Teil 2 - ARA Pustertal AG

Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 31: Aktivität der schwarzen Granulenfraktion aus dem DEMON®-Reaktor Tobl. Verlauf der
+
-
-
Stickstoffverbindungen Ammonium (NH4 ), Nitrit (NO2 ) und Nitrat (NO3 ) unter anaeroben Bedingungen.
In Abbildung 30 sind die Verläufe der gemessenen Stickstoffverbindungen im
Aktivitätstest mit roten Granulen dargestellt. Die Abnahme von Ammonium (von
110 auf 87 mg N/L) bedeutete eine durchschnittliche stündliche Abnahme von
9,6 mg/L Ammonium-Stickstoff pro Gramm Trockensubstanz (Abb. 32), die
Abnahme von Nitrit (von 77 auf 51 mg N/L) eine durchschnittliche stündliche
Abnahme von 9,8 mg/L Nitrit-Stickstoff pro Gramm Trockensubstanz. Eine leichte
Zunahme von Nitrat (von 3 auf 8,4 mg N/L) bedeutete eine durchschnittliche
stündliche Zunahme von 1,8 mg/L Nitrat-Stickstoff pro Gramm Trockensubstanz
(Abb. 32).
Abbildung 31 zeigt die Verläufe der gemessenen Stickstoffverbindungen im
Aktivitätstest mit schwarzen Granulen. Die Abnahme von Ammonium (von 108 auf
94 mg N/L) bedeutete eine durchschnittliche stündliche Abnahme von 1,25 mg/L
Ammonium-Stickstoff pro Gramm Trockensubstanz (Abb. 32), die Abnahme von
Nitrit (von 80 auf 69 mg N/L) eine durchschnittliche stündliche Abnahme von 1,32
mg/L Nitrit-Stickstoff pro Gramm Trockensubstanz. Eine leichte Zunahme von Nitrat
79
Ergebnisse ARA Tobl
(von 3,2 auf 6 mg N/L) bedeutete eine durchschnittliche stündliche Zunahme von
0,2 mg/L Nitrat-Stickstoff pro Gramm Trockensubstanz (Abb. 32).
Abbildung 32: Vergleich der Umsatzraten der roten und schwarzen Granulenfraktion des DEMON®-Reaktors
der ARA Tobl.
Die Umsatzraten der roten und schwarzen Granulenfraktion aus dem DEMON®Reaktor in Tobl werden in Abbildung 32 miteinander verglichen. Die rote
Granulenfraktion unterschied sich deutlich in ihrer Abbauleistung von jener der
schwarzen Granulenfraktion, dies zeigte sich in den Abbauraten von Ammonium
(9,6 bzw. 1,25 mg N/L*h*g TS) und Nitrit (9,78 bzw. 1,32 mg N/L*h*g TS). Die
Umsatzraten der roten Granulenfraktion unterschieden sich dabei kaum von
gemessenen Umsatzraten der Strasser Anammox-Biomasse (vgl. Abb. 29).
80
Ergebnisse ARA Tobl
6.4 Untersuchung auf Inhibitoren der Anammox-Bakterien
6.4.1
Organische Säuren und Anionen
Wie in Abbildung 33 deutlich zu erkennen, konnten nur geringe Konzentrationen
organischer Säuren im Trübwasser, im Zulauf und im DEMON®-Reaktor
nachgewiesen werden.
Im Zulauf (Trübwasser und Brüdenkondensat) zum Reaktor konnte Milchsäure in
einer niedrigen Konzentration (5,2 mg/L), im Trübwasser Milchsäure (1,4 mg/L) und
Buttersäure (6,2 mg/L) nachgewiesen werden. Im DEMON®-Reaktor konnten
Milchsäure (7,8 mg/L) und Capronsäure (12,9 mg/L) gefunden werden. Essigsäure,
Phenylessigsäure und Propionsäure konnten nicht nachgewiesen werden (unter
Detektionslimit).
Abbildung 33: Organische Säuren und anorganische Anionen.
Die anorganischen Anionen Chlorid, Nitrat, Phosphat und Sulfat konnten sowohl in
den Zulaufproben als auch im Becken nachgewiesen werden. Chlorid kam in hohen
Konzentrationen im Trübwasser (1,6 g/L) und im Zulauf (0,39 g/L) vor, im Becken
selbst nahm die Chlorid-Konzentration kaum ab (0,37 g/L). Die höchsten
81
Ergebnisse ARA Tobl
Konzentrationen von Sulfat konnten im Zulauf (40,8 mg/L) und im Becken (42,1
mg/L) nachgewiesen werden. Phosphat kam in geringen Konzentrationen in allen
Proben vor (2,2 mg/L im Zulauf, 9,2 mg/L im Becken und 22,6 mg/L im Trübwasser).
Im Gegensatz zu Nitrit (Messbereich unterschritten) konnte Nitrat nachgewiesen
werden (1,3 mg/L im Zulauf, 3,9 mg/L im Trübwasser und 64,2 mg/L im Becken).
6.4.2
Spurenelementversorgung
Die ausreichende Versorgung der Bakterien mit essentiellen Spurenelementen wie
Zink, Nickel, Eisen, Mangan, Kupfer, Kobalt und Molybdän muss im Reaktor
gewährleistet sein. Die generierten Messwerte der Spurenelementanalysen für die
Filtrate der Proben Trübwasser, Brüdenkondensat, DEMON®-Zulauf und -Becken
sind in Abbildung 34 dargestellt. Auffällig waren die hohen Messwerte für Phosphor
in der Trübwasserprobe, sowie jene für Eisen im Trübwasser und im Becken. Kobalt
und Molybdän
lagen bei den Proben unter dem Detektionslimit der
Atomabsorptionsspektroskopie (Ausnahme Kobalt in der Probe Trübwasser).
