt
laboratorium, o.s.v. Det finns varken någon logisk eller praktisk anledning varför
inte dessa delaspekter skulle kunna prövas och behandlas kollektivt i förväg på
samma sätt som gentransferering och typning, om man nu ändå bryter mot såväl
lagens bokstav som dess anda.
Ett exempel på hur äldre, etablerade metoder genom sådana kollektivansöknin
gar fortsätter att användas, fast de inte borde accepterats när huvudansökningen
lämnades in långt senare, är användningen av tribromoetanol (ovan). Detta är en
anledning till att det är svårt att få bort tribromoetanol ur hanteringen då försöksle
daren senare kommer med den ansökan i vilket en viss äggtransferering ingår;
saken är ju redan beslutad.
Rekommendation: byt ut tribromoetanol mot något annat anestesimedel. Se vidare om
tribromoetanol i avsnittet om sövningsmedel ovan.
Genförändringens resultat: fenotypen
Att genförändra djur är fortfarande ofta en fråga om försök-och-misstag. Man vet inte var den
transgen som man för in i DNA-spiralen kommer att hamna, och inte heller hur den kommer att samverka med andra gener.
I den ena ändan av skalan finns djur med förändringar som kan vara av betydelse för
forskningen men som djuret självt normalt inte märker av, som t.ex. vissa förändringar i immunsystemet. I den andra finns de försök där de transgena djuren fötts med svåra och ibland
mycket plågsamma skador som kan orsaka mycket allvarligt lidande och för tidig död hos
djuret. Här är några exempel på vad som kan hända.
Den s.k. ”jättemusen”, MT-hGH-musen, har med hjälp av en mänsklig gen en onormalt
hög produktion av tillväxthormon. Därför är den mycket större och tyngre än en normal
mus, men den lider också av allvarliga hälsoproblem. Lever och njurar fungerar inte normalt,
den har en benägenhet att utveckla tumörer, honans genitalier har allvarliga skador, och det
finns förändringar i hjärta, mjälte och salivkörtlar. Ungarnas mortalitet är onormalt hög, och
de vuxna mössens medellivslängd är betydligt kortare än hos normala möss. Poole (1995)
konstaterar att djurens kroniska lever- och njursjukdomar, liksom deras övriga problem, gör
det sannolikt att de upplever ett avsevärt lidande, och drar slutsatsen att det finns få motiveringar till att framställa och använda MT-hGH-möss.
Till detta, konstaterar Poole, kommer att denna mus ju är en chimär, ett slags korsning
mellan människa och mus, och dess många ”strukturella abnormiteter” gör det tvivelaktigt
om den alls bör användas som djurmodell för mänskliga sjukdomar. I Sverige har den använts
av t.ex. Wennbo (1997) i en avhandling som bröstcancer och tumörbildning i prostata.
Resultaten av en genmodifiering kan ha ännu svårare skador. Djuren kan kanske inte äta,
eller andas, eller de har mycket svåra skelettdeformationer. I de flesta fall dör sådan avkomma
redan i moderlivet. I andra fall ser ungarna helt normala ut, men vid fortsatt avel kan senare
generationer visa upp skador som inte märktes på tidigare stadier.
Ett exempel är vad som under vissa omständigheter kan drabba transgena djur redovisas
220
Två nyfödda musungar från samma kull, ett resultat av avel mellan två PHT1-1 transgena möss. Den vänstra, heterozygot, är nor
mal. Den högra, homozygot för transgenen, är en mutant som saknar bakben, saknar tår på framtassarna, och har en oregelbun
denhet (bula) i kraniet som tecken på att hjärnan är deformerad. (McNeish 1988)
A
B
C
Framben från tre benlösa mutanter. A saknar en tå, B saknar ett par tår och har endast ett rudimentärt strålben, och C saknar
nästan helt både tår och handlov och har inget strålben. (McNeish 1988)
utförligt av McNeish m.fl. (1988) Det gäller möss av en transgen typ som kallas PHT1-1.
Hos ungar som är homozygota för transgenen är lårbenen så förkortade att det ser ut som om
musen inte har några bakben alls. Framtassarna saknar en eller flera tår och strålben. Hjärnan
och ansiktsbenen är svårt skadade. Trots skadorna lever ungarna vid födseln, men ingen har
överlevt sitt första dygn. Heterozygota ungar ser däremot helt normala ut (se bilder).
221
En klinikföreståndare ger, för att understryka kravet på att genmodifierade djur observeras
noggrant, ett antal exempel på de icke förutsedda skador hos genmodifierade djur som man
konstaterat på hans institution (Dennis 2000):
♦
dödlig blödning i bukhålan inom de första fyra dagarna efter födseln;
♦
tumörer i lymfkörtlarna, levern och binjurarna;
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
♦
dödliga, höggradiga ödem (anasarka) vid 3–5 veckors ålder;
vattenskalle;
kombinerad hjärn- och ryggmärgsinflammation;
hudproblem som klåda och hudavskavning;
dopaminbrist;
fetma och diabetes;
benskörhet;
sjuklig förstoring av matstrupen;
otillräckligt fungerande bukspottkörtel;
astma.
Vid prövningen av en ansökan bör man därför se till att fenotypen beskrivs noga. Ibland
beskrivs i ansökan bara de aspekter av fenotypen som är relevanta för det aktuella försöket.
Det bör vara ett självklart krav dels fenotypen beskrivs allsidigt och fullstänmdigt, och dels att
den genmodifierade musen (som det ju oftast är fråga om) i ansökan förses med en beteckning som gör det möjligt att hitta beskrivningen av den i databaserna över transgena djur.
Man kan då ange antingen djurets exakta beteckning, eller också den allel där man gjort genmodifieringen.
Rekommendation: I varje ansökan om framställning av knockouter/transgena djur skall
det framgå
(a) vad genmodifieringen innebär för det enskilda djuret;
(b) vilken särskild tillsyn man har om det finns minsta osäkerhet om resultatet av genmanipuleringen;
(c) vilka åtgärder man vidtar om djuret lider .
Frågor: hur stor del av de djur som framställs är annorlunda än man förväntat sig? På
vad sätt är de annorlunda: fungerar inte genmanipulationen (d.v.s. ungarna är oförändrade, vanliga), eller är djuren skadade? På vilka sätt? Vad gör man med dem? Vad
händer med ”överskottsdjur” som inte behövs?
Om ansökan är en fortsättning på en tidigare ansökan bör försöksledaren kunna redogöra för resultatet av de genmodifieringar han utfört: andel misslyckade manipulationer, oväntade resultat, åtgärder, o.s.v.
222
Märkning
Genmodifierade djur brukar märkas för att man ska kunna skilja ut enskilda individer.
Vanliga metoder är öronklippning (inte på musungar, som har för små öron), öronclips,
tåklippning, målning och tatuering. Vilken metod man väljer beror t.ex. på djurens ålder
(storlek), om det är en lång- eller korttidsstudie, och om man behöver vävnadsprov eller inte.
En av metodena, örhängen, har sådana nackdelar ett den helt inte bör användas alls. Moderna, systematiska studier däremot visat att tåklippning – till skillnad från vad man tidigare
trott – har få nackdelar om den utförs på rätt sätt och i rätt ålder.
Tåklippning
Tåklippning innebär att man klipper bort den yttersta leden på vissa av musens tår enligt ett
schema som innebär att varje mus får ett eget nummer (se fig.).
Eftersom det är en stympande åtgärd har metoden länge varit kontroversiell. Många
moderna handledningar och auktoritativa handböcker och standardverk är starkt kritiska
mot metoden. Den brittiska rapporten ”Refining rodent husbandry: the mouse” (publicerad
i Laboratory Animals 1998) tar bestämt ställning mot tåamputering, The UFAW handbook on
the care and management of laboratory animals (1999) konstaterar att ”ear, tail and toe-clipping are not recommended on humanitarian grounds” (s. 291; man rekommenderar i stället tatuering – som dock kan vara smärtsamt –, märkning med penna, eller att man klipper
mönster i pälsen) och i The Laboratory Rat förklarar man att ”metoden endast ska väljas om
alla andra metoder misslyckas” (Allmann-Iselin 2000, 53).
I Sverige har många försvarat metoden, och då gärna hänvisat till den undersökning om
tåklippningsmetoden som utförts av Bengt Meyerson på Centrala försöksdjursnämndens uppdrag 2001.
Beträffande rörelseförmågan visade emellertid den enda vetenskapliga undersökning
Meyerson på sin tid funnit att ”tåklippningen påverkade signifikant djurens gripförmåga”
(Meyerson 2001 s. 4). Då han efter ett studiebesök skriver att djuren ”rörde sig obehindrat
efteråt” syftar han enbart på rörelseförmågan på burens golv. Men eftersom han enbart tittade
på möss i en annan burtyp än de normala (den hade släta väggar som ingen mus skulle kunna
klättra i) tvingas han dock att medge att ”funktionen i tassarna var svår att bedöma på grund
av att den burtyp djuren förvarades i sannolikt inverkade menligt på djurens förmåga att klättra” (s. 9).
Det är emellertid påfallande att varken de som kritiserade eller accepterade metoden
kunde stödja sig på systematiskta undersökningar av djurens välbefinnande och beteende efter
tåklippning. Att djur efter ett ingrepp äter och dricker, – eller för neonataler: diar – är ett
livsvillkor för små djur med snabb ämnesomsättning och säger inte mycket om deras välbefinnande, men hörde ändå till de kriterier som man använt för att försöka påvisa det harmlösa
med tåklippning.
Hur reagerar mössen på tåklippning?
Den första mer omfattande och systematiska undersökningen av hur unga möss reagerar på
tåklippning har utförts av en grupp kring Dagmar C. Schäfer vid universitetet i Zürich. Hon
disputerade på detta 2009, och publicerade året efter en redogörelse för forskningen och dess
resultat i Laboratory Animals (Schaefer m.fl. 2010).
Man klippte den andra tåleden på en tå från vardera framtassen och från en tå från en bak
223
tass på 3 och 7 dagar gamla möss. Sövning och smärtlindring användes inte.
Resultat: hos ungefär hälften (ca 48 %) av 3dagarsmössen och drygt 39 % av 7-dagarsmössen
märkte man ingen reaktion alls; övriga försökte sporadiskt dra tillbaka tassen, fr.a när man klippte baktassarna.
Blödning förekom knappast alls, och när de kom
tillbaka till mamman tog hon omedelbart hand om
dem på samma sätt som de andra ungarna.
Stresshormon (kortikosteron) hos 7 dagar gamla
möss.
Man observerade systematiskt mössens utseende
Clipped: möss som fått den andra leden av en
och beteende fram tills de var avvanda vid tre veckors tå på vardera framtassen plus motsvarande på en
baktass amputerad utan anestesi eller analgesi.
ålder, men såg ingen skillnad mellan tåklippta möss
Non-clipped: möss som hanterats på ett likoch kontrollmöss. Även viktutvecklingen var helt nor- nande sätt, men utan amputation eller annat ingrepp.
mal.
Non-handled: basvärden för möss som varken
blivit tåklippta eller hanterats på annat sätt.
Man jämförde stressnivåer med hjälp av korVärdena togs 7 min. efter resp. åtgärd.
tikosteronvärden, och fann att skillnaden mellan
(Ur Schaefer m.fl. 2010)
klippta och oklippta möss var försumbar (se vidstående diagram). Det som påverkade mössen var tydligen främst hanteringen, inte själva
tåklippningen.
Däremot hade hanmössen i alla grupper ungefär 25% högre kortikosteronvärden än
honmössen, och de kontrollmöss som lämnats helt i fred hade mycket lägre värden än de
möss som hanterats och som alltså låg på ungefär samma nivå, vare sig de klippts eller var
kontrollmöss som bara hanterats utan att klippas.
Den viktigaste påverkan av tåklippningen gällde gripstyrkan för 3-dagarsmössen. Då
man testade alla möss vid 3 månaders ålder hade dessa en påtagligt sämre gripstyrka än kontrollmössen, medan 7-dagarsmössen knappt avvek alls från normalstyrka.
Vid samma ålder undersökte man också mössens eventuella hyperalgesi, d.v.s. om tåklippningen orsakat en framtida överkänslighet för smärta, med ett s.k. hot-plate-test. Mössen placerades på plattan som gradvis värmdes tll ca 52°C och togs bort så snart de visade någon
reaktion (som att försöka hoppa bort eller börja slicka på en tass). Här var det ingen skillnad
mellan tåklippta möss och kontrollmöss, och någon hyperalgesi hade mössen tydligen inte
drabbats av.
Att det är hanteringen och inte själva tåklippningen som påverkar mössen gör att man får
se andra, förment mer djurvänliga (”icke-stympande”) metoder för märkning i ett annat ljus.
Författarna nämner tatuering som exempel: då hanteras djuret mer, och drabbas därmed av
mer stress än vid tåklippning. (Till detta kommer att tatuering i sig troligen är smärtsammare
än tåklippning.)
Man kunde också konstatera att den vävnad man får vid tåklippningen räcker gott för
typning med PCR, och författarna konkluderar att tåklippning vid ca 7 dagars ålder är en acceptabel metod för märkning och typning av musungar.
En senare studie från samma år (Castelhano-Carlos m.fl. 2010) jämförde tre sätt att märka
fem dagar gamla C57BL/6-möss: (1) klippa den första leden på en tå i en fot; (2) tatuera in
en prick på en tå i en fot; (3) injicera en transponder (1 mm diameter, 6 mm lång, vikt 7,15
mg) subkutant i nacken. Resultatet utvärderades ur en rad aspekter med hjälp av bl.a. ett
224
Märkning med tåklippning efter en amerikansk handbok. Man klipper bort den första leden,
och kan med detta schema märka 100 djur. (Transgenesis techniques. Principles and protocols.)
omfattande testbatteri för att mäta fysisk påverkan inkl. gripstyrka, förmåga att klättra o.s.v.,
psykisk påverkan (elevated plus maze för ångest och depression), stresspåverkan i olika tidsperspektiv, m.m. För att indikera djurens akuta lidande under ingreppen jämförde man deras
vokalisering och urinering.
Resultet var att man inte fann några signifikanta skillnader beträffande de många
parametrarna i tester och mätningar mellan försöksdjuren i de tre grupperna och kontrolldjuren. Däremot konstaterade man mycket tydliga skillnader mellan hur djuren akut reagerade
på ingreppen, d.v.s. skillnader i akut lidande/välbefinnande. Ett tydligt resultat var att det
var den tid djuret hanterades, inte ingreppet i sig, som var av betydelse (d.v.s. detsamma som
Schaefer m.fl. 2010 konstaterade, ovan). Den i särklass skonsammaste märkningametoden
av de tre, mätt i dessa termer, var tåklippning. Eller ordnade från mest till minst skonsam
metod:
1. Tåklippning
2. Tatuering
3. Transponder.
Författarna konstaterar att förutom att tåklippning är den bästa av de tre ur välfärdssynpunkt,
har den också fördelen att man utan andra ingrepp får DNA för typning med PCR (ca 3 µg
DNA per tå; de återger protokollet i uppsatsen).
Författarna rekommenderar följaktligen tåklippning som märkningsmetod av flera skäl.
Den bör dock göras under intervallet dag 3–7, innan förbeningen av tårna är fullbordad.
Våren 2013 publicerade ett par arbetsgrupper inom ECVAM varsin rapport beträffande
märkning och vävnadsprov. De gör en skarp distinktion mellan att amputera hela tån, vilket
är förbjudet i många länder och som rapprterna också starkt vänder sig mot, och att enbart
klippa den yttersta leden, vilket de – om det sker vid rätt tidpunkt, ca 7 dagar – anser helt
okontroversiellt. Inte minst risken för infektioner gör dock att metoden bör betraktas med
tveksamhet. Det torde vara mcket sällsynt att vävnad från öronklipp inte räcker för i varje fall
PCR-analys, och måste man ha mer vävnad torde svansbiopsi vara ett mindre dåligt alternativ
än tåklipp.
225
Öronclips, ”örhängen”
Öronclips anses av många vara en opraktisk metod. För
små djur kan tyngden vara besvärande, och det finns
rapporter om att de orsakat infektioner (ref. i Ball m.fl.
1991). De kan också orsaka infektioner, rivas bort (särskilt
om mössen slåss), och fastna i burens vägg eller tak. Den
rapport om märkningsmetoder som nämns nedan (Spangenberg 2009) fann att örhängen var den absolut sämsta
av de jämförda metoderna. Bilden visar ett felaktigt placerat örhänge; det riktiga är att sätta
det i örats nedre del, så detta som här inte viks ner av tyngden.
En annan aspekt som kan skapa problem vid långtidsstudier är risken för cancer. Av en
grupp på 160 FVB/N-möss med örhängen av en nickel-koppar-legering fick 9% skivepitelcancer i det öra där örhänget satt, men inte i det motsatta (Baron m.fl. 2005).
Författarna diskuterar exempel på skilda carcinogeners (administrerade med olika metoder) effekt på olika rått- och musstammar, och framhåller också att FVB/N-möss har en särskild benägenhet att utveckla skivepitelvancer, vilket naturligtvis förklarar en del av den höga
cancerfrekvensen.
En del, med tydligen inte alla, av dessa problem torde försvinna om man använder örhängen av plast. Sammanfattningsvis hör dock örhängen till de märkningsmetoder som om
möjligt bör undvikas.
Öronklippning
Detta är en märkningsmetod som knappast blir aktuell för musungar, eftersom deras öron
helt enkelt är för små. För äldre djur finns inte det problemet. Då Cinelli m.fl. (2007) jämförde olika metoder – dock inte tåklippning – att gentypa möss (se nedan under Typning),
drog de slutsatsen de att av dessa var öronklippning var den lämpligaste eftersom den kombinerade märkning och typning.
Mikrochips
Man kan också märka djuren genom att operera – eller snarare injicera – in en liten (ca
2x13 mm) transponder, en sändare, under huden på djuret. (Detta är naturligtvis dock för
stort för neonataler.) Denna metod är naturligtvis dyrare än alternativen. Sändarna kan
emellertid återanvändas och finns av olika slag, från enkla som endast sänder en identifieringssiffra till dem som också informerar om olika fysiologiska parametrar (kroppstemperatur
m.m.; se om telemetri ovan under ”Hur ser man hur djuret mår?”). I sådana fall kan data
sändas från transpondern direkt till en dator. Då systemet
utvärderades (på råttor) märkte man inte någon påverkan
på viktkurva och matkonsumtion, och man ansåg dem
Ett av flera system att märka möss med öronklipp. Man kan märka
upp till 100 möss. Mus nr 68, t.ex., får fyra klipp: på plats 20 och
40 i vänsterörat och på plats 1 och 2 i högerörat. – Man bör inte
öronklippa möss som är yngre än ca 2 veckor.
5 = 1 + 4
6 = 2 + 4
7 = 3 + 4
8 = 1 + 2
9 = 2 + 3
226
50 = 10 + 40
60 = 20 + 40
70 = 30 + 40
80 = 10 + 20
90 = 20 + 30
Utvärdering av märkningsmetoder för möss
Parameter:
Tåklippning (n=21)
Örhänge
(n=21)
Öronklippning
(n=21)
Vokalisering
6 (29%)
13* (62%)4 (19%)
Kontrolldjur
(n=20)
–
Öronfärg (normal)21
02120
Kroppshållning
(under gång) 21 0 21 20
Klättring och balans**21212120
Gripstyrka202020
Provocerat bitande
8 (38%)
18 (86%) 11(52%) 18
8 (40%)
* 0/21 vid svansbiopsi
** Musen placerades på en horisontell pinne som vändes till vertikalt läge.
(Tabellöversikt, och bilden av öronclips, efter Spangenberg 2009)
pålitliga och lätta att använda (Ball m.fl. 1991). Det kan dock bli problem vid långtidsstudier,
eftersom transpondern visat sig kunna orsaka tumörer.
En jämförelse mellan olika märkningsmetoder
En ännu inte publicerad rapport om märkningsmetoder, delvis redovisad bl.a. vid ScandLAS-mötet 2009, fann inga väsentliga skillnader mellan tåklippning och öronklippning vad
djurens välbefinnande beträffar. Som tabellen ”Utvärdering av märkningsmetoder för möss”
(nedan) visar är örhängen en dålig metod. De påverkar djuren negativt, och de protesterar
(med vokalisering) mycket mer än vid andra metoder.
Typning
Ofta kan man inte se på utseende och beteende hos t.ex. en mus om dess genom är förändrat
och därmed uttrycker andra egenskaper än normalt eller inte. Ändå kan olika osynliga egenskaper – det kan gälla t.ex. immunförsvaret eller något annat – ha förändrats. Det enda man
vet är att det normalt bara är en mindre del av ungarna, kanske bara något tiotal procent, som
är genetiskt modifierad (d.v.s. positiv för transgenen).
För att ta reda på vilka av ungarna till det genmodifierade djuret som är transgena ”typar”
man dem, d.v.s. man studerar deras DNA. Material till denna xxxgenetiska analys kommer
från ett vävnadsprov, som i princip kan tas var om helst på djuret; alla celler, utom könscellerna, innehåller ju en fullständig uppsättning av djurets alla DNA-molekylpar.
I princip är det lite mer komplicerat än så, eftersom mängden och kvaliteten på DNA kan
skifta i olika slags vävnader.
De båda viktigaste analysmetoderna är PCR (Polymerase Chain Reaction) och Southern
227
blotting. (Namnet har inte med väderstreck att göra, utan kommer från namnet på en av de
forskare som utvecklat metoden.)
PCR innebär att man utgår från en mycket liten mängd DNA och mångfaldigar detta så
att slutmängden räcker för en analys. Det hela går snabbt; man får sina analysresultat samma
dag. Den information man får är inte omfattande, men räcker vanligen som bekräftelse.
Southern ger utförligare besked om det nya genomet, kräver mer vävnad som analysmaterial, och det tar längre tid att få fram resultatet.
Formella regler för vävnadsprov
Regelverket föreskriver:
Vävnadsprov får inte tas i större omfattning än vad som krävs för en fullgod genbestämning.
När vävnadsprovet tas skall brosk- och skelettdelar såvitt möjligt inte skadas. (DFS 2004:4, 3 kap.
8§).
De allmänna råden till denna paragraf tillägger:
Provtagningsmetoder utan operativa ingrepp på djuren bör användas när så är möjligt.
För att brosk- och skelettdelar såvitt möjligt inte skall skadas när vävnadsprov tas från svansen bör
provet inte omfatta mer än någon millimeter av den yttersta delen av svansen.
Gentypning
Sedan surrogatmamman fött fram ungarna måste deras DNA analyseras för att man ska kunna identifiera de som är transgena eller knockouter. Eftersom varje cell i kroppen innehåller
individens fullständiga genuppsättning, består typningen i att man studerar det genetiska materialet i ett stycke vävnad från djuret för att se om djuret är transgent eller inte.
För denna gentypning finns det olika metoder. Tidigare var den s.k. Souther blot (efter
biokemisten Ed Southern) dominerande. Denna krävde emellertid ganska mycket vävnad,
som man oftast fick genom att kapa en bit – någon eller t.o.m. några centimeter – av musens
svans. Southern blot används fortfarande då man vill ha en utförligare information om DNA,
men analysen kan göras på mycket mindre vävnad än tidigare.
Den i dag dominerande tekniken är PCR, Polymerase Chain Reaction. Den ger den information man i de flesta fall behöver men kräver bara ett minimum av vävnad.
Polymerase Chain Reaction (PCR)
Idén med PCR är ett kopieringsförfarande, som delvis imiterar kroppens naturliga sätt att
arbeta: en av strängarna i DNA-molekylen används som modell för en ny DNA-sträng, och
med tiden har man fått en stor mängd DNA som lämpar sig för analys.
Typning med PCR består av tre huvudfaser:
(a) framställning av DNA ur vävnad från djuret;
(b) mångfaldigande av detta DNA genom PCR.
(c) analys av mönstret av DNA-segmenten
(Av dessa är det bara den andra som är PCR i egentlig mening; den första handlar om att ta
fram material, och den tredje om att använda resultatet av PCR-processen för analys.)
I den första fasen finfördelar man vävnaden och med hjälp av upphettning och ett s.k.
proteinas (ett enzym) skiljs de båda strängarna i DNA-molekylen från varandra (se ovan
under ”Vad innebär gentekniken?”). (”Vävnad” behöver inte vara fast; även t.ex. blod är
228
vävnad.) Man inaktiverar så proteinaset och centrifugerar lösningen för att samla själva det
DNA som sedan ska mångfaldigas.
I den andra fasen utgår man från det renade DNA som man nu fått, tillsätter bl.a. ett
värmetåligt enzym (polymeras) som kan bygga nytt DNA med det nyss framställda DNA
som modell, bitar av ett konstgjort DNA samt råvaror till nytt DNA. Genom att omväxlande
kyla ner blandningen och värma till ca 72° (enzymets optimala arbetstemperatur) skapas nya
DNA-strängar i två arbetsmoment: vid nedkylningen fäster det konstgjorda DNA vid den
utvunna DNA-strängen, och vid uppvärmningen tillverkas en kopia av detta DNA-avsnitt.
För varje sådan kylning/uppvärmningscykel fördubblas mängden DNA. Efter tio omgångar har man över 1000 kopior, och efter tjugo har man någon miljard DNA-avsnitt.
I den tredje fasen kan man skilja de olika segmenten i det mångfaldigade DNA-avsnittet
tydligt från varandra genom att placera provet i ett elektriskt fält. Eftersom olika segment har
olika elektrisk laddning kommer då helheten att bilda ett mönster som kan jämföras med
mönster från andra DNA. Med denna teknik (s.k. elektrofores) kan t.ex. ett kriminaltekniskt
laboratorium se om DNA från något fynd på en brottsplats överensstämmer med prov från
en misstänkt, en forskare kan se om DNA från en viss musunge är modifierat eller inte, och
en zoolog kan studera apflockars vandringar och släktskap genom att analysera DNA som utvunnits ur deras avföring.
En rad olika protokoll för PCR har utarbetats under senare år, och tendensen är att de
gradvis blir allt snabbare, enklare och billigare. (För exempel, se litt.hänvisningar i avsnittet
om alternativ till svansbiopsi. ) Numera finns också färdiga kit för att t.ex. utvinna renat
DNA ur vävnad kommersiellt tillgängliga (se t.ex. www.qiagen.com).
Med PCR-metoden kan man få material till typning från ett mycket litet utgångsmaterial, något som utnyttjas av både kriminalvetenskap och zoologi (se nedan). Att använda
stympande metoder för att ta fast vävnad från djur för typning är därmed oftast onödigt.
Redan CFN:s allmänna råd nr 7, från mitten av 1990-talet, fastslog att man i största
möjliga utsträckning skulle ta vävnadsprov för typning med icke-stympande metoder; som
exempel nämnde man blodprov och hårsäcksprov. Djurskyddsmyndighetens anvisningar
och råd (L 55) kräver att man i första hand ska använda metoder utan operativa ingrepp på
djuret. Med dagens metoder är detta krav inte svårt att uppfylla. Vill en försöksledare trots
detta använda t.ex. svansbiopsi, bör nämnden kräva en motivering varför icke-stympande
metoder inte går att använda.
Vävnadsprov: invasiva metoder
3 kap. 8 § Vävnadsprov får inte tas i större omfattning än vad som krävs för en fullgod genbestämning.
När vävnadsprovet tas ska brosk- och skelettdelar såvitt möjligt inte skadas.
Allmänna råd till 3 kap. 8 §
Provtagningsmetoder utan operativa ingrepp på djuren bör användas när så är möjligt.
För att brosk- och skelettdelar såvitt möjligt inte ska skadas när vävnadsprov tas från svansen bör
provet inte omfatta mer än någon millimeter av den yttersta delen av svansen.
229
Smärta och anestesi
Man ska inte ta biopsi om det finns möjlighet att få vävnadsprovet på annat sätt.
Ofta vill emellertid inte försöksledaren pröva de alternativa tillvägagångssätt han är skyldig att i första hand använda. Ett exempel är då försöksledare vill ta biopsin som svansbiopsi
utan att beakta mindre smärtande alternativ (som exempelvis att använda vävnad från öronmärkning för typningen).
För att försvara detta kan man t.ex. anföra följande argument:
♦
♦
♦
♦
Ingreppet är så litet att någon sövning inte behövs. Och om man gör ingreppet un
der anestesi behövs ingen smärtlindring.
Unga djurs nervbanor är inte utvecklade, och svansen är ännu inte är fullt förbenad.
Brosket sägs inte innehålla nerver, och smärtan blir således obetydlig om man gör
ingreppet före avvänjningen (som sker vid ca tre veckors ålder).
Sövningen påstås vara mer traumatisk för unga djur än själva ingreppet;
Eftersom unga djur är så känsliga riskerar djuren att dö av anestesin.
Alla dessa påståenden är felaktiga.
Beträffande det första påståendet, se avsnittet ”Smärta och analgesi” nedan.
Beträffade de övriga påståendena, se avsnittet om anestesi åt neonataler ovan. Nervsystemet är i sjäva verket som känsligast hos unga individer. Vera Baumans, som har gjort grundliga
studier av mussvansens utveckling, förklarar att även unga möss har tillräckligt mycket nerver
i svansen för att känna stark smärta.
Och kunskaperna om sövning av neonataler är nu ganska omfattande. Med moderna
sövnings- och smärtstillande preparat går utmärkt att söva även mycket små möss.
Lidande efter svansbiopsi och andra ingrepp
Biopsi är en operation, och då djuret vaknat upp efter anestesin har det smärtor. Därför krävs
postoperativ smärtlindring. Annars är sövningen snarare ett sätt att göra djuren lätthanterliga
under ingreppet än ett försök att undvika att djuren lider.
Morton (Compmed 050405) påpekar att mössen dels kan få smärtupplevelser genom att
de blir överkänsliga för beröring som normalt inte skulle varit smärtsam (allodyni) av den
skadade svansen, dels få smärtförnimmelser vid beröring (som normalt inte skulle vara smärtsam) av andra kroppsdelar än svansen (hyperalgesi): ”Post-op, there is evidence in mice that
there is allodynia and hyperalgesia for at least 3–4 months”. Prof. Morton rekommenderar
därför: ” Look for another tissues to sample e.g. PCR and anal/buccal swab, hair, saliva etc”.
Att ta en svansbiopsi har jämförts med att kupera svansen. Att göra detta på obedövade
djur är därför ett ”kvalificerat djurplågeri” (klinikveterinär Ole Frykman, SLU Uppsala, vid
Orin Animal Healths kurs i smärtvärdering 2000; se Beck-Friis 2001: 89).
Detta tycks bekräftas av en svensk undersökning som visar att djuren lider även om de
varit sövda när biopsin togs. Femton möss, 27–34 dagar gamla, sövdes med isofluran varpå
man kapade 5 mm. av svansen. Deras beteende studerades därefter under fem timmar, bl.a.
med hjälp av LABORAS (en mekanisk anordning som noterar djurens olika rörelser).
Djuren visade beteendestörningar ännu då försöket avbröts: de var mer stillasittande än
normalt, när de förflyttade sig skedde detta långsammare än normalt och med lägre hastighet,
och de klättrade mindre. Författarens slutsats är att svansbiopsi är ett smärtsamt ingrepp som
kräver såväl anestesi som analgesi (Puustinen 2004.)
230
I sammanfattningen skriver Puustinen med det försiktiga understatement som är kutym i
vetenskapliga sammanhang:
”Musens svansspets innehåller ben, periost [benhinna] och hud. Periostet är rikligt innerverat med nerver. Idag saknas svenska rekommendationer om anestesi eller analgesi i samband med svansbiopsi. För att utvärdera effekter på beteendet hos möss från vilka ett vävnadsprov tagits, användes ett automatiserat system för beteendestudier. Skillnader påvisades mellan dessa möss och kontrollmöss, vilka kan ha orsakats av smärta eller obehag.”
I ”Discussion”-avsnittet kan hon däremot uttrycka sig mer rakt på sak: svansbiopsi är
smärtsamt, och hon hoppas att det ska komma regler som rekommenderar anestesi plus an
algesi vid svansbiopsi.
Då man jämför resultatet av denna undersökning med andra bör man ta hänsyn till två
aspekter: man kapade en längre bit av svansen är vad som är tillåtet i dag, och mössen sövdes
med isofluran men fick ingen analgesi. Det är möjligt att isofluranet gjorde att mössen hade
svårare och/eller långvarigare postoperativa smärtor än om de inte fått någon anestesi alls,
alternativt sövts med något mildare sövningsmedel som t.ex. sevofluran. (Se ”Jämförelser mellan några olika sövningsmedel” i kap. 6.)
2003 publicerade tidskriften Laboratory Animals (som supplement till vol. 37) rapporten Refinement and reduction in production of genetically modified mice; det var den sjätte rapporten
från BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW:s gemensamma arbetsgrupp om refinement (även på
<http://la.rsmjournals.com/content/vol37/suppl_1>). I denna diskuteras också svansbiopsi för
gentypning.
Rapporten fastslår att svansen (till skillnad från vad man tidigare trott) är förbenad och
har tydliga kotor även i den sista millimetern, att hud och benhinna innehåller rikligt med
nervvävnad, och att det sannolikt är mycket smärtsamt att skära bort även en liten del av
svansen, särskilt om man skär i benet. P.g.a. den kroniska och akuta smärtan vid svansbiopsi
skall man alltid först undersöka möjligheten att använde icke-invasiva metoder, som t.ex.
öronklipp eller blodprov. Arbetsgruppen fastslår också – liksom Katja Puustinen – bestämt att
man ska använda både anestesi och analgesi.
För vuxna möss ges anestesti och analgesi på vanligt sätt; här finns ju många tekniker att
välja mellan. Eftersom smärtorna sitter i länge är dock vanlig anestesi otillräckligt, eftersom
den smärtstillande effekten klingar av snabbt. Buprenorfin kan möjligen vara en bättre lösning. En möjlighet är också att låta musen själv administrera sin analgesi med exempelvis karprofen via dricksvattnet. Denna metod kan dock ha nackdelar; se avsnittet om analgesi.