Abbildung 34: Spurenelemente und Phosphor in Filtraten der Proben Trübwasser, Brüdenkondensat,
DEMON®-Zulauf und DEMON®-Becken (0: unter dem Detektionslimit).
82
Ergebnisse ARA Tobl
In Abbildung 35 sind die Spurenelemente, welche in der Biomasse gebunden sind, in
den Proben DEMON®-Becken (Gesamtbiomasse) sowie rote und schwarze
Anammox-Granulen, dargestellt.
Auffällig waren die zum Teil großen Unterschiede zwischen roter und schwarzer
Anammox-Biomasse.
Bei
Phosphor
und
Eisen
waren
die
gemessenen
Konzentrationen in der schwarzen Granulenfraktion beinahe dreimal so hoch wie
die Konzentrationen in der roten. Doppelt so hohe Konzentrationen in schwarzer
Anammox-Biomasse konnten bei Zink und Mangan gemessen werden.
Abbildung 35: Spurenelemente und Phosphor in der Biomasse des DEMON®-Beckens (Gesamtbiomasse)
sowie in roten und schwarzen Anammox-Granulen.
6.4.3
Biogene Amine
Eine mögliche Substanzklasse, welche zur Inhibition der Anammox-Bakterien
beitragen kann, sind freie Aminosäuren und primäre Amine. Mittels OPA/NACMethode kann die Gesamtheit der Aminosäuren und der primären Amine anhand
ihrer Stickstoffgruppe erfasst werden. Für den Zulauf zum Reaktor konnte eine
primäre Amine-Konzentration von unter 0,02 mM, für den DEMON®-Reaktor eine
Konzentration von unter 0,06 mM gemessen werden.
83
Ergebnisse ARA Tobl
6.4.4
Osmotischer Druck
Als Maß für den osmotischen Druck (durch erhöhte Salinität) wird die osmotische
Konzentration bestimmt. Die Osmolalität im DEMON®-Becken konnte seit
Inbetriebnahme des Reaktors bestimmt werden und liegt konstant niedrig zwischen
25 und 30 mOsm/kg.
6.4.5
Sulfide
Im Faulturm entstehendes Sulfid wird an der ARA Tobl mit Eisen gefällt, es
entstehen dabei schwarze Eisensulfidkomplexe. Die auftretende Schwarzfärbung
einiger Anammox-Granulen könnte damit im Zusammenhang stehen. Zudem ist der
Eisengehalt in der schwarzen Anammox-Biomasse erhöht (Abb. 35) und könnte für
eine Komplexbildung in den Granulen zur Verfügung stehen. Daher erfolgte eine
Bestimmung der Sulfidkonzentrationen in Filtratproben (Trübwasser, DEMON®Zulauf und -Becken) sowie die Konzentration von Sulfiden, welche in der Biomasse
gebunden
sind
(DEMON®-Becken
(Gesamtbiomasse),
rote
und
schwarze
Granulenfraktion).
Die gemessenen Sulfidkonzentrationen im Zulauf zum DEMON®-Reaktor der ARA
Tobl (1,2 µg S2-/L) mit jenen im Zulauf der ARA Strass (2,5 mg S2-/L) unterschieden
sich deutlich. Die Sulfidkonzentration im Trübwasser der ARA Tobl lag ebenso
deutlich darunter (75,9 µg S2-/L). Auch die gemessenen Konzentrationen in den
Reaktoren unterschieden sich stark (2,3 µg S2-/L in Tobl bzw. 49,8 µg S2-/L in Strass)
(Abb. 36).
In der Biomasse aus dem Becken der ARA Tobl (0,7 µg S2-/g TS) konnten höhere
Sulfidkonzentrationen als im Becken der ARA Strass (0,5 µg S2-/g TS) nachgewiesen
werden. Der Unterschied zwischen den gemessenen Konzentrationen in roter und
schwarzer Anammox-Biomasse war gering (0,4 bzw. 0,3 µg S2-/g TS) (Abb. 37).
84
Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 36: Sulfidkonzentrationen in Filtratproben DEMON®-Becken und -Zulauf (Vergleich mit ARA Strass)
und Trübwasser (ARA Tobl).
Abbildung 37: Sulfidkonzentrationen in Biomasse aus dem DEMON®-Becken (Gesamtbiomasse der ARA Tobl
und Strass) sowie in roten und schwarzen Granulenfraktionen (ARA Tobl).
85
Ergebnisse ARA Tobl
6.5 Feststoffeintrag und Belastung der Abwasserlinie
In Abbildung 38 sind die Herkunft der Feststoffe und deren Weg in den DEMON®Reaktor schematisch dargestellt. Ein Abzug der Partikel im Vorlagebehälter ist nicht
möglich, da sowohl aufschwimmender als auch sich absetzender Schlamm
beobachtet werden kann.
Abbildung 38: Herkunft der Feststoffe. Das Trübwasser aus der Schlammtrocknung und den
Schneckenpressen wird in einem Vorlagebehälter zwischengespeichert. Es erfolgt die Mischung mit dem
Brüdenkondensat und die Weiterleitung in den Zwischenspeicher. Das Abwasser im Zwischenspeicher
entspricht dem Zulauf zum DEMON®-Reaktor. Im Vorlagebehälter kann eine flotierende und eine
sedimentierende Feststofffraktion beobachtet werden.
86
Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 39: Links: Feststoffeintrag durch das Trübwasser. Mitte: Abgetrennte Feststoffe durch die
Schneckenpressen. Ein Teil dieser Feststoffe gelangt durch die Spülung der Pressen wieder ins Trübwasser
zurück. Rechts: Blick auf das Trocknungsband der Schlammtrocknungsanlage. Ein Teil dieser Feststoffe
gelangt nach der Spülung des Trocknungsbandes zurück in das Trübwasser.
6.5.1
Sedimentationsverhalten
Die drei Trübwasserfraktionen (Schneckenpresse Normalbetrieb, Schneckenpresse
Spülung
und
Schlammtrocknung)
unterschieden
sich
hinsichtlich
ihres
Sedimentationsverhaltens.
Abbildung 40: Absetzverhalten nach 0 Minuten (links) und nach 30 Minuten (rechts). Schneckenpresse
Normalbetrieb (1), Schneckenpresse Spülung (2) und Trocknung (3).
Die Feststoffe aus der Fraktion der Schneckenpressen im Normalbetrieb waren gut
absetzbar. Die Feststoffe, welche nach dem Spülvorgang im Trübwasser verbleiben,
sedimentierten zwar langsam, aber weniger Schwimmschlamm trat auf. Sehr
schlechtes Sedimentationsverhalten zeigten die Feststoffe aus der Trocknung.
Versuche zur Bestimmung der Surface-Overflow-Rate im Trübwasser zeigten, dass
die Feststoffe im Trübwasser aus der Fraktion der Schneckenpressen im
87
Ergebnisse ARA Tobl
Normalbetrieb langsam und diskontinuierlich sedimentierten und zum Teil
aufschwimmen. Die Feststoffe aus der Fraktion der Schneckenpressen im
Spülbetrieb setzten sich gleichmäßig ab. Ein Aufschwimmen des Schlammes konnte
hier nicht beobachtet werden (Abb. 41).
Abbildung 41: Bestimmung der Surface-Overflow-Rate im Trübwasser in den Fraktionen Schneckenpresse
Normalbetrieb und Schneckenpresse Spülung.
6.5.2
Siebanalyse
Um die Korngrößenverteilung der Feststoffe charakterisieren zu können, wurden
Siebanalysen durchgeführt. In Abbildung 42 sind die Partikel im Lupenbild
dargestellt, in Abbildung 43 die kumulative Korngrößenverteilung der drei
Trübwasserfraktionen. Die Partikel aus der Trocknung waren größer als jene aus
den Schneckenpressen, zwischen den beiden Schneckenpressen-Fraktionen
(Normalbetrieb und Spülung) gab es kaum Unterschiede. Um den Großteil der
Feststoffe aus der Abwasserlinie zu entfernen, wird eine Maschenweite von 125 µm
benötigt.
88
Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 42: Feststoffe im Zulauf zum DEMON®-Reaktor (links) und anfallende Partikel beim Pressvorgang
(rechts).
Abbildung 43: Kumulative Korngrößenverteilung der Feststoffe aus den Trübwasserfraktionen Trocknung,
Schneckenpresse Spülung und Normalbetrieb.
89
Ergebnisse ARA Tobl
6.6 Laborreaktor
Im Laborreaktorversuch wurde Biomasse (1,4 g TS) aus dem DEMON®-Becken Tobl
(Probenahme im Juni 2014) mit einem synthetischen Medium versetzt. Durch
Zugabe von Spurenelementlösung nach Egli zum Medium konnten optimale
Bedingungen für die Bakterien im Laborreaktor geschaffen werden.
Nach zweiwöchigem Testbetrieb konnte ein leichter Zuwachs von Biomasse
beobachtet werden (von 1,4 g TS auf 1,52 g TS), die Osmolalität im Reaktor
(zwischen 20 und 30 mOsm/kg) und die Alkalinität (zwischen 3,5 bis 5,0 mM)
blieben konstant.
In den Belüftungsintervallen konnte eine Abnahme von Ammonium
(Zulauf: 200 mg N/L; Reaktor: 50 mg N/L) und eine Zunahme von Nitrit (Reaktor:
26 mg N/L), in den Belüftungspausen eine Abnahme von Ammonium und Nitrit,
beobachtet werden.
Abbildung 44: Ausschnitte der Online-Aufzeichnungen der Parameter pH und gelöster Sauerstoff.
90
Ergebnisse ARA Tobl
Gut zu erkennen war der Verlauf des pH-Wertes bei eingeschalteter (pH sinkt) und
abgestellter
(pH
Sauerstoffsonde
steigt)
Belüftung
konnte
(Abb.
44).
Einen
Abwärts-Drift
beobachtet
der
werden.
91
Ergebnisse ARA Tobl
6.7 Molekularbiologische Untersuchungen
6.7.1
Extraktion der DNA
Die DNA Extraktion erfolgte aus folgenden Proben (Abb. 45): Tobl AMX (nur
Anammox-Biomasse), Tobl Biomasse gesamt (aus dem DEMON®-Becken), Tobl rote
Granulen, Tobl schwarze Granulen, Strass AMX (nur Anammox-Biomasse), Strass
Biomasse gesamt (aus dem DEMON®-Becken) und Strass Hydrozyklon Unterlauf.
Abbildung 45: Agarose-Gelelektrophorese für die DNA Extrakte extrahiert mit der Kombination des Qiagen
DNeasy® Blood & Tissue und dem Powersoil® DNA Isolation Kit (St.: Standard).
Die Extraktion der DNA mittels einer Kombination (vgl. Material und Methoden) des
Qiagen DNeasy® Blood & Tissue Kit (Qiagen) und Powersoil® DNA Isolation Kit (MO
BIO Laboratories Inc.) lieferte positive Ergebnisse für alle Proben. Einheitliche
Banden in der Höhe genomischer DNA zeigten deutlich, dass die Fragmente nicht
mechanisch zerstört und in kleinere DNA-Fragmente zerkleinert wurden. Eine
solche Zerkleinerung konnte nur für eine Parallele der Strass Hydrozyklon Unterlauf
Probe beobachtet werden (Schmierspur). Schwach sichtbare Banden sind ein Indiz
für geringe, helle Banden ein Indiz für hohe DNA-Konzentrationen.