Svansbiopsi med och utan anestesi
En grupp vid universitetet i Zürich undersökte hur vuxna möss – 12–32 veckor gamla, med
en vikt på 40–56 g – reagerade på svansbiopsi där man tog upp till 4 mm av svansen med och
utan anestesi (Arras m.fl. 2007). Dessvärre är den bara till begränsad hjälp, eftersom man använde sövningsmedel som knappast används i Sverige i dag: metoxifluran och eter. Dessutom
tillåter inte regelverket att man tar så stor del av svansen. Ändå visar den några kanske överraskande resultat.
Med hjälp av telemetri mätte man djurens aktivitet, hjärtfrekvens och kroppstemperatur
samt mat- och vattenkonsumtion och redovisade detta dels efter fyra timmar och dels ca tre
dygn efter ingreppet.
Vidstående digram visar utvecklingen under de fyra första timmarna. Som man kunde
231
Tre effekter av svansbiopsi och/eller sövning på möss.
TB: svansbiopsi utan anestesi eller analgesi.
TB with ether: svansbiopsi med etersövning.
TB with MOF: svansbiopsi med sövning med metoxifluran.
Ether: enbart atersövning utan amputation.
MOF: enbart sövning ,ed metoxifluran utan amputation.
Den övre raden visar puls, mellanraden kroppstemperatur, och den understa raden aktivi
tetsnivå. 0-nivån visar basvärdert under normala förhållanden.
De fyra staplarna (från mörk till ofylld) visar respektive nivå under de första fyra timmarna
efter biopsi och/eller sövning.
.
vänta är utslaget vanligen störst den första timmen. Med amputation utan sövning är värdena
redan efter ett par timmar nere vid baslinjenivå. Sövning med fr.a. metoxifluran, med eller
utan amputation, gör att värdena för puls och temperatur de följande timmarna fortsätter att
ligger på en hög men sakta sjunkande nivå.
Resultatet visade att dessa båda sövningsmedel störde djuren starkt under lång tid efter
ingreppet, medan däremot svansbiopsi utan anestesi gav utslag endast ett par timmar efter
stympningen. Att den klingar av är dock en begränsad glädje, eftersom sövnngsmedlen i sig
påverkar djurens välbefinnande så starkt.
Långtidsstudien (drygt tre dygn) visade att fr.a. puls och temperatur låg vid normalvärdet
för den osövda biopsigruppen; det gällde i stort sett också aktiviteten, som dock var något
232
mer varierad under perioden. Övriga fyra grupper var däremot tydligt påverkade, framför allt
under de två första dygnen.
Ofta försöker man avläsa eventuellt lidande och smärta på vikten. Ingen av grupperna,
från de starkt påverkade metoxiflurangrupperna till den grupp som opererats utan anestesi
och återhämtat sig snabbast av alla, visade dock någon avvikande viktkurva.
Författarna framhåller själva att utslaget kunde blivit ett annat om man använt modernare sövningsmedel som exempelvis isofluran, sevofluran o.s.v. för att minska det lidande
som ingreppet ofrånkomligen medför. (Obs dock att denna studie skrevs innan de studier
publicerades som ifrågasätter isofluranets – men inte sevofluranets – lämplighet! Se vidare om
isofluran i kap. 6.)
Deras studie kan av flera anledningar inte heller, betonar de, användas som ett mått på
graden av stress och smärta hos djuren. Exempelvis skulle kanske andra sätt att försöka mäta
stress, som mer sofistikerad analys av djurens beteende, kanske gett mer kunskap om de olika
åtgärdernas påverkan på djuren.
Däremot är den av intresse ur andra synpunkter. Dels redovisar de sin undersökning av
mussvansens histologi vid 2, 6 och 10 mm avstånd från spetsen. De bekräftar att svansen
är innerverad ända ut i spetsen, även om antalet axoner förefaller minska närmast spetsen.
Likaså bekräftar de att svansen är förbenad ända ut t.o.m. det sista segmentet. Skär man av en
liten bit svans och inte bara tar bort det yttersta lagret täckande hud skär man således i ben
och inte i brosk.
Vidare konstaterar gruppen att metoden att mäta fysiologiska förändringar med telemetri är mycket känsligare än om man bara iakttar djurens beteende. För en betraktare kunde
detta beteende förefalla normalt (exempelvis i långtidsstudien av de retande anestesimedlen),
medan mätningarna visade att djurens välbefinnande fortfarande var stört.
Svansbiopsi från ”utländska” möss
Alla genmodifierade möss tillverkas inte av den institution som skriver ansökan utan köps in
utifrån, kanske från utlandet. Hur djuren behandlas där vet vi oftast ingenting om. Världens
Standards For Tip Excision
Age of mouse
Total amount of
tail excised
Newborn to 10 days
1st excision:
tail length or less
2nd excision:
3–4mm (total ex-
cision less 1/2 tail)
11–24 days
1st excision:
10mm or less
2nd excision:
Total 1st and 2nd ex-
cision is 10mm or less
2nd excision:
Total 1st and 2nd ex-
cision is 14–20mm
Anesthesia
None as long as
total excisions are
less than 1/2 tail
None required
None required
Topical ethyl chloride
or inhalation of
1% isoflurane.
O.s.v.
233
största forskningsinstitution för genetisk forskning är det amerikanska koncernen The Jackson Laboratory som också säljer GM-möss till laboratorier över hela världen: ca 2 miljoner
möss årligen av 2.500 olika slag. De har många kunder även i Sverige. Hur arbetar de?
Deras laboratorierutiner är det naturligtvis inte lätt att få detaljerade informationer om.
Men ett universitet, Harvard Medical School, har riktlinjer som bygger på Jacksons metoder.
Se ”Standards For Tip Excision” nedan!
Alltså: ingen sövning så länge man tar mindre än halva svansen på möss i den ålder då
smärtkänsligheten är som störst. Ingen sövning om man tar upp till 1 cm svans på 3 1/2
vecka gamla möss. Lokalbedövning eller lätt inhalationsnarkos utan analgesisk effekt om man
tar mer. Och för äldre möss blir det inte bättre.
Just de musindivider som köps in till exempelvis Sverige har inte plågats på detta sätt.
Men bakom framtagandet av Jacksons 2.500 tillängliga GM-muslinjer – för att inte tala om
alla misslyckade försök – ligger tydligen ett mycket omfattande lidande.
Vävnad från tår och öron
Ofta märks de genmodifierade djuren genom öron- eller tåklippning (ovan). Vävnad från
bådadera kan användas för DNA-analys. Särskilt tårna anses ge god DNA.
Tåklippning behandlades utförligt i avsnittet om märkning ovan.
En metod för öronbiopsi beskrivs av Ren m.fl. (2001), som framhåller att deras metod
är enkel, snabb, pålitlig och billig. Den vävnad man stansat ut är 1 mm i diameter och kan
enligt författarna tas utan bedövning. Samma metod går f.ö. att använda på vävnad från blod,
lever och svans. Öronen på unga möss är dock för små för märkning och därmed som DNAkälla.
I en undersökning av bl.a. mössens reaktioner på öronklipp (Cinelli et al. 2007) var
pulsen fortfarande högre än normalt ännu efter ett par timmar, medan värdena för mössens
normala rörlighet och kroppstemperatur var normala redan efter någon timme. Ungeför
samma efekt blev det om mössen bara hanterades utan något ingrepp. Öven här förefaller det
därmed som om det främst är hanteringsstressen, inte smärta, som ger utslag i mätningarna.
Se närmare i avsnittet ”Jämförelser mellan olika metoder för vävnadsprovtagning” nedan.
Icke-invasiva metoder
Att ta svansbiopsi är troligen det vanligaste sättet att få vävnad till DNA-analys. Men det
finns flera alternativ till svansbiopsi, och i olika utländska riktlinjer betonar man att forskaren
i första hand ska använda dessa. Ett exempel bland många är Texas Tech University Health
Sciences Centers Institutional Animal Care and Use Committee (djurförsöksetiska kommitté,
IACUC) som uttryckligen rekommenderar att man för PCR bör använda salivprov, inte svansklippning. Eller utförligare i de guidelines som utfärdats av Washington State University:
Ofta används amputation av svansspetsen för att erhålla vävnad eller blod för biokemisk analys
eller typning av smågnagare... Genetisk kontroll kan erfordra mindre vävnad än så. Försöksledare
uppmanas allvarligt att använda en teknik som inte kräver så stora ingrepp för att erhålla vävnad.
Alternativ till svansklippning är den vävnad som tas bort vid öronmärkning; hårsäcksprov, fekaler,
eller salivprov. [Därefter följer en närmare presentation av de olika teknikerna, samt ett påpekande
att man vid Southern blot däremot kan vara tvungen att använda vävnad från svansen. Detta alltså
till skillnad från PCR, där icke-stympande metoder räcker gott.]
234
Utanför djurförsöksverksamheten finns det många situationer när man måste göra DNAanalyser utan tillgång till den mängd vävnad som man kan få med hjälp av biopsi. Inom
kriminalvetenskapen har man länge fått nöja sig med de små mängder DNA som finns på
cigarettfimpar, dricksglas, fingeravtryck, hårstån o.s.v. (som t.ex. Helanderaffären, nedan), och
det finns en omfattande litteratur om detta.
Den zoologiska forskningen har behov av att göra DNA-analyser av vilda djur utan att ens
behöva fånga dem, än mindre ta biopsier från dem. Piggott och Taylor (2003) ger en översikt
över problemen och tillämpningarna. Möjligheterna att med icke-invasiv teknik få tillräckligt
DNA för en pålitlig analys är naturligtvis mycket större i ett laboratorium än för zoologerna,
som måste nöja sig med håravfall, avföring och frukt som djuren bitit i som utgångsmaterial.
Morin m.fl. (2001) är ett exempel på studier där man använt håravfall och avföring för att
göra DNA-analyser av primater. De beskriver där sin egen analysmetod där de anser sig ha
kommit tillrätta med felkällor som att endast den ena av två heterozygota alleler på en viss
locus, eller kontaminerande DNA, mångfaldigas vid PCR-processen.
Förutom det etiskt olämpliga med invasiva metoder för vävnadsprovtagning finns det ett
speciellt problem som, i de fall det blir aktuellt, går behovet av icke-invasiva metoder akut:
traditionella metoder som svansklippning, blodprov och tåklippning kan vara ödesdigra då
man studerade problem i samband med blodkoagulering. För djur med koaguleringsdefekter,
”blödarsjuka” m.m., kan biopsier kan resultera i svåra blödningar med resultat att en stor del
av försöksdjuren dör (Kalippke m.fl. 2009).
Hårsäcksprov
Det är framför allt en forskarrapport (Schmitteckert m.fl. 1999) som förordat denna metod
och redovisat utmärkta resultat. Fördelarna ur djurens synpunkt är självklara, som författarna
skriver i sammanfattningen:
...The procedure described here represents a much simpler and faster method to screen offspring
for the transgene DNA. It is based on the use of hair bulbs as sample material, which can be directly used for polymerase chain reaction (PCR) after alkaline lysis. A unique advantage though, is
the reduction of distress caused to the animals. With respect to the 3Rs (Replacement, Reduction,
Refinement), and because of technical advantages this method may replace ear or tail clipping.
Ur artikeln:
Collection of hair samples
In order to collect a hair sample the mouse is fixed in one hand and a tuft of hair is
picked from the ventral body using a pair of anatomic forceps.
[...]
DNA detection by PCR
To avoid cross-contamination, exclusively single-use material as well as aerosol resis
tant pipette tips (Biozym) are used (s. 386)
Results
[...] The signals obtained from hair samples [...] proved to be as strong as the signals obtained from tail tip samples. [s. 387] [...]
The genotypes of more than 100 animals characterized by this technique have been confirmed by Southern analysis demonstrating the reliability of the method. [s. 388]
Conclusion
235
Using hair instead of tail tips, toes or the prima as samples for the investigation of transgene integration is much gentler on the animals and therefore does not underlie any law
regulations. Compared to standard techniques, the DNA preparation of hair samples os a
quick and easy procedure without loss of detection sensitivity in the following PCR. Further advantages is the unlimited access for additional samples, a minimal risk of sample
contamination and thus less false positive or false negative results, the minimal material
consumption and finally the lack of polluting waste output. [s.389] [...]
With the technique presented here we hope to contribute towards easing routine transgene monitoring and also to reduce the distress on the animals. [s. 389]
Många andra har däremot haft problem med kontaminering, d.v.s. DNA från andra djur har
förorenat proverna (genom att olika djur t.ex. har slickat varandra) och därmed gjort dem
värdelösa. Dessutom är hårstrån svåra att hantera, eftersom de kan vara elektrostatiskt uppladdade och fastnar på instrument m.m. Cinelli m.fl. (2007) anser metoden (om man klarar
dessa praktiska problem) är utmärkt ur PCR-synpunkt, går snabbt att använda, men bara bör
användas om man har få djur och då för upprepade testningar.
Salivprov
I åtskilliga år har kriminallaboratorierna gjort DNA-analyser på mycket små mängder organiskt material: blod- och spermafläckar, saliv på cigarettstumpar, m.m.
Ett exempel:
Inför biskopsvalet i Strängnäs 1952 sände någon ut ett drygt 30-tal anonyma brev som lovprisade en
av kandidaterna, prof. Dick Helander, Uppsala, och baktalade hans konkurrenter. Helander vann valet,
men året därpå fälldes den nyinstallerade biskopen på indicier mot sitt nekande i domstol för att ha skrivit
de anonyma breven (vilket bedömdes som ärekränkning) och avsattes. Detta var ett av 1950-talets mest
uppmärksammade rättsfall.
År 2002, ett halvsekel senare (och långt efter Helanders död), gjorde forskaren Marie Allen vid Rudbeckslaboratoriet i Uppsala en DNA-analys av den intorkade saliv som fanns kvar på bevarade kuvert från sådana
brev. Hon kunde då konstatera att det inte var Helander som slickat igen dem.
Möjligen innebär detta att biskop Helander var offer för ett tragiskt justitiemord. Men i varje fall visar det
att man inte behöver stora mängder vävnad för att identifiera en person med hjälp av DNA-analys. (Det man
analyserar är inte saliven som sådan, utan celler från munhålan som finns uppblandad i saliven.)
Redan flera år innan CFN:s Allmänna råd nr 7 skrevs använde forskarna salivprov för DNAanalys av transgena djur. Materialet kan samlas med en vanlig bomullstopp. Irwin m.fl.
(1996) beskrev tekniken i detalj i en ofta citerad uppsats i tidskriften Nature Biotechnology,
och på andra ställen i numret puffar man för denna artikel: “PCR analysis of saliva is a viable
alternative to surgical biopsies for monitoring transgene integration in laboratory animals”
och “PCR analysis of saliva samples is faster, much cheaper, and more humane than biopsy
analysis.”
Inspirationen till uppsatsen kom från kriminaltekniska erfarenheter, där man sedan länge
tagit fram DNA från cigarettfimpar, frimärken och fingeravtryck. Artikeln beskriver helt
enkelt hur man går till väga vid analysen som utgår från 5 mikroliter saliv från vuxna möss.
(Detta har man tagit med hjälp av en liten plastpipett. På möss som är så små att de just blivit
avvanda, eller yngre – de syftar alltså på möss som är ca tre veckor eller yngre – kan man inte
få fram mer än någon mikroliter saliv med denna teknik; då får man istället göra en munsköljning). Man jämför analysresultatet med vad man får fram med vävnad från svansbiopsi
(1 cm svans från 18–22 dagar gamla möss!), och konstaterar (s. 1146) att mångfaldigandet
236
med PCR avkastade mer DNA från salivprovets DNA än från det DNA man fick från svansbiopsin, och (s. 1147) att resultaten av de båda metoderna konsekvent motsvarade varandra
(“The results we obtained from PCR of DNA extracted from saliva consistently matched
those obtained using DNA purified from tail tissue”). (Irwin m.fl. 1996.)
Rent tekniskt kan saliven samlas med olika metoder, t.ex. munsköljning eller bomullstopp (som också finns i storlekar som gör dem lätta att använda även för möss).
Då Zimmermann m.fl. (2000) beskriver en ”rapid and reproducible method” för rutinmässig PCR-typning av transgena möss, har man stor hjälp av kommersiellt tillgängliga testkit. De jämför resultatet då man använder vävnadsprov från svansbiopsi med salivprov (”If a
non-invasive alternative is required, oral swab specimens are an elegant approach”.) Med hjälp
av en DNA isolation kit får man då lika goda resultat som från svansbiopsi, d.v.s. positiva
reaktioner av samtliga prover (s. 316, tab. 1).
Avföring
Men inte heller icke-invasiva metoder är utan problem. Tar man ”salivprov” – d.v.s. celler från
munhålan som hamnat i saliven; saliven i sig innehåller inte ingen DNA – från unga (diande)
möss måste man börja med att spola munhålan med sterilt vatten.
Alternativt kan man hämta celler från munnens genom att försiktigt skrapa på kindens
insida, men det är tekniskt besvärligt.
På motsvarande sätt kan man skrapa epitelceller från ändtarmen. Alla dessa metoder innebär dock att man utsätter djuren för en rejäl hanteringsstress.
Att analysera DNA som utvunnits ur avföring är den vanligaste av de få möjligheter zoologer har att göra genetiska analyser av t.ex. vilda apflockar. (Man har också analyserat saliv
från halväten frukt, hår och andra lämningar.) Tekniken har också använts för typning av
transgena möss i laboratoriemiljö. 1999 publicerade Federation of European Biochemical Societies en rapport som beskrev tekniken apterad till laboratoriemiljö för typning av transgena
möss, för att därmed undvika det lidande som både svans- och öronbiopsi enligt författarna
orsakar djuren. Författarna konstaterar att det protokoll de redovisar utgör en känslig och effektiv metod som kan ersätta de invasiva metoder som för närvarande används för att testa
transgena möss (Broome m.fl. 1999).
Detta har bekräftats av bl.a. Kalippke m.fl. (2009). De utgår från den avföring man lätt
kan få från mössen, och beskriver det protokoll man använder för att få fram DNA. De tog
fram metoden främst med tanke på musmodeller för blödarsjuka och liknande, men eftersom man man med den enkelt slipper alla problem med eventuell kontaminering m.m. som
försvårar andra icke-invasiva metoder anser författarna att deras tillvägagångssätt, som ”can
be reliably applied in a large-scale breeding programme”, generellt är ”a preferable metod for
genotyping in laboratory animals”.
Är icke-invasiva metoder skonsammare än invasiva?
I en annan studie från samma institution i Zürich som Arras et al. (2007) (Cinelli et al. 2007)
studerade man fem sätt att ta vävnadsprov för typning: öronklipp, svansbiopsi (2–3 mm),
hårsäcksprov, salivprov samt cellprov från ändtarmen. Anestesi eller analgesi användes inte.
Liksom i studien av Arras m.fl. 2007 (ovan) använde man bl.a. telemetri för att jämföra
hjärtfrekvens, kroppstemperatur och rörelsemönster hos mössen, och även här gjorde man
mätningarna i tre tidsperspektiv: ”short-term” upp till 10 minuter efter åtgärd, ”middle-term”
under 6 timmar, och ”long term” under tre dagar.
237
Biopsy methods for genotyping mice
181
Motor Activity [counts]
rectum swab
mouth swab
hairs
tail biopsy
ear punch
restraint
Heart Rate [bpm]
900
800
700
600
500
400
300
900
800
700
600
500
400
300
900
800
700
600
500
400
300
900
800
700
600
500
400
300
900
800
700
600
500
400
300
900
800
700
600
500
400
300
*
0
1
2
3
4
5
6
*
0
1
2
3
4
5
6
*
0
1
2
3
4
5
6
*
0
1
2
3
4
5
6
*
0
1
2
3
4
5
6
*
0
1
2
3
4
hours
5
6
50
40
30
20
10
0
−10
50
40
30
20
10
0
−10
50
40
30
20
10
0
−10
50
40
30
20
10
0
−10
50
40
30
20
10
0
−10
50
40
30
20
10
0
−10
Core Body Temperature [˚C]
*
39
38
37
36
35
0
1
2
3
4
5
6
34
0
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
*
39
38
37
36
35
0
1
2
3
4
5
6
34
0
39
*
38
37
36
35
0
1
2
3
4
5
6
34
0
*
39
38
37
36
35
0
1
2
3
4
5
6
34
0
*
39
38
37
36
35
0
1
2
3
4
5
6
34
0
*
39
38
37
36
35
0
1
2
3
hours
4
5
6
34
0
hours
Hur Figure
möss påverkas
under de första
sexoftimmarna
metoder
vävnadsprov:
öronklippning,
svansbiopsi,
3 Middle-term
impact
restraintefter
andfem
cellolika
sampling
onför
heart
rate, motor
activity and
core
hårsäcksprov,
salivprov ochMean
ändtarmsprov.
Anestesi
och analgesi
användes
som
fasthållande
body temperature.
values of
eight mice
are traced
in 5 inte.
min Överst,
intervals
forjämförelse,
6 h afterenbart
an
utan åtgärd.
experiment (black) with corresponding baseline values (grey). Bars indicate SEM. Statistical
De parametrar som jämförs är puls, rörlighet i buren och kroppstemperatur. Mätningarna gjordes genom telemetri. Den
comparison using paired t-test in hourly means was considered significant with Pp0.01 (asterisks)
undre, ljusgrå kurvan är basvärdet då djuret är ostört; den tydliga svarta kurvan är mätvärdet. De många små vertikala streck
en är standardavvikelsen.
Laboratory Animals (2007) 41
Skillnaderna mellan de olika metoderna är mycket obetydliga, och en jämförelse med kurvorna för fasthållande visar att det
framför allt är detta som stör djuren. Ungefär en timme efter de olika åtgärderna är värdena nere på normalnivå igen. Svansbi
opsi (ca 2–3 mm) är ett undantag; där tar det drygt två timmar innan värdena normaliserats. (Ur Cinelli m.fl. 2007)
238
Testen visade att det knappast var några skillnader alls mellan fyra av de olika
provtagningsmetoderna. I samtliga fall fick man naturligtvis ett omedelbart och starkt utslag
vid respektive åtgärds början, men praktiskt taget genomgående var värdena nere på normal
nivå redan efter någon timme. Undantaget var svansbiopsi, där hjärtfrekvens och kroppstemperatur var nere på normalnivå först efter ett par timmar. (”Long-term”-mätningen gav
därmed nbaturligtvis inget utslag alls.)
I övrigt kunde man inte se någon skillnad mellan de två invasiva och de tre icke-invasiva
metoderna. Att döma av mätningarna var de icke-invasiva metoder man testade (hårsäcksprov, salivprov och prov från ändtarmen) därmed lika stressande som öronklippning. Se vidstående diagram.
Som diagrammen visar tog det lika lång tid för värdena att normaliseras då man enbart
hanterat djuret utan att ta något prov (med undantag för svanbiopsin). Det är alltså även här
främst hanteringen och fixeringen, inte ingreppet i sig, som ger utslag i mätningarna.
Samtidigt nämner författarna att även prov som tagits utan invasiva metoder ibland innehåller en smula blod. Inte ens dessa är tydligen alltid ”icke-invasiva”, konstaterar författarna.
Kvar står emellertid att svansbiopsin skiljer sig från de andra genom att vara den mest
traumatiska åtgärden, vilket naturligtvis gör att den inte bör accepteras om det finns skonsammare alternativ. Eftersom mössen normalt märks på något sätt, anser gruppen att det bästa
är att de märks med öronklipp och att man använder denna vävnad för DNA-analys.
Jämförelser mellan olika metoder att ta DNA
Resultatet beträffande svansbiopsin i denna studie skiljer sig tydligt från Puustinen (2004; se
Lidande efter svansbiopsi och andra ingrepp” ovan). Hennes LABORAS-mätningar visade
smärtbeteende (mössen var mindre rörliga än normalt) ännu fem timmar efter ingreppet,
medan mössen i den schweiziska studien enligt mätningarna var normalt rörliga redan efter
någon timme. Varföe denna skillnad?
Dels tog man olika mycket av svansen i de båda fallen: 5 mm hos Puustinen mot ca 2 à
3 mm hos Cinelli m.fl. Dels kan skillnader i smärtkänslighet mellan individer, stammar och
kön och ålder ha spelat in. Och slutligen var mössen i Puustinens undersökning sövda med
isofluran, medan de schweixziska mössan var osövda. I avsnittet ”Jämförelser mellan några
olika sövningsmedel” refererades forskning som visar att sövning med isofluran kan orsaka
svårare postoperativa smärtor än om man inte sövts alls eller sövts med något mildare preparat, och kanske är det bl.a. detta som gett utslag i skillnaderna mellan de båda studierna.
Vävnadsprov för Southern blot
Här behövs mer vävnad är för PCR. Eftersom utvecklingen på genteknikområdet sker mycket
snabbt, bör man försöka ta reda på hur mycket vävnad – och vilket slags vävnad – som är
oundgängligen nödvändig för en analys med moderna analysmetoder. Argumentet ”sådana
förfinade analysmetoder, där man klarar sig med så lite vävnad, har vi inte råd med” är inte
acceptabelt; ekonomiska faktorer har ingen plats i den etiska bedömningen.
239
Försök i undervisningen
3 kap.17 § Djur får, inom grundskolan, gymnasieskolan och högskolan eller motsvarande, användas för undervisning i hållande och skötsel av djur.
Djur får inte med anledning av undervisning enligt första stycket avlivas eller utsättas för tvångsanordningar, operativt ingrepp, insprutning, blodavtappning, andra former av penetration av
huden eller slemhinnor eller annat som kan medföra lidande för djuret.
18 § Djur får inom gymnasieskolan och högskolan eller motsvarande användas även för annan
undervisning än den som avses i 17 § under förutsättning att
1. utbildningen avser eller kan avse framtida arbete med djur,
2. användningen framgår av utbildningens kursplaner, och är nödvändig med hänsyn till syftet
med utbildningen, samt
3. djuren inte utsätts för annat än obetydlig smärta, obehag eller annat lidande.
Allmänna råd till 3 kap. 18 §
Exempel på sådana utbildningar som avser eller kan avse framtida arbete med djur är veterinär,
läkare, tandläkare, biolog (vissainriktningar), husdjursagronom, etolog, biomedicinsk analytiker,
djurvårdarutbildning, djursjukvårdarutbildning, försöksdjurstekniker-utbildning.
Innan djuren används bör en diskussion föras med eleverna eller studenterna om djurskydd och
etik vid försöksdjurverksamhet, speciellt avseende djur i undervisning. Information bör också ges om
innehållet i den aktuella ansökan om etisk prövning och om den djurförsöksetiska nämndens beslut
med eventuella villkor.
Innan djur används för undervisning vid vilken de avlivas eller utsätts för tvångsanordningar, operativt ingrepp, insprutning, blodavtappning,andra former av penetration av huden eller slemhinnor
eller annat som kan medföra lidande för djuret bör eleverna träna ingreppet med alternativa metoder. Exempel på alternativa metoder är användning av kadaver, attrapper, film, studiebesök etc.
Dessa föreskrifter bygger på Europarådets konvention ETS 123 om ryggradsdjur som används till försök och andra vetenskapliga ändamål, Article 25:
1. Procedures carried out for the purpose of education, training or further training for professions
or other occupations, including the care of animals being used or intended for use in procedures,
must be notified to the responsible authority and shall be carried out by or under the supervision of
a competent person, who will be responsible for ensuring that the procedures comply with national
legislation under the terms of this Convention.
2. Procedures within the scope of education, training, or further training for purposes other than
those referred to in paragraph I above shall not be permitted.
3. Procedures referred to in paragraph 1 of this article shall be restricted to those absolutely necessary for the purpose of the education or training concerned and be permitted only if their objective cannot be achieved by comparably effective audio-visual or any other suitable methods.
Det räcker alltså inte att djurförsöket ingår i en utbildning där man t.ex. ska arbeta med djur.
240
Det ska vara nödvändigt (EU-konventionen säger t.o.m. ”absolutely necessary”) för att nå
målet med utbildningen.
Är man tveksam om hur detta ska tolkas kan man t.ex. jämföra med motsvarande utbildningar på andra orter. Ingår inte djurförsök i motsvarande moment kan de knappast vara absolut nödvändiga med hänsyn till syftet med utbildningen.
EU-konventionens krav att försök bara är tillåtna om de inte kan erättas av djurfria alternativ finns inte med i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter, men det kravet finns generellt i
djurskyddslagens 19§.
Djurskyddsmyndighetens allmänna råd betonar att djurförsöket bör förberedas genom att
eleverna tränar med alternativa metoder. Det finns numera bra hjälpmedel att hitta sådana,
vare sig det gäller instruktionsfilmer, datasimuleringar, djurattrapper för handfasta övningar
eller något annat.
En startpunkt är boken From Guinea Pig to Computer Mouse (Jukes och Chiuia 2003; kan
också laddas ner från http://www.interniche.org/book.html. Den innehåller dels introducerande
texter, dels en omfattande katalog över alternativ i pedagogiska sammanhang.
Den norska veterinärhögskolan publicererar NORINA, som är en databas över alla slags
alternativ inom undervisningen <http://oslovet.veths.no/fag.aspx?fag=57&mnu=databases_1>.
Två viktiga organisationer när det gäller användning av alternativ i undervisningen är InterNICHE och EURCA. Båda har innehållsrika webplatser <http://www.interniche.org> resp.
<http://www.eurca.org>.
Två exempel på modeller att öva på innan man börjar arbeta med riktiga djur är Kokenråttan (för sondmatning och blodprov i svansvenen) och PVC-råttan (för bl.a. mikrokirurgi).
En kort beskrivning av Kokenråttan finns i NORINA-databasen, record number 2034.
(Se också <http://www.braintreesci.com/Products/mdpvc.asp#Koken>.)Den är ett uppskattat
hjälpmedel vid kurserna i försöksdjurkunskap både vid europeiska och amerikanska universitet. I Sverige används den t.ex. vid kursen i försöksdjurskunskap vid Karolinska institutet.
En evaluering av den av professorn i försöksdjursvetenskap vid Karolinska institutet, Vera
Baumans, finns i EURCA-databasen <http://www.eurca.org>Alternatives Database >Browse by
category: Laboratory animal science>.
PVC-råttan presenteras i NORINA-databasen nr 4951; se också t.ex. <http://www.braintreesci.com/Products/mdpvc.asp>. För en redovisning av erfarenheterna av den vid Odenseuniversitets biomedicinska laboratorium, se EURCA-databasen (som ovan).
241
9 . Den etiska bedömningen
9
Den etiska bedömningen
Att sitta i en djurförsöksetisk nämnd
Att nämnderna är partsammansatta innebär att ledamöternas syn på djurförsök tenderar
att skilja sig, beroende på vilken grupp de representerar. Att djurskyddsrepresentanterna för
fram kritiska synpunkter är naturligt. Synen hos de politiskt valda ledamöterna kan tänkas
skilja sig, beroende på vilket parti de representerar; olika politiska partier har ju olika syn på
djurförsöksfrågan. Att forskarnas och försöksdjurspersonalens grundsyn på djurförsöken är
positiv är också naturligt. Det är ju djurförsök de arbetar med (och kravet att alternativforskare ska vara obligatoriskt representerade i nämnderna har aldrig realiserats). Men vad tycker
forskare egentligen om djurförsök, djupast sett?
Hos de allra flesta forskare innebär djurförsöken sannolikt en konflikt. Som medicinsk
forskare drivs man av många krafter.
Som för alla forskare är kanske fascinationen att upptäcka nya förhållanden och samband
kanske den starkaste.
Att avancera på karriärstegen är naturligtvis en annan, och den medför lärt nackdelar: ju
fler vetenskapliga uppsatser man fått publicerade, desto mer meriterad är man, och resultatet
är att en del forskning utförs som knappast kommer att gagna mänskligheten.
Att göra en insats mot sjukdomar och annat lidande är naturligtvis också en faktor.
Mot detta står att man faktiskt orsakar djuren ett lidande som ibland kan vara mycket
stort. De konflikter som detta innebär måste hanteras på något sätt, och denna konflikthantering har studerats av sociopsykologer och antropologer. Ett exempel är den studie av prof.
Arnols Arluke (1992), där han systematiskt redovisar de försvarsmekanismer han funnit bland
forskare och försöksdjurspersonal vid olika laboratorier under 1980-talet. Förhållandena är
knappast väsentligt annorlunda i dag.
Ett särskilt problem är att landets olika djurförsöksetiska nämnder är självständiga myndigheter som tillämpar olika bedömningsnormer. Detta innebär att t.ex. preparat som är absolut bannlysta av en nämnd kan accepteras utan diskussion av en annan. Nämndernas krav
på precisa och fullständiga informationer i ansökningarna kan också skilja sig mycket starkt.
Någon formell studie av detta har dessvärre inte gjorts, men att förhållandena inte är bättre på vissa håll utomlands framgår av en vetenskaplig studie i USA (Plous och Herzog 2001;
Plous är professor i socialpsykologi och Herzog forskare som själv sysslat med djurförsök).
Man sände 150 ansökningar som redan bedömts av 50 olika djurförsöksetiska nämnder
242