92
Ergebnisse ARA Tobl
6.7.2
Quantifizierung der Anammox-Biomasse
Mit Hilfe der Realtime PCR (qPCR) konnten die 16S rRNA-Gensequenz von
Anammox-Bakterien in verschiedenen Proben (Kapitel 6.7.1 und Abb. 45)
quantifiziert werden. Es ergaben sich dabei Werte von 9*109 Genkopien pro Gramm
Trockensubstanz in der Probe Tobl Gesamtbiomasse und 8,6*10 11 Genkopien pro
Gramm Trockensubstanz in der Probe Strass Gesamtbiomasse. Die Proben Tobl rote
und
Tobl
schwarze
Granulen
unterschieden
sich
nur
geringfügig
(rot:
3,2*1010 Genkopien/g TS; schwarz: 3,7*1010 Genkopien/g TS) voneinander (Abb.
46). Die Effizienz der qPCR betrug 0,34 (R2: 0,997). Der Verlauf der qPCR ist im
Anhang dargestellt.
Abbildung 46: Genkopien pro Gramm Trockensubstanz. Die Probe DEMON®-Becken entspricht der
Bezeichnung Tobl Biomasse gesamt. Die Proben Tobl AMX, Strass AMX und Strass Zyklon UL sind in der
Abbildung nicht dargestellt.
93
Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 47 zeigt die Schmelzkurve (melting curve) für die durchgeführte qPCR.
Die dichte Aneinanderreihung der Peaks und das Fehlen von Peaks im unteren
Temperaturbereich
lassen
darauf
schließen,
dass
es
zu
keinen
Primerdimerisierungen während der qPCR kam. Auffallend ist der Doppelpeak im
Temperaturbereich 85 °C bis 90 °C (in der Abbildung markiert) welcher deutlich bei
den Proben aus dem DEMON®-Reaktor der ARA Tobl auftritt.
Abbildung 47: Schmelzkurve (melting curve) zur Qualitätskontrolle der qPCR (X-Achse: Temperatur von 55 °C
bis 95 °C; Y-Achse: df/dT in 5 °C Schritten).
6.7.3
16S rRNA Sequenzierung
Der Artenreichtum des DEMON®-Reaktors der ARA Tobl wurde mittels einer
Verdünnungskurve (rarefaction analysis) ausgewertet (Abb. 48). Die insgesamt
33.600 „reads“ der roten Granulenfraktion konnten zu 575 OTUs gruppiert werden.
In 42.800 „reads“ der schwarzen Granulenfraktion waren es 693 OTUs, in
44.300 „reads“ der DEMON®-Becken-Gesamtfraktion waren es 630 OTUs. Für die
Berechnung der Diversität wurde die Stichprobenmenge der kleinsten Fraktion (rote
Granulenfraktion) herangezogen.
Der Shannon-Index für die rote Granulenfraktion war 3,1231, jener der schwarzen
Granulenfraktion 2,8764 und jener der DEMON®-Beckenprobe 3,2859.
94
Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 48: Verdünnungskurve zur Veranschaulichung des Artenreichtums. In 33.600 reads der roten
Granulenfraktion konnten 575 verschiedene OTUs bestimmt werden. Diese Werte wurden für die Berechnung
der Diversität herangezogen.
Die dominanten Phylotypen (Betrachtung des Phylum-Levels) in der Probe
DEMON®-Becken waren Acidobacteria (12 Prozent), Chlorobi (50 Prozent),
Proteobacteria (23Prozent), Chloroflexi (4 Prozent) und Planctomycetes (3,7
Prozent). In der roten Granulenfraktion konnten folgende relative Abundanzen
festgestellt
werden:
Acidobacteria
(16
Prozent),
Chlorobi
(37 Prozent),
Proteobacteria (22 Prozent), Chloroflexi (6 Prozent) und Planctomycetes (4,9
Prozent). In der schwarzen Granulenfraktion konnten folgende relative Abundanzen
festgestellt
werden:
Acidobacteria
(14
Prozent),
Chlorobi
(37
Prozent),
Proteobacteria (26 Prozent), Chloroflexi (7 Prozent) und Planctomycetes (5,6
Prozent) (Abb. 49). Die vollständige Auflistung der Diversität in den Proben des
DEMON®-Reaktors Tobl ist im Anhang dargestellt.
95
Ergebnisse ARA Tobl
Abbildung 49: Dominante Phylotypen (relative Abundanz) und Diversität in den drei untersuchten Proben des
DEMON®-Reaktors der ARA Tobl.
Die Bakterien-Gemeinschaft auf OTU-Level (operational taxonomic unit) ist in
Abbildung 50 dargestellt. Dominant ist in allen drei Proben OTU 0001 mit einer
relativen Abundanz von 45 Prozent im DEMON®-Becken, 40 Prozent in der roten
und 35 Prozent in der schwarzen Granulenfraktion. Die Sequenz ist mit 98 Prozent
Ähnlichkeit der Sequenz vom unkultivierten Planctomyceten Klon 5GA_Pla_HKP_17
zuordenbar (Accession number: GQ356164).
Bezogen auf die relative Abundanz ist OTU 0011 die zweithäufigste Gruppe in den
drei Proben (7 Prozent im DEMON®-Reaktor, 9 Prozent in der roten und 8 Prozent in
der schwarzen Granulenfraktion). Mit 99 Prozent Ähnlichkeit konnte OTU 0011 der
96
Ergebnisse ARA Tobl
Sequenz der Bakterien-Aufzuchtskultur Klon SRAO_12 zugeordnet werden
(Accession number: KM210533).
Abbildung 50: Relative Abundanz und Diversität auf OTU-Level des DEMON®-Reaktors der ARA Tobl
(Abundanz-Limit: > 0,5 Prozent. Insgesamt liegen 20 OTUs über diesem Limit, die restlichen OTUs werden als
Andere zusammengefasst).
OTU 0037 mit 99 Prozent Sequenzähnlichkeit zu einem unkultivierten βProteobakterium konnte zu 5 Prozent im DEMON®-Reaktor, zu 6 Prozent in der
97
Ergebnisse ARA Tobl
roten und zu 6 Prozent in der schwarzen Granulenfraktion gefunden werden
(Accession number: CU924961).
Die vierthäufigste Einheit in den drei Proben (5 Prozent im DEMON®-Reaktor, 5
Prozent in der roten und 4 Prozent in der schwarzen Granulenfraktion) war OTU
0019. Mit 100 Prozent Ähnlichkeit konnte OTU 0019 der Sequenz eines
unkultivierten Bakterien-Klons (BPO-10) zugeordnet werden (Accession number:
KF564556). OTU 0004 mit relativen Abundanzen von 3 Prozent im DEMON®Reaktor, 4 Prozent in der roten Granulenfraktion und 4 Prozent in der schwarzen
Granulenfraktion, konnte als eine der fünf größten Einheiten ausfindig gemacht
werden und entspricht mit 99 Prozent Ähnlichkeit der Sequenz eines unkultivierten
Acidobakteriums (Accession number: DQ829632).
Ausgewählte OTUs und deren relative Häufigkeit (Abundanz-Limit > 0,5 Prozent),
sowie Sequenzähnlichkeiten zu kultivierten und unkultivierten Bakterien sind in
Abbildung 50 ausführlich dargestellt. Alle OTUs, welche unter dem Abundanz-Limit
liegen, wurden als Andere zusammengefasst.
98
Ergebnisse ARA Bern
7 Ergebnisse ARA Bern
Im DEMON®-Reaktor der ARA Bern wurde auch Faulschlammzentrat der ARA
Worblental mitbehandelt. Bei Überschreitung eines bestimmten Volumsanteils aus
Worblental brach die Sauerstoffzehrung wegen einer vermuteten Hemmung der
Nitrifikantenpopulation ein. Die Anammox-Bakterien wurden nicht gehemmt
(Abb. 51).
Abbildung 51: Anammox-Granulen aus dem DEMON®-Reaktor Bern. Eine kräftige Rotfärbung und große
Granulen deuten auf eine gesunde, intakte Anammox-Biomasse hin.
7.1 Aktivitätsuntersuchungen
Die Zentratproben wurden mit synthetischem Verdünnungsmedium vermischt
(siehe
Anhang:
Synthetische
Verdünnungsmedien),
und
verschiedene
Verdünnungsstufen (von 0 bis 100 Prozent) wurden hergestellt. Biomasse aus dem
DEMON®-Reaktor der ARA Bern wurde zugegeben (1 g TS/L) und bei 30 °C inkubiert.
Die Aktivität der aeroben Ammonium-oxidierenden Bakterien wurde anhand der
Stickstoff-Spezies Nitrit und Nitrat halbstündlich gemessen. Derselbe Test wurde in
ausgewählten Proben mit Biomasse aus dem DEMON®-Reaktor der ARA Strass
wiederholt.
Die Trockensubstanz-spezifischen Umsatzraten schwanken stark, da die Raten nicht
auf den kaum quantifizierbaren Anteil der Ammonium-oxidierenden Bakterien,
sondern auf die Gesamtbiomasse inklusive Anammox-Granulen und sonstige
99
Ergebnisse ARA Bern
Partikel bezogen wurde. In der Mischprobe (genommen am 11. Juni 2014) der
Zentrate aus der ARA Bern und der ARA Worblental konnte keine Hemmung der
Nitrifikation beobachtet werden, die Umsatzraten unterschieden sich in den
verschiedenen Verdünnungsstufen kaum. Veränderungen der Nitratkonzentration
waren unbedeutend und kaum feststellbar (Abb. 52).
Abbildung 52: Nitrit- und Nitratumsätze der Ammonium-oxidierenden Bakterien im Mischzentrat der ARA
Bern und ARA Worblental.
Die reinen Zentrate der ARA Worblental (Probenahme 11. Juni 2014) hingegen
verursachten eine Hemmung der aeroben Biomasse aus dem DEMON®-Reaktor der
ARA Bern (Abb. 53). Auch eine Hemmung der Biomasse aus dem Reaktor der ARA
Strass konnte beobachtet werden, wobei die Hemmwirkung auf die Biomasse der
ARA Bern stärker war (Abb. 54). Eine Veränderung der Nitratkonzentration war in
beiden Versuchen kaum feststellbar.
100
Ergebnisse ARA Bern
Abbildung 53: Nitrit- und Nitratumsätze der Ammonium-oxidierenden Bakterien (Biomasse Bern) im Zentrat
der ARA Worblental.
Abbildung 54: Nitrit- und Nitratumsätze der Ammonium-oxidierenden Bakterien (Biomasse Strass) im Zentrat
der ARA Worblental.
101
Ergebnisse ARA Bern
Ein zusätzlicher Aktivitätsversuch nach dreimonatiger Einlagerung der Zentratprobe
Worblental (bei 4 °C) zeigte deutlich die veränderte und gesteigerte Aktivität. Für
den Versuch wurde frische Biomasse der ARA Strass verwendet (Abb. 55).
Abbildung 55: Nitrit- und Nitratumsätze der Ammonium-oxidierenden Bakterien (Biomasse Strass) im Zentrat
der ARA Worblental nach dreimonatiger Lagerung der Probe bei 4 °C.
102
Ergebnisse ARA Bern
7.2 Untersuchung auf Inhibitoren der aeroben Ammonium-oxidierenden
Bakterien
7.2.1
Organische Säuren und Anionen
Wie in Abbildung 56 deutlich zu erkennen, konnten nur geringe Konzentrationen
organischer Säuren in der Trübwasser-Mischprobe (ARA Bern und ARA Worblental)
und im Faulschlamm der ARA Worblental nachgewiesen werden.