(IACUC) till andra nämnder för bedömning, utan att dessa visste att ansökningarna redan
behandlats. Resultat: ”regardless of whether the research involved terminal or painful procedures, IACUC protocol reviews did not exceed chance levels of inter-committee agreement.”
Kort sagt: relationerna mellan de båda bedömningarna var rent slumpmässigt. Man kunde
lika gärna singlat slant.
Då skall man komma ihåg dels att de amerikanska kommittéerna huvudsakligen består
av forskare och fackfolk (i dem sitter bara någon enda lekman), dels att de amerikanska ansökningsblanketterna normalt är mycket mer detaljerade än de svenska.
En intressant detalj i den amerikanska undersökningen gäller proportionen ansökningar
som godkänts resp. underkänts i de första djurförsöksetiska kommitteernas bedömning:
Godkända
Katter, hundar, primater4
Råttor30
Övriga däggdjur
17
Övriga djur (ej däggdjur)21
Summa
72
Avslag
(50%)4
(40%)45
(50%)
17
(63,6%)
12
(48%)
78
Antal ansökningar
(50%)
8
(60%)
75
(50%) 34
(36,4%) 33
(52%) 150
Även med hänsyn till att den amerikanska och den svenska situationen inte är jämförbara
– både ansökningar och övriga omständigheter är annorlunda – är den dramatiska skillnaden
i proportioner mellan godkända och avslagna ansökningar påfallande.
Det kan förefalla som en omöjlig uppgift för en lekmannaledamot i nämnden, utan speciella
kunskaper i vare sig veterinärmedicin eller etologi, att diskutera med t.ex. forskare som dels
har en mängd fackkunskaper, och dels en prestige i nämnden som gör att det är deras ord,
inte lekmännens, som övriga ledmöter (inklusive många lekmän) tar intryck av.
Men även en lekman kan komma mycket långt med hjälp av de bestämmelser som finns
och vanligt bondförstånd. De första och viktigaste redskapen då man granskar en ansökan är
dels själva ansökningsblanketten (med anvisningar), dels regelverket i form av djurskyddslagen, djurskyddsförordningen, samt de de anvisningar och allmänna råd som myndigheterna
utfärdat (främst L55, men också L28 m.fl.).
Checklistor vid bedömning
Djurskyddslagen och djurskyddsförordningen
Grundvalen för den etiska bedömningen är djurskyddslagens 21§, som säger att man ska väga
försökets betydelse mot lidandet för djuret.
Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om den etiska prövningen av
användningen av djur för vetenskapliga ändamål m.m. (L 28) förklarar närmare vad detta innebär för nämnden:
243
8 § En djurförsöksetisk nämnd skall tillse att ett ansökningsärende blir tillräckligt utrett och allsidigt
prövat. Ett sådant ärende skall avgöras genom ett beslut om godkännande eller ett beslut om avslag. Ett beslut om godkännande får förenas med villkor.
I en kommentar framhåller man de punkter som (med ursprung i EU-direktivet) senare togs
in i djurskyddslagen:
”Vid behandlingen av en ansökan bör nämnden ägna särskild uppmärksamhet åt
• syftet med djurförsöket,
• om syftet med försöket inte kan uppnås med någon annan tillfredsställande metod
utan användning av djur, med annan metod eller med djur av annat slag
• om försöket utformas så att djuren inte utsätts för större lidande än som är absolut
nödvändigt
• om bedövning eller smärtstillande eller lugnande medel fordras
• om försöket är ett onödigt upprepande av tidigare gjorda försök.”
Orden ”ägna särskild uppmärksamhet åt” ska naturligtvis tas på allvar. Finns det anledning att
tro att en förändring av genomförandet, ett utbyte av preparat o.s.v. skulle medföra ett minskat lidande hos djuret ska detta påverka beslutet. Detta kan då bli t.ex. att ett godkännande
förenas med villkor, att ansökan återremitteras till beredningsgruppen, eller att den avslås.
Det finns många frågor att ställa vid en etisk bedömning. Här kommer några exempel.
Upprepning av försök
Grundkraven på en ansökan finns i djurskyddslagens 19§: ett försök får inte vara ett onödigt
upprepande av ett annat försök, och ett försök får inte utföras om det kan göras på ett sätt
som är skonsammare för djuret.
Det första av dessa krav är det svårt att kontrollera. Ett försök som för lekmannen verkar
praktiskt taget identiskt med ett annat kan skilja sig på någon ur vetenskaplig synpunkt
avgörande sätt. Vad man begär är att försöksledaren ska kunna förklara och motivera detta.
Även direkta upprepningar av försök är vanliga inom olika typer av experiementell forskning (inte bara inom medicinen). Forskningsresultat måste bekräftas, den s.k. reliabiliteten
kontrolleras. Inte sällan händer det att andra forskare inte får samma resultat som den ursprungliga forskargruppen fick, och då gäller det att hitta var felet ligger. Det avgörande är
emellertid om försöket ur etisk och vetenskaplig synpunkt är ett onödigt upprepande.
Djurförsök på skonsammaste sätt
Det andra kravet, att försöket ska utföras på skonsammast möjliga sätt, bryter nämnderna
mycket ofta emot. Det ska till starka och speciella argument för att man, t.ex., ska ta blodprov
genom orbitalpunktion och immunicera med Freuds kompletta adjuvans.
När det gäller en del av de saker som nämnts ovan, t.ex. intramuskulär injektion av ketalar/rompun på smågnagare i överlevnadsförsök, förekommer det att en nämnd godkänner av
ren okunnighet. I sådana fall kan det räcka att man tipsar nämndens forskare om de vetenskapliga studier som visar att detta är olämpligt för att hundratals djur ska slippa ett onödigt
lidande. Detta tillhör nämligen en typ av åtgärder som lätt kan ändras (man ger injektionen
på något annat sätt), och det går knappast prestige i frågan.
Med t.ex. orbitalpunktion är det en annan sak, och här kan det ta lång tid innan kun244
skapen om bättre provstagningsmetoder börjar sprida sig. Genom att reservera sig, presentera
sina argument, och skriva reservationer som i saklig ton återger argumenten påverkar man
förhoppningsvis några i nämnden, men framför allt den forskare som utför försöket. Han får
nämligen reservationen, läser den – om den förefaller innehålla något intressant – och nästa
gång tar han förhoppningsvis sina prov på något bättre sätt.
Lidande och samhällsnytta
Att väga djurens lidande mot människornas nytta (djurskyddslagens 21§) är naturligtvis en
omöjlig uppgift. Vilken växelkurs ska man använda? Ur mössens synpunkt är naturligtvis
valutan ”människans samhällsnytta” inte värd ett dugg.
Smärta och lidande klassificeras i en tregradig skala. (Denna har dessutom, med all rätt,
kritiserats hårt.) För att åstadkomma en jämförelse borde naturligtvis även olika samhällsnyttor graderas på ett motsvarande sätt. Men någon sådan gradering finns inte.
Det närmaste man kommer när det gäller regelverket är dåvarande jordbruksministern
Mats Hellströms ord i den proposition som presenterade förslaget till ny djurskyddslag 1988.
Han antyder där ett par olika riktningar: dels ”studier som syftar till ny baskunskap om centrala biologiska verknings- och funktionsprinciper”, och dels ”mer eller mindre angelägna
konsumtionsvaror”. Han tycks mena att man i den förra kategorin hittar fler ”angelägna” projekt än i den senare. Detta innebär dock inte att all forskning inom den förra kategorin är angelägen. Då CFN:s etikutskott diskuterade saken fastslog man att om en forskare inte kunde
ens antyda möjligheten av en kommande nytta för mänskligheten av sitt projekt, borde ansökan avslås. Det är inte alls självklart att all grundforskning ska accepteras.
Djurskyddsmyndigheten har emellertid ställt samman en minneslista för bedömning av
försökets betydelse (angelägenhetsgrad):
1. Vilket resultat förväntar man sig av försöket?
2. Hur stor är sannolikheten för att djurförsöket kommer att leda till det förväntade
resultatet?
3. Hur stor är kunskapsosäkerheten om det förväntade resultatet – eller med andra ord
– vilka kunskaper är väldokumenterade och vilka är mer hypotetiska?
4. Vilka eventuella ytterligare kunskaper och/eller åtgärder återstår för att det övergri
pande målet med djurförsöket (exempelvis att bota en viss sjukdom eller identifiera
orsaken till ett visst symptom) skall nås?
5. För vem (människa, djur, individ grupp, samhälle...) medför försöket – direkt eller
indirekt – positiva konsekvenser?
6. Är den grupp som drar nytta av försöket stor eller relativt begränsad?
7. Kan försöket få negativa konsekvenser (t.ex. ur jämställdhetsperspektiv eller ur
ekonomisk synpunkt) för någon annan eller för något annat än försöksdjuren
själva?
8. Är försöket av förhållandevis stor nytta för den grupp som har/kan komma att dra
fördel av djurförsöket eller ärdet av mer marginell nytta för denna grupp?
Handlar det t.ex. om forskning som syftar till att:
a) rädda liv,
b)skydda mot allvarlig skada eller sjukdom,
245
c) skydda mot skada eller sjukdom av mindre allvarlig art,
d)skydda mot skada eller sjukdom av allvarlig art,
e) åstadkomma förbättringar av vällevnadskaraktär eller livsstilskaraktär (exempelvis
potenshöjande medel eller kosmetiska produkter), eller
f) ta fram konkurrerande produkter till redan tillgängliga produkter eller produkter
som endast åstadkommer marginella förändringar i förhållande till redan exis
terande produkter,
g)ta fram något för olagliga eller politiskt icke önskvärda ändamål (exempelvis
forskning med diskriminerande ändamål eller förtecken med hänsyn till t.ex. kön,
etisk tillhörighet eller sexuell läggning.)
Eller handlar det om forskning som syftar till att utgöra en säkerhetskontroll av farlighet för
människa, djur och miljö, inkluderat miljön för kommande generationer och handlar det då
om:
(i) medicinska produkter,
(ii) andra typer avprodukter än medicinska produkter (t.ex. bekämpningsmedel, livs
medelstillsatser eller hygienprodukter,
(iii) tester som är utformade för att mäta effekterna av ett normalt bryuk av ifrågavarande
produkt eller är de utformade för icke normalt brukande av produkten?
För bedömninga av samhällsnyttan, se också under ”Andra minneslistor och bedömningsmodeller” nedan.
Djurskyddsmyndighetens anvisningar och råd
Dessa behöver inte kommenteras närmare här. De krav de ställer är ofta hårdare än vad
försöksledare kan leva upp till. Få ansökningar fyller kravet att ”noga överväga och beskriva”
ett försöks avbrytningspunkt, t.ex.
På vissa punkter bör man dock se upp med formuleringarna. När det gäller svansbiopsi
talar anvisningarna om ca 1 mm; först i de tillhörande råden sägs att man i första hand bör
försöka använda icke-stympande metoder för vävnadsprov. Det är alltså där man ska börja;
kan forskaren inte ge en tillfredsställande motivering till varför han måste använda svansbiopsi kan ansökan inte accepteras (och finns det skonsammare alternativ till svansbiopsi – och
det finns det normalt – bryter ett godkännande mot djurskyddslagens 19§).
Ansökningsblanketten
En bra startpunkt är frågorna i själva ansökningsblanketten.
Ett grundkrav är att alla frågor är besvarade så att nämnden själv kan göra en bedömning
av dem. Svaren måsrte alltså vara så utförliga att de kan kontrolleras. (Principen borde vara
välbekant för varje forskare: han publicerar ju inte sina resultat i form av ett påstående som
läsaren ska lita på, utan återger försökets utförande – protokollet – så att läsaren har möjlighet
göra om försöket och förhoppningsvis komma till samma resultat.) Djurskyddsmyndigheten
246
betonar att t.ex. frågan dokumentationskrav ska besvaras så att nämnden kan gå till de angivna texterna för kontroll. Samma sak bör rimligtvis gälla informationerna om djurart, stam,
genmodifiering m.m., och att alla informationer om preparat, distribution o.s.v ska vara så
precisa att man kan bedöma om utförandet verkligen sker på skonsammast möjliga sätt.
I ”Vägledning för ifyllande av ansökningsblanketten om etisk prövning av
djurförsök” (som kan laddas ned från Jordbruksverkets webbplats, samma sida från vilken
man laddar ned blanketter) finns en bruksanvisning som många försöksledare nonchalerar.
Läs den noga mot ansökan!
Blanketten kräver att forskaren använder ett enkelt språk. Det ska ju vara möjligt även för
en lekman att förstå allt det blanketten frågar efter. Visserligen krävs det en del aktivitet även
från din sida (använd det medicinska lexikon du får som ledamot i nämnden), men är ansökan full med obegripliga facktermer är felet forskarens, inte ditt.
Om ansökan är en fortsättning av tidigare prövade försök: försök ta fram den tidigare
ansökan. Hur skiljer sig den nya från den gamla? Vad motiverar att man fortsätter: har man
funnit så intressanta resultat att man tycker att man bör gå vidare, eller högg man tvärtom i
sten med den gamla ansökan? Vilka erfarenheter har man gjort beträffande djurens situation
(deras reaktioner, beteende m.m.), och hur kan dessa komma djuren tillgodo i den nya ansökan?
Om försöket avser framställning eller användning av genetiskt modifierade djur: hur
påverkar genmodifieringen djurens egenskaper (fenotyp)? Åsamkar man djuren ett lidande
redan innan försöket påbörjats?
försöksledarens klassificering av försökets svårighetsgrad Detta är avsett som en hjälp
för nämnden vid bedömning av ansökan. Tyvärr är det inte ovanligt att försöksledaren inte
läst anvisningarna innan han gör sin klassificering, varför denna blir alldeles fel. Det vanligaste i sådana fall är att försöket placeras i en för låg kategori, men motsatsen förekommer också. Det har t.o.m. hänt flera gånger att forskare inte bedömt vilken grad av lidande
försöket innebär för djuret, utan trott att ”svårighetsgrad” syftar på hur svårt det är för honom att genomföra försöket!
Eftersom det uttryckligen är försksledarens bedömning det gäller ska egentligen inte
nämnden ändra på klassificeringen, vilket dock lär förekomma i någon eller några nämnder.
Däremot är det lämpligt att ta upp en uppenbart felaktig klassificering med försöksledaren i
beredningsgruppen, där han ju har möjlighet att modifiera sin egen ansökan.
projektets titel och syfte Projektet ska vara både begripligt och angeläget för att godkännas. Och tänk över vad som är det yttersta syftet med djurförsöket – fast det inte uttrycks
i ansökan! En studie av giftigheten hos ett visst rengöringsmedel har troligen inte en studie
av toxiciteten som slutmål; målet är att få ut en ny kommersiell produkt på marknaden. En
studie av vilka ornament hos fasantupparna som fasanhonorna föredrar kan visserligen se ut
som zoologisk eller etologisk grundforskning, men syftet är kanske att underlätta en avel som
enbart står i godsjaktens tjänst. O.s.v.
andra metoder än den valda Detta gäller inte bara de övergripande aspekterna, utan
också alla delmetoder (för sövning, testning, injicering, provtagning, förvaring o.s.v.; med
andra ord: alla åtgärder man vidtar mot djuret). Erfarenhetsmässigt brukar försöksledare tolka
frågan som om den gällde alternativa = djurfria metoder, men det gäller alltså även alternativ i
de tre R:ns mening.
generellt
247
Finns det möjlighet att göra försöket lindrigare för djuret måste man göra det (enligt DL
19§). Kan man inte införa en sådan lindring eftersom det, enligt forskaren eller nämnden,
skulle påverka försöket måste detta motiveras (anvisningarna: ”särskilt bör uppgifter lämnas
om skälen till att dessa metoder inte kan användas i det planerade djurförsöket”). Kan forskaren då inte komma med goda vetenskapliga skäl är detta anledning till avslag eller reservation.
Många amerikanska universitet kräver att försöksledaren ska motivera ett ”andra metoder
att utföra försöket finns inte” mycket utförligt. Detta innebär att försöksledaren ska ange vilka
databaser och sökord han använt och när sökningarna utfördes.
dokumentationskrav Dessa ska anges så exakt att man med ledning av uppgifterna själv
kan söka fram dem och kontrollera hur de är formulerade.
djurart, ras, stam och djurantal Dessa uppgifter saknas ofta i ansökningarna, där det
då bara står ”gris”, ”mus” o.s.v. Är djuren genetiskt modifierade ska de identifieras t.ex. med
typbeteckningar eller vilken modifiering man gjort av en viss allel; det ska vara möjligt att
kontrollera vad fenotypen har för egenskaper, exempelvis i Jacksons databaser (http://www.
informatics.jax.org/searches/allele_form.shtml) eller i den europeiska EMMA (The European
Mutant Mouse Archive, http://www.emmanet.org/mutant_types.php); det finns flera andra. Kön
bör också anges. Om alla har samma kön, bör forskaren kunna motivera detta och förklara
vad som händer med djuren av motsatt kön.
(Om exempelvis motiveringen till att enbart använda honor är att ”hanar slåss”, bör
forskaren kunna förklara vad han gjort för att undvika detta. Det generella påståendet att
mushanar (eller kaninhanar o.s.v.) slåss är f.ö. inte sant (se ovan).
Djurens ålder är oftast viktig. Dels säger den något om djurens vikt, vilket kan vara viktigt
för att bedöma dosstorlekar m.m.; dels kan åldern vara av betydelse för olika åtgärder. Då
man framställer genmodifierade möss, t.ex., paras ofta honor vid en onaturligt låg ålder.
Om dräktiga honor, eller honor som ska göras dräktiga, ingår i försöket måste naturligtvis
de kommande ungarna räknas in i djurantalet. Man måste här också göra klart hur många
ungar varje hona beräknas föda. Vid vissa typer av avel (inte minst med genmodifierade djur)
behandlas honorna med hormoner för att öka antalet ägg och därmed antalet foster. Antalet
ungar kan med sådana metoder bli onaturligt stort och orsaka lidande för honorna. Till detta
kommer att de ofta är onaturligt unga för att användas i avel.
försöks- och genomförandeplan Här kommer det ibland en mycket komplicerad redogörelse med mängder av alternativ, som gör det omöjligt att se vad som händer med det
enskilda djuret. Detta kan t.ex. bero på att försöksledaren i en ansökan presenterat inte bara
ett djurförsök utan ett helt projekt, som i sig omfattar flera olika försök.
En sådan ansökan bör inte accepteras utan skrivas om så varje försök får sin egen blankett.
Beskrivningen av försöket ska tydligt visa (a) hur många djur som utsätts för en viss åtgärd, eller vilka faktorer som bestämmer detta antal, (b) vad dessa åtgärder innebär och (c)
det exakta tidsschemat för de olika åtgärderna.
Uttryck som ”många”, ”ett fåtal” o.s.v. bör alltså inte utan vidare accepteras. Samtidigt
kan det vara omöjligt att i ansökan förutse det exakta antalet djur för en viss åtgärd i den
senare delen av ett försök, eftersom detta kan vara beroende av utfallet av en tidigare fas av
försöket (t.ex. hur många djur som svarat på ett visst sätt på en viss åtgärd). Detta bör då
framgå av ansökan.
De olika åtgärderna måste beskrivas så exakt som möjligt. För alla slags administrering,
t.ex., måste man veta:
248
♦
♦
♦
♦
Vilka preparat det gäller.
Hur stora doserna är. I många fall måste detta anges i förhållande till djurets storlek
(t.ex. ml/kg kroppsvikt). Använder man absoluta storlekar måste man oftast veta
hur stora djuren är (t.ex. ”möss ca 25 g” för att kunna bedöma om dosstorleken.
Hur och var doserna ges. Naturligtvis måste man veta om en injektion ges i.v., i.p.
o.s.v. Om dosen delas upp på flera mindre doser som ges i samma sammanhang
måste detta anges. (Freunds kompletta adjuvans eller andra retande preparat – som
man enligt anvisningarna inte bör använda – delas ibland upp i flera mindre mindre
doser för att minska den skadliga effekten.)
Vid sondmatning bör ansökan ange om sonden är hård eller mjuk. Vid stresst
ester som simtest måste man veta maxtider och vattentemperatur. För elstötar ska
anges strömmens spänning samt var och hur ofta stötarna ges.
Ett noggrannt tidsschema som visar både åtgärdernas och återhämtningsperioder
nas längd. Likaså måste alla vistelser i ensambur, metabolismbur och Bollmanbur
preciseras.
Uppgifterna här ska vara konkreta och specifika. Allmänna fraser som
”enligt avdelningens rutiner” eller ”på sedvanligt sätt” är inte svar på blankettens frågor. (Det
har t.o.m. förekommit att försöksledare skrivit ”enligt djurskyddslagens bestämmelser”!) Jämför uppgifterna med kraven i ETS Appendix A.
Inte sällan skriver man här att djuren förvaras ”enligt svenska och europeiska rekommendationer”, vilket i praktiken brukar innebära att man placerat så många djur i buren som
bestämmelserna tillåter. De burmått som anges i Appendix A är emellertid inte rekommenderade mått utan minimimått. (Den som har svårt att skilja mellan dessa begrepp har troligen
ändå inte samma svårighet att skilja mellan ”minimilön” och ”rekommenderad lön” på den
egna arbetsplatsen.)
djurens situation och försökets slutpunkt Här frågar blanketten efter en rad specifika
förhållanden som alltför ofta lämnas obesvarade. Beträffande avbrytnings- och slutpunkt ska
dessa anges på det sätt som anvisningarna föreskriver.
anestesi- och avlivningsmetoder Kontrollera att djuren verkligen sövs och/eller smärtlindras under alla de moment som kräver detta. Obs att många sövningsmedel inte har någon
nämnvärd analgetisk effekt sedan djuret vaknat upp; postoperativ smärtlindring måste alltså
ofta läggas till. I sådana fall måste man ta hänsyn till den tid det tar innan den analgetiska
effekten sätter in. Man kan alltså inte ge t.ex. buprenorfin i samband med att man avslutat
operationen, utan kanske i god tid innan den inleds.
Ett visst preparat kan också användas på vitt skilda sätt med mycket olika konsekvenser
för djuren (se t.ex. ovan om buprenorfin (Temgesic) och koldioxid. Man behöver alltså veta
dosstorlekar, distributionssätt, tidpunkter o.s.v.
Vid avlivning är det i en del fall lämpligt att djuren sederas först. För koldioxid bör man
kontrollera om koncentrationen ökas gradvis eller om djuren direkt utsätts för en hög koncentration, liksom om de är sederade först (vilket gör avlivning vid höga koncentrationer betydligt skonsammare.
underskrifter Man bör kontrollera att den som skrivit under som ansvarig föreståndare
verkligen är det enligt Jordbruksverkets lista. Att han ”utan erinran tagit del av det planerade
djurförsöket” innebär inte att djurförsöket är etiskt eller lämpligt ur alla synpunkter. Men vad
innebär då underskrften? Att försöket inte bryter mot regelverket? Eller bara att det överhuvård och förvaring
249
vud taget finns resurser att, s.a.s. rent tekniskt, genomföra försöket? Det är tyvätt inte ovanligt
att den ansvarige föreståndaren skriver under ansökningar som innehåller mycket stora brister
och utelämnanden.
Den sökande och den ansvarige föreståndaren (som inte har någon erinran mot sökandens ansökan) kan vara samma person. Att man alltså är kontrollant för sin egen ansökan
verkar stötande, men är alltså formellt korrekt.
Djurförsöksetiska utredningens checklista
Djurförsöksetiska utredningens delbetänkande Etisk prövning av djurförsök (SOU 2002:86)
(ibland hänvisar man till den som ”den Emmervallska utredningen” för att skilja den från
föregångaren Djurförsök, betänkandet av 1977 års utredning SOU 1998:75) presenterar ett
”förslag till checklista till hjälp för de djurförsöksetiska nämndernas beredning av ärenden”.
Listan är tänkt som ”ett verktyg för nämnderna att kontrollera att alla uppgifter som är nödvändiga för den djurförsöksetiska nämndens prövning finns med i ansökningarna”, men också
som ”hjälp för de enskilda ledamöterna när de går igenom ansökningshandlingarna” och som
”stomme i föredragningen av en ansökan under nämndens sammanträden” (s. 165).
I Formella och generella krav
a) Finns relevanta tillstånd (verksamhetstillstånd från Jordbruksverket) och under
skrifter (godkänd föreståndare och veterinär)?
b)Är försöksdjuren av sådan art att krav på destinationsuppfödning gäller eller är de
undantagna från kravet på destinationsuppfödning?
c) Behövs skriftligt informerat samtycke från djurägare och i så fall, är samtycket
utformat på ett sådant sätt att det fyller sitt syfte?
d)Följer djurförsöket Jordbruksverkets föreskrifter om djurförsök? Se framförallt kra
vet i 2 kap. 1§ i Djurskyddsmyndighetens föreskrifter (DFS 2004:15, saknr L 50)
om uppfödning, förvaring, tillhandahållande och användning m.m. av försöksdjur
om att planen över djurförsöket skall:
♦
kräva minsta antal djur,
ta i anspråk djur med den lägsta graden av neurofysiologisk känslighet,
♦ förorsaka det minsta lidandet eller den lägsta graden av bestående men, samt
♦ ha de största utsikterna att ge ett tillfredsställande resultat.
♦
e) Följer djurförsöket eventuella tillämpliga allmänna råd och rekommendationer?
f ) Görs försöket för att tillfredsställa nationella eller internationella dokumentationskrav?
II Informationskrav
Innehåller ansökan tillräckligt mycket information för att nämnderna skall kunna fatta
ett väl avvägt beslut? Är försöket så lättfattligt och detaljerat beskrivet att man kan:
a) förstå exakt vad djuren kommer att utsättas för,
b)få en god bild av hur djuren kommer att känna och bete sig, och
250
c) veta avbrytningspunkten för djurförsöket – det vill säga vid vilken tidpunkt ett djur
skall tas ur försöket av djurskyddsskäl?
III Alternativa metoder och dubbelforskning
Finns det alternativa metoder till djurförsöket?
a) Vilka efterforskningar/undersökningar/åtgärder har vidtagits för att ta reda på om
det finns alternativa metoder?
b)Vilka alternativa metoder har beaktats och varför kan dessa inte användas?
c) Utgör försöket ett onödigt upprepande av djurförsök som redan genomförts/håller
på att genomföras (dubbelforskning)?
d)Vilka efterforskningar/undersökningar/åtgärder har vidtagits för att ta reda på om
försöket är dubbelforskning?
e) Om i princip samma försöksplan har genomförts tidigare, varför behöver det här
försöket utföras?
IV Etisk bedömning
a) Uppfyller djurförsöket kraven på vetenskaplig kvalitet? (Är det t.ex. rimligt att anta
att försöket kommer att kunna genomföras på det sätt som redovisas i ansökan?
Är de personer som skall medverka i försöket kompetenta att utföra de uppgifter
de tilldelats? Är det sannolikt att det planerade försöket kommer att ge svar på den
fråga/uppnå det resultat som anges som den relevanta frågeställningen/det önskade
resultatet?)
b)Är djurförsöket angeläget ur allmän synpunkt, och
c) är försökets betydelse så stor att det kan uppväga det lidande djuren kommer att
utsättas för?
V Djurskydd
Är:
a) Försökets utformning,
b)djurens förvaring, och
c) djurens vård
planerade på ett sådant sätt att lidande och obehag för djuren minimeras?
Andra minneslistor och bedömningsmodeller
Bateson (1986) och Driscoll och Bateson (1988) har föreslagit en modell med tre kriterier:
djurens lidande, försökets vetenskapliga kvalitet (i problemformulering och design) och
graden av sannolikhet att forskningen leder till goda och användbara resultat. Ytterligare en
faktor bör emellertid vägas in: sannolikheten för att man ska uppnå försökets syfte (Bateson
(1986). I debatten har man föreslagit en utvidgning av modellen med ett fjärde kriterium,
”bevarandekriteriet”, vilket blir aktuellt om försöksdjuren tillhör en hotad art.
Sådana olika kriterier har samlats i ett sammanhängande system av Stafleu m.fl. 1999. I
251
åtta steg gör man en systematisk vägning av olika aspekter av försöket, vilka poängsätts och så
småningom resulterar i ett råd beträffande hur man ska ställa sig. Gången är följande.
Steg 1: försökets mål.
Det är på detta försökets moraliska betydelse vilar, och man måste då vara medveten om
vad som verkligen är det yttersta målet. Ett försök som vill testa säkerheten hos livsmedelstillsatser har inte som yttersta drivkraft frågan om hälsa och om konsumenternas säkerhet, utan
målet är att tjäna pengar på en ny produkt.
Syftet måste beskrivas på ett konkret sätt, och inte i vaga termer som ”mänsklighetens
välfärd” eller liknande, för att man ska kunna se om målet är möjligt att uppnå med hjälp av
det försök ansökan gäller.
Steg 2: bestämma tyngden av de intressen människan har av att syften uppnås.
Författarna skiljer mellan tre typer av intressen:
(a) Hälsa (0–10 p). Man ska här överväga var eventuella vinster ligger: minska mänskligt
lidande (Hur långt lidande? Hur starkt? Hur handikappande?) Motverka sjukdomstillstånd?
Förlänga livet? Om det redan finns terapier (mediciner, behandlingsmetoder) som vill uppnå
samma mål som försöket, är det bara skillnaden (beräknade förbättringar) mellan dessa redan
existerande terapier och det som försöket gäller som ska räknas.
(b) Kunskap (0–5 p). Detta gäller främst grundforskning eller kunskap för dess egen skull
(även om den naturligtvis eventuellt kan komma till nytta i någon obestämd framtid; detta
vet dock ingen något om nu). ”Vi anser att det inte finns någon anledning att utsätta djur för
allvarlig skada, risk eller smärta bara för att lära mer om dem eller om naturen utan att detta
är avsett att komma människor eller djur till nytta.” Även om kunskap har ett egenvärde,
säger författarna, handlar etik om att välja, och det är djuren som väger tyngst här.
(c) Ekonomiska intressen (0–5 p). Ekonomiska intressen nämns inte i något regelverk
som anledning till att göra djurförsök, men spelar i verkligheten en viktig roll. Man bör skilja
mellan industriella intressen, nationella intressen och individens intresse.
Steg 3: Sammanräkning av poängen för syfte (steg 1–2).
Detta är i själva verken en komplicerad process för att undvika dubbelräkningar m.m.,
och författarna ger några formler som man ska använda vid sammanräkningen.
Steg 4: Djurförsökets relevans.
(a) finns det djurfria alternativ? ”Ja” ger 0 p, ”nej” 10 p.
(b) Metodisk kvalitet (allmän)? Här bedöms sådant som reliabilitet, validitet, statistisk
kvalitet m.m. Är metodiken otillfredsställande blir poängen = 0. Är den bara nätt och jämt
tillfredsställande blir poängen fortfarande = 0. Endast poäng 7–10 räknas. Möjligheterna är
alltså 0 eller något av 7–10.
(c) Metodisk kvalitet (försöksdjurskunskap). Det gäller val av djurslag, antalet använda
djur, djurens mikrobiologiska och genetiska egenskaper/kvalitet, refinement o.s.v. Liksom beträffande metodiken i (b) kan poängen vara 0 (oacceptabel) eller 7–10.
(d) Är försöket nödvändigt för att nå syftet? Här gäller frågor som: är stegen i forskningsprocessen klara och logiska? Är de olika delåtgärderna nödvändiga för att nå slutmålet? Om
inte, är slutmålet korrekt formulerat? Finns kunskap om detta redan i litteraturen? Kan man
nå målet på något annat sätt? (T ex. genom preventiva åtgärder i stället för med dyra terapier
252
som kräver djurförsök.) Hamnar den sammanräknade poängen inom intervallet 0–5 anses
försöket moraliskt oacceptabelt, och det åsätts poängen 0. Således räknas endast poäng i intervallet 6–10.
(e) Sannolikheten att man ska uppnå målet. Detta är naturligtvis svårt att avgöra; det
ligger i de experimentella vetenskapernas natur att man aldrig kan veta om man lyckas. Det
finns tre alternativ för sannolikheten: låg (0 p), normal (5 p) och hög (10 p).
(f ) Forskargruppens kompetens. För att bedöma denna utnyttjar författarna bl.a. en text
skriven av bl.a. professorn i försöksdjurskunskap i Nederländerna, De Cock Buning, som
ställer frågor som: är denna typ av djurförsök ny för gruppen, och har gruppen som helhet
tillfredsställande erfarenheter av djurförsök sedan tidigare? Hur erfarna är de medarbetare som
utför det konkreta arbetet? Sysslar gruppen också med forskning på alternativ till djurförsök
eller har de (åtminstone) intresserat sig för den möjligheten? Är pilotstudier nödvändiga?
Bör det finnas en handledar/övervakningsgruppgrupp? Har tidigare pilotstudier följts upp av
studier i full skala? (Om inte: var kanske gruppens kompetens att planera ett bra forskningsprojekt för låg?) Den sammanlagda poängen kan, analogt med ovanstående, vara 0 eller
variera något av 6–10 p.
Steg 5. Sammanräkning av försökets intresse för människan.
Författarna ger en formel för räkna ihop resultatet av steg 3 med steg 4.
Steg 6. Beräkning av den skada som görs på djurens intressen.
Detta är fördelat på tre avdelningar: lidandets nivå, lidandets längd, och antalet djur.
(a) Lidandets nivå kan vara ingen eller positiv (djuren kanske tycker försöket är enbart
angenämt!) = 0 p, något lidande = 1, medium = 2, allvarligt = 3 och mycket allvarligt = 4.
(b) Lidandets längd har tre nivåer: kort eller endast en åtgärd = 0; måttlig längd (en eller