In der Trübwasser-Mischprobe wurde Milchsäure (17,5 mg/L) nachgewiesen.
Essigsäure (57,5 mg/L) und Iso-Valeriansäure (7,2 mg/L) konnten in der
Faulschlammprobe
der
ARA
Worblental
detektiert
werden.
Buttersäure,
Capronsäure, Phenylessigsäure und Propionsäure konnten in keiner der Proben
nachgewiesen werden (unter Detektionslimit).
Die anorganischen Anionen Chlorid, Nitrit, Nitrat, Phosphat und Sulfat wurden
routinemäßig mitgemessen und zeigten keine besonderen Auffälligkeiten.
Abbildung 56: Konzentration organischer Säuren und anorganischer Anionen.
103
Ergebnisse ARA Bern
7.2.2
Spurenelementversorgung und Schwermetalle
Die generierten Messwerte der Spurenelementanalysen für die Filtrate der Proben
DEMON®-Becken, Trübwasser Mischprobe (ARA Bern und Worblental) und
Faulschlammzentrat Worblental sind in Abbildung 57 dargestellt. Generell konnten
kaum Unterschiede zwischen den Proben festgestellt werden.
Abbildung 57: Spurenelemente und Phosphor in Filtraten der Proben DEMON®-Becken, Trübwasser
Mischprobe (ARA Bern und ARA Worblental) sowie im Faulschlammzentrat der ARA Worblental.
Zusätzlich zu den Spurenelementen wurde in der Biomasse aus dem DEMON®Reaktor der ARA Bern eine Auswahl an toxischen Schwermetallen gemessen.
Aluminium und Chrom wurden in geringen Konzentrationen nachgewiesen. Silber,
Quecksilber, Cadmium, Blei und Vanadium lagen unter der Nachweisgrenze der ICPAtomemmisionsspektroskopie (Abb. 58).
104
Ergebnisse ARA Bern
Abbildung 58: Spurenelemente, Phosphor und einige ausgewählte toxische Schwermetalle in der Biomasse
des DEMON®-Beckens (Gesamtbiomasse) und in Anammox-Granulen des Reaktors der ARA Bern.
7.2.3
Biogene Amine
Durch die Co-Fermentation (Schlachtabfälle, tierische Proteine, Blut) an der ARA
Worblental könnte es zu einer Überlastung des Faulturms und damit verbundenen
erhöhten Konzentrationen von biogenen Aminen kommen. Die gemessenen
Konzentrationen biogener Amine waren in den Zentratproben der ARA Worblental
mit bis zu 25 mg N/L etwa doppelt so hoch wie in den gemischten Zentraten
(Trübwasser Mischung). Im DEMON®-Reaktor waren sie bereits abgebaut und nicht
mehr nachweisbar.
105
Ergebnisse ARA Bern
7.2.4
Osmotischer Druck
Die Osmolalität lag im DEMON®-Reaktor der ARA Bern in einem günstigen Bereich
von rund 50 mOsm/kg, die Zentrate schwankten in Abhängigkeit des
Ammoniumgehaltes von 150 bis 250 mOsm pro Kilogramm. Die verfügbare
Alkalinität in den Zentraten lag zwischen 100 und 150 mM, im Reaktor konnten
knapp 20 mM gemessen werden.
7.2.5
Quartäre Ammoniumverbindungen
Quartäre Ammoniumverbindungen konnten in den Proben der ARA Bern nicht
nachgewiesen werden (unter 0,5 mg QAV/L).
7.2.6
Chlorierte organische Verbindungen
Der AOX-Gehalt als Summenparameter für diese Substanzklasse lag bei 0,25 bis
0,34 mg Cl/L. Das Faulschlammzentrat der ARA Worblental unterschied sich dabei
nicht von den Proben der ARA Bern.
7.2.7
Antibiotika
Aufgrund der Co-Vergärung von Schlachtabfällen an der ARA Worblental erfolgte
eine Untersuchung der Proben auf Veterinärantibiotika. In biologischen Hemmtests
mit
sensitiven
Bakterien
konnten
geringe
Hemmungen
durch
das
Faulschlammzentrat Worblental für die Antibiotika-Klassen Aminoglycoside,
Penicilline und Makrolide festgestellt werden.
106
Ergebnisse ARA Bern
7.2.8
Phenolische Verbindungen
Im Faulschlammzentrat der ARA Worblental (Probenahme am 07. Juli 2014) wurde
nach einer zweimonatigen Lagerung (bei 4 °C) ein Phenolindex von 3,3 mg/L
gemessen. Am 28. Oktober konnte ein Phenolindex von 1 mg/L bestimmt werden
(Lagerung bei 4 °C). Ein langsamer Abbau von Substanzen welche im Phenolindex
erfasst werden, musste also auch in gekühlten Proben stattfinden.
Unter der Annahme einer konstanten Abbaurate (aus den beiden generierten
Messwerten) von 0,04 mg/L*d, lag der errechnete Messwert des Phenolindex für
den Zeitpunkt der Probenahme bei 6 mg/L.
Aufgrund der Messergebnisse aus den Aktivitätstests und den bestimmten
Phenolindex-Konzentrationen erfolgte ein entsprechender Hemmversuch. Die
Hemmung nahm mit steigender Phenolkonzentration stark zu, bereits ab 3 mg/L lag
die Hemmung bei über 60 Prozent (Abb. 59).
Abbildung 59: Hemmung der aeroben Ammonium-Oxidierer mit steigender Phenolkonzentration. Bereits bei
3 mg/L Phenol kommt es zu einer 60 Prozentigen Hemmung der Bakterien.