ett par timmar) eller åtgärd som inte återkommer särskilt många gånger (som upprepade
blodprov) = 1; lång eller mycket ofta återkommande lidande = 2.
(c) Antal djur: <10 djur = 0 p; 10–100 djur = 1 p, >100 djur = 2 p.
Med en formel räknas dessa värden (a–c) om till maximum 6 p.
(d) Djurens egenvärde. Här vacklar författarna. Djuren har ett egenvärde som ska in i systemet via poängsättning, men de anser sig inte ha kommit fram till någon slutgiltig lösning.
Deras förslag är en grundpoäng på 2 p oberoende av djurslag. Högre primater får 2 p extra
(de nämner också möjligheten att räkna in delfiner här, men stannar för att enbart räkna med
primater); övriga varmblodiga ryggradsdjur får 0 p, och kallblodiga ryggradsdjur får ett avdrag på 2 p. – de blir alltså av med sina två grundpoäng.
Steg 7. Sammanräkning av poängen för djurens lidande.
Även för detta presenterar naturligtvis författarna en formel.
Steg 8. Slutberäkning av försökets etiska nivå.
Här gäller bara två värden: godkänt eller underkänt. Om siffran för försökets syfte (=nytta
för människan) i steg 3 är högre än poängen för djurens lidande (steg 7) får försöket godkänt;
i annat fall blir det underkänt.
Många, t.ex. deltagarna i arbetsmötet i Helsingfors 2003 (nedan), är kritiska mot denna typ
av beräkningar. Bland annat kan de komma att både överbetona och underskatta vissa aspe253
kter – förutom att de helt kan missa relevanta faktorer. De är ändå värdefulla att ta del av,
inte minst eftersom de kan göra nämndledamöterna uppmärksamma på faktorer som inte bör
glömmas bort i deras egen bedömning.
Vid en workshop i Helsingfors i november 2003 diskuterade representanter från de skandinaviska länderna samt Holland hur man skulle väga ett försöks fördelar (för människan) mot
dess kostnader (för djuren), och prövade också praktiska bedömningar med hjälp av ett par
fallstudier. Resultat: man enades om att det inte är lämpligt att försöka poängsätta olika aspekter (som t.ex. i det förra exemplet), eftersom detta gav ett falskt intryck av exakthet. I stället
borde fördelar och kostnader vardera skulle placeras på någon av nivåerna låg-mellan-hög och
sedan vägas mot varandra. Om kostnaderna är högre in fördelarna ska försöket inte göras.
Men kostnaderna kan sänkas med hjälp av ”kostnadsmodifieringar” som t.ex. analgesi, och
om kostnaderna hotade att bli för stora var det angeläget att man granskade försöket noga för
att se om det kunde kompletteras med ytterligare kostnadsmodifieringar. (Nordic-European
Workshop on Ethical Evaluation of Animal Experiments. 2004.)
Reservationer
Om man anser att nämndmajoriteten fattat ett felaktigt beslut i en fråga kan man reservera
sig; ”vara skiljaktig”, som det heter. Det man reserverar sig mot är inte t.ex. ett visst försök,
utan nämndmajoritetens beslut att godkänna eller avslå ett visst försök, eller vad beslutet nu
gäller. En sådan reservationen ska anmälas till ordföranden innan sammanträdet avslutas.
(Normalt gör man det förstås i samband med diskussionen om ärendet.) Den ska antecknas i
protokollet och innebär att man inte har något ansvar för det beslut som majoriteten fattat.
Man har rätt att närmare utveckla sina argument mot beslutet i en särskild skrift, en reservation, som enligt praxis bör vara inlämnad till tingsrätten senast en vecka efter sammanträdet. Flera ledamöter kan lämna in en gemensam reservation mot ett beslut.
Det är alltså inte nödvändigt att skriva en reservation därför att man reserverar sig. Men
det är naturligtvis lämpligt, annars kan ju ingen veta vad i försöket man reagerat mot. En
sådan inlaga ger reservationen större tyngd än om den bara gjorts i form av en protokollsanteckning.
Man kan också, i stället för en reservation, välja att stödja majoritetens beslut men lämna
in ett särskilt yttrande med synpunkter på beslutet.
En skriftlig reservation eller yttrande blir en del av protokollet och ska alltid följa med om
någon i framtiden vill ta del av detta.
Att konstatera att man inte delar majoritetens syn och att man därför reserverar sig – eventuellt med en mer eller mindre fyllig motivering – är inte kontroversiellt. Det kan det däremot
vara om man i reservationen kritiserar nämndmajoriteten, eller enskilda ledamöter, för deras
ståndpunkter eller uttalanden. Det har t.o.m. hänt att enskilda nämndledamöter ansett sig
utsatta för förtal för vilket man borde utkräva straffansvar enligt brottsbalken. Vad som gäller
i detta avseende behandlas i nästa avsnitt.
254
Nämndarbetet och reservationerna ur juridisk synpunkt
I en skrivelse av 30 januari 1999 till CFN:s ordförandekonferens den 17 februari s.å. har
den tidigare justitieombudsmannen Bertil Wennergren (vid denna tidpunkt ledamot av
Linköpings djurförsöksetiska nämnd) på CFN:s uppdrag klargjort några aspekter av vad som
gäller för reservationer i bl.a. djurförsöksetiska nämnder.
Wennergren börjar sin skrivelse med konstaterandet att nämndens ”handläggning fullgörs
under straffansvar […] för envar av dess ledamöter”. Dessa ska ”iaktta saklighet och opartiskhet”, annars riskerar de att ”dömas för tjänstefel till böter eller fängelse”, försåvitt inte
gärningen är att anse som ringa. (1 kap 9§ RF; 20 kap 1§ brottsbalken.)
(Den som anser att ett beslut att godkänna en ansökan är felaktigt kan ju inte med nuvarande regelverk överklaga detta. Vägen att gå för den som anser ett sådant beslut felaktigt är
i stället att visa att majoriteten inte iakttagit denna saklighet och opartiskhet. Det gör den inte
om den går emot givna bestämmelser och/eller en någorlunda okontroversiell kunskapsbild.)
Nämndens beslut är alltså myndighetsutövning som utövas under straffansvar. Men detsamma, konstaterar Wennergren, gäller även reservantens reservation, varför samma krav på
saklighet och opartiskhet gäller denna.
Därefter övergår Wennergren till förtalsparagrafen i brottsbalken. Frågan är: om reservanten anser att majoriteten brutit mot ovanstående paragrafer, kan det då vara olagligt eller
klandervärt att att hävda detta i en reservation?
Först om förtal. Det viktiga då någon anklagas för förtal är inte om det som påståtts
är sant eller inte. Det kan vara alldeles korrekt, och domstolen kan erkänna detta. Det
avgörande är emellertid om man var ”skyldig” att uttala sig, eller om det annars var ”försvarligt” att göra det.
För att inte fällas för förtal måste man alltså (a) ha anledning att uttala sig, och (b) ha
rimlig orsak att tro att det man säger är sant.
Wennergren fastslår att om en reservant anser att nämndmajoritet och ordförande brustit
i sin myndighetsutövning, och ger skäl för detta, har han inte bara rätt utan t.o.m. skyldighet
att säga ifrån.
Sådana anklagelser skall emellertid vara motiverade. För att betraktas som ”sakliga” får de
inte bara bestå av svepande omdömen. Men Wennergren betonar flera gånger kraftigt att man
inte får vara känslig då det gäller reservationer: ”Det måste emellertid anses vara av största
vikt att det är högt i taket hos ett beslutande organ. Annars hämmas på ett olyckligt sätt det
fria meningsutbyte som är kärnan i ett gemensamt beslutande och ett gemensamt beslutsansvar.”
Om man däremot inte kommer med saklig kritik utan endast med svepande, osubstantierade anklagelser mot nämndmajoriteten ”överskrids gränserna för det godtagbara”, och man
utpekar ”på ett oförsvarligt sätt ledamöterna i fråga som brottsliga eller i varje fall klandervärda”. (Därmed har man brutit mot (b) ovan, eftersom man inte har motiverat varför man anser att det man säger är sant.)
Avslutningsvis återkommer Wennergren, med ökad skärpa, till de enskilda ledamöternas
personliga straffansvar. Det gäller, påpekar han åter, både beslutande och reservanter.
Reservationens utseende
Det finns inga regler för hur en reservation ska utformas.Vissa informationer bör dock vara
med för att läsaren ska förstå varför reservanten inte vill stödja beslutet. Därför bör följande
ingredienser ingå:
255
1. Rubrik:
Reservation mot beslutet i Göteborgs djurförsöksetiska nämnd den 1/2 2006 att god
känna ansökan G 98-06.
Det man reserverar sig mot är inte försöket utan beslutet att godkänna det. De
centrala informationerna för att identifiera beslutet är nämnd, datum för beslutet och
ärendets/ansökans nummer. Glöm inte att ange den bokstav i numret som säger vilken
nämnd det gäller. Varje nämnd har sin egen nummerserie, och det finns alltså flera
ansökningar i landet som har nummer 98-06.
2. Beskrivning:
(a) Försöksledarens namn, institutionens namn och projektets titel.
(b) En mycket kort beskrivning av vad försöket går ut på. Detta kan ofta hämtas från
försöksledarens beskrivning av försökets syfte, t.ex. testa nya typer av tandimplantat.
(c) Hur många djur, och vilka djurslag, som ansökan gäller. Ibland är det relevant
för reservationen att ange vilka stammar som används. Ange också hur många som
är genmodifierade. Om antalet djur av de olika kategorierna inte framgår bör man
påpeka detta.
(d) Hur försöket går till. Här kan det räcka att kortfattat nämna de moment man är kri
tik mot, t.ex. att ”djuren inokuleras med e-colibakterier och avlivas högst tio dagar dä
refter. Inokuleringan orsakar olika systemiska och gastrointestinala symptom: djuren
blir svagare, stillsammare, får lösa avföringar, kan bli uttorkade, och som resultat av
detta dö under experimentet. ’Vid dödsfall under natten avlägsnas djuren följande
dag’”.
3. Bedömning:
Vad i försöket man inte accepterar. Det kan t.ex. gälla att man inte anser att försökets
angelägenhet uppväger djurens lidande, att försöket kan utföras utan djur, eller att det
kan göras på ett skonsammare sätt.
4. Motivering:
En hänvisning till vad i regelverket man anser att försöket bryter mot. Är försöket inte
angeläget nog bryter det mot DL 21§, kan det utföras på ett skonsammare sätt eller
helt utan djur bryter det mot DL 19§, kommer djur att dö bryter det mot Djurskydd
smyndighetens anvisningar 2004:4 (L55), o.s.v. Naturligtvis kan man samtidigt ha
flera olika, goda skäl att vara emot ett försök (eller ett moment i det).
Man kan reservera sig mot beslut också av andra slags skäl. Ansökan kan t.ex. vara
så oklart skriven att det inte går att följa vad varje enskilt djur kommer att utsättas för;
försöksledaren kan inte säga säkert hur djuren kommer att reagera på försöket och
man vill därför bara acceptera att han först gör ett noggrant kontrollerat pilotförsök
och redovisar resultatet för nämnden innan han ev. får tillåtelse att göra ett fullskale
försök; man anser tillsynen/berikningen/smärtstillningen (m.m.) otillräcklig, o.s.v.
5. Slutsats:
T.ex. av typen ”Med hänvisning till ovanstående reserverar jag mig mot beslutet att
godkänna rubricerade försök”.
6. Ort, datum och underskrift.
256
10 . Att hitta kunskap
10
Att hitta kunskap
Litteratur och webbadresser
William M.S. Russell & Ralph L. Burch, The Principles of Humane Experimental Technique.
1959
http://altweb.jhsph.edu/publications/humane_exp/het-toc.htm
Europarådets konvention ETS 123 om ryggradsdjur som används till försök och andra vetenskapliga ändamål (engelsk text)
http://conventions.coe.int/Treaty/en/Treaties/Word/123.doc
(Svensk översättning:)
http://europa.eu.int/comm/food/fs/aw/aw_legislation/scientific/86-609-eec_sv.pdf
Appendix A till ETS 123
http://conventions.coe.int/treaty/en/treaties/pdf/123-arev.pdf
Viktor och Annie Reinhardt (red.), Comfortable quarters for laboratory animals 9. uppl 2002
Washington: Animal Welfare Institute.
www.awionline.org/www.awionline.org/pubs/cq02/cqindex.html
Utförliga, illustrerade introduktioner med bra bibliografier.
Environmental enrichment information resources for laboratory animals 1965–1995
http://www.nal.usda.gov/awic/pubs/enrich/intro.htm
Utförliga bibliografier med korta introduktioner.
Kathleen R. Pritchett-Corning m.fl., Handbook of clinical signs in rodents and rabbits. 2010.
Charles River Laboratories.
En värdefull introduktion till hur man kan känna igen sjukdomstecken och skador hos små
gnagare och kaniner. Huvudsakligen en bilderbok med inledning och kommentarer. Finns
endast i pappersversion och kan endast beställas direkt från Charles River (http://www.criver.
com/en-us/newsevents/whatsnew/pages/clinical_signs_handbook.aspx). Det är svårt att argumentera om priset: den är gratis.
257
Altweb
Alternatives to Animal Testing on the Web
http://altweb.jhsph.edu/
Publiceras av Johns Hopkins-universitetets Center for Alternatives to Animal Testing
(CAAT). Den bästa startpunkten för all slags informationssökning inom fältet, vare sig det
gäller aktuella forskningskongresser, litteratur eller nya webplatser.
ANZCCART
Australian and New Zealand Council for the Care of Animals in Research and Teaching
http://www.adelaide.edu.au/ANZCCART/
Viktig webbplats som innehåller bl.a. många värdefulla artiklar i fulltext. Se t.ex. Newsletter
och Fact sheets!
Jordbruksverket
http://www.jordbruksverket.se
Här finns en del informationer och framför allt författningstexter m.m. Gå in på verkets
webbplats och välj (först i den horisontella menyraden, därefter i menyrader till vänster)
Djur>Försöksdjur. Eller använd sökfunktionen med ord som ”djurförsök” eller ”etisk
prövning”.
Här finns viktiga dokument som till exempel (länkarna markeras av fetstil nedan):
· DFS 2004:4 Djurskyddsmyndighetens föreskrifter och allmänna råd om djurförsök
m.m. (DFS 2004:4, Saknr L 55) och
· 1988:45 Djurskyddsmyndighetens föreskrifter (LSFS 1988:45, Saknr L 28) om den
etiska prövningen av användningen av djur för vetenskapliga ändamål m.m. (här
kallas dokumentet fortfarande Centrala försöksdjursnämndens (CFN:s) föreskrifter
(LSFS 1988:45)…)
Djurskyddsmyndigheten har övertagit en rad författningar och andra texter från bl.a. Centrala försöksdjursnämnden och Jordbruksverket. Detta har gjort att en del titlar och författningsnummer har ändrats, även om själva texten är i stort sett densamma.
Ett antal föreskrifter och allmänna råd som tidigare utfördats av Statens jordbruksverk,
Centrala försöksdjursnämnden och Lantbruksstyrelsen och som alltså hette t.ex. ”Centrala
försöksdjursnämndens föreskrifter…” o.s.v. fick från 2004 de gamla institutionsnamnen
ersatta med ”Djurskyddsmyndigheten” i olika böjningsformer. Dessa och andra äldre beteckningar hänger fortfarande med i Jordbruksverkets förteckning.
FRAME
Fund for the Replacement of Animals in Medical Experiments
http://www.frame.org.uk
Our long-term goal is the total elimination of laboratory animal use, through the development, validation and acceptance of replacement alternative methods.
Until this goal is reached, we also support efforts to reduce the numbers of animals used
through better science and better experimental design, and to refine procedures so that the
suffering of any animals necessarily used is minimised.
Publications include ATLA (Alternatives to Laboratory Animals, an international, peer-re258
viewed scientific journal, publishing articles on the latest research relating to the development, validation, introduction and use of alternatives to laboratory animals.
Har en bra översikt över ”External links to information on alternatives” på http://www.frame.
org.uk/page.php?pg_id=150 – en utmärk startpunkt för informationssökning.
SCAW
http://www.scaw.com
”The Scientists Center for Animal Welfare (SCAW) is a non-profit educational association of
individuals and institutions whose mission is to promote the best practices of humane care,
use, and management of animals involved in research, testing or education in laboratory, agricultural, wildlife or other settings.”
Stiftelsen Forska Utan Djurförsök
http://www.forskautandjurforsok.se
Svensk forskningsstiftelse, pionjär i Sverige med att ge ekonomiskt stöd till forskning som
avser att ersätta existerande djurförsök. (Det statliga stödet tillkom långt senare.) Hette tidigare Stiftelsen Forskning utan djurförsök.
Innehållsrik webbplats med mycket viktiga länkar (http://www.forskautandjurforsok.se/forskarrummet/lankar.php).
UFAW
Universities Federation for Animal Welfare
http://www.ufaw.org.uk
”UFAW is a unique scientific and technical animal welfare organisation. We use scientific
knowledge and established expertise to improve the welfare of animals kept as pets, in zoos,
laboratories, and on farms and of wild animals with which we interact. . . . UFAW funds research, holds symposia, gives advice to Government and others and produces publications on
animal welfare.”
Publicerar Animal Welfare (se länk från UFAW:s hemsida). ”Animal Welfare is the established scientific and technical journal that brings together the results of scientific research,
technical, and studies related to the welfare of animals kept on farms, in zoos, in laboratories,
as companions or living in the wild.”
Obs deras ”Online publications”, t.ex.:
Viktor & Annie Reinhardt (red.), Comfortable Quarters for Laboratory Animals. 9. uppl,
Washington DC 2002. (http://www.awionline.org/www.awionline.org/pubs/cq02/cqindex.html)
(Comfortable Quarters... består av utförliga, introducerande texter plus omfattande bibliografier, inkl. webadresser i den mån texterna finns tillgängliga i fulltext på nätet.)
ILAR Journal
Institute for Laboratory Animal Research
http://dels.nas.edu/ilar_n/ilarhome/index.shtml
Åtskilliga artiklar ur ILAR Journal är tillgängliga gratis i fulltext.
Laboratory Animals
http://www.lal.org.uk/
Officiellt organ för FELASA (Federation of European Laboratory Animal Science Associa259
tions, www.felasa.org)
Tillsammans med UFAW:s Animal Welfare (ovan) är Laboratory Animals den tidskrift
som innehåller mest material om hur labdjurens situation kan göras mer human; det är alltså
dessa två tidskrifter man i första hand bör följa för att hålla sig à jour med den aktuella forskningen inom ”Laboratory Animal Science” ur refinementsynpunkt. (För övriga tidskrifter,
se under FRAME ovan.)
En del texter finns för nedladdning gratis, som t.ex. den viktiga konferensrapporten Humane Endpoints in Animal Experiments for Biomedical Research (1998). (Man hittar den,
tillsammans med en rad värdefulla rapporter och guidelines, via http://www.lal.org.uk; klicka
på ”Education & Training” i menyraden. Den finns mot slutet av sidan, uppstyckad i kapitel.)
Uppsatser i tidskriften som är äldre än tre år är också tillgängliga gratis: <http://
la.rsmjournals.com/archive>.
Refinement on Housing and Handling Conditions and Environmental Enrichment for
Laboratory Animals kept in Laboratories
http://www.saplonline.org/SearchResultsSite/refine.aspx
En databas som skapats av Viktor och Annie Reinhardt. Den ger informationer om hantering, burmiljö och berikning för de ”Rodents, Rabbits, Cats, Dogs, Ferrets, Farm Animals,
Horses, Birds, Fishes, Amphibians and Reptiles” som används vid forskning, undervisning
och testning.
Stirlings universitetsbibliotek ger en kort introduktion med sökanvisningar på http://www.
is.stir.ac.uk/research/dbase/lab.php. Denna är dock tänkt för databasens närmaste föregångare,
Reinhards ”Refinement and Environmental Enrichment for all Laboratory Animals”.
Kurser, filmer och bildserier
An Introduction to Recognising Post-Operative Pain in Animals (bilder och filmklipp)
http://www.ahwla.org.uk/
Obligatorisk grundkunskap!
AALAS Learning Library (bilder och filmklipp)
http://www.aalaslearninglibrary.org
Fullständiga kurser och examina kostar pengar, men åtskilligt kursmaterial med bilder är tillgängligt gratis.
Amputation av svansspetsen (5 mm) från mus
mms://216.37.76.177/all/Course2451/tailtip.wmv
I detta fall amputerar man för att få blod, men det skulle också kunna vara för att få vävnad
för DNA-analys. Filmen är amerikansk. Tidigare var det tillåtet även i Sverige att ta 5 mm,
men det nuvarande regelverket (DFS 2004:4, L 55) accepterar endast ”någon millimeter”.
Detta tolkas ibland av nämnderna som 2 à 3 mm, och det har förekommit att nämnnder
godkänt 5 mm. Även en kapning av 1 à 2 mm är dock omöjlig utan att brosk- och skelettdelar skadas /DFS 2004:4, 3 kap 8 §).
260
Blodprov med orbitalpunktion
mms://216.37.76.177/all/Course2451/retro.wmv
Blodprovstagning från vena saphena (bildserie och filmer)
http://film.oslovet.veths.no/saphena/
Blodprov från svansvenen
mms://216.37.76.177/all/Course2451/tailvein.wmv
Submandibulärt blodprov
(för PC)
http://www.medipoint.com/html/directions_for_use2.html (för Mac)
Utförlig instruktionsfilm från ett av de företag som säljer bl.a. lansetter för blodprovstagning.
De ger kompletterande allmän information för submandibulärt blodprov (se ”How to find
the right spot”) m.m. på http://www.medipoint.com/html/animal_lancets.html.
http://www.medipoint.com/html/directions_for_use1.html
Mus med förlamade bakben före och efter behandling med embryonala stamceller (filmklipp)
http://www.hopkinsmedicine.org/press/2003/June/video.htm
Tre filmklipp (Obs mycket tunga filer!)
Stereotypa beteenden
http://www.aps.uoguelph.ca/~gmason/StereotypicAnimalBehaviour/library.shtml
En samling bilder och filmklipp som illustrerar stereotypa beteenden, orsakade av frustration,
droger eller andra orsaker, hos en rad olika djurslag. För djurförsökens del är naturligtvis filmerna av ”Rodents” och ”Primates” av särskilt intresse.
Morris water maze (bildserie)
http://www.sci.uidaho.edu/biosci/labs/magnusson/research/index.html
Anänds vid minnestest. ”Spatial Memory Testing” en bit ner på sidan visar hur testet går till
och de diagram som sedan analyseras.
Porsolts Swim Test
http://wn.com/Automated_Forced_Swim_Assay
http://www.biobserve.com/products/fst/acquisition_movie.html
Det vanligaste sättet att testa medel mot depression. Råttan eller musen placeras i kärlet under 15 minuter, och man noterar den tid djuret simmar, försöker klättra upp, och bara flyter.
Nästa dag upprepas försöket, nu under 5 minuter. Ju större del av tiden djuret flyter, desto
djupare depression.
Dna-tube. Scientific video site.
En mängd korta filmer och bildserier från den naturvetenskapliga forskningsvärlden. Några
gäller djurförsök, t.ex.:
261
Möss på Rotarod (video)
http://www.dnatube.com/video/586/SCA1-Mouse-on-Rotarod
Används vid studiet av hjärnskador, t.ex. Parkinson.
Mus på löpband (video)
http://www.dnatube.com/video/579/Marathon-Mouse
Mus med Retts syndrom
http://www.dnatube.com/video/585/Rett-Syndrome-Mouse
Mus efter svält (?) söker efter mat
http://www.dnatube.com/video/580/Mouse-Activity
262
Bilagor
Bil. 1
Bilagor
Sifferuttryck m.m.
Prefix
Förk.
1.000.000.000.000 = 1012
1.000.000.000 = 109
1.000.000 = 10
1.000 = 10
100 = 10
6
3
tera
T
(10x10x10x10x10x10x10x10x10)
giga
G
(10x10x10x10x10x10)
mega
M
(10x10x10)
kilo
k
(10x10)
hekto
h
10 = 101
(10x1)
deka
dk
0,1 = 10-1
(1/101 = 1/10)
deci
d
(1/10 = 1/100)
centi
c
(1/103 = 1/1.000)
milli
m
2
0,01 = 10
0,001 = 10-3
-2
2
0,000.001 = 10
-6
(1/10 = 1/1.000.000)
mikro
µ
0,000.000.001 = 10
-9
(1/10 = 1/1.000.000.000)
nano
n
0,000.000.000.001 = 10
-12
(1/10 = 1/1.000.000.000.000)
pico
p
6
9
12
Volymer och vikterNågra punkter i Europaparlamentets och rådets direktiv 2010/63/
EU
av den 22 september 2010 om skydd av djur som används för vetenskapliga ändamål
(Directive of the European Parliament and of the Council
on the protection of animals used for scientific purposes)
Alternativ, djurfria
Djurfria alternativ ska användas när så är möjligt (whenever possible).
(Art. 4) P.g.a. den vetenskapliga utvecklingen måste direktivet ses över
regelbundet (10). Obs dock: Det direkta förbudet att använda djur om det
finns djurfria alternativ gäller bara om den alternativa metoden ”erkänns
enligt unionslagstiftningen”, eller om det finns nationella lagar om förbud
mot vissa typer av metoder. (Art. 13)
Alternativ, 3R
3R-principerna bör tillämpas (11, 13). Antalet djur ska begränsas till ett
minimum. Allt (any possible) som kan vålla smärta, lidande, ångest eller
bestående men ska elimineras eller begränsas till ett minimum. (Art. 4.)
{Jfr nedan under ’Djurskyddsorgan’.}
Anestesi/analgesi
Lokal eller allmän anestesi ska användas ”om det inte är olämpligt”
(unless it is inappropriate), och analgesi ska användas för att minimera
smärta, lidande och ångest. (Art. 14)
[Undantag:] Försök som innebär allvarliga skador som kan ge upphov
till stark smärta får inte genomföras utan bedövning (anaesthesia).
Om det är lämpligt eller inte att använda anestesi beror på ”om be263
Bilagor
Bil. 2
Ur djurskyddslagen
De paragrafer som speciellt tar upp djurförsök är följande:
Lagens tillämpningsområde
1§ Denna lag avser vård och behandling av husdjur och försöksdjur. Den avser också andra djur
om de hålls i fångenskap.
Definitioner
1a§ Med försöksdjur avses djur som används i djurförsök eller som föds upp, förvaras eller tillhandahålls för djurförsök.
1b§ Med djurförsök avses användning av djur för
1.vetenskaplig forskning,
2.sjukdomsdiagnos,
3.utveckling och framställning av läkemedel eller kemiska produkter,
4.undervisning, om användningen innebär att djuret avlivas, utsätts för operativt ingrepp, injektion eller blodavtappning eller om djuret orsakas eller riskerar att orsakas lidande, samt
5.andra jämförliga ändamål.
Med djurförsök avses också framställning av djur med förändrad arvsmassa, om gentekniska, kemiska eller
andra liknande metoder används.
Grundläggande bestämmelser om hur djur skall hållas och skötas
2§ Djur skall behandlas väl och skyddas mot onödigt lidande och sjukdom.
Djur som används i djurförsök skall inte anses vara utsatta för onödigt lidande eller sjukdom vid
användningen, om denna har godkänts av en djurförsöksetisk nämnd.
3§ Djur skall ges tillräckligt med foder och vatten och tillräcklig tillsyn. Fodret och vattnet skall vara av god
kvalitet och anpassat efter det djurslag som utfodras.
Stall och andra förvaringsutrymmen för djur skall ge djuren tillräckligt utrymme och skydd samt
hållas rena.
Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela ytterligare föreskrifter
om
1.utfodring och vattning av djur,
2.stall och andra förvaringsutrymmen för djur,
3.skyldighet att låta förpröva sådana utrymmen, och
4.skyldighet att låta förpröva ny teknik inom djurhållningen.
Regeringen får föreskriva att den som inte låter förpröva stall eller andra förvaringsutrymmen för djur skall
åläggas att betala en särskild avgift. Avgiften skall tas ut av den som var ägare av stallet eller förvaringsutrymmet när åtgärden vidtogs. Den särskilda avgiften skall bestämmas till ett belopp som motsvarar fyra gånger
den avgift som skulle ha betalats om förprövning skett, om det inte finns särskilda skäl att bestämma avgiften till
ett lägre belopp.
Första stycket gäller inte försöksdjur, om djuret inte hålls i fångenskap. Bestämmelserna i andra
stycket om krav på tillräckligt utrymme och skydd och bestämmelserna i tredje och fjärde styckena
om befogenhet att meddela föreskrifter gäller också hägn.
Operativa ingrepp m.m.
10§ Det är förbjudet att göra operativa ingrepp på eller ge injektioner till djur i andra fall än när det är befogat av veterinärmedicinska skäl.
Första stycket gäller inte ingrepp som görs eller injektioner som ges i sådan verksamhet som har
godkänts av en djurförsöksetisk nämnd.
264
Bilagor
Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela ytterligare föreskrifter om operativa ingrepp på eller injektioner till djur samt föreskrifter om undantag från
första stycket, om det finns särskilda skäl.
11§ För operativa ingrepp på eller injektioner till djur skall en veterinär anlitas. Detsamma gäller vid annan
behandling i syfte att förebygga, påvisa, lindra eller bota sjukdom eller skada hos ett djur, om behandlingen
kan orsaka lidande som inte är obetydligt.
Första stycket gäller inte om behandlingen är så brådskande att en veterinär inte hinner anlitas.
I sådan verksamhet som har godkänts av en djurförsöksetisk nämnd får injektioner ges och ingrepp och behandlingar utföras också av den som har föreskriven utbildning.
Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela
föreskrifter om undantag från första stycket.
12§ Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om
villkor för eller förbud mot
1. tillförsel av hormoner eller andra ämnen till djur för att påverka djurets egenskaper i annat
syfte än att förebygga, påvisa, lindra eller bota sjukdom eller sjukdomssymptom, eller
2. avel med sådan inriktning som kan medföra lidande för djuren eller påverka djurens naturliga beteenden.
Första stycket 1 gäller inte ämnen som omfattas av lagen (1985:295) om foder.
Djurförsök
19§ Djurförsök får äga rum endast under förutsättning
1.att det syfte som avses med verksamheten inte kan uppnås med någon annan tillfredsställande metod utan användning av djur,
2. att så få djur som möjligt används,
3.att verksamheten utformas så att djuren inte utsätts för större lidande än vad som är absolut
nödvändigt, och
4.att det vid verksamheten inte används andra djur än sådana som fötts upp för ändamålet.
19a§ För att få använda, föda upp, förvara eller tillhandahålla försöksdjur fordras tillstånd av regeringen eller, om regeringen bestämmer det, Djurskyddsmyndigheten. Ett tillstånd får återkallas.
Vid tillståndsprövningen skall särskild hänsyn tas till om den sökande kan anses lämplig att bedriva verksamheten och om de anläggningar i vilka verksamheten skall bedrivas är lämpliga från
djurskyddssynpunkt.
Vid prövningen av tillstånd till uppfödning av försöksdjur skall hänsyn också tas till behovet av
sådana djur.
20§ Vid verksamhet som avses i 19 a § skall det finnas
1.av Djurskyddsmyndigheten godkänd föreståndare som ansvarar för verksamheten,
2.veterinär som ger råd och anvisningar om hur verksamheten skall bedrivas och som bistår vid
behandling av djuren, och
3.för verksamheten tillräckligt stor personal som har den utbildning och kompetens som behövs
för verksamheten.
Föreståndaren och veterinären skall se till att verksamheten bedrivs enligt denna lag och enligt
föreskrifter som meddelats med stöd av lagen.
Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela ytterligare föreskrifter eller i det enskilda fallet besluta om vad som skall gälla för föreståndare och veterinär och om den utbildning och kompetens som personalen skall ha.
21§ Användning av djur i djurförsök skall godkännas från etisk synpunkt av en djurförsöksetisk nämnd innan
användningen påbörjas.
265
Bilagor
Vid prövningen av ett ärende skall nämnden väga försökets betydelse mot lidandet för djuret.
Nämnden får bifalla en ansökan om djurförsök endast om en sådan användning kan anses angelägen från allmän synpunkt och förutsättningarna i 19 § 1-3 är uppfyllda.
Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela ytterligare föreskrifter om godkännandet samt föreskrifter om undantag från kravet på godkännande.
22§ Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om
villkor för eller förbud mot uppfödning, förvaring, tillhandahållande eller användning av försöksdjur.
Regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten får beträffande
djurförsök meddela föreskrifter om undantag från lagens bestämmelser.
23§ Den som föder upp, förvarar, tillhandahåller eller använder försöksdjur skall märka djuren samt upprätta
instruktioner för och föra anteckningar och lämna upplysningar om verksamheten enligt föreskrifter som meddelas av regeringen eller, efter regeringens bemyndigande, Djurskyddsmyndigheten.
Tillsyn m.m.
24§ Tillsynen över efterlevnaden av denna lag och de föreskrifter som har meddelats med stöd av lagen utövas av Djurskyddsmyndigheten, länsstyrelserna, andra statliga myndigheter och kommunerna (tillsynsmyndigheter) i enlighet med vad regeringen bestämmer.
En kommuns tillsyn skall fullgöras av den eller de kommunala nämnder som fullgör uppgifter
inom miljö- och hälsoskyddsområdet. Nämnden skall ha tillgång till djurskyddsutbildad personal i
den omfattning som behövs för att nämnden skall kunna fullgöra sina uppgifter på ett tillfredsställande sätt.
Djurskyddsmyndigheten samordnar övriga tillsynsmyndigheters verksamhet och lämnar vid behov råd och hjälp i denna verksamhet.
Ansvar och överklagande m.m.
36§ Till böter eller fängelse i högst två år döms den som med uppsåt eller av oaktsamhet
1.bryter mot 3, 5, 6, 8-11, 13, 14, 16-19 a eller 21 §,
2.bryter mot en föreskrift som har meddelats med stöd av denna lag, eller
3.underlåter att följa ett sådant föreläggande eller bryter mot ett sådant förbud som avses i 29
§.
Om brottet har begåtts med uppsåt och avsett en förpliktelse av väsentlig betydelse från djurskyddssynpunkt,
döms till fängelse i högst två år.
Om gärningen är att anse som ringa skall inte dömas till ansvar.
Till ansvar enligt denna paragraf döms inte om gärningen är belagd med samma eller strängare
straff i brottsbalken.
Ur djurskyddsförordningen
Djurförsök
40 § Tillstånd enligt 19 a § djurskyddslagen (1988:534) krävs för djurförsök med djur av djurklasserna däggdjur, fåglar, kräldjur, groddjur, fiskar och rundmunnar.
Frågor om tillstånd prövas av Djurskyddsmyndigheten.
40 a § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om villkor för eller förbud mot uppfödning, förvaring,
tillhandahållande eller användning av försöksdjur.
41 § Etiskt godkännande enligt 21 § första stycket djurskyddslagen (1988:534) krävs för djurförsök med djur
av djurklasserna däggdjur, fåglar, kräldjur, groddjur, fiskar och rundmunnar.
266
Bilagor
För etiskt godkännande finns djurförsöksetiska nämnder.
42 § Det skall finnas så många djurförsöksetiska nämnder som Djurskyddsmyndigheten bestämmer, dock minst
sex. Nämnderna skall finnas fördelade över landet på de platser som Djurskyddsmyndigheten bestämmer.
43 § I varje nämnd skall det ingå en ordförande och en eller flera vice ordförande samt lekmän, forskare och
representanter för personal som har hand om försöksdjur.
Djurskyddsmyndigheten utser ordförande och vice ordförande som skall vara opartiska och
företrädesvis vara lagfarna och ha erfarenhet av dömande verksamhet.
Av övriga ledamöter i nämnden skall hälften vara lekmän. Bland lekmännen skall representanter
för djurskyddsorganisationer ingå till ett antal som understiger hälften av antalet lekmän.
44 § Antalet ledamöter i de djurförsöksetiska nämnderna bestäms av Djurskyddsmyndigheten. Antalet ledamöter i en nämnd får inte överstiga 14 personer. Om nämnden är uppdelad i flera avdelningar får dock antalet
ledamöter i varje avdelning uppgå till högst 14 personer.
Ledamöterna utses av Djurskyddsmyndigheten för högst fyra år i sänder.
45 § För att en nämnd skall vara beslutför skall den bestå av en ordförande eller en vice ordförande och det
antal ledamöter i övrigt som Djurskyddsmyndigheten bestämmer. Av dessa övriga ledamöter skall hälften vara
lekmän. Ordförande och vice ordförande får inte samtidigt delta i nämndens beslut.
46 § En nämnd kan uppdra åt en eller flera ledamöter att bereda ärenden.
47 § Närmare föreskrifter om nämndens organisation och om prövningen av ärenden meddelas av Djurskyddsmyndigheten.
48 § De djurförsöksetiska nämnderna skall biträda dem som leder djurförsöken med råd.
Omprövning av användningen från etisk synpunkt skall göras vart tredje år.
49 a § Nämnden får godkänna sådan användning av försöksdjur som innebär att djurskyddsbestämmelser
enligt denna förordning eller enligt föreskrifter som meddelats med stöd av förordningen frångås. Bestämmelser
som särskilt reglerar hanteringen av försöksdjur får dock inte frångås.
50 § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om undantag från
1.kravet på att det vid djurförsök inte används andra djur än sådana som fötts upp för ändamålet, och
2.kravet på tillstånd för uppfödning, förvaring, tillhandahållande eller användning av försöksdjur.
50 a § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter eller i det enskilda fallet besluta om vad som skall gälla för föreståndare och veterinär vid uppfödning, förvaring, tillhandahållande eller användning av försöksdjur.
Djurskyddsmyndigheten får också meddela föreskrifter eller i det enskilda fallet besluta om den
utbildning eller kompetens som personalen skall ha vid uppfödning, förvaring och tillhandahållande
av försöksdjur.
51 § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om krav på utbildning och kompetens för den som
1.använder försöksdjur,
2.deltar i användningen av försöksdjur, eller
3.vårdar försöksdjur vid den anläggning där djuren används.
52 § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om undantag från kravet på etiskt godkännande enligt
21 § djurskyddslagen (1988:534) om försöksdjuren inte utsätts för operativt ingrepp, insprutning, blodavtappning eller annat lidande.
53 § Innan ett djur av djurklasserna däggdjur, fåglar, kräldjur, groddjur, fiskar och rundmunnar används i
djurförsök skall djuret bedövas, om användningen kan medföra fysiskt eller psykiskt lidande. Om det är nöd-
267
Bilagor
vändigt med hänsyn till ändamålet med användningen eller om bedövningen skulle orsaka mer lidande än
användningen i sig, får användningen dock ske med ofullständig bedövning eller utan bedövning. I sådana
fall skall, i den utsträckning det är möjligt, smärtstillande eller lugnande medel användas för att begränsa djurets lidande, så att djuret inte utsätts för svår smärta, svår ångest eller annat svårt lidande.
54 § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om skyldighet för den som använder försöksdjur att
lämna uppgifter om antalet djur och de djurslag som används.
54 a § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om skyldighet för den som föder upp, förvarar, tillhandahåller eller använder försöksdjur att
1.märka djuren,
2.upprätta instruktioner för skötsel av djuren och för andra uppgifter som är av betydelse från
djurskyddssynpunkt,
3.föra anteckningar om verksamheten och djuren, samt
4.lämna upplysningar om verksamheten.
55 § Anläggningar och andra förvaringsutrymmen för försöksdjur får inte uppföras, byggas till eller byggas
om utan att Djurskyddsmyndigheten på förhand har godkänt anläggningarna eller förvaringsutrymmena från
djurskydds- och djurhälsosynpunkt. Detsamma gäller när en anläggning eller ett förvaringsutrymme ändras på
ett sätt som är av väsentlig betydelse från djurskydds- eller djurhälsosynpunkt eller när en anläggning eller ett
förvaringsutrymme som förut har använts för något annat ändamål tas i anspråk eller inreds som anläggning
eller förvaringsutrymme för försöksdjur.
Anläggningarna eller förvaringsutrymmena skall besiktigas innan de tas i bruk eller, om detta är
mer lämpligt, snarast möjligt därefter.
Närmare föreskrifter om anläggningar och andra förvaringsutrymmen för försöksdjur samt om
besiktningen meddelas av Djurskyddsmyndigheten. Förordning (2003:1124).
55 a § Om någon utför en åtgärd enligt 55 § utan godkännande på förhand av Djurskyddsmyndigheten, skall myndigheten besluta att det skall tas ut en sådan särskild avgift som avses i 3 §
fjärde stycket djurskyddslagen (1988:534).
Har frågan inte tagits upp av Djurskyddsmyndigheten inom fem år från det att åtgärden vidtogs,
får någon särskild avgift inte tas ut.
Tillsyn m.m.
56 § Länsstyrelsen utövar den regionala tillsynen över djurskyddslagen (1988:534).
56 a § Tillsynen över efterlevnaden av djurskyddslagen (1988:534) vid transport av djur sjövägen till eller från
Gotland utövas av en sådan kommunal nämnd som avses i 16 § djurskyddslagen. Tillsynen utövas av nämnden i den kommun från vilken sjötransporten utgår. Förordning (1993:1485).
57 § Djurskyddsmyndigheten får meddela föreskrifter om hur tillsynen enligt djurskyddslagen (1988:534) skall
bedrivas.
Djurskyddsmyndigheten får föreskriva att avgift skall betalas i ärenden om
1.förprövning eller godkännande i efterhand av åtgärder i fråga om stall eller annat förvaringsutrymme för djur,
2.godkännande på förhand och besiktning av anläggningar och andra förvaringsutrymmen för
försöksdjur,
3.godkännande av ny teknik,
4.registrering av djurtransportörer och undantag från kravet på ligghall för utegångsdjur,
5.tillstånd enligt 19 a § djurskyddslagen (1988:534),
6.godkännande enligt 20 § djurskyddslagen och 37 § denna förordning, och
7.undantag enligt 13 a § denna förordning.
57 a § För en kommunal nämnds verksamhet enligt djurskyddslagen (1988:534) och denna förordning får
kommunen ta ut avgift enligt taxa som kommunen bestämmer. Avgift får dock inte tas ut för nämndens tillsyn
268
Bilagor
över djur som hålls som cirkusdjur.
58 § Om en annan tillsynsmyndighet än länsstyrelsen finner att det finns förutsättningar för att besluta om förbud att ha hand om djur enligt 29 § djurskyddslagen (1988:534), skall myndigheten skyndsamt anmäla detta
till länsstyrelsen. En sådan anmälan skall innehålla en redogörelse för omständigheterna i ärendet.
Detsamma gäller om det finns förutsättningar för att omhänderta djur enligt 31 § djurskyddslagen.
59 § Närmare föreskrifter för förfarandet vid omhändertagande av djur med stöd av 31 och 32 §§ djur
skyddslagen (1988:534) får meddelas av Djurskyddsmyndigheten.
Verkställighetsföreskrifter
60 § Närmare föreskrifter för verkställighet av djurskyddslagen (1988:534) och denna förordning får meddelas av Djurskyddsmyndigheten.
269
Bilagor
Bil. 3
Försöksdjursstatistik
Antal djur som använts i beteendestudier, som avlivats utan föregående ingrepp
samt i övriga försök under år 2004 i Sverige
Avlivning Övriga Beteendestudier utan föregå- försök utan
utan ingrepp ende ingrepp
ingrepp
Provfiske
Möss (Mus musculus)
701
56 060
262
Råttor (Rattus norvegicus)
499
13 701
62
Marsvin (Cavia porcellus)
4
469
0
Guldhamstrar
3
0
0
Övriga hamstrar (övriga cricetinae)
4
1
0
Övriga gnagare (övriga Rodentia)
4
19
0
Kaniner (Oryctolagos cuniculus)
4
203
0
Människoapor (Hominoidea)
0
0
0
Övriga apor (Cercopithecoidea & Ceboidea) 0
0
Halvapor (Prosimia)
0
0
0
Hundar (Canis familiaris)
0
3
0
Katter (Felis catus)
4
39
16
Tam-illrar
0
17
0
Övriga rovdjur (övriga Carnivora)
0
0
34
102
2
428
Svin (Sus)
1580
22
7733
Får (Ovis)
0
1
200
Getter (Capra)
0
7
34
7057
1
217
Övriga däggdjur (övriga Mammalia)
0
40
0
Vaktlar (Coturnix coturnix)
0
15
0
300515
31030
4359
16
0
0
Groddjur (Amphibia)
6030
794
1088
Fiskar (Pisces)
9203
42480
0
527
325726
145431
Hästar, åsnor och blandraser (Equidae)
Nötkreatur (Bos)
Fåglar (Aves)
Kräldjur (Reptilia)
Rundmunnar (Cyclostomata)
Totalt:
73652
7065550
0
88097
7065550
Från och med 2003 kommer också statistik för provfiske och märkning av fisk redovisas tillsammans
med övrig försöksdjursstatistik. Detta gör att det totala antalet försöksdjur är avsevärt högre 2003
än tidigare år. Till provfisket hör de fiskar som tas upp för att mäta fiskebestånden i våra svenska
vatten. Eftersom syftet med detta fiske är en är vetenskaplig undersökning faller dessa fiskar in under
Djurskyddslagens 19 § och ska därför klassas som försöksdjur. Även märkning av fisk faller in under
denna paragraf, då syftet även i detta fall är att kontrollera fiskebestånden i våra svenska vatten.
270
Bilagor
Försöksdjursstatistik 2004, EU:s definition
Antal djur som använts i försök enligt Europarådskonventionen (ETS 123)
och EG:s direktiv (86/609/EEG ) under åren 1997–2004 i Sverige
Möss (Mus musculus)
1998
1999
2000
2001
2002
2003
2004
156984 184230 172364 162736 163041 184999 186291
Råttor (Rattus
norvegicus)
95069
84374
75309
69084
73862
72216
76365
Marsvin (Cavia
porcellus)
11092
9355
3444
3312
2738
2748
2199
212
209
24
168
189
22
3
Övriga hamstrar (Cavia
porcellus)
42
106
308
129
290
82
0
Övriga gnagare (övriga
Rodentia)
197
235
539
867
804
1 240
1 570
4201
5031
2643
2633
2165
2180
2035
Nya världens apor
17
6
9
0
12
4
1
Gamla världens apor
35
60
11
77
79
56
10
Hundar (Canis familiaris)
692
412
507
547
646
734
799
Katter (Felis catus)
218
155
202
462
182
164
174
Tamillrar
80
132
150
104
151
123
103
Övriga rovdjur (övriga
Carnivora)
59
75
82
44
70
38
106
Hästar, åsnor och
blandraser (Equidae)
75
71
67
56
178
135
152
Svin (Sus)
3483
3278
2773
2058
2341
2047
1630
Får (Ovis)
118
104
110
236
156
189
191
4
6
5
41
43
9
21
Nötkreatur (Bos)
792
706
585
439
704
1 352
786
Övriga däggdjur
(övriga Mammalia)
127
353
122
212
97
90
208
0
0
0
40
38
8
0
4958
6920
6996
2649
14015
28203
5665
0
10
0
100
0
0
421
117
1 585
8 161
50
1 692
536
714
22200
26654
14349
23666
Guldhamstrar (Cavia
porcellus)
Kaniner (Oryctolagos
cuniculus)
Getter (Capra)
Vaktlar
Övriga fåglar (Aves)
Kräldjur (Reptilia)
Groddjur (Amphibia)
Fiskar (Pisces)
Totalt:
17691 220878 167492
300704 324067 288800 269710 281184 518053 446936
271
Bilagor
Bil. 4
Inspektionsrapport Smittskyddsinstitutet
SOLNA STAD
1 (1)
2006-03-08
MN/1996:250
Smittskyddsinstitutet
Mats Spångberg
171 82 Solna
Djurskyddsinspektion
Den 2 februari 2006 inspekterades smådjurshållningen på Smittskyddsinstitutet av under
tecknad. Närvarande från Smittskyddsinstitutet var veterinär Mats Spångberg och sek
tionschefen Helene Fredlund.
Stickprov gjordes på djurhållningen och försöksverksamheten.
Nedanstående omständigheter föranleder påpekanden:
1. I rum 227 gick enligt burkorten 3 stycken råttor i försök med etiska nämndens dia
rienummer N174/02. Individerna 1302 och 1303 satt i en bur och en individ med
antingen numret 700 eller 701 i en annan. Av försöksjournalerna framgick att indi
viderna 700 och 701 ankommit den 18 februari 2004 och infekterats med trikiner
den 26 februari 2004. En av individerna 700 eller 701 har sedan avlivats den 21
april 2004. Något återanvändningsbeslut på djuren kunde inte återfinnas.
Bedömning
De ovanstående förhållandena bedöms vara i strid med föreskrifterna av nedanstå
ende skäl:
A. Under en kortare tid har djuren använts i djurförsök utan att det funnits etiskt
tillstånd. Försöket N174/02 godkändes av Stockholms Norra Djurförsöksetiska
Nämnd den 29 augusti 2002 och gällde fram till den 29 augusti 2005. Ett nytt
etiskt tillstånd för trikinförsöket N210/05 beviljades av Stockholms Norra Djurför
söksetiska Nämnd den 8 september 2005.
B. En av råttorna har, såvitt kunnat utrönas, fått sitta ensam i buren i över ett års tid.
Av ansökningarna N174/02 och N210/05 framgår att djuren efter att de infekterats
med trikiner skall dela bur.
272
Bilagor
C. Inget återanvändningsbeslut enligt 2 kap 15 § Djurskyddsmyndighetens före
skrifter och allmänna råd om djurförsök m.m.; DFS 2004:4 kunde återfinnas.
D. Fel diarienummer på etiska ansökan stod på burkorten. Enligt Djurskydds
myndighetens föreskrifter om uppfödning, förvaring, tillhandahållande och an
vändning m.m. av försöksdjur; DFS 2004:15 5 kap 2 § skall bur där djur hålls i
djurförsök vara försedd med diarienummer för djurförsöksetisk nämnds beslut om
godkännande av djurförsök.
2. I försöksjournalerna från försök N9/05 finns den 17 maj 2005 uppskrivet för indi
viden R19 att skinnet lossnat på 1/3 av svansen vid provtagning och att djurvårda
ren sedan amputerat svansen.
Mats Spångberg har i kommentar till de minnesanteckningar som gjordes efter in
spektionen sagt att svansamputationen skett efter konsultation med honom och efter
hans godkännande. Därefter har uppföljning skett gemensamt av honom och djurvår
daren. Djurvårdaren har utfört sitt arbete under överinseende av Mats Spångberg.
Bedömning
Enligt första stycket 11 § djurskyddslagen (1988:534) skall veterinär anlitas för
operativa ingrepp på eller injektioner till djur.
Enligt Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om uppfödning, förvaring, till
handahållande och användning m.m. av försöksdjur; DFS 2004:15 7 kap 3 § skall
veterinär ansvara för sådan behandling som avses i 11 § första stycket djurskydds
lagen.
Enligt tredje stycket 11 § djurskyddslagen får i sådan verksamhet som har god
känts av djurförsöksetisk nämnd injektioner, ingrepp och behandlingar utföras av
den som har föreskriven utbildning.
Såvitt jag kan bedöma omfattar detta undantag endast åtgärder som görs i veten
skapligt syfte
Det skedda bedöms alltså inte vara i enlighet med 11 § djurskyddslagen.
3. I rum 234 satt 14 hanmöss ensamma i burar. På burkorten fanns ett gruppnummer
3070-3197 och individuella nummer 3070-3197. Utöver detta var versalerna D el
ler E textade på burkorten med rosa tuschpenna. Det var inte angivet på burkorten
vilket försök djur gick i och några noteringar om deras öden på anläggningen
kunde uppvisas.
Efter några telefonkontakter av Mats Spångberg lämnades muntligt uppgiften att
djuren skulle gå i försök med diarienummer N154/04 och vara nyfödda levande
ungar som skall följas i högst 10 dagar efter födseln enligt beskrivning i etiska
ansökan.
273
Bilagor
Bedömning
I etiskan ansökan N154/04 med beslutsprotokoll och försöksledarens svar på be
redningsgruppens frågor finns inget beskrivet om att mössen skall skiljas från mo
dern. Saken har diskuterats med oberoende försöksdjursveterinär varvid framkom
mit att det kanske är möjligt att skilja så unga möss från modern men att det skulle
vara svårt att genomföra.
Om detta skulle ha skett bedömer jag att det inte är i enlighet med etiska ansökan.
Enligt min minnesbild var djuren behårade och således minst en vecka gamla. Om
det är avvanda avkommor till de infekterade honorna som stått i burarna är detta
inte heller i enlighet med vad som står i etiska ansökan.
Sammantaget är det dock svårt att inse varför försöksledaren skulle förfarit enligt
vad som framkom vid inspektionen. Något missförstånd måste föreligga.
Att det inte fanns skriftlig dokumentation om djurens öden på anläggningen
tillgänglig bedöms inte vara i enlighet med vad som stadgas i Djurskydds
myndighetens föreskrifter om uppfödning, förvaring, tillhandahållande och an
vändning m.m. av försöksdjur; DFS 2004:15 5 kap 6 §.
4. Ingen skriftlig dokumentation av tillsyns-och skötselåtgärder sker. Exempelvis
kunde ingen kontroll ske av om och hur djuren i försök med etiska nämndens dia
rienummer N9/05 fått av nämnden föreskriven extra tillsyn.
Bedömning
Enligt Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om uppfödning, förvaring, tillhanda
hållande och användning m.m. av försöksdjur; DFS 2004:15 5 kap 6 § skall journal
över hållande, skötsel och tillsyn föras. Jag bedömer att kravet är tillämpligt.
5. Burmiljöerna var generellt berikade. Det framkom dock att det inte existerar nå
gon plan för berikningsåtgärderna.
Bedömning
Enligt Djurskyddsmyndighetens föreskrifter om uppfödning, förvaring, tillhanda
hållande och användning m.m. av försöksdjur; DFS 2004:15 7 kap 4 § skall vete
rinären utarbeta plan för berikning av djurens miljö varför det bedöms som skäligt
kräva att en sådan upprättas.
Krav
Miljökontoret kommer att kräva nedanstående av Smittskyddsinstitutet:
1. Den trikininfekterade råtta som går ensam i buren skall ges sällskap och ett återan
vändningsbeslut skall fattas för den. Kan inte detta ske skall den avlivas.
274
Bilagor
2. Operativa ingrepp och injektioner som utförs på djur i syfte att bota, lindra och
påvisa sjukdom skall framdeles utföras av veterinär.
3. Redovisning skall ske av vad som skett med de 14 ensamma hannarna i burarna
i rum 234. Jag önskar se skriftlig dokumentation av försöksåtgärderna och vill
gärna ha personlig kontakt med försöksledaren.
4. Skriftlig dokumentation av tillsyns- och skötselåtgärder. Speciellt viktigt är att av
etiska nämnden föreskriven extra tillsyn framgår av dokumentationen.
5. Samtliga burar där djur går i försök skall ha burkort varav korrekt diarienummer på
etiska ansökan framgår.
6. Skriftlig plan skall utarbetas för miljöberikningsåtgärderna på avdelningen.
Det bedöms som skäligt att kräva att Smittskyddsinstitutet omgående tillser att sjuk
domsbehandlande ingrepp och injektioner framdeles utförs av veterinär. Åtgärderna be
träffande den trikininfekterade råttan kan också genomföras tämligen omgående (någon
veckas tid). Jag tar kontakt med Mats Spångberg om detta.
Två månader bedöms som en skälig tid att för att genomföra åtgärderna under punkterna
3-5. Förslagsvis tas kontakt med Mats Spångberg för uppföljande inspektion vid lämplig
tidpunkt. Åtgärden under punkten 6 kan följas upp vid nästa års inspektion.
Kommunikation enligt 17 § förvaltningslagen
Miljökontoret kommer att överväga att besluta om förbud/föreläggande enligt 26 § djur
skyddslagen om inte rättelse sker.
Har ni frågor eller synpunkter får ni gärna kontakta undertecknad.
Olle Leander
Djurskyddsinspektör
Denna inspektionsrapport är inget föreläggande eller förbud utan endast en tjänstemanna
bedömning av vad som inte överrensstämmer med gällande regler i er verksamhet.
Kopia till: Ragnar Norrby i egenskap av ansvarig föreståndare, Smittskyddsinstitutet 171
82 Solna
275
Bilagor
Bil. 5
276
Ur Djurskyddsmyndighetens kungörelse om
burhållning m.m. Saknr L 3
Bilagor
Bil. 6
Ur ETS 123, Appendix A, rev. version 2006
Möss, råttor
277
Bilagor
Kaniner
278
Bilagor
279
Bilagor
Bil. 7 Bedömning av djurhälsa för smågnagare och
kanin (”KI-mallen”)
Bedömning av djurhälsa för smågnagare och kanin vid misstänkt ohälsa
Observationer
Poäng
Ref.värde
Allmäntillstånd
0,0
0,1
0,4
Observationer, förklaring
Vaken, aktiv, reagerar.
Gräver ner sig, gömmer sig, ligger still men rusar upp närt
man rör det.
Stillasittande, rör sig ogärna, gräver ner/gömmer sig, pressar huvudet mot burgolvet, piper, är ovanligt rädd och/eller
aggressiv om man rör det.
Porfyrifärgning1
0,0
(ej kanin) och/eller
0,1
ögoninflammation
0,4
Ingen missfärgning, klara rena ögon.
Lindrig porfyri och/eller kladd runt ögon och nos
(kan vara svårt att se på färgade djur).
Tydlig porfyri i ”ansiktet” och/eller på ben och tassar, kniper och/eller är kladdig runt ögonen.
Rörelser och
kroppshållning
0,0
0,1
0,4
Normal.
Lindrig inkoordination2 när djuret stimuleras, ihopkrupen.
Tydlig inkoordination, snett buret huvud, ihopkrupen,
skjuter rygg. Stödjer ej på alla ben och/eller andra förlam
ningssymptom.
Piloerektion3
0,0
0,1
0,4
Pälsen slät och välskött.
Lindrig piloerektion.
Kraftig piloerektion, kladdig och ovårdad päls.
Andning
0,0
0,4
Normal andning.
Andas med öppen mun, bukandning eller flämtande andhämtning, förstärkta andningsljud.
Hud
0,0
0,1
0,4
Hud pälsklädd utan sår eller andra tecken på skada.
Små sår, skorpor eller liknande utan tecken på infektion,
klåda.
Biter eller river sig själv/andra så att sår uppstår, och/eller
infektionstecken som rött, varigt eller vätskande, kladdig
och ovårdad päls. Operationssår som ej läker eller suturer
som går upp.
Total poäng
Vid poäng över 0,3 skall djuret avlivas eller veterinär kontaktas.
Porfyri = rödfärgat sekret från ögon (och nos).
Vinglig, har svårt att samordna rörelserna.
3
Pälsen är rest, det ser ut som om djuren fryser.
1
2
280
Bilagor
Utökad bedömning av djurhälsa för smågnagare och kanin postoperativt
eller annars när det är påkallat
Observationer
Poäng
Ref.värde
Allmäntillstånd
0,0
0,1
0,4
Vaken, aktiv, reagerar.
Gräver ner sig, gömmer sig, ligger still men rusar upp närt
man rör det.
Stillasittande, rör sig ogärna, gräver ner/gömmer sig, pressar huvudet mot burgolvet, piper, är ovanligt rädd och/eller
aggressiv om man rör det.
Porfyrifärgning1
0,0
(ej kanin) och/eller
0,1
ögoninflammation
0,4
Ingen missfärgning, klara rena ögon.
Lindrig porfyri och/eller kladd runt ögon och nos
(kan vara svårt att se på färgade djur).
Tydlig porfyri i ”ansiktet” och/eller på ben och tassar,
kniper och/eller är kladdig runt ögonen.
Rörelser och
kroppshållning
0,0
0,1
0,4
Normal.
Lindrig inkoordination2 när djuret stimuleras, ihopkrupen.
Tydlig inkoordination, snett nuret huvud, ihopkrupen,
skjuter rygg. Stödjer ej på alla ben och/eller andra förlamningssymptom.
Piloerektion3
0,0
0,1
0,4
Pälsen slät och välskött.
Lindrig piloerektion.
Kraftig piloerektion, kladdig och ovårdad päls.
Andning
0,0
0,4
Normal andning.
Andas med öppen mun, bukandning eller flämtande andhämtning, förstärkta andningsljud.
Hud
0,0
0,1
0,4
Hud pälsklädd utan sår eller andra tecken på skada.
Små sår, skorpor eller liknande utan tecken på infektion,
klåda.
Biter eller river sig själv/andra så att sår uppstår, och/eller
infektionstecken som rött, varigt eller vätskande, kladdig
och ovårdad päls. Operationssår.
Vikt
0,0
0,1
0,4
Aptit
0,0
0,1
0,4
< 5% viktförlust jämfört med vikt ”före ingrepp”, dag 1–3.
< 5–10 % viktförlust jämfört med vikt ”före ingrepp”, dag
1–3.
< 10–20 % viktförlust jämfört med vikt ”före ingrepp”,
dag 1–3.4
Normal, äter torrfoder, foder saknas i foderhäck eller golv
(jello borta på 8 timmar eller man ser att djuret tuggat på
frukt eller grönsak, om sådant givits).
Inga tecken på att djuret ätit torrfoder (med det äter jello
och frukt, om sådant givits), dricker och visar ej tecken på
att vara uttorkad (huden tältar5 inte).
Är ej intresserad av foder eller ”godis” och/eller verkar uttorkad (huden tältar).
281
Bilagor
Observationer
Poäng
Ref.värde
Funktion
0,0
0,1
0,4
Tarm och urinering fungerar normalt.
Avföring lösare än normalt.
Avföring saknas eller är torr ”russin-lik” eller lös och/eller tecken på urinering saknas eller urin i större mängd än
normalt och/eller luktar starkt
Andning
0,0
0,4
Normal andning, som ej är ansträngd eller rosslig.
Andas med öppen mun, bukandning eller flämtande och/
eller rosslande andhämtning.
Bilaga till bedömningsmall
Vetrerinär kan naturligtvis kontaktas för råd och hjälp med sjuka djur, utan att bedömningsmallen använts.
Symptom som ej finns med i mallen men som uppmärksammas vid tillsyn kan med fördel fyllas in under övriga iakttagelser.
Vid behov anpassas bedömningsmallen efter tidigare iakttagna symptom som kan förväntas som komplikation till försöket.
Om ett djur uppvisar tecken till sjukdom är det alltid bra att sepåarera det från resten av djuren, dels för
att skydda det från aggression samt att skydda de andra djuren mot eventuell smitta, dels för att lättare kunna
övervaka djurets hälsa.
Om djur avlivas/avlider utan att rådgivande veterinär varit inkopplad, vänligen kontakta denna innan
djuret destrueras.
282
Bilagor
Bil. 8
Biovitrums mall för bedömning av djurhälsa vid
försök avsedda att karaktärisera substansers
farmakologiska effekter
Symptom
Poäng
Exempel
1. Allmänt beteende
0Normalt.
1Lite slö, orolig, aktiv eller aggressiv.
2
Mycket slö, reagerar inte på stimulering, medvetslöshet (koma), måttligt
hyperaktiv eller aggressiv.
3Självstympning, kraftig aggressivitet, agonalt tillstånd (=döende).
2. Päls
0
1
2
Ingen eller lite rödfärgning kring ögon (porfyri), blank päls, lite piloerektion (burrig päls).
Måttlig rödfärgning kring ögon, päls rödaktig och lite ovårdad, måttlig
piloerektion.
Kraftig rödfärgning kring ögon och på huvud/kropp, kraftig piloerektion, mycket ovårdad päls.
3. Ögon
0
1
2
Blanka och öppna i vaket tillstånd.
Halvt slutna ögon, rinnande ögon (klar vätska), kniper med ett öga.
Slutna ögon, varigt sekret ur ögon, skador genom hornhinnan.
4. Rörelser, kropps-
hållning
Normala rörelser och kroppshållning.
Hälta, lite krum rygg, enstaka ryckningar i hud eller huvud, lite vinglig
gång, darrar, tendens till cirklande.
Kraftigt krum rygg, enstaka kort krampanfall, kraftigt vinglig gång, ihållande cirklande.
Ihållande eller upprepade kramper, kroppsförlamning, kraftiga flyktförsök.
0
1
2
3
5. Hud
0
1
2
3
Normal.
Enstaka mindre sår, lätt klåda, fläckvis pälsavfall, lokal lätt svullnad.
Flera ellert stort sår, kraftig klåda, utbredd svullnad eller ödem, mindre
nekrotiskt område (nekros=död vävnad).
Utbredd nekros, utbredda infekterade sår, oavbruten kraftig klåda.
6. Vikt
0
1
2
Normal viktsuppgång (växande djur) eller konstant vikt (vuxet djur).
Viktsnedgång 5–15 %.
Viktsnedgång >15 %.
7. Aptit över dygnet
0
1
2
Normal.
Nedsatt.
Kraftigt nedsatt.
283
Bilagor
8. Urin och avföring 0
över dygnet
1
2
3
Normal.
Minskad avföring, mild förstoppning eller diarrée, ökad urinmängd.
Krystar, vattentunn eller blodig diarré, illaluktande eller blodig urin.
Urinstopp, kraftigt uppsvullen buk.
9. Andning
0
1
2
3
Normal.
Lite ansträngd, lätt ökad frekvens.
Måttligt ansträngd, blek hud och bleka slemhinnor.
Blåfärgade slemhinnor och hud, andnöd, munandning.
10. Kroppstemperatur 0
Normal (36–39°C).
134–35,9°C eller 39,1–40°C.
2
<34°C eller >40°C.
3
<32°C.
284
Bilagor
Bil. 9
Recognition and assessment of signs of pain and
distress in laboratory rodents and rabbits
(Ur The assessment and control of the severity of scientific procedures on laboratory animals. Report of the
Laboratory Animal Science Association working party. Lab. Anim. 24, 1990)
The mouse
Laboratory mice have been subjected to selective breeding for different characteristics for many hundreds of
generations. As a result there are significant differences to be found in the behaviour and responses of different strains to compounds or stimuli. After procedures which may cause pain mice can be found to increase
their sleeping times, there will also be a period of weight loss which should be regarded as indicating pain or
distress. Sick mice are often found to be isolated from the remainder of the group.
Potential responses
Increased level of response under painful or stressful stimuli.
Physiological signs
OCULAR
Presence of pupillary response, eyelids held wide varying to half
closed, or closed. Eyes appear sunken, ocular discharge as condition
worsens.
RESPIRATORY
Increased respiration rate, forced or laboured where respiratory system
involved, ’chattering’, nasal discharge.
APPEARANCE
Piloerection ’staring’ coat with increasing poor condition, weight loss,
dehydration, wasting of muscles on back. Sunken abdomen indicates
empty gut, faecal staining. Animal feels ’cold’ to the touch.
DEFAECATION/URINATION Both are immediate reactions to stress in mouse, increase or decrease
as stress continues.
VIBRISSAE
Increasing vibrissal movements becoming less evident as pain or stress
continues.
BEHAVIOUR
Mice increasingly timid and apprehensive becoming aggressive with
tendency to bite with increasing pain or stress. As condition worsens
animal becomes quiet, unresponsive, separates from group. Eventually
unaware of surroundings.
ABNORMAL ACTIVlTY
Withdrawal reflex, struggles, bites, may attempt to bite source of pain
or affected area, increased activity. Ceases to eat and drink normally,
animal unable to sleep, fails to groom but increased scratching.
Writhing movements when pain is abdominal. May self mutilate affected part.
POSTURE
Gradual assumption of hunched, sleeping posture. Adopts ’sleeping’
posture away from light source.
LOCOMOTION
Evidence of pain in locomotion where limbs or feet are affected. Sudden running movements escape mechanism increasing difficulty in
maintaining posture. May show unsteady gait, difficulty in moving
in straight line, circling movements where balance is affected. Rolling
gait with developing ascites.
VOCALIZATION
Aggressive vocalization in early stages, decreasing where pain or stress
reduces ability to move and respond. Some vocal response thereafter.
GENERAL
Hypothermia with increasing deterioration in condition.
Key signs:Reflex withdrawal, biting response, piloerection, hunched back, sunken eyes and abdomen, dehydration, weight loss.
285
Bilagor
The rat
Rats are generally docile and less aggressive towards members of their own species and man than mice. Acute
pain or distress is usually accompanied by constant vocalization and struggling. Rats will often lick or guard a
painful area. Increased scratching can indicate chronic pain. Rats will often sit crouched with head into abdomen and sleeping periods will be disturbed and increased if pain or distress are present. Poor coat condition
and weight loss will accompany pain or distress. During repeated painful or distressing procedures animals may
become more aggressive and resist handling.
Potential responses
Increased level of response with increasing pain or distress.
Physiological signs
OCULAR
Eyelids rapidly assume half closed or almost closed position, eyes may
appear sunken, ocular discharge common, often progressing to redstained haematoporphyrin stained exudate indicated by a ’spectacle’
eye.
RESPIRATORY
Increased respiratory rate associated with sneezing where respiratory
system is affected, nasal discharge is sometimes bloody.
APPEARANCE
Increasing piloerection – ’staring coat’. Guard hairs show increasingly
untidy appearance – maybe some hair loss. Poor skin tone, evidence