107
Diskussion
8 Diskussion
8.1 ARA Tobl
Der DEMON®-Reaktor der ARA Tobl ist für die Entfernung hoher Stickstofffrachten
aus dem Trübwasser und zur Reduzierung der damit verbundenen hohen
Stickstoffrückbelastung des Hauptstromes zuständig. Der Zulauf zum Reaktor
besteht dabei aus einer Mischung aus Trübwasser und Brüdenkondensat, wobei der
Volumsanteil der Brüden um das Neunfache höher liegt als jener des Trübwassers
(Abb. 18). Das Trübwasser aus dem Faulturm zeichnet sich im Gegensatz zum
Brüdenkondensat durch eine deutlich höhere Ammoniumkonzentration aus. Die
tägliche Zulaufmenge des Trübwasser-Brüdenkondensat-Gemischs variiert zwischen
1.000 und 1.400 m³. Bei der Planung der Anlage wurde der hohe Anteil an
Brüdenkondensat nicht mitberechnet, die sich daraus ergebende Verdünnung (auf
150 bis 250 mg NH4+-N/L) des Trübwassers (Abb. 17, Abb. 20) darf daher nicht außer
Acht gelassen werden. In den beiden Faultürmen der ARA Tobl wird zudem CoVergärung betrieben, wobei Molke einer Sennerei als Co-Substrat dient.
Seit Inbetriebnahme des DEMON®-Reaktors der ARA Tobl konnte der geplante und
errechnete Wirkungsgrad (über 70 Prozent) in Bezug auf die Stickstoff-Entfernung
nie wirklich erreicht werden (Abb. 17). Durch die Zugabe der Molke kann eine
Überlastung der Faultürme nicht ausgeschlossen werden und eine Akkumulation
von z.B. organischen Säuren und biogenen Aminen wäre die Folge. Diese
Substanzklassen
sind
auch
potentielle
Hemmsubstanzen
des
Deammonifikationsprozesses und könnten damit auch für den Leistungseinbruch
des Reaktors verantwortlich sein.
Zudem ergeben sich an der ARA Tobl einige Probleme in der technischen
Durchführung und Steuerung des Reaktors. Der Hydrozyklon, eigentlich für die
Rückhaltung der langsam wachsenden Anammox-Bakterien verantwortlich, muss
zur Entfernung eingetragener Feststoffe, welche durch die Trübwasserfraktion in
den
Reaktor
gelangen,
zweckentfremdet
werden.
Lange
Laufzeiten
108
des
Diskussion
Hydrozyklons sind die Folge, welche einen negativen Einfluss auf die
Trockensubstanz (Abb. 19) und Retentionszeit der Biomasse im Reaktor haben.
Zurzeit liegt die Laufzeit des Hydrozyklons bei 16 Stunden täglich.
Die Belüftungselemente des DEMON®-Reaktors werden zudem nicht direkt,
sondern zeitgleich mit allen anderen Belüftungselementen der ARA Tobl gesteuert.
Eine unabhängige Belüftungssteuerung des Reaktors soll Anfang Juni 2015 realisiert
werden. Dadurch lassen sich die beiden Teilprozesse des Anammox-Prozesses
(partielle Nitrifikation und Deammonifizierung) dann zielgerichteter und pHabhängig
steuern
(bisher
erfolgt
die
Steuerung
des
DEMON®-Reaktors
zeitabhängig).
8.1.1
Aktivitätsbeurteilung
Die aeroben Ammonium-oxidierenden Bakterien des DEMON®-Reaktors Tobl
werden nicht gehemmt. Ihre Umsatzraten für Ammonium und Nitrit entsprechen
den im Vorfeld des Projektes generierten Raten mit Biomasse des Reaktors der ARA
Strass (Abb. 27).
Anders sieht es bei der anaeroben Anammox-Biomasse aus. Die Umsatzraten für
Ammonium und Nitrit unterscheiden sich deutlich von den Raten mit Biomasse der
ARA Strass. Die anaerobe Biomasse aus Strass baut 8,8 mg NH4+-N/L*h*g TS und
10,7 mg NO2--N/L*h*g TS ab, die Biomasse aus Tobl lediglich 1,4 NH4+-N/L*h*g TS
und 2,8 mg NO2--N/L*h*g TS (Abb. 29).
Im Zuge dieser Aktivitätstests konnte deutlich festgestellt werden, dass die
Granulen aus dem Reaktor der ARA Tobl kleiner und blasser sind als vergleichbare
Granulen aus anderen DEMON®-Reaktoren, zudem konnte eine deutliche
Schwarzfärbung einiger Anammox-Granulen beobachtet werden (Abb. 21, 22 und
23). Bei genauerer Betrachtung der einzelnen Granulen fiel zudem auf, dass es auch
mehrere
Zwischenstufen
der
Schwarzfärbung
gibt.
Aufgrund
ihres
Dichteunterschiedes konnten die beiden Granulenfraktionen voneinander getrennt
und ihre Abbauleistung separat beurteilt werden.
109
Diskussion
In den Aktivitätstests der roten und schwarzen Granulenfraktion konnten
eindeutige
Unterschiede
festgestellt
werden:
die
rote
Granulenfraktion
unterscheidet sich kaum (Abbau von 9,6 mg NH4+-N/L*h*g TS und 9,78 mg NO2-N/L*h*g TS), die schwarze Granulenfraktion jedoch deutlich von gesunder
Anammox-Biomasse aus dem Reaktor der ARA Strass (Abbau von 1,25 mg NH4+N/L*h*g TS und 1,32 mg NO2- N/L*h*g TS) (Abb. 29 und 32).