of muscle wasting along back – evidence of dehydration and weight
loss. In albino animals the pinna may appear pale if the animal is
anaemic.
DEFAECATION/URINATION
Both take place as immediate fear response, less evident if pain or
stress maintained. May see increasing constipation or diarrhoea depending on systems affected.
Urination decreases with reduced water intake but frequency may
increase where urinary infection or hormonal disturbance is present.
BEHAVIOUR
Animals initially show increased awareness/aggressive responses and
tendency to bite but eventually become depressed and unresponsive.
Some response on handling due to sudden increase in discomfort.
ABNORMAL ACTIVITY
Sleep patterns progressively disturbed. Ceases to eat and drink normally. Reduced exploratory behaviour. Aversive behaviour towards
other animals. Possible self-mutilation of affected parts in later stages.
POSTURES
Gradually assumes recumbent position often hunched up with head
tucked into abdomen. Abdominal contraction if pain present in abdomen.
May be inereasing pain assoeiated with locomotion. Lameness in one
of limbs or simply careful gait. Stilted movements associated with
abdominal pain. ’Waddling’ gait where abdominal enlargement due
to obstruction or ascites. Circling where balance is disturbed.
LOCOMOTION
VOCALIZATION
Initially increased angry or aggressive vocalization, especially on handling, gradual reduction in vocal response as pain or stress continues
and movement ceases unless a sudden painful stimulus is experienced.
GENERAL
Hypothermia indicates significant deterioration, pale appearanee can
indicate anaemia or blood loss.
Key signs:Vocalization, struggling, licking/guarding, weight loss, piloerection, hunched position, hypothermia.
286
Bilagor
The guineapig
Guineapigs are alert and apprehensive animals who will avoid capture and restraint. Any sign of acceptance
indicates the animal is unwell. Loud vocalization will accompany even minor and transient pain. Guineapigs
often appear sleepy when in pain.
Potential responses
Increased level of response under painful or stressful stimuli..
Physiological signs
OCULAR
Initial ocular fear response, followed by gradually increasing apprehensive appearance. Eyes may be sunken and dull when animal is
distressed.
RESPIRATORY
Increased respiratory rate as painful or stressful stimulus increases or
continues. Where respiratory system is affected respirations become
increasingly forced and laboured.
APPEARANCE
Often loss of weight, frequently increasing hair loss, scaly skin, dehydration.
Where gut is affected there may be evidence of diarrhoea. Increased
frequency of urination in bladder or kidney infections.
BEHAVIOUR
Guineapigs are normally timid and apprehensive and this increases
with pain or stress, gradually this subsides and animal becomes unresponsive. Rarely is there any aggression.
ABNORMAL ACTIVITY
Tendency to ’barbering’ under dietary stress, failure to eat or drink.
Group aggression and damage to skin of back due to fighting. Excessive salivation where abnormal teeth cause eating difficulties.
POSTURE
Tendency to arched back where abdominal pain is present. Failure of
righting reflex in seriously ill animals.
May be pain associated with locomotion, lameness, careful gait due to
sore feet in older animals.
LOCOMOTION
VOCALIZATION
Vocalization is frequent among normal guineapigs, particularly when
held. Reduction in vocalization likely under continued pain or distress. Plaintive vocal response where animals in pain are handled.
GENERAL
Hypothermia, animal feels ’light’ and without muscle tone.
Key signs:Struggling, withdrawal, vocalization, animals do not resist restraint or capture, staring coat, unresponsive.
287
Bilagor
The rabbit
The rabbit presents significant difficulties in recognition of pain and distress as it will accept apparently painful or distressing procedures with little protest. The stoic acceptance of what are apparently painful conditions may relate to its feral behaviour where concealment is important to survival. Even healthy rabbits may
not move frequently or indulge in exploratory behaviour so that these usually reliable indicators are of limited use. A rabbit in pain is usually characterized by a reduction in food and water intake and limited movement with apparent photosensitivity.
Potential responses
Increased level of response under painful or stressful stimuli..
Physiological signs
OCULAR
Ocular discharge common response to stress in rabbit, with protrusion of nictitating membrane. Under continued pain or stress animals
assume sleepy appearance. Animal appears photophobic.
RESPIRATORY
Increased respiratory rate associated with either apprehension or lung
involvement. Mucopurulent discharge from nose in upper respiratory
tract infections.
APPEARANCE
Rabbits frequently become ill and distressed without showing much
apparent loss of condition. Careful examination will reveal loss of
condition of muscles on lower back. Dehydration is common. Faecal
staining of coat.
May see interruption of night time pellet production. Constipation
and diarrhoea common, response to pain or stress. Failure to urinate
may presage urinary infections due to deposition of urinary deposits.
BEHAVIOUR
Increased depression, progressive unawareness and lack of response.
Rabbit will often face back of cage away from light. Exploratory behaviour ceases.
ABNORMAL ACTIVITY
Usually eating or drinking ceases. Excessive self grooming may precipitate hair balls in stomach.
POSTURE
Where foot soreness is involved, weight may be thrown forward or
backward to reduce pressure points, body stretching and lying flat
common in abdominal discomfort. Torticollis where balance is affected.
May be pain associated with locomotion, especially sore feet. Paralysis
may occur where pain is related to shearing stress..
LOCOMOTION
VOCALIZATION
Very little tendency to vocalization under normal circumstances. Sudden pain may evoke vocalization for short periods.
GENERAL
None.
Key signs:Unresponsive, failure to eat or drink, faces back of cage, vocalizes when handled.
288
Bilagor
Bil. 10
Tecken på smärta (gnagare, kanin,
hund, katt, icke-mänskliga primater)
Ur Guidelines for the care and use of mammals in neuroscience and behavioral research. 2003.
289
Bilagor
Bil. 11
Några punkter i Europarådets och rådets direktiv 2010/63/EU av den
22 september 2010 om skydd av djur som används för vetenskapliga ändamål
(Directive of the European Parliament and of the Council
on the protection of animals used for scientific purposes)
Alternativ, djurfria
Djurfria alternativ ska användas när så är möjligt (whenever possible).
(Art. 4) P.g.a. den vetenskapliga utvecklingen måste direktivet ses över
regelbundet (10). Obs dock: Det direkta förbudet att använda djur om det
finns djurfria alternativ gäller bara om den alternativa metoden ”erkänns
enligt unionslagstiftningen”, eller om det finns nationella lagar om förbud
mot vissa typer av metoder. (Art. 13)
Alternativ, 3R
3R-principerna bör tillämpas (11, 13). Antalet djur ska begränsas till ett
minimum. Allt (any possible) som kan vålla smärta, lidande, ångest eller
bestående men ska elimineras eller begränsas till ett minimum. (Art. 4.)
{Jfr nedan under ’Djurskyddsorgan’.}
Anestesi/analgesi
Lokal eller allmän anestesi ska användas ”om det inte är olämpligt”
(unless it is inappropriate), och analgesi ska användas för att minimera
smärta, lidande och ångest. (Art. 14)
[Undantag:] Försök som innebär allvarliga skador som kan ge upphov
till stark smärta får inte genomföras utan bedövning (anaesthesia).
Om det är lämpligt eller inte att använda anestesi beror på ”om bedövning är oförenlig med försökets syfte”.
Kan djuret uppleva smärta sedan anestesin släppt ska det få smärtstillande behandling under förutsättning att detta är förenligt med försökets
syfte
Avlivning
Direktivets bilaga IV förtecknar de tillåtna avlivningsmetoderna.
Exempel:
ä
ä
ä
ä
290
Koldioxid:
Gnagare, och endast gradvis ökning. (Inte foster eller neonataler.)
Halsdislokation:
Fåglar <1 kg (sederas om >250 g).
Gnagare <1 kg (sederas om >150g).
Kaniner <1 kg (sederas om > 150g).
Slag mot huvudet:
Fåglar <7 kg.
Gnagare <1 kg.
Kaniner <5 kg.
Hundar, katter, illrar: endast neonataler.
Dekapitering:
Fåglar <250 g.
Gnagare: endast om andra metoder inte är möjliga.
Bilagor
Bedömning/prövning
Andra metoder får användas på medvetslösa djur.
”Behörig myndighet” får bevilja undantag om andra metoder är mer
humana eller nödvändiga av vetenskapliga skäl.
Det är mycket viktigt ur både moralisk och vetenskaplig synpunkt att
all användning av djur utvärderas noggrant med avseende på värde
och relevans. [Avser rimligtvis projektprövningen, inte utvärdering i
efterhand.] Den förväntade (likely) skadan på djuren bör balanseras
mot projektets förväntade vinster. (39; art. 38.2d)
Kärnan i godkännandet (project authorisation) utgörs av en hel
täckande projektbedömning (comprehensive project evaluation), vilket
bör säkerställa att 3R-principerna tillämpas. Prövningen omfattar bl.a.
(38; art. 38):
ä
Den etiska motiveringen att alls använda djur.
ä
Projektets syfte och vetenskapliga nytta eller utbildningsvärde.
ä
Hur väl projektet uppfyller kraven på 3R.
ä
Bedömning och klassificering av projektets svårighetsgrad.
ä
ä
ä
ä
Bedömning av djurens lida, smärta och ångest motiveras av det
förväntade resultatet.
Projektets syfte och vetenskapliga nytta eller utbildningsvärde.
Bedömning av bl.a. avlivning, sövning, smärtstillande, ev. återanvändande samt vård och förvaring.
Om projektet ska utvärderas i efterhand [se Utvärdering].
Vid prövningen ska man beakta sakkunskap särskilt beträffande
ä
de vetenskapliga områden inom vilka djur används, inklusive frågor om 3R inom dessa områden;
ä
utformningen av försök (experimental design), inkl ev. statistik;
ä
kompetens beträffande veterinärmedicin och djurhållning.
Om flera generiska projekt görs med utnyttjande av etablerade metoder för testning, diagnostik eller produktion kan de godkännas genom
gemensamt gruppgodkännande, under förutsättning att inget av försöken undantas från projektbedömningen. (43; art 40)
Försök som är utförs enligt bestämda rutiner eller upprepningar
kan prövas enligt förenklade administrativa rutiner (art. 42). Vad detta
kommer att innebära i praktiken förefaller t.v. oklart.
Godkännandet gäller högst 5 år. (Art. 40)
Beslut om godkännande ska meddelas den sökande senast 40 arbetsdagar (med möjlighet att förlänga till 55) efter det att den fullständiga ansökan lämnats in. (Art. 41)
Direktivets omfattning
Direktivet ska inte tillämpas på bl.a. icke-experimentella metoder inom
jordbruk och klinisk veterinärmedicin. Däremot på metoder som orsakar
smärta eller lidande motsvarande ett nålstick eller värre. (Art. 1)
291
Bilagor
Djurhållning/miljö
Vissa av medlemsstaternas krav på hållande och skötsel av djur återspeglar inte de senaste kunskaperna. De bör därför revideras på grundval av
den vetenskapliga och tekniska utvecklingen. (35)
Djurskyddsorgan
Uppfödare, leverantörer och användare ska ha [have … in place) ett djur
skyddsorgan som bl.a. följer projekten och snabbt kan genomföra ”de senaste tekniska och vetenskapliga rönen” beträffande 3R (31; art. 26, 27).
Det ska bl.a. informera om den tekniska och vetenskapliga utvecklingen
beträffande 3R, och utarbeta interna rutiner för övervakning, rapportering och uppföljning i anslutning till djurens välfärd, samt ge personalen
råd beträffande djurskydd m.m. (Art. 26, 27)
De råd som djurskyddsorganet ger ska journalföras, sparas i minst tre
år, och göras tillgängliga för den behöriga myndigheten.
Vid rapporteringen ska man uppge den faktiska smärta, lidande, ångest och bestående men som djuret upplevt, inte det som uppskattats innan
försöket startat. (24)
Djurslag
Ryggradsdjur, inkl. rundmunnar och bläckfiskar. (8; art 1)
Välj de djur med minst förmåga att uppleva smärta, lidande, ångest eller
få bestående men. (13; art. 13)
Död
Döden som slutpunkt ska i möjligaste mån (as far as possible) undvikas.
Om möjligt (where possible) ska man använda kliniska tecken för att
konstatera att döden är nära förestående så man kan avliva djuret utan
ytterligare lidande. (14)
Måste man använda döden som slutpunkt ska man se till att så få djur
som möjligt dör och att deras lidande minimeras så långt möjligt. (Art.
13)
Foster
Direktivet ska också tillämpas på foster under den sista tredjedelen av
utvecklingen, eftersom de då löper ökad risk att uppleva smärta, lidande,
ångest eller få bestående men under sista tredjedelen av utvecklingen (9;
art. 1)
Journaler
Journaler över djur ska bevaras i minst fem år och vara tillgängliga för
den behöriga myndigheten. (Art 30) För icke-mänskliga primater, hundar
och katter bör det finnas en individuell levnadsbeskrivning så att skötsel,
hållande och behandling utformas så för att fylla deras individuella behov
och egenskaper. (33; art. 31)
Lidande, övre gräns
”Ur etisk synvinkel bör det finnas en övre gräns för den nivå av smärta,
lidande och ångest som djuren får utsättas för i vetenskapliga försök. I det
syftet bör det vara förbjudet (should be prohibited) att genomföra försök
som leder till allvarligt (severe) lidande eller allvarlig smärta eller ångest
och som troligen (likely) blir kvarstående (long-lasting) och som inte kan
lindras. (23; art. 15)
Men även sådana försök kan få utföras ”i undantagsfall och av vetenskapligt välgrundade skäl (for exceptional and scientifically justifiable
reasons; det starka ordet ”exceptional” borde egentligen översättas ”i
292
Bilagor
yttersta undantagsfall”). I sådana fall ska man omedelbart underrätta
kommissionen och övriga medlemsstater, ange skälen för beslutet, och
lämna dokumentation som styrker detta. Kommissionen ska då inom 30
dagar lägga fram ärendet för en särskild kommitté, och sedan antingen
godkänna beslutet eller kräva att försöket inte utförs. (Art. 55)
Primater
Primater bör bara användas där det inte finns alternativ och bara för t.ex.
grundforskning, livshotande och funktionsnedsättande tillstånd. (17; art.
8)
Människoapor får bara användas i samma situationer och dessutom
först efter tillåtelse från kommissionen. Man måste då få ärendet prövat
i förväg på samma sätt som när det gäller undantaget från kravet på en
övre gräns för lidandet (se under ’Lidande’ ovan. (18; art. 8 och 55)
Projektsammanfattning För att hålla allmänheten informerad ska de som gör försök på levande
djur tillsammans med själva ansökan lämna ”anonyma, icke-tekniska”
sammanfattningar som offentliggörs genom statens försorg. (41; art. 43)
Rapportering
Vid rapporteringen om de utförda försöken till det lokala djurskyddsorganet (se ovan) ska man uppge den faktiska smärta, lidande, ångest och bestående men som djuret upplevt, inte det som uppskattats innan försöket
startat. (24)
Strängare regler
Staterna får behålla mer långtgående regler, om de var i kraft 9 november
2010 och inte hindrar marknadsföring, leverans och användning av djur i
eller från andra medlemsstater. (Art. 2)
Svårighetsgrader
Dessa behandlas i direktivets bilaga VIII. Fyra nivåer:
1. Terminal (akutförsök).
2. Ringa (kort period (short period) av ringa smärta, lidande eller ångest).
Exempel:
ä
Öron- och svansbiopsi
ä
Normala blodprov och injektioner.
ä
Kortvarig (short-term) (<24 timmar) vistelse i metabolismbur.
ä
Kortvarig ensamhållning.
3. Måttlig (kort period (short-term) av måttlig smärta, lidande eller ångest
eller lång period (long-lasting) av ringa smärta, lidande eller ångest; alternativt: måttlig försämring av djurets välbefinnande eller allmäntillstånd).
Exempel:
ä
Vissa upprepade blodprov.
ä
Test av toxicitet eller cancerogenitet utan letal slutpunkt.
ä
ä
ä
Operationer (under anestesi och med analgesi) som dock orsakar
postoperativ smärta.
Tumörer som väntas orsaka måttlig smärta, ångest eller beteendestörning.
Strålning eller cellgiftbehandling med icke-dödlig dos eller med
normalt letal dos plus rekonstitution av immunsystemet.
293
Bilagor
ä
Metabolismbur med måttlig begränsning av rörelsefriheten under
en längre tid (prolonged period) ≤5 dagar.
ä
48 timmars svält för vuxna råttor.
ä
Flykt- och undvikandereaktioner där djuret inte kan fly.
4. Avsevärd (svår smärta, lidande eller ångest eller lång period av måttlig
smärta, lidande eller ångest; alternativt: avsevärd försämring av djurets
välbefinnande eller allmäntillstånd).
Exempel:
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
ä
Utvärdering
294
Toxicitetstestning när dödsfall kan förväntas.
Funktionsbrister som kan framkalla avsevärd smärta, ångest eller
djurets död.
Vaccintestning med bestående försämring av djurets tillstånd.
Fortskridande sjukdom som leder till döden och är förenad med
långvarig måttlig smärta, ångest eller lidande.
Strålning eller cellgiftbehandling med dödlig dos utan rekonstitution av immunsystemet.
Tumörer som väntas orsaka fortskridande dödlig sjukdom förenad
med långvarig måttlig smärta, ångest eller lidande (t.ex: svår avmagring; invasiva bentumörer; metastaser; sårbildning).
Operationer med avsevärd eller bestående postoperativ smärta,
lidande eller ångest, alternativt avsevärd och bestående nedsättning
av allmäntillståndet.
Organtransplantation där avstötning troligen orsakar avsevärd
ångest eller nedsättning av allmäntillståndet.
Avel av djur med genetiska sjukdomar med avsevärd och bestående
nedsättning av allmäntillståndet (t.ex. Huntington, muskelsvaghet,
kroniska återkommande nervinflammationsmodeller).
Metabolismburar under längre period med avsevärt begränsad rörelsefrihet.
Oundviklig elchock (t.ex. för inlärd hjälplöshet).
Fullständig isolering under längre perioder av sociala arter (t.ex.
hundar och primater).
Immobiliseringsstress hos råttor för att orsaka magsår eller hjärtsvikt.
Påtvingad simning eller fysisk träning med utmattning som slutpunkt.
På grund av projektets natur, typen av arter som används och sannolikheten för att man ska uppnå projektets önskade resultat kan det vara nödvändigt att ”den behöriga myndigheten” genomför en utvärdering i efterhand. (Art. 39) Om en sådan ska göras bestäms då projektet godkänns.
Man utvärderar då:
Bilagor
ä
om projektet nått sina syften,
ä
skador på djuren,
ä
antalet använda djur och djurslag,
ä
faktorer som kan bidra till ett utökat genomförande kravet att til�lämpa 3R.
Veterinär tillsyn
[På uppfödares, leverantörers och användares anläggningar (29)] bör
lämplig veterinärvård ständigt (at all times) (30) finnas tillgänglig. (Art.
25)
Vård och förvaring
Grundkravet beträffande vård och förvaring finns i direktivets art. 33.1a:
”alla djur hålls i lämplig miljö, ges mat, vatten och skötsel som är lämplig
för deras hälsa och välbefinnande”.
Vad detta innebär i praktiken preciseras i direktivets bilaga III. Denna
består dels av en förkortad version av försöksdjurskonventionens Appendix A (2006) (European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and other Scientific Purposes. ETS 123), och
dels av samma tabeller med minimimått på burar för en mängd olika slag
av försöksdjur som ingår i konventionens Appendix A.
De viktigaste kraven i direktivets bilaga III:
”Djur som inte är naturligt solitära ska hållas i stabila grupper av
kompatibla individer.” Tiden för ensamhållning ska ”begränsas till det
absolut nödvändiga”.
”Alla djur ska ha tillgång till ett tillräckligt utrymme med lämplig
komplexitet för att kunna utföra ett brett spektrum av normala beteenden. /…/ Anläggningar ska använda sig av lämpliga berikningsmetoder
som ökar antalet aktiviteter som djuren har tillgång till och ger dem
större möjlighet att hantera sin situation (coping activities). /…/ Miljöberikningen i djurutrymmen bör vara avpassad efter djurens artspecifika
och individuella behov.”
Från alla dessa krav, såväl art. 33.1a som hela bilaga III, kan medlemsstaterna dock medge undantag av vetenskapliga skäl, djurskyddsskäl eller
djurhälsoskäl. (Art. 33)
Burmåtten (direktivet betonar starkt att det gäller minimimått, inte
”rekommenderade” mått) är större än de gamla måtten i ETS 123 före
2006 (och därmed också i det äldre, t.v. gällande direktivet 86/609/EEG),
och i huvudsak också än dem i den svenska föreskriften L 3. Medan det
övriga direktivet ska träda i kraft 1 januari 2013, behöver inte kraven på
burstorlek vara uppfyllda förrän 1 januari 2017.
Återanvändning
Nyttan av återanvändning ska vägas mot eventuella negativa effekter på
djurets välfärd med hänsyn till dess upplevelser under sin hela livstid. (25;
art. 16)
295
Bilagor
Ordförklaringar och förkortningar
Analgeticum, smärtstillande medel.
AALAS, America Association for Laboratory Animal Science. Den viktigaste amerikanska organisationen för
forskare som arbetar med djurförsök.
CCAC, The Canadian Council on Animal Care. Organisation med uppdrag bl.a. att utöva tillsyn över
djurförsöksverksamheten i Kanada ur etik synpunkt. I uppdraget ingår att utfärda anvisningar för användning av försökdjur och att upprätta statistik.
CNS, centrala nervsystemet. Omfattar ryggmärgen, förlängda märgen och hjärnan. Jfr perifera nervsystemet.
DFS, Djurskyddsmyndighetens författningssamling
Endokrina körtlar, som t.ex. binjurarna och hypofysen, tillverkar hormoner som sedan utsöndas i blodet.
FEBS, Federation of European Biochemical Societies.
FELASA, Federation of European Laboratory Animal Science Associations. En sammanslutning av organisationer för försöksdjursvetenskap. Norden representeras av Scand-LAS (Scaandinavian Federation for
Laboratory Animal Science). Organisationen ska främja och samordna utbildning, kvalitetskontroll och
andra aspekter av försöksdjursvetenskap. Vart tredje år arrangerar FELASA en vetenskaplig kongress med
givande föreläsningar, som så småningom publiceras i en samlad volym, och rapporter/rekommendationer för olika aspekter av försöksdjursverksamheten.
Glukokortiko(stero)ider, binjurebarkhormon som ofta används som indikator på akut (inte kronisk) stress.
Hyperalgesi, sjukligt stegrade smärtförnimmelser.
Hypnotika, sömnmedel. En del hypnotika kan användas som lugnande medel (sedativ) om man ger dem i
små doser.
Hypotermi, sänkt kroppstemperatur.
Jugularvenen (vena jugularis), halsvenen. Används ofta för blodprov via kateter.
LASA, Laboratory Animal Science Association.
LSFS, Lantbruksstyrelsens författningssamling.
Metabolism, ämnesomsättning.
Metabolit, de produkter som bildas vid metbolismen av t.ex. mat eller läkemedel.
Nekros, vävnadsdöd.
Neuroleptikum (pl. neroleptika), ingår i gruppen psykofarmaka. Lugnande. Kan användas tillsammans med
något kraftfullt analgetiskt medel för effektiv analgesi.
NSAID, non-steroid anti-inflammatory drugs. Smärtstillande och inflammationsdämpande preparat. Se kap
6, ”Några grundbegrepp”.
Orbital (tonvikt på a), det som finns i eller intill orbita (tonvikt på o), d.v.s. ögonhålan.
Palpation, att känna med händerna om det finns sjukliga förändringar i en kroppsdel.
Parenteral administrering, att ge t.ex. ett läkemedel på något annat sätt än via tarmen (exempelvis genom
injektion eller inandning).
Perifera nervsystemet, omfattar nerver och nervknutor utanför ryggmärg och hjärna (CNS).
Piloerektion, pälshåren reser sig; pälsen kan verka ovårdad och tovig.
Plexus, ett nät eller riklig förgrening av något, ofta blodkärl eller nerver.
Pyrogen, substans som ger feber.
Sinus, ett hålrum eller en utbuktning.
Termoneutral zon, det temperaturintervall i omgivningen som låter kroppstemperaturen hålla en optimal
nivå; d.v.s. att så lite syre som möjligt går åt till metabolismen. En del av lab.djurens beteenden – bobygge, att de trycker sig mot varandra o.s.v. – beror troligen åtminstone delvis på att de försöker kompensera
en för låg yttertemperatur. Smågnagares termoneutrala zon ligger betydligt högre än t.ex. laboratorie
miljöns 21°.
UKCCCR, brittisk samarbetsorganisation med följande medlemmar: Cancer Research Campaign, Imperial
Cancer Research Fund, Institute of Cancer Research, Leukaemia Research Fund, Marie Curie Foundation, Medical Research Council, Tenovus Cancer Fund. Observatörer: Department of Health and Social
Security, Ludwig Institute for Cancer Research, Scottish Home and Health Department.
296
Bilagor
Tidskriftsförkortningar
Am. J. Physiol. Reg. Integr. Comp. Physiol. American Journal of Physiology, Regulatory, Integrative and Comparative Physiology
Anim. Behav.
Animal Behaviour
Anesth. Analg.
Anesthesia & Analgesia
Anim. Tech.
Animal Technology
Anim. Tech. Welf.
Animal Technology and Welfare
Appl Microbiol.
Applied Microbiology
ATLA
Alternatives to Laboratory Animals
Behav. Pharmacol.
Behavioural Pharmacology
Biol. Neonate
Biology of the Neonate
Cell. Mol. Neurobiol.
Cellular and Molecular Neurobiology
Comp. Clin. Path.
Comparative Clinical Pathology
Comp. Med.
Comparative Medicine
Cont. Top. Lab. Anim. Sci.
Contemporary Topics in Laboratory Animal Science
Exp. Anim.
Experimental Animals
Exp. Physiol.
Experimental physiology
J. Am. Vet. Med. Assoc.
Journal of the American veterinary medical association
J. Anim. Sci.
Journal of Animal Science
J. Appl. Toxicol.
Journal of Applied Toxicology
J. Endocr.
Journal of Endocrinology
J. Immunol. Methods.
Journal of Immunological Methods
J. Neurosci.
Journal of Neuroscience
J. Pharm. Sci.
Journal of Pharmaceutical Sciences
Lab. Anim.
Laboratory Animals
Lab. Anim. (NY)
Lab Animal
Lab. Anim. Care
Laboratory Animal Care
Lab. Anim. Sci.
Laboratory Animal Science
Mol. Pharmacol.
Molecular Pharmacology
N. Engl. J. Med.
The New England Journal of Medicine
Nat. Methods
Nature Methods
Neurosci. Lett.
Neuroscience Letters
New Sci.
New Scientist
Physiol. Behav.
Physiology and Behavior
Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. (PNAS) Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America.
Scand. J. Lab. Anim. Sci.
Scandinavian Journal of Laboratory Animal Science.
Tierärzt. Umschau
Tierärztliche. Umschau
Vet. Clin. Pathol.
Veterinary Clinical Pathology
Vet. Rec.
The Veterinary Record
(Obs att den amerikanska Lab Animal är en annan tidskrift än den brittiska Lab. Anim. = Laboratory Animals)!
297
Referenser
Referenser
”Compmed” refererar till inlägg på COMPMED-listan, ett internt diskussionsforum för forskare och veterinärer som sysslar med djurförsök. (Namnet kommer av ”comparative medicine”, en beteckning för djurförsöksverksamhet.) På denna
medverkar flera av de internationellt mest respekterade forskarna inom försöksdjursvetenskapen som t.ex. Paul Flecknell och
David Morton. Netiketten hindrar att man citerar signerade inlägg på listor – och då naturligtvis även interna listor – utan
författarens medgivande. Att som här referera erfarenheter som redovisats på listan torde dock vara acceptabelt, om ingen
namngiven person anges. Däremot kan den som har tillgång till Compmeds arkiv lätt ta fram inlägget, se vem som skrivit
det och t.ex. kontakta denne för vidare informationer.
AALAS 2005. Position statements. <http://www.aalas.org/association/position_statements.asp>
Adams, N, och R. Boice 1981. Mouse (Mus) burrows: effects of age, strain, and domestication. Animal learning and behavior
9, 140–144.
Advancing refinement of laboratory animal use. 1998. Lab. Anim. 32, 137–142.
Allmann-Iselin, Isabelle 2000. Husbandry. The Laboratory Rat. London: Academic Press, s. 45–55.
Anand, K.J.S. 1998. Clinical importance of pain and stress in preterm neonates. Biol. Neonate 73, 1–9.
Anand, K.J.S. och P. R.Hickey 1987. Pain and its effects in the human neonate and foetus. N. Engl. J. Med. 317, 1321–1347
Archer, R.K., och Joan Roley 1981. Standardized method for bleeding rats. Lab. Anim. 15, 25–28.
Arioli, V., och E. Rossi 1970. Errors related to different techniques of intraperitoneal injection in mice. Appl. Microbiol.
19(4), 704–05.
Arluke, Arnold 1992. Trapped in a Guilt Cage. New Sci. 134(1815), 33–35. (Även på svenska i Djurens rätt! nr 1, 1994, s.
17–31.)
Arras, Margarete, Andreas Rettich, Burkhardt Seifert, Hans Peter Käsermann och Thomas Eülicke 2007. Should laboratory
mice be anaesthetized for tail biopsy? Lab. anim. 41, 30–45.
The assessment and control of the severity of scientific procedures on laboratory animals. Report of the Laboratory Animal
Science Association working party. 1990. Lab. anim. 24, 97–130.
Augustsson, Hanna 2004. Ethoexperimental Studies of Behaviour in Wild and Laboratory Mice. Risk Assessment, Emotional
Reactivity and Animal Welfare. (Diss.) Uppsala: Swedish University of Agricultural Sciences.
Augustsson, Hanna, Jann Hau, Lennart Lindberg och Kristina Dahlborn 1999. Human-animal interactions and animal
welfare in conventionally and pen-housed rats. I Hanna Augustsson, Welfare implications of group housing of laboratory
rats and rhesus macaques. (Otryckt licentiatavh., Department of physiology, Division of comparative medicine, Uppsala
university.)
Balcombe, Jonathan P., och Neal D. Barnard [u.å.; 2004]. Laboratory environments thwart rodents’ behavioural needs.
Otryckt manus.
Balcombe, Jonathan P., Neal D. Barnard och Chad Sandusky 2004. Laboratory routines cause animal stress. Contemp. Top.
Lab. Anim. Sci. 43(6), 42–50. Omtryckt i Anim. Tech. Welf. 4, 2005, 3–15.
Ball, D. J., m.fl. 1991. Evaluation of a microchip implant system used for animal identification in rats. Lab. Anim. Sci. 41(2),
185–186.
Ballard, Terry 2009. Intraperitoneal route of administration – how accurate is this technique? Anim. Tech Welf. 8(1), 17–18.
Balls, Michael 1991. Why modification of the LD50 test will not be enough. Lab. Anim. 25, 198–206.
Balls, Michael 1994. Replacement of animal procedures: alternatives in research, education and training. Lab. Anim. 28,
193–211.
Balls, Michael 2009. The three Rs and the humanity criterion. London: FRAME. (Kan beställas via www.frame.org.uk)
Banjanin, S., och N. Mrosovsky 2000. Preferences of mice, Mus musculus, for different types of tunning wheel. Lab. Anim
34, 313–318.
Barclay, R.J. m.fl. 1988. The disturbance index: a behavioural method of assessing the severity of common laboratory procedures of rodents. Potters bar: UFAW.
Bardelmeijer, H.A., m.fl. 2003. Cannulation of the jugular vein in mice: a method for serial withdrawal of blood samples.
Lab. anim. 37, 181–187.
Baron, Beverly W, m.fl. 2005. Squamous cell carcinomas of the skin at ear tag sites in agwed FVB/N mice. Comp. Med.
55(3), 231–35.
Batchelor, Gary R. 1999. The laboratory rabbit. The UFAW handbook of the care and management of laboratory animals. Red.
Trevor Poole. 7.uppl. Vol. 1. Oxford: Blackwell Science.
Bateson, P., 1986. When to experiment on animals. New Sci., 20 febr., 109 (1496), 30–32.
Baumans, Vera 1999. The laboratory mouse. The UFAW handbook of the care and management of laboratory animals. Red.
Trevor Poole. 7.uppl. Vol. 1. Oxford: Blackwell Science.
298
Referenser
Baumans, V., m.fl. 2002. Detecting and alleviating pain in non-human animals. Psyeta 8.
Beattie, V.E., N. Walker och I.A. Sneddon 1995. Effects of environmental enrichment on behaviour and productivity of
growing pigs. Animal welfare 4, 207–220.
Beck-Friis, Johan 2001. Djur och smärta. Svensk veterinärtidning 53(2), 89–93.
Beynen, A.C. m.fl., 1987. Assessment of discomfort in gallstone-bearing mice: a practical example of the problems encountered in an attempt to recognize discomfort in laboratory animals. Lab. Anim. 21, 35–42.
— , 1988. Assessment of discomfort in rats with hepatomegali. Lab. Anim. 22, 320–325.
— , 1989. Assessment of discomfort in laboratory rodents. Laboratory animal welfare research – rodents. Proceedings of a symposium organized by Universities Federation for Animal Welfare 22nd April 1988, 64 –70. Potters Bar: Universities Federation for Animal Welfare.
Beyers, T. M., J.A. Richardson och M.D. Prince 1991. Axonal degeneration and self-mutilation as a complication of the
intramuscular use of ketamine and xylazine in rabbits. Lab. Anim. Sci. 41(5), 519–520.
Blackshaw, J.K. m.fl. 1988. The behaviour of chickens, mice and rats during ethanasia with chloroform, carbon dioxide and
ether. Lab. Anim. 22, 67–75.
Blutentnahme bei Labornagetieren und Kaninchen zu Versuchszwecken. 1995. Information Tierschutz 3.02. Bundesamt für
Veterinärwesen, Liebefeld-Bern.
Bolder, Cindy A., och Harry J.M. Blom u.å. Environmental enrichment in rodent metabolism cages; effects on animals and
results. (Projektredovisning, 1 s. Groningen univ., Nederländerna.)
Boström, Barbro 2003. Anaesthesiology and Intensive Care. (Diss., Faculty of Medicine, Lund University.)
Brain, Paul F. 1997. Aggression in laboratory rodents as sources of pain and distress. Harmonization of Laboratory Animal
Husbandry. Proceedings of the Sixth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associations 1996, s.
10–14. London: The Royal Society of Medicine Press.
Brain, Paul F., Tahia A. Maimanee och Maria Andrade 2000. Dietary fats influence consumption and metabolic measures in
male and female laboratory mice. Lab. Anim. 34, 155–161.
Broderson, J. Roger 1989. A retrospective review of lesions associated with the use of Freund’s adjuvant. Lab. Anim. Sci.
39(5), 400–405.
Blom, H.J.M. m.fl. 1996. Preferences of mice and rats for types of bedding material. Lab. Anim. 30, 234–244.
Brambrink, A.M. m.fl. 2010. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology
112(4), 834–41.
Broad, William, och Nicholas Wade 1983. Sanningens dödgrävare. Om fusk och bedrägeri i vetenskapens värld. Stockholm:
Mannerheim & Mannerheim.
Broderson, J. Roger 1989. A retrospective review of lesions associated with the use of Freund’s adjuvant. Lab. Anim. Sci.
39(5), 400–405.
Broom, Donald M. 2001. Evolution of pain. Pain: its nature and management in man and animals. Red. Lord Soulsby of
Swaffham Prior och David Morton. London: Royal Society of Medicine Press.
Broome, Rosemary L., m.fl. 1999. Non-invasive transgenic mouse genotyping using stool analysis. FEBS Letters 462, 159–
160.
Brown, Alan P. m.fl. 2000. Stress produced by gavage administration in the rat. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 39(1), 17–21.
Bulthuis m.fl. 1997. Automated behaviour classification: the LABORAS project. Harmonization of Laboratory Animal Husbandry. Proceedings of the Sixth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associations 1996, s.
17–18. London: The Royal Society of Medicine Press.
Buntine, P., m.fl. 2007. Prehospital analgesia in adults using inhaled methoxiflurane. Emerg. Med. Australas. 19(6), 509–14.
Castelhano-Carlos, M.J., m.fl. 2010. Identification methods in newborn C57BL/6 mice: a developmental and behavioural
evaluation. Lab. Anim. 44, 88–103.
Cheng, Sean S., m.fl. 2008. Anesthesia matters: patients anesthetized with propofol have less postoperative pain than those
anesthetized with isoflurane. Anesth. Analg. 106(1), 264–269.
Cinelli, Paolo, Andreas Rettich, Burkhardt Seifert, Kurt Bürki och Margarete Arras 2007. Comparative analysis and physiological impact of different tissue biopsy methodologies used for the genotyping of laboratory mice. Lab. Anim. 41, 174–184.
Clark, James A. m.fl. 1997. Pica behavior associated with buprenorphine administration in the rat. Lab. Anim. Sci. 47(3),
300–303.
Clausing, P, K. Reum och R. Brückner 1994. Social behaviour after intraperitoneal injection – a comparison with the disturbance index method. Welfare and science. Proceedings of the Fifth FELASA Symposium 8–11 June 1993, Brighton, UK, s.
73–76. London: Royal Society of Medicine.
Clemo, F., m.fl. 2000. Evaluation of blood collection from the sublingual vein in rats. (Abstracts, American Society for Veterinary Clinical Pathology 35 annual meeting, Amelia Island, FL, 2–6 december 2000). Vet. Clin. Pathol. 29(3), 107.
Clowry, Gavin J., och Paul A. Flecknell 2000. The successful use of fentanyl/fluanisone (”Hyonorm”) as an anaesthetic for
intracranial surgery in neonatal rats. Lab. Anim. 34, 260–264.
299
Referenser
Coenen, A.M.L. m.fl., 1995. Carbon dioxide euthanasia in rats: oxygen supplementation minimizes signs of agitation and
asphyxia. Lab. Anim. 29, 262–268.
Cocchetto, D.M. och T.D. Bjornsson, 1983. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory
rat. J. Pharm. Sci. 72, 465–492.
Coghlan, Andy 1999. Hidden scrifice. New Sci., 8 maj, 4.
Comfortable quarters for laboratory animals. Red. Viktor och Annie Reinherdt. 9. uppl. Washington: Animal Welfare Institute
2002. (Även på www.awionline.org/pubs/cq02/cqindex.html)
Concar, David 1997. A painful dilemma. New Sci., 13.
Conlee, K. M., m.fl. 2005. Carbon dioxide for euthanasia: concerns regarding pain and distress, with special reference to
mice and rats. Lab. Anim 39, 237–161.
Cooper, Dale M., m.fl. 1997. Analgesic efficacy of acetaminophen and buprenorphine administered in the drinking water of
rats. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 36(3), 58–62.
Coria-Avila, Genaro A., m.fl. 2007. Cecum location in rats and the implications for intraperitoneal injections. Lab Anim.
(NY) 36(7), 25–30.
Cornett, Paul M., m.fl. 2008. General anesthetics sensitize the capsaicin receptor transient receptor potential V1. Mol. Pharmacol. 74(5), 1261–1268.
Crabbe, John E., m.fl. 1999. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science 284, 4 juni,
1670–1672.
Danneman, P. J., S. Stein och S.O. Walshaw 1997. Humane and practical implications of using carbon dioxide mixed with
oxygen for anesthesia or euthanasia of rats. Lab. Anim. Sci. 47, 376–385.
Danneman, Peggy J., och Timothy D. Mandrell, Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Lab.
anim. sci. 47(4), augusti 1997, 386–395.
Darwin, Charles 1999 (1872). The expression of emotions in man and animals. 3rd ed. with an introduction, afterword and
commentaries by Paul Ekman. London: Fontana.
Davy, C.W. m.fl., 1987. Local myotoxicity of ketamine hydrochloride in the marmoset. Lab. Anim. 21, 60–67.
Dazert, S. m.fl. 2000. Eine Narkosetechnik für experimentelle Untersuchungen und mikrochirurgische Eingriffe am Ohr
neugeborener Nagetiere. Laryngo-, Rhino-, Otologie 79(1), 26–29.
De Boer, S.F. m.fl. 1989.
de Monte, M., och G. le Pape 1997. Behavioural effects of cage enrichment in single-caged adult cats. Animal Welfare 6,
53–66.
Dean, S.W. 1999. Environmental enrichment of laboratory animals used in regulatory toxicology studies. Lab. Anim. 33,
309–327.
Dennis, Melvin B. Jr 2000. IACUC review of genetic engineering. Lab. Anim. 29(3), 34–37.
Diehl, K.-H. m.fl. 2001. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes
and volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 2001, 15–23.
Djurförsök. Betänkande av 1997 års utredning om alternativa metoder till djurförsök och försöksdjurens omfattning i framtiden
m.m. (SOU 1998:75). Stockholm: Fritzes offentliga publikationer.
Dobromylskyj, P., m.fl. 2000. Management of postoperative and other acute pain. Pain management in animals. London.
Doerning, Bernie 1999. Effects of Routine Animal Husbandry and Experimental Procedures on Physiological Parameters of
Rats. Workshop on Refinement in toxicology testing, New Orleans 14 mars 1999.
Draft guidance document on the recognition, assessment, and use of clinical signs as humane endpoints for experimental animals
used in safety evaluation. 1999. OECD series on testing and assessment no 19. Monograph (99)20.
Driscoll, J. W., och P. Bateson 1988. Animals in behavioural research. Animal behaviour 36, 1567–74.
Drobac, Estelle, m.fl. 2004. A simple method for short-term controlled anesthesia in newborn mice. Physiol. Behav. 82,
279–283.
Ebino, K.Y., m.fl. 1988. A simple method for prevention of coprophagy in the mouse. Lab. Anim. 22(1), 1–4.
Eilers, Helge, m.fl. 2010. Pungent general anesthetics activate transient receptor potential-A1 to produce hyperalgesia and
neurogenic bronchoconstriction. Anesthesiology 112, 1452–63.
Ekman, Paul 1977. Biological and cultural controbutions to body and facial movement. I John Blacking (red.), The anthropology of the body. (A.S.A. monograph 15.) London: Academic Press.
Emory University Guidelines for biopsy procedures to facilitate identification and DNA-based molecular genotyping of rodents.
(Emory University, Atlanta, USA. U.å.
Empfehlung zur Blutentnahme bei Versuchstieren. GV-SOLAS Ausschuss für Tierschutzbeauftragte in der GV-SOLAS und
Arbeitskreis 4 in der TVT. 2009. http://www.gv-solas.de/auss/tie/tie_blutentnahme09.pdf
Empfehlung zur Substanzapplikationen bei Versuchstieren, insbesundere kleinen Versuchstieren. GV-SOLAS Ausschuss für Tierschutzbeauftragte in der GV-SOLAS und Arbeitskreis 4 in der TVT. Auflage August 2010. http://www.gv-solas.de/
auss/tie/Injektionsvol_August_2010.pdf
300
Referenser
Environmental enrichment information resources for laboratory animals: 1965–1995. (AWIC resource series. 2.) US Department of Agriculture. Animal Welfare Information Center: Beltsville 1995. (Även på http://www.nal.usda.gov/awic/
pubs/enrich/intro.htm)
Eriksson, E., Felix Royo, Karin Lyberg, Hans-Erik Carlsson och Jann Hau 2004. Effect of metabolic cage housing on Immunoglobulin A and corticosterone excretion in faeces and urine of young male rats. Exp. Physiol. 89, 427–433.
Erkkilä, Leena, Martin E. Rottenberg och Kirsi Laitinen 2000. Comparison of anesthetics for inoculation of mice with
Chlamydia pneumoniae. Comp. Med. 50(1), 46–48.
Eskola, Satu, m.fl. 1999. Environmental enrichment may alter the number of rats needed to achieve statistical significance.
Scand. J. Lab. Anim. Sci. 26, 134–144.
European convention for the protection of animals during international transport (CETS 193). <http://conventions. coe.
int/treaty/en/Treaties/Html/193.htm>
European Science Foundation, Policy document on Use of animals in research. http://www.esf.org/publications/policy-briefings.
html)
Euthanasia of experimental animals. EU-rapport om avlivning av försöksdjur. 1995. Stockholm: Centrala försöksdjursnämnden.
Ewbank, Roger 1983. Is CO2 euthanasia humane? Nature 305, 22 sept., 268.
Fenton, Robert A. 2004. Urinary Concentrating Defect in Mice With Selective Deletion of Collecting-Duct Urea Transporter Isoforms, UT-A1 and UT-A3. NDI Conference April 9–11, 2004. Presentation abstract. (The Nephrogenic Diabetes
Insipidus Foundation, Eastsound, WA, USA)
Ferber, P.C. m.fl. 1999. The generation of monoclonal antibodies in mice: influence of adjuvants on the immune response,
fusion efficiency and distress. Lab. Anim. 33, 334–350.
Festing, Michael F.W. 1992. The scope for improving the design of laboratory animal experiments. Lab. Anim. 26, 256–267.
Festing, Michael F.W. 2004. Good experimental design and statistics can save animals, but how can it be promoted? ATLA
32, Suppl. 1, 133–135.
Field, Karl J. m.fl., 1993. Anaesthetic effects of chloral hydrate, pentobarbitone and urethane in adult male rats Lab. Anim.
27, 258–269.
Fitzgerald, M., och E. Jennings 1999. The postnatal development of spinal sensory processing. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.
96 (July), 7719–7722.
Flecknell, Paul 1984. The relief of pain in laboratory animals. Lab. Anim. 18, 147–160.
Flecknell, Paul 1991. Prevention and relief of pain and distress. I Animals in Biomedical Science (red. C.F.M. Hendriksen och
H.B.W. M. Koëter). Amsterdam: Elsevier Science Publishers.
Flecknell, Paul 2001. General surgery and neurosurgery in perinatal animals. [Otryckt seminarieinledning.]
Flecknell, Paul 2009. Laboratory Animal Anaesthesia. 3:e uppl. London: Academic Press.
Flecknell, Paul och J.H. Liles 1991. The effects of surgical procedures, halothane anaesthesia and nalbuphine on locomotor
activity and food and water consumption in rats. Lab. Anim. 25, 50–60.
Flecknell, Paul, m.fl. 1990. The use of lignocaine-prilocaine local anaesthetic cream for pain-free venepuncture in laboratory
animals. Lab. Anim. 24, 142–146.
Flecknell, Paul, m.fl. 1991. Post-operative analgesia following thoracotomy in the dog: an evaluation of the effects of bupovacaine intercostal nerve block and nalbuphine on respiratory function. Lab. Anim. 25, 319–324.
Flecknell, Paul, m.fl. 1996. Induction of anaesthesia with halothane and isoflurane in the rabbit: a comparison of the use of a
face-mask or an anaesthetic chamber. Lab. Anim. 30, 67–74.
Flecknell, Paul A. m.fl. 1999. Comparison of the effects of oral or subcutaneous carprofen or ketoprofen in rats undergoing
laparotomy. Vet. Rec. 144, 16 jan., 65–67.
Fluttert, Marc, Sergiu Dalm och Melly S. Oitzl 2000. A refined method for sequential blood sampling by tail incision in
rats. Lab. Anim. 34, 372–378.
Foltz, Charmaine J. 1999. Guidelines for assessing the health and condition of mice. Lab. Anim. 28(4), 28–32.
Forsman, Birgitta 2002. Vetenskap och moral. Nora: Nya Doxa.
Försöksdjursanestesi – rekommendationer från SVS försöksdjurssektion. 2009. Supplement 31, Svensk Veterinärtidning 57(4).
Fowler, J. S.L. m.fl. 1980. Comparison between ether and carbon dioxide anaesthesia for removal of small blood samples
from rats. Lab. Anim. 14, 275–278.
Freed, David L.J. 1983. CO2 euthanasia. Nature 304, 11 aug., 482.
Fyke, Harry 2008. Category definitions are limited. Lab Animal 37(3), 106–07.
Färlin, Maria, och Vera Baumans 2003. Environmental enrichment for mice, a hammock in the cage. Scand. J. Lab. Anim.
Sci. 30(1), 45–46.
Gades, Naomi M., m.fl. 2000. The magnitude and duration of the analgesic effect of morphine, butorphanol, and buprenorphine in rats and mice. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 39(2), 8–13.
Gaertner, Diane J., Kenneth R. Boschert och Trenton R. Schoeb 1987. Muscle necrosis in Syrian hamsters resulting from
intramuscular injections of ketamine and xylazine. Lab. Anim. Sci. 37(1), 80–83.
301
Referenser
Galef, B. G. och E. E. Whiskin, 2001. Interaction of social and individual learning in food preferences of Norway rats.
Animal behaviour 62(1), 41–46.
Gil, M. C. m.fl. 1999. Influence of age on stress responses to metabolic cage housing in rats. Cell. Mol. Neurobiol. 19(5),
Oct., 625–633.
Gillingham, Melanie B., m.fl. 2001. A comparison of two opioid analgesics for relief of visceral pain induced by intestinal
resection in rats. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(1), jan., 21–26.
Golde, William T., Peter Gollobin och Luis L. Rodriguez 2005. A rapid, simple, and humane method for submandibular
bleeding of mice using a lancet. Lab Animal 34(9), 39–43.
A Good Practice Guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes, 2001. J.
Appl. Toxicol. 21, 15–23.
Gopalan, Chaya, m.fl. 2005. Tribromoethanol–medetomidine combination provides a safe and reversible anesthetic effect in
Sprague-Dawley rats. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44(1), jan., 7–10.
Gotoh, Hideo, Yukiko Matsumoto och Kenkichi Imamura 2004. General anesthesia of infant mice by isoflurane inhalation
for medium-duration surgery. Exp. Anim. 53(1), 63–65.
Granowski, Julia 2006. Submandibular blood collection using a lancet or hypodermic needle on mice. Technican Lunch
& Learn, 2006 National AALAS Meeting. <www.aalas.org/doc/L&L%202006%20-%20Lancet%20Technique%20%20Granowski.doc>
Guidance on the transport of laboratory animals. 2005. Lab. Anim. 39(1), 1–39. (Även <http://la.rsmjournals.com/cgi/content/short/39/1/1>)
Guidelines for the care and use of animals in neuroscience and behavioral research. 2003. Committee on Guidelines for the use
of animals inneuroscience and behavioral research. National research council. Washington, D.C.: The National Academies Press. (Även <grants.nih.gov/grants/olaw/National_Academies_Guidelines_for_Use_and_Care.pdf>)
Guidelines for the welfare of animals in experimental neoplasia. (ACEC:28) Animal Care and Ethics Committee, The University of Newcastle, nov. 1998.
Guidelines on: antibody production. 2002. Canadian Council on Animal Care.
Guidance on the transport of laboratory animals. Report of the Transport Working Group established by the Laboratory
Animal Science Association (LASA). Lab. Anim. 39, 1–39.
Guidelines for specification of animals and husbandry methods when reporting the results of animal experiments. [Av]
Working committee for the biological characterization of laboratory animals/GV-SOLAS. Lab. Anim. 19, 106–108.
Gärtner, K. m.fl. 1980. Stress response of rats to handling and experimental procedures. Lab. Anim. 14, 267–274.
Hagelin, Joakim, m.fl. 2003. The refining influence of ethics committees on animal experimentation in Sweden. Lab. Anim.
37, 10–18.
Hampshire, V.A., m.fl. 2001. Retrospective comparison of rat recovery weights using inhalation and injectable anaesthetics,
nutritional and fluid supplementation for right unilateral neurosurgical lesioning. Lab. Anim. 35, 223–229.
Handbook of Laboratory Animal Science. Vol 1. Red. Per Svendsen och Jann Hau. Boca Raton: CRC press 1994.
Hansen, Axel Kornerup, m.fl. 1999. The need to refine the notion of reduction. Humane endpoints in animal experiments for
biomedical research. Proceedings of the International Conference, 22–25 November 1998, Zeist, The Netherlands. London:
The Royal Society of Medicine Press. S. 139–144.
Harmonization of Laboratory Animal Husbandry. Proceeding of the sixth FELASA symposium 19–21 June 1996, Basel, Switzerland. London: The Royal Society of Medicine Press, 1997.
Harris, Linda D., m.fl. 2001. Evaluation of objects and food for environmental enrichment of NZW rabbits. Contemp. Top.
Lab. Anim. Sci. 40(1), 27–30.
Harris, Ruth B.S., m.fl. 2004. Increased glucocortoid response to a novel stress in rats that have been restrained. Physiol.
Behav. 81, 557–568.
Hau, Jann, och Coenraad F. Hendriksen 2005. Refinement of polyclonal antibody production by combining oral immunization of chickens with harvest of antibodies from egg yolk. ILAR Journal 46(3), 294–299.
Hawkins, P., m. fl. 2006. Newcastle consensus meeting on carbon dioxide euthanasia of laboratory animals 27 and 28 February 2006. University of Newcastle upon Tyne, UK. Anim. Tech. Welf. Dec. 2006, 125–134. Även <http://www.nc3rs.
org.uk/downloaddoc.asp?id=416&page=292&skin=0>
Hayes, J. H. och Paul A. Flecknell, 1999. A comparison of pre- and post-surgical administration of bupivacaine or buprenorphine following laporatomy in the rat. Lab. Anim. 33, 16–23.
Hayes, Kathryn E., m.fl. 2000. An evaluation of analgesic regimens for abdominal surgery in mice. Contemp. Top. Lab.
Anim. Sci. 39(6), 18–23.
Hedenqvist, Patricia, J. V. Roughan och P. Flecknell 2000a. Effects of repeated anaesthesia with ketamine/medetomidine and
of pre-anaesthetic administration of buprenorphine in rats. Lab. Anim. 34, 207–211.
Hedenqvist, Patricia, J. V. Roughan och P. Flecknell 2000b. Sufentanil and medetomidine anaesthesia in the rat and its
reversal with atipamezole and buthorpanol. Lab. Anim. 34, 244–51.
302
Referenser
Hedenqvist m.fl. 2001. Induction of anaesthesia with desflurane and isoflurane in the rabbit. Lab. Anim. 35, 172–179.
Heiderstadt, K.M. m.fl. 2000. The effect of chronic food and water restriction on open-field behaviour and serum corticosterone levels in rats. Lab. Anim. 34, 20–28.
Held, S.D.E., R.J. Turner och R.J. Wootton 1994. Effects of environment enrichment on the behaviour of group-housed
New Zealand White and Dutch x Californian laboratory rabbits. Welfare and science. Proceeding of the fifth symposium of
the Federation of European Laboratory Animal Science Associatons, 8–11 June 1993, Brighton, UK. London: Royal Society
of Medicine Press, 358–360.
Hem, Annelise, m.fl. 1998. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guineapig, ferret
and mink. Lab. Anim. 32, 364–368. (Även på http://www.lal.org.uk/pdffiles/LAB1607.PDF)
Hendriksen, Coenraad F.M, m.fl. 1999. The evaluation of humane endpoints in pertussis vaccine potency testing. Humane
endpoints in animal experiments for biomedical research. Proceedings of the International Conference, 22–25 November 1998,
Zeist, The Netherlands. London: The Royal Society of Medicine Press. S. 106–113.
Herck, Henricus van, m.fl. 1991. Endocrine stress response in rats subjected to singular orbital puncture while under diethyl-ether anaesthesia. Lab. Anim. 25, 325–329.
Herck, Henricus van, V. Baumans, G. F.R. Stafleu och A.C. Beynen, 1992a. A questionnaire-based inventory of the orbital
puncture method in the Netherlands. Scand. J. Lab. Animal Sci 19, 189–193.
Herck, Henricus van, m.fl. 1992b. Histological changes in the orbital region of rats after orbital puncture. Lab. Anim. 26,
53–58.
Herck, Henricus van, m.fl. 1997. Orbital bleeding in rats while under diethylether anaestesia does not influence telemetrically determined heart rate, body temperature, locomotor and eating activity when compared with anaesthesia alone.
Lab. Anim. 31, 271–278.
Herck, Henricus van, m.fl. 1998. Orbital sinus sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence
of technique and expertise. Lab. Anim. 32, 377–386.
Herck, Henricus van 1999. Orbital puncture: a non-terminal blood sampling technique in rats. (Diss.) Utrecht 1999.
Herck, Henricus van 2000. Orbital sinus blood sampling in rats: effects upon selected behavioural variables. Lab. Anim. 34,
2000, 10–19.
Hewett, Terry A., m.fl. 1993. A comparison of euthanasia methods in rats, using carbon dioxide in prefilled and fixed flow
rate filled chambers. Lab. Anim. Sci. 43(6), 579–582.
Hirsjärvi, Paula 1994. Effects of cage height and environment enrichment on rats’ behaviour. Welfare and science. Proceeding
of the fifth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associatons, 8–11 June 1993, Brighton, UK.
London: Royal Society of Medicine Press, 343–344.
Hirsjärvi, Paula, och Teuvo Väliaho 1995. Effects of gentling on open-field behaviour of Wistar rats in fear-evoking test situation Lab. Anim. 29, 380–384.
Hobbs, B. Ann m.fl. 1997. Evaluation of objects for environmental enrichmernt of mice. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci.
36(3), 69–71.
Holton, L.L. m.fl. 1998. Comparison of three methods used for assessment of pain in dogs. J. Am. Vet. Med. Assoc. 212(1),
61–66.
Holtz, Wolfgang, och Peter Bollen 1999. Pigs and minipigs. The UFAW handbook of the care and management of laboratory
animals. Red. Trevor Poole. 7.uppl. Vol. 1. Oxford: Blackwell Science.
Howard, Bryan R, 1997. Enrichment strategies. Harmonization of Laboratory Animal Husbandry. Proceedings of the Sixth
symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associations 1996, s. 1–5.
Humane endpoints in animal experiments for biomedical research. Proceedings of the International Conference, 22–25 November
1998, Zeist, The Netherlands. London: The Royal Society of Medicine Press. (Även på http://www.lal.org.uk/endpoints1.html)
Huntingford F.A., C. Adams, V.A. Braithwaite m.fl. 2006. Current issues in fish welfare. J. Fish Biol. 68, 332–372.
Hurst, J.L., C.J. Barnard, C.M. Nevison och C.D. West, 1997. Housing and welfare in laboratory rats: welfare implications
of isolation and social contacts among caged males. Animal Welfare 6, 329–347.
Hurst, Jane L., och Rebecca S. West 2010. Taming anxiety in laboratory mice. Nat. Methods 7(10), 825–826, plus kompletterande material (filmer m.m.) på http://www.nature.com/naturemethods.
Irwin, Michael H., R. Jeffrey Moffatt och Carl A. Pinkert 1996. Identification of transgenic mice by PCR analysis of saliva.
Nat. Biotechnol. 14, 1146–1148.
Iwarsson, Krister, Lennart Lindberg och Tage Waller 1994. Common non-surgical techniques and procedures. Handbook of
laboratory animal science. Vol 1 (Red. Per Svendsen och Jann Hau), s. 229–272. Boca Raton: CRS Press.
Jablonski, P., B. O. Howden och K. Baxter 2001. Influence of buprenorphine analgesia on post-operative recovery in two
strains of rats. Lab. Anim. 35, 213–222.
Jablonski, P., och B.O. Howden 2002. Oral buprenorphine and aspirin analgesia in rats undergoing liver transplantation.
Lab. Anim. 36, 134–143.
303
Referenser
Jacobs, H. m.fl. 1995. Zebra finch behaviour and effect of modest enrichment of standard cages. Animal welfare 4, 3–9.
Jacobson, Christina 2000. Adverse effects on growth rates in rats caused by buprenorphine administration. Lab. Anim 34,
202–206
Jansen van’t Land, C., och Conrad F. M. Hendriksen 1995. Change in locomotor activity pattern in mice: a model for recognition of distress? Lab. Anim. 29, 286–293.
Jeffrey, P. m.fl., 1987. Does ther rat have an empty stomach after an overnight fast? Lab. Anim. 21, 330–334.
Jegstrup, I.M., J.L. Ottesen och M. Ritskes-Hoitinga, Behaviour and welfare benefits from enriching rat cages. (Abstract.)
8th FELASA Symposium 2002, 200–201.
Jensen, Per 1996, Stress i djurvärlden. Stockholm: LT.
Jevtovic-Todorovic, Vesna, m.fl. 2003. Early exposure to common anesthetic agents causes widespread neurodegeneration in
the developing rat brain and persistent learning deficits. J. Neurosci. 23(3), 876–882.
Johannes, Sigrid m.fl. 1999. Use of clinical signs in efficacy testing of erysipelas vaccines. Humane endpoints in animal experiments for biomedical research. Proceedings of the International Conference, 22–25 November 1998, Zeist, The Netherlands.
London: The Royal Society of Medicine Press. S. 102–105.
Johannes, Sigrid m.fl. 2003. Humane endpoints in the efficacy testing of swine erysipelas vaccines. Altex 20(1), 11–15.
Johansen, R., J. R. Needham, D. J. Colquhoun, T.T. Poppe och A.J. Smith 2006. Guidelines for health and welfare monitoring of fish used in research. Lab. Anim. 40, 323–340.
Johnston, Barbara A., Harvey Eisen, och Donna Fry, 1991. An evaluation of several adjuvant emulsion regimens for the
production of polyclonal antisera in rabbits. Lab. Anim. Sci. 41(1), 15–21.
Jones, Peter A., och John W. Hynd, 1981. Continuous long-term intravenous infusion in the unrestrained rat – a novel
technique. Lab. Anim. 15, 28–33.
Jukes, Nick, och Mihnea Chiuia 2003. From guinea pig to computer mouse. Alternative methods for a progressive, humane education. 2 uppl. Leicester: International Network for Humane Education (InterNICHE).
Kalippke, Katy, m.fl. 2009. DNA analysis from stool samples: a fast and reliable method avoiding invasive sampling methods
i mouse models of bleeding disorders. Lab. Anim. 43, 390–393.
Kamala, T. 2007. Hock imminization: A humane alternative to mouse footpad injections. J. Immunol. Methods 328(1–2),
204–214.
Kesel, M. Lynne 1990. Handling, restraint, and common sampling and administration techniques in laboratory species. I
Bernard E. Rollin (red.), The experimental animal in biomedical research. Vol. 1. Boca Raton: CRS Press.
King-Herbert, Angela P. m.fl. 1997. Effects of immobilization restraint on Syrian golden hamsters. Lab. Anim. Sci. 47(4),
362–366.
Kirsch, Jodi H, m.fl. 2002. Pain evaluation and response to buprenorfin in rats subjected to sham middle cerebral artery occlusion. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 41(6), 9–14.
Kobæk-Larsen, Morten, m.fl. 2004. Laparoscopy of rats with experimental liver metastases: a method to assess new humane
endpoints. Lab. Anim. 38, 162–168.
Koolhaas, Jaap 1999. The laboratory rat. The UFAW handbook of the care and management of laboratory animals. Red. Trevor
Poole. 7.uppl. Vol. 1. Oxford: Blackwell Science.
Koopman, J.P. m.fl. 1984. Tail lesions in C3H/He mice Lab. Anim. 18, 106–109.
Kort, W.J. m.fl., 1998. A microchip implant system as a method to determine body temperature of terminally ill rats and
mice. Lab. Anim. 32, 260–269.
Kramer, Klaas, m.fl. 2000. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab. Anim
34, 272–280.
Kramer, Klaas, m.fl. 2001. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp. Top. Lab. Anim.
Sci. 40(1), 8–16.
Kuhnen, G. 1998. Reduction of fever by housing in small cages. Lab. Anim. 32, 42–45.
Kuijpers, Marga H.M., och Henk C. Walvoort 1991. Discomfort and distress in rodents during chronic studies. I: C.F.M.
Hendriksen och H.B.W.M. Koëter (red.), Animals in biomedical research. Replacement, reduction and refinement: present
possibilities and future prospects, s. 247–263. Amsterdam: Elsevier.
Kunstyr, Beobachtung des sog. ‘Rattenkönigs’ bei weiblichen Balb/cA Mäusen. Herdenpsychose undaggressives Verhalten als
wahrscheinliche Ursache der Schwanzverschlingung. Zeitschrift für Versuchstierkunde 19, 1977, 92–96. (Ref i Koopman
m.fl. 1984 s. 109.)
Kupers, Ron C. m.fl. 1992. A time course analysis of the changes in spontaneous and evoked bahaviour in a rat model of
neuropathic pain. Pain 50(1), 101–111.
Laboratory birds: refinements in husbandry and procedures. Fifth report of BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab. Anim. 35(4), Supplement. Även på www.lal.org.uk/pdffiles/birds.pdf
Laboureyras, Emilie, m.fl. 2009. Long-term pain vulnerability after surgery in rats: prevention by Nefopam, an analgesic
with antihyperalgesic properties. Anesth. Analg. 109(2), 623–31.
304
Referenser
Landel, Carlisle P. 2005. Archiving mouse strains by cryopreservation. Lab Animal Europe 5(4), 28–37.
Langford, Dale J., m.fl. 2010. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat. Methods 7, 447–449.
Larsson, Anna 1999. Berikning av burmiljö. Effekter på fysiologi och beteende hos laboratoriemöss. (Examensarbete, Institutionen för mdjurfysiologi. SLU Rapport nr 34.)
Larsson, Björn A., m.fl. 2002. Svenska riktlinjer för prevention och behandling av smärta hos nyfödda. Läkartidningen
99(17), 1946–1949.
Lawlor, Monica 1987. The effect of caging factors on the growth and well-being of laboratory rats. Egham, Surrey: Psychology
Department, Royal Holloway and Bedford New College, University of London. (Otryckt rapport till UFAW Council.)
Lawson, David M., m.fl. 2001. Recovery from carotid artery catheterization performed under varios anesthetics in male,
Sprague-Dawley rats. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(4), 18–22.
Leach M.C., Bowell V.A., Allan T.F., and Morton D.B, 2002 Degrees of aversion shown by rats and mice to different concentrations of inhalational anaesthetics. Vet. Rec. 150, 808–815.
Leach, Matthew C, och David B. Morton 2004. How humane is induction with common agents of anaesthesia and euthanasia in laboratory rodents? ANZCCART News 17(3), 1–3
Leach M.C. m. fl. 2004 Measurement of aversion to determine humane methods of euthanasia. Animal Welfare 13, S77-86
Le Maho, Y. m. fl. 1992. Stress in birds due to routine handling and a technique to avoid it. Am. J. Physiol. Reg. Integr. Comp.
Physiol. 32(4), R775–R781.
Leenaars, P. P. A. M. m.fl. 1998. Assessment of side effects induced by injection of different adjuvant/antigen combinations
in rabbits and mice. Lab. Anim. 32, 387–406.
Leenaars, P. P. A. M. 1997. Adjuvants in laboratory animals. Evaluation of immunostimulating properties and side effects of
Freund’s complete adjuvant and alternative adjuvants in immunization procedures. (Diss., Erasmus Universiteit Rotterdam.)
Lesser, Susanne 2003. Die tierschutzrechtliche Bewertung der Wasserdeprivation bei Labortieren während wissenschaftlicher
Untersuchungen auf der Grundlage bisheriger physiologischer und ethnologischer Erkentnisse. (Diss., Tierärztlische
Hochschule Hannover.)
Levine, Barry S. 1999. Relationship between dosing vehicles, dose volume, and stress. (Stencil.) Report Febr. 5, 1999. Toxicology Research Laboratory, Univ. of Chicago, Dpt. of Pharmacology, Chicago, IL.
Levine, Seymor, och Arthur Saltzman 2000. Feeding sugar overnight maintains metabolic homeostasis in rats and is preferable to overnight starvation. Lab. Anim 34, 301–306.
Lewis, R. E., m. fl. 1966. Error of intraperitoneal injections in rats. Lab. Anim. Care 16(6), 505–09.
Lieggi, Christine G., m.fl. 2005. Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice. Contemp.
Top. Lab. Anim. Sci. 44(1), jan., 17–21.
Liles, J.H., och Paul Flecknell, 1992a. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movements in rats. Lab. Anim. 26, 180–189.
Liles, J.H., och Paul Flecknell, 1992b. The use of non-steroidal anti-inflammatory drugs for the relief of pain in laboratory
rodents and rabbits. Lab. Anim. 26, 241–255.
Ljungman, Gustaf 2003. Introduktion. Barn och smärta. State of the art. Stockholm: Socialstyrelsen.
Lloyd, M.H., och S.E. Wolfensohn 1999. Practical use of distress scoring system in the application of humane endpoints.
Humane endpoints in animal experiments for biomedical research. Proceedings of the International Conference, 22–25 November 1998, Zeist, The Netherlands. London: The Royal Society of Medicine Press. S. 48–53.
Loeffler, K. 1994. Schmerz und Schmerzbewertung beim Tier. Tierärzt. Umschau 49, 262–265.
Loew, Franklin M. 1996. Painless PCR. Nat. Biotechnol. 14, 1094.
Loo, Pascalle L.P. van 2005. Coping with aggression in group-housed male mice. Animal technology and welfare, aug., 84–86.
Loo, Pascalle L.P. van, och Vera Baumans 2004. The importance of learning young: the use of nesting material in laboratory
rats. Lab. Anim. 38, 17–24.
Loo, Pascalle L.P. van m.fl 1997. Analgesics in mice used in cancer research: reduction of discomfort? Lab. Anim. 31, 318–
325.
Loo, Pascalle L.P. van m.fl. 2003. Male management: coping with aggression problems in male laboratory mice. Lab. anim.
37, 300–313.
Loom.fl. 1997. Analgesics in mice used in cancer research: reduction or discomfort? Lab. Anim. 31, 318–325.
Loveridge, G.G., L.J. Horrocks och A.J. Hawthorne, 1995. Environmentally enriched housing for cats when housed singly.
Animal welfare 4, 135–141.
Mahl, A. m.fl. 2000. Comparison of clinical pathology parameters with two different blood sampling techniques in rats
– retrobulbar plexus versus sublingual vein. Lab. Anim. 34(4), 2000, 351–361.
Mann, M.D., D.A. Crouse och E.D. Prentice 1991. Appropriate animal numbers in biomedical research in light of animal
welfare considerations. Lab. Anim Sci. 41(1), 6–14.
Manser, C.E. m.fl., 1995. An investigation into the effects of solid or grid cage flooring on the welfare of laboratory rats.
Lab. Anim. 29, 241–255.
305
Referenser
Manser, C.E. m.fl., 1996. The use of a novel operant test to determine the strength of preference for flooring in laboratory
rats. Lab. Anim. 30, 1–6.
Manser, C.E. m.fl. 1998a. Investigations into the preferences of laboratory rats for nest-boxes and nesting materials. Lab.
Anim. 32, 23–35.
Manser, C.E. m.fl., 1998b. Operant studies to determine the strength of preference in laboratory rats for nest-boxes and
nesting materials. Lab. Anim. 32, 36–41.
Marini, Robert P. m.fl. 1992. Ketamine/xylazine/butorphanol: a new anesthetic combination for rabbits. Lab. Anim. Sci.
42(1), 57–62.
Marx, U., M. J. Embleton, R. Fischer, F. P. Gruber, U.Hansson m.fl. 1997. Monoclonal antibody production. The report and
recommendations of ECVAM workshop 23. ATLA 23, 121–137. <http://www.nal.usda.gov/awic/pubs/antibody/ecvam.htm>
Matta, José A., m.fl. 2008. General anesthetics activate a nociceptive ion channel to enhance pain and inflammation. PNAS
105(25), 8784–89.
McGinnis, Laura 2005. New lancet offers painless bleeding technique. U.S. Department of Agriculture. Agricultural Research
Service news release. Sept. 21. (Även på http://ars.usda.gov/is/pr/2005/050921.htm)
McNeish, John D., William J. Scott Jr och S. Steven Potter 1988. Legless, a novel mutation found in PHT1-1 transgenic
mice. Science 241, 12 aug., 837–39.
Mean, Jane 2005. Mice on the move! Animal technology and welfare, aug., 82.
Med andra metoder – om alternativ till djurförsök. 1996. Stockholm: Stiftelsen Forskning utan djurförsök
Melzako, Ronald, och Patrick D. Wall 1965. Pain mechanisms: a new theory. Science 150 (3699), 19 nov., 971–979.
Mering, S., m.fl. 2001. Estimates of appropriate number of rats: interaction with housing environment. Lab. Anim. 35,
80–90.
Meyer, Robert E., och Richard E. Fish 2005. A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats. Lab Animal Europe 5(10), december, 28–36.
Meyer-Eilers, Stephan 2000. Vergleichende histologische Untersuchung nach wiederholter Blutentnahme aus dem retroorbitalen
Venenplexus oder aus dem jugularen Venenwinkel bei Mäusen und Ratten. (Diss.) München.
Meyerson, Bengt 2001. Forsknings- och djurskyddsmässiga konsekvenser av vävnadsprovtagning/identitetsmärknng genom
tåklippning av smågnagare. Rapport från Centrala försöksdjursnämnden. (CFN:s skriftserie 41.) Stockholm.
Mikeska, J.A. och W.A. Klemm 1975. EEG evaluation of humaneness of asphyxia and decapitation euthanasia of the laboratory rat. Lab. Anim. Sci. 25(2), 175–179.
Miner, Norman A., m.fl. 1969. Intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 17(2), 250–51.
Moore, C.J., och T.B. Mepham 1995. Transgenesis and human welfare. ATLA 23(3), 380–397.
Morin, P.A. m.fl. 2001. Quantitative polymerase chain reaction analysis of DNA from noninvasive samples for accurate
microsatellite genotyping of wild chimpanzees (Pan troglodytes verus). Molecular ecology 10, 1835–1844.
Morrell, J.M. 1997. Pair and group housing of rabbits for antisera production using an enriched cage system. Harmonization of Laboratory Animal Husbandry. Proceedings of the Sixth symposium of the Federation of European Laboratory Animal
Science Associations 1996,s. 24–26. London: The Royal Society of Medicine Press.
Morton, David B., och P.H.M. Griffiths 1985. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet. Rec. 116, 431–436.
Morton, David B., m.fl. 2003. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/
UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Lab. Anim 37, 261–299.
Morton, David B. m.fl. 2004. Husbandry refinements for rats, mice, dogs and non-human primates used in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part B. Lab.
Anim 38, 1–10.
The Mouse Brain Library. A Human Brain Project/Neuroinformatics program funded by the NIDA, NIMH, and NIAAA.
<http://www.mbl.org>
Multilateral consultation of parties to the European convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and
other scientific purposes (ETS 123). Resolution on the interpretation of certain provisions and terms of the Convention adopted
by the Multicultural Consultation on 27 November 1992. <http://www.coe.int/t/e/legal_affairs/legal_co-operation/biological_safety,_use_of_animals/laboratory_animals/Res%20interpretation.asp>
Murphy, Stephanie J., m.fl. 2001. The effect of brief halothane anesthesia during daily gavage on complications and body
weight in rats. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(2), 9–12.
Nahas, K. m.fl. 2000. Effects of acute blood removal via the sublingual vein on haematological and clinical parameters in
Sprague-Dawley rats. Lab. Anim. 34, 362–371.
Nahas, K. och J.-P. Provost 2002. Blood sampling in the rat: current practices and limitations. Comp. Clin. Path. 11, 14–37.
Narsinghani, U, och Anand, K. J. S. 2000. Developmental neurobiology of pain in nonatal rats. Lab. Anim. (US) 29(9),
29–39.
306
Referenser
Nau, Roland, och Ortwin Schunck 1993. Cannulation of the lateral saphenous vein – a rapid method to gain access to the
venous circulation in anaesthetized guineapigs. Lab. Anim. 27, 23–25.
Nelson, K., m.fl. 2003. Using animal preference to develop enriched caging for rats. Anim. Tech. Welf. 2, 85–88.
Newcastle consensus meeting on carbon dioxide euthanasia of laboratory animals 27 and 29 February 2006. University of Newcastle upon Tyne, UK. <http://www.nc3rs.org.uk/downloaddoc.asp?id=416&page=292&skin=ø>
Nicholson, Joanne 2005. Rat ultrasound and welfare assessment: preliminary results. Anim. Tech. Welf. 4, 79–80.
Nisser, Carl Wilhelm 1992. Djuren och lagen. Stockholm: Publica 1992. (Distr. Allmänna Förlaget.)
Nordic-European Workshop on Ethical Evaluation of Animal Experiments. Workshop report on the Cost-Benefit Principle
in Hanasaari, Helsinki, Finland 7–9 November 1003. Scand. J. Lab. Anim. Sci., 31, 251–267.
North, David 1999. The guinea-pig. The UFAW handbook of the care and management of laboratory animals. Red. Trevor
Poole. 7.uppl. Vol. 1. Oxford: Blackwell Science.
Nowak, Krzysztof W. m.fl. 2002. Effects of prolonged leptin infusion on rat pituitary-adrenocortical function. Int.j. of molecular medicine 9, 61–64.
O’Brien, Deirdre, m.fl. 1993. Comparison of stress induced in rats by four different anaesthetic regimens as recorded by
urinary concentrations of corticosterone and testosterone. Scand. J. Lab. Anim. Sci. 20(2), 113–116.
OECD Guidance document on the recognition, assessment, and use of clinical signs as humane endpoints for experimental animals
in safety evaluation. 2000. (ENV/JM/MONO(2000)7). <http://www.olis.oecd.org/olis/2000doc.nsf/LinkTo/env-jmmono(2000)7>
Omaye, S.T. m.fl. 1987. Simple method for bleeding the unanaesthetized rat by tail venipuncture. Lab. Anim. 21, 353–363.
Otto, Glen, m.fl. 1993. Practical venipuncture techniques for the ferret. Lab. Anim. 27, 26–29.
Pain and distress in laboratory rodents and lagomorphs. Report of the Federation of European Animal Science Associations
(FELASA) Working Group on Pain and Distress accepted by the FELASA Board of Management November 1992. Lab.
Anim. 28, 97–112.
Pain management in animals. 2000. London.
Pain relief: a universal human right. 2004. Pain 112, 1–4
Park, Carol M., m.fl. 1992. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Lab. Anim. Sci. 42(5), 508–513.
Paton, William D.M. 1983. Is CO2 euthanasia humane? Nature 305, 22 sept., 268.
Peeters, M.E. m.fl. 1988. Four methods for general anaesthesia in the rabbit: a comparative study Lab. Anim. 22, 355–360.
Penson, J.E., I. N. Rickets och C. A Chadwick 2008. Refining humane end points in mouse irradiation studies. Anim. Tech.
Welf. 7(1), 29–30.
Pérez, C. m.fl. 1997. Individual housing influences certain biochemical parameters in the rat. Lab. Anim. 31, 357–361.
Pfeil, R., 1988. Effects of repeated blood samplings on locomotor activity, evasion and wheel-running activity in mice. Lab.
Anim. 22, 46–50.
Piersma, F.E. m.fl. 1999. Interference of pain control employing poioids in in vivo immunological experiemants. Lab. Anim.
33, 328–333.
Piggott, Maxine P., och Andrea C. Taylor 2003. Remote collection of animal DNA and its applications in conservation management and understanding the population biology of rare and cryptic species. Wildlife research, 30, 1–13.
Pihl, Liselotte, och Jann Hau 2003. Faecal corticosterone and immunoglobulin A in young adult rats. Lab. Anim. 37, 166–
171.
Plous, Scott L., och Harold Herzog 2001. Reliability of protocol reviews for animal research. Science 293 (5530), 27 juli,
608–609.
Poole, Trevor B. 1995. Welfare considerations with regard to transgenic animals. Animal welfare 4, 81–85.
Poole, Trevor B. 1997. Happy animals make good science. Lab. Anim. 31, 116–124.
Popilskis, Sulli J. m.fl. 1991. Comparison of xylazine with tiletamine-zolazepam (Telazol) and xylazine-ketamine anesthesia
in rabbits. Lab. Anim. Sci. 41(1), 1991, 51–53.
Puustinen, Katja 2004. Evaluation of the tail biopsy procedure on the behaviour and wellbeing of mice – a pilot study. Examensarbete 2004:10, Veterinärprogrammet, Veterinärmedicinska fakulteten, SLU, Uppsala.
Qiu, Chunyuan, m.fl. 2001. Pre-emptive analgesic effect of general anesthesia, spinal anesthesia and peripheral nerve block
in neonatal rats. American society of anesthesiologists. Annual meeting abstracts A1288.
Quimby, Fred W., 1994. Twenty-five years of progress in laboratory animal science. Lab. Anim. 28, 158–171.
Raj, A.B.M och N.G. Gregory 1995. Welfare implications of the gas stunning of pigs 1. Determination of aversion to the
initial inhalation of carbon dioxide or argon. Animal welfare 4, 273–280.
Raj, A.B.M och N.G. Gregory 1996. Welfare implications of the gas stunning of pigs 2. Stress of induction of anaesthesia.
Animal welfare 5, 71–78.
Raje, S.S., och K.L. Stewart 2000. Group housing female guinea pigs. Lab. Anim. 29, 31–32. <http://www.awionline.
org/www.awionline.org/lab_animals/biblio/la29-8gp.html>
Redgate, E.S, M. Deutch och S.S. Boogs 1991. Time of death of CNS tumour-bearing rats can be reliably predicted by body
307
Referenser
weight-loss patterns. Lab. Anim. Sci. 41(3), 269–273.
Refinement and reduction in production of genetically modified mice. Sixth report of BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW
joint working group on refinement. 2003. Lab. Anim. 37, suppl. 1, 1–51. <http://la.rsmjournals.com/content/37/
suppl_1/1.full.pdf>
Refinements in rabbit husbandry 1993. Second report of the AAWF/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group on refinement. Lab. Anim. 27(4), 301–329. <http://la.rsmjournals.com/content/27/4/301.full.pdf>
Refining procedures for the administration of substances. Report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW joint working
group on refinement. 2001. Lab. Anim. 35, 1–41. (Den femte i den serie workshops som organiserats av the British
Veterinary Association Animal Welfare Foundation m.fl. organisationer.) <http://la.rsmjournals.com/content/35/1/1.
full.pdf>
Refining rodent husbandry: the mouse. 1998. Lab. Anim. 32, 233–259.
Reinhardt, Viktor & Annie 2002. Comfortable quarters for laboratory animals. 9th ed. Washington, DC: Animal Welfare
Institute. <http://www.awionline.org/www.awionline.org/pubs/cq02/cqindex.html>
Removal of blood from laboratory mammals and birds. First report of the BVA/FRAME/ RSPCA/UFAW joint working
group on refinement. 1993. Lab. Anim. 27, 1–22. <http://la.rsmjournals.com/content/27/1/1.full.pdf>
Ren, Shuxun, m.fl. 2001. A simplified method to prepare PCR template DNA for screening of transgenic and knockout
mice. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(2), 27–30.
Richardson, Hugh 2000. The European Commission’s work in relation to the replacement, reduction and refinement of
animal experimentation. I: M. Balls, A.-M. van Zeller och M.E. Halder, red., Progress in the reduction, refinement and replacement of animal experimentation. Proceedings of the 3rd World Congress on Alternatives and Animal Use inte Life Sciences
1999. (Developments in animal and veterinary sciences. 31.) Vol. 1, s. 3–5. Amsterdam: Elsevier.
Richerson, Joan 2008. The rodent species is immaterial. Lab Animal 37(3), 105–06.
Rochlitz, I. 2000. Recommendations for the housing and care of domestic cats in laboratories. Lab. Anim. 34, 1–9.
Rodents 1996. Committee on rodents, Institute of Laboratory animal resources, Commission on life sciences, National research council. (Laboratory animal management series.) National academy press: Washington, D.C.
Rogers, Tiffani D., m.fl. 2002. Chronic restraint via tail immobilization of mice: effects on corticosterone levels and other
physiologic indices of stress. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 41(1), 46–50.
Roughan, Johnny 2002. Behavioural assessment of post-operative pain in laboratory rats. (Assessing rodent wellbeing: report
of the 2001 RSPCA/UFAW rodent welfare group meeting.) Anim. Tech. Welf. 1(1), 4–5.
Roughan, John och Paul Flecknell 2001. Behavioural effects of laparotomy and analgesic effects of ketoprofen and carprofen
in rats. Pain 90, 65–74.
Roughan, John och Paul Flecknell 2002. Buprenorphine: a reapprisal of its antinociceptive effects and therapeutic use in
alleviating post-operative pain in animals. Lab. Anim. 36, 322–343.
Roughan, John och Paul Flecknell 2003. Pain assessment and control in laboratory animals. Lab. Anim. 37, 172.
Roughan, John och Paul Flecknell 2004. Behaviour-based assessment of the duration of laparotomy-induced abdominal pain
and the analgesic effects of carprofen and buprenorphine in rats. Behav. Pharmacol. 15, 461–72.
Roughan, John, Paul Flecknell och Barry R. Davies 2004. Behavioural assessment of the effects of tumour growth in rats and
the influence of the analgesics carprofen and meloxicam. Lab. Anim. 38, 286–296.
Rowan, Andrew N., m.fl. 1998. Animal welfare perspectives on pain and distress management in research and testing. Pain
Management and Humane Endpoints. A workshop of The John Hopkins Center for Alternatives to Animal Testing, National Institutes of Health Office for Protection from Research Risks, The National Institutes of Health Office for Animal Care
and Use, and The National Academy of Sciences Institute for Laboratory Animal Research. November 2–3, 1998.
Royo, Felix, Karin Lyberg, Klas S.P. Abelson, Hans-Erik Carlsson och Jann Hau 2005. Effect of repeated confined single
housing of young pigs on faecal excretion of cortisol and IgA. Scand. J. Lab. Anim. Sci. 32(1), 33–37.
Ruiven, R. van, m.fl. 1996. Adaption period of laboratory animals after transport: a review. Scand. J. Lab. Anim. Sci. 23(4),
185–90.
Russell, William M.S. 2000. Forty years on. I: M. Balls, A.-M. van Zeller och M.E. Halder, red., Progress in the reduction,
refinement and replacement of animal experimentation. Proceedings of the 3rd World Congress on Alternatives and Animal Use
inte Life Sciences 1999. (Developments in animal and veterinary sciences. 31.) Vol. 1, s. 7–14. Amsterdam: Elsevier.
Russell, William M.S. och Rex L. Burch, The principles of humane experimental technique. [1959] Special edition. Potters Bar:
Universities Federation for Animal Welfare 1992.
Saibaba, P. m.fl., 1996. Behaviour of rats in their home cages: daytime variations and effects of routine husbandry procedures
analysed by time sampling techniques. Lab. Anim. 30, 13–21.
Sales, G.D. m.fl., 1988. Environmental ultrasound in laboratories and animal houses: a possible cause for concern in the
welfare and use of laboratory animals. Lab. Anim. 22, 369–375.
Sales, G.D. m.fl. 1999. Sources of sound in the laboratory animal environment: a survey of the sounds produced by procedures and equipment. Animal Welfare 8, 97–115.
Sales, Jill 2002. Ultrasound in rats: a means of assessing pain and stress? Anim. Tech. Welf. 1(1), 7.
308
Referenser
Sammartini, U., m.fl. 1997. Longevity, body weight and food consumption in CD-1 mice fed ad libitum. Harmonization of
Laboratory Animal Husbandry. Proceedings of the Sixth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science
Associations 1996, s. 103–105. London: The Royal Society of Medicine Press.
Sanders, P.D. och M.W. Smith 1994. A critical examination of the use of single-sex groups of animals in scientific procedures. Welfare and science. Proceeding of the fifth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associatons, 8–11 June 1993, Brighton, UK. London: Royal Society of Medicine Press, 300–302.
Schaefer, Dagmar C., m.fl. 2010. Analysis of physiological and behavioural parameters in mice after toe-clipping as newborns. Lab. Anim. 44(1), 7–13.
Scharmann, Wolfgang 1994. Housing of mice in an enriched environment. Welfare and science. Proceeding of the fifth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associatons, 8–11 June 1993, Brighton, UK. London: Royal
Society of Medicine Press, 335–337.
Schlede, Eva, Ingrid Gerner och Wolfgang Diener 2000. The use of humane endpoints in acute oral toxicity testing. I: M.
Balls, A.-M. van Zeller och M.E. Halder, red., Progress in the reduction, refinement and replacement of animal experimentation. Proceedings of the 3rd World Congress on Alternatives and Animal Use inte Life Sciences 1999. (Developments in animal and veterinary sciences. 31.) Vol. 2, s. 907–914. Amsterdam: Elsevier.
Schleif, Oliver 2001. Ein Beitrag zur Tiergerechten Haltung der Ratte anhand der Literatur. (Diss., Tierärztlische Hochschule
Hannover.)
Schlingmann, F., m.fl. 1997. Food deprivation: how long and how? Harmonization of Laboratory Animal Husbandry. Proceedings of the Sixth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associations 1996, s. 89–92. London:
The Royal Society of Medicine Press.
Schmitteckert, Eva Maria, Christa-Maria Prokop, Hans J. Hedrich, 1999. DNA detection in hair of transgenic mice – a
simple technique minimizing the distress on the animals. Lab. Anim. 33, 385–389.
Scott, L., och R.N. Hollands 1994. Monitoring home cage activity in rats over 24 hours. Welfare and science. Proceeding of
the fifth symposium of the Federation of European Laboratory Animal Science Associatons, 8–11 June 1993, Brighton,
UK. London: Royal Society of Medicine Press, 364–366.
Seamer, John, 1994. Twenty years on – changes in laboratory animal science. Lab. Anim. 28, 307–312.
Sherwin, C. M. 1996a. Preferences of individually housed TO strain laborataory mice for loose substrate or tubes for sleeping. Lab. Anim. 30, 245–251.
Sherwin, C.M. 1996b. Preferences of laboratory mice for characteristics of soiling sites. Animal Welfare 5, 283–288.
Sherwin, C.M. 1997. Observations on the prevalence of nest-building in non-breeding TO strain mice and their use of two
nesting materials. Lab. Anim. 31, 245–251.
Sherwin, C.M., och C.J. Nicol 1997. Behavioural demand functions of caged laboratory mice for additional space. Anim.
Behav. 53, 67–74.
Silverman, Jerald 2008. Hypothermia as anesthesia. Lab Animal 37(3), 105.
Simpson, David P. 1997. Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat. Lab. Anim. Sci. 47(5), 519–523.
Skandakumar, S., m.fl. 1995. Salivary IgA: a possible stress marker in dogs. Animal Welfare 4, 339–350.
Smiler, Kathleen L., m.fl. 1990. Tissue response to intramuscular and intraperitoneal injections of ketamine and xylazine in
rats. Lab. Anim. Sci. 40(1), 60–64
Smith, Jane A. m.fl. 1997. Reporting animal use in scientific papers. Lab. Anim. 31, 312–317.
Smith, Jane A., och Maggy Jennings 1998. Ethics training for laboratory animal users. Lab. Anim. 32, 128–136.
Smith, Jennifer C., m.fl. 2004. Isofluran with morphine is a suitable anaesthetic regimen for embryo transfer in the production of transgenic rats. Lab. Anim. 38, 38–43.
Smith, William 1993. Responses of laboratory animals to some injectable anaesthetics. Lab. Anim. 27, 30–39.
Smith, William, och Stephen B. Harrap 1997. Behavioural and cardiovascular responses of rats to euthanasia using carbon
dioxide gas. Lab. Anim. 31, 337–346.
Smärta och andra obehag i samband med djurförsök m.m. Utredning av Centrala försöksdjursnämnden, 2000. (CFN:s skiftserie nr 39.) Stockholm.
Snitily, Mary U., 1991. A simple method for collection of blood from the rat foot. Lab. Anim. Sci. 41(3), 285–287.
Speth, Robert C., m.fl. 2001. Regarding the inadvisibility of administering postoperative analgesics in the drinking water of
rats (Rattus norvegicus). Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(6), 15–17.
Stafleu, F.R. m.fl. 1999. The ethical acceptability of animal experiments: a proposal for a system to support decision-making.
Lab. Anim. 33, 295–303.
Stern, Natalia 1996. Jämförande studier av inhalationsanestesimedels påverkan på råtta och mus. Examensarbete inom
toxikologutbildningen utfört vid Institutet för miljömedicin, Karolinska Institutet, Stockholm.
Steward, John P., m.fl. 1968. Errors in the technique of intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 16(9), 1418–19.
Stokes, William S. 2000. Humane endpoints for laboratory animals used in toxicity testing. I: M. Balls, A,-M. van Zeller
och M.E. Halder, red., Progress in the reduction, refinement and replacement of animal experimentation. Proceedings of the
3rd World Congress on Alternatives and Animal Use inte Life Sciences 1999. (Developments in animal and veterinary sci-
309
Referenser
ences. 31.) Vol. 2, s. 897–906. Amsterdam: Elsevier.
Sutanto, W., och E.R. de Kloet 1994. The use of various animal models in the study of stress and stress-related phenomena.
Lab. Anim. 28, 293–306.
Svendsen, Per 1994. Expression and relief of pain in laboratory animals. Welfare and science. Proceedings of the fifth FELASA
symposium 8–11 June 1993, Brighton, UK, s. 7–14. London: Royal Society of Medicine.
Tabata, H. m.fl. 1998. Comparison of effects of restraint, cage transportation, anaesthesia and repeated bleeding on plasma
glucose levels between mice and rats. Lab. Anim. 32, 143–148.
Tacke S. m.fl. 1998. [Sevoflurane (SEVOrane) as an inhalation anesthetic in dogs in comparison with halothane and isoflurane] [på tyska] Tierärztliche Praxis. Ausgabe K, Kleintiere/Heimtiere 26(6), 369–77. (Enl. abstract i PubMed)
Taddio A. m.fl 1997. Effect of neonatal circumcision on pain response during subsequent routine vaccination. Lancet 349,
599–603.
Takahashi, Toshiyuki m.fl. 2004. Changes in response properties of spinal dorsal horn neurons after skin incisions in rat pup
in response properties ins. American society of anesthesiologists. Annual meeting abstracts A-849.
Taylor, Reagan, m.fl. 2000. Evaluation of an anesthetic regimen for retroorbital blood collection from mice. Contemp. Top.
Lab. Anim. Sci. 39(2), 14–17.
The Three Rs Declaration of Bologna. 2000. I: M. Balls, A.-M. van Zeller och M.E. Halder, red., Progress in the reduction,
refinement and replacement of animal experimentation. Proceedings of the 3rd World Congress on Alternatives and Animal Use
inte Life Sciences 1999. (Developments in animal and veterinary sciences. 31.) Vol. 1, s. 15. Amsterdam: Elsevier.
Thelestam, Monica 1985. Alternativa metoder till djurförsök. Alternativa metoder till djurförsök. (CFN:s skriftserie 2). Stockholm: Centrala föröksdjursnämnden.
Tinbergen, Nico 1965. Animal behavior. New York.
Toth, Linda A. 1997. The moribund state as an experimental endpoint. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 36(3), 44–48.
Toth, Linda A., och Bruce January 1990. Physiological stabilization of rabbits after shipping. Lab. Anim. Sci. 40(4), 384–
387.
Toth, Linda A., och Thomas W. Gardiner 2000. Food and water restriction protocols: physiological and behavioral considerations. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 39(6), 9–23.
Toth, Linda.A. m.fl. 1989. An evaluation of distress following intraperitoneal immunization with Freund’s adjuvant in mice.
Lab. anim. sci. 39(2), 122–126.
Transgenesis techniques. Principles and protocols. 1993. Red. David Murphy och David A. Carter. (Methods in molecular biology. 18.) Totowa, N.J.: Humana Press.
Tuli, J.S. m.fl. 1995a. Corticosterone, adrenal and spleen weight in mice after tail bleeding, and its effect on nearby animals.
Lab. Anim. 29, 90–95.
Tuli, J.S. m.fl. 1995b. Stress measurements in mice after transportation. Lab. Anim. 29, 132–138.
Turner, Patricia V., m.fl. 2001. The effects of overnight fasting, feeding, or succose supplementation prior to necropsy in rats.
Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(4), 36–40.
Turner, R.J. m.fl., 1997. An immunological assessment of group-housed rabbits. Lab. Anim. 31, 312–317.
The UFAW handbook on the care and management of laboratory animals. Vol. 1. 7. uppl. Oxford 1999.
U.S. Government Principles for the Utilization and Care of Vertebrate Animals Used in Testing, Research, and Training. http://
grants.nih.gov/grants/olaw/references/phspol.htm#respa (050103)
UKCCCR guidelines for the welfare of animals in experimental neoplasia. 1988. Lab. Anim. 22(3), 195–201
<http://la.rsmjournals.com/cgi/content/citation/22/3/195>. 2:a rev. uppl. (1997) på <http://ncrndev.org.uk/index.
php?option=com_content&task=view&id=34&ltemid=251>
Vachon, Pascal och J. P. Moreau 2001. Serum corticosterone and blood glucose in rats after two jugular vein blood sampling
methods: comparison of the stress response. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 40(5), 22–24.
Vachon, Pascal, m.fl. 2000. A pathophysiological study of abdominal organs following intraperitoneal injections of chloral
hydrate in rats: camparison between two anaesthesia protocols. Lab. Anim. 34, 84–90.
Walum, Erik 1995. Inledning: Alternativa metoder – RRR. Förfina minska ersätt. En antologi om alternativa metoder till
djurförsök inom biomedicin. Red. av Maud Lorentz och Erik Walum. (CFN:s skriftserie 27) Stockholm: Centrala försöksdjursnämnden.
Van Reenen, C. G. m.fl. 2001. Transgenesis may affect animal welfare: a case for systematic risk assessment. J. Anim. Sci. 79,
1763–1779.
Wang, Lotus 2005. A primer on rodent identification methods. Lab Animal Europe 5(4), 38–41.
Warn, P. A. m.fl. 2003. Infrared body temperature measurement of mice as an early predictor of death in experimental fungal
infections. Lab. anim. 37, 126–131.
Waynforth, H. B. och Paul A. Flecknell 1992. Experimental surgical techniques in the rat. 2. uppl. London: Academic
press.
Waynforth, H. B., J.W. Holsman och R. Parkin 1977. A simple device to facilitate intragastric infusion per os in the con-
310
Referenser
scious rat. Lab. Anim. 11, 129–131.
Wedholm, Annemay 2004. Studier av endorfin-frisättning i samband med akupunktur. Otryckt examensarbete 10 p., Enheten för fysiologi, Farmaceutiska fakulteten, Uppsala universitet.
Weerd, H.A. Van de, m.fl. 1997. Preferences for nesting material as environmental enrichment for laboratory mice. Lab.
Anim. 31, 133–143.
Weiss, J. och F. Zimmermann 1999. Letters to the Editor. Lab. Anim. 33, 192–193.
Wemelsfelder, Francoise. 1984. Animal boredom: is a scientific study of the subjective experiences of animals possible? I
M.W. Fox och L. D. Mickley (red.), Advances in animal welfare science 1984/85.Washington, D.C.
Wennbo, Håkan, 1997. Mammary tumor formation and prostate hyperplasia in prolactin transgenic mice: funtional analysis
of receptor specificity. (Diss.) Göteborg.
Vermeulen, J.K., A. de Vries, F. Schlingmann och R. Remie 1997. Food deprivation: common sense or nonsense? Anim
Technol 48, 45–54.
Wesselmann, U., m.fl. 1998. Uterine inflammation as a noxious visceral stimulus: behavioral characterization in the rat.
Neurosci. Lett. 246(2), 73–76.
Whelan, G., och Paul A. Flecknell 1992. The assessment of depth of anaesthesia in animals and man. Lab. Anim. 26, 153–
162.
White, Helen 2004. The revision of the humane endpoint of a mouse test. Briefing 7(1), 32.
Wiersma, J., och J. Kastelijn 1985. A chronic technique for high frequency blood sampling/transfusion in the freely behaving rat which does not affect prolactin and corticosterone secretion. J. Endocr. 107, 285–292.
Vlach, Kim D., James W. Boles och Bradley G. Stiles 2000. Telemetric evaluation of body temperature and physical activity
as predictors of mortality in a murine model of staphylococcal enterotoxic shock. Comp. Med. 50(2), 160–166.
Wolfensohn, S.E. 1997. Brief review of scientific studies of the welfare implications of transporting primates. Lab. Anim. 31,
303–305.
Wolfensohn, Sarah, och Maggie Lloyd 1999. Handbook of laboratory animal management and welfare. 2. uppl. Oxford.
Volker, D., m.fl. 2000. Oral biprenorphine is anti-inflammatory and modulates the pathogenesis of streptococcal cell polymer-induced arthritis in thje Lew/SSN rat. Lab. Anim. 34, 423–429.
Woolf, Clifford J. 1983. Evidence for a central component of post-injury pain hypersensitivity. Nature 306, 15 dec., 686–
688.
Würbel, H. 2002. Behavioral phenotyping enhanced – beyond (environmental) standardization. Genes, Brain and Behavior
1, 3–8
Zeller, Walter, m.fl. 1998a. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Lab. Anim. 32, 369–376.
Zeller, Walter, m.fl. 1998b. Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice. Lab. Anim. 32,
407–413.
Zeller, Walter, m.fl. 1999. The author’s reply. Lab. Anim. 33, 193.
Zimmermann, Klaus, Hans Peter Schwarz och Peter L. Turecek 2000. Deoxyribonucleic acid preparation in polymerase
chain reaction genotyping of transgenic mice. Comp. Med. 50(3), 314–316.
Öbrink, Karl Johan, och Margareta Waller 1996. Försöksdjurskunskap. Lund: Studentlitteratur.
Østergaard, Grete 2008. Humane endpoints. Course in laborative animal scence 2008. (Health Sciences, University of Copenhagen) <http://emed.ku.dk/kurser/forsoegsdyrskundskab_c/microsoftpowerpoint-humaneendpoints.pdf>
311

Att bedöma djurförsök

Transcription

Similar documents

FAKTA OM GRISAR av Hugo pdf

Gåvogram - Forska Utan Djurförsök

Social dominans Ett priroriteringssystem baserat på antingen öppen

812018A-Racumin Pasta P 50x100g (SE).eps

Här hittar du intervjun.

Modernt - Lantbrukets affärer

välkommen in i naturen

TOMCAT® - Pharmaxim

Info Groningen 2011 - Erasmus Mundus Master Programme in

PM Råttor är ett stort problem

A. Pettersson

Nyckeln till lärande