Ein weiteres Merkmal der schwarzen Granulen, welche eine Unterscheidung beider
Fraktionen möglich macht, ist ihr unterschiedlicher Häm-Gehalt. Häm ist als
prosthetische Gruppe Bestandteil des Redoxsystems der Anammox-Bakterien und
erreicht in diesen einen wesentlich höheren Anteil als in anderen Mikroorganismen.
Mit 20 Prozent am gesamten Proteinanteil kann durch die Quantifizierung von Häm
auf die Stoffwechselaktivität und die Menge der Anammox-Bakterien geschlossen
werden (Podmirseg et al., 2015). Der Anteil an gemessenem Häm liegt für den
gesamten DEMON®-Reaktor der ARA Tobl (< 0,01 AU/g TS) weit unter den
gemessenen Konzentrationen des Reaktors in Strass (0,045 AU/g TS). Die rote
Granulenfraktion der ARA Tobl (> 0,05 AU/g TS) liegt im Bereich der Biomasse aus
Strass und deutlich über den gemessenen Konzentrationen der schwarzen
Granulenfraktion (< 0,005 AU/g TS) (Abb. 24).
Zum Zeitpunkt der Trockensubstanzbestimmung (Mai 2014) betrug der Anteil roter
Granulen an der gesamten Anammox-Biomasse (Abb. 25) 30 Prozent, der Anteil
schwarzer Biomasse betrug 65 Prozent, wobei sich die fehlenden 5 Prozent durch
Verluste beim Sieben und der Trennung der beiden Fraktionen mittels Percoll-NaClLösung erklären lassen. In Summe bedeuten diese Ergebnisse, dass die fast inaktive
schwarze Granulenfraktion mengenmäßig deutlich stärker vertreten ist und die
Stickstoff-Abbauleistung im DEMON®-Reaktor praktisch nur durch die geringe
Menge roter Granulen bewerkstelligt wird. Es war daher notwendig, Ursachen und
Erklärungen für die Schwarzfärbung der Anammox-Bakterien zu finden und in
welchem Zusammenhang diese Schwarzfärbung mit der Abbauleistung im Reaktor
steht bzw. ob die schwarzen Aggregate überhaupt Anammox-Granulen sind.
110
Diskussion
8.1.2
Potentielle Hemmstoffe
Ein Einfluss durch erhöhte Konzentrationen von freiem Ammoniak (FA) und freier
salpetriger Säure (FNA) auf die anaerobe Biomasse des DEMON®-Reaktors der ARA
Tobl kann ausgeschlossen werden. Dapena-Mora et al. (2007) konnten einen
50 prozentigen Aktivitätsverlust bei einer Ammonium-Konzentration von 770 mg
N/L zeigen, wobei freies Ammoniak (NH3, FA) die eigentliche Inhibition verursacht.
Im DEMON®-Reaktor der ARA Tobl können zum einen durch die Verdünnung des
Ammonium-reichen Trübwassers mit Brüdenkondensat, nur zwischen 150 und
250 mg N/L gemessen werden. Zum anderen ist der pH im Reaktor zu niedrig, so
dass es zu keiner Umwandlung von Ammonium zu freiem Ammoniak kommt. Einen
kompletten Aktivitätsverlust der Anammox-Biomasse konnte Strous et al. (1999) bei
Nitrit-Konzentrationen von 100 mg N/L zeigen. Auch diese Konzentrationen können
im Reaktor nicht gemessen werden.
Die Versorgung der Bakterien im DEMON®-Reaktor mit Spurenelementen ist durch
den Zulauf aus Brüdenkondensat und Trübwasser knapp gewährleistet, wobei die
Konzentrationen für Zink, Nickel, Eisen und Kupfer im Zulauf zum Teil sehr gering
sind (Abb. 34). Eine Dosierung mit Spurenelementen wurde mit Inbetriebnahme des
Reaktors an der ARA Tobl zwar durchgeführt, nachdem der Wirkungsgrad jedoch
einbrach und eine Steigerung durch Dosierung der Spurenelemente nicht möglich
war, wieder abgebrochen. Dennoch ist es vor allem wichtig, dass die
Spurenelemente für die Biomasse zugänglich sind (Abb. 35).
Die in der gesamten Biomasse des Reaktors gemessenen Konzentrationen von Zink
(1,6 mg/g TS) und Phosphor (28 mg/g TS) liegen über vergleichbaren gemessenen
Konzentrationen anderer Reaktoren. Die Spurenelemente Nickel (0,014 mg/g TS),
Eisen (6,6 mg/g TS), Mangan (0,34 mg/g TS), Kupfer (0,14 mg/g TS), Kobalt
(0,002 mg/g TS) und Molybdän (0,003 mg/g TS) zeigen keine Unterschiede zu
vergleichbaren Proben. Die Spurenelemente sind für die Biomasse daher zugänglich
(Abb. 35 und 60).
111
Diskussion
Abbildung 60: Spurenelementkonzentrationen in Biomasse. 40 verschiedene Biomasse-Proben aus DEMON®Reaktoren werden in dieser Grafik gemeinsam dargestellt. Die Boxen beinhalten den Großteil der
gemessenen Konzentrationen in diesen Reaktoren und sind mit dem Mittelwert (Linie) und dem Median
(Quadrat) dargestellt. Obere und untere Ausreißer werden mit den Punkten ober- und unterhalb der Boxen
dargestellt.
Durch
diese
Darstellung
können
aussagekräftige
Vergleiche
über
die
Spurenelementkonzentrationen in der Biomasse getroffen werden.
Betrachtet man die rote und schwarze Granulenfraktion getrennt voneinander kann
festgestellt werden, dass die Konzentrationen von Zink, Phosphor und Eisen in den
schwarzgefärbten Granulen deutlich höher sind (Abb. 35). In den roten AnammoxGranulen liegen die gemessenen Konzentrationen von Phosphor (4,1 mg/g TS) und
Eisen (1,2 mg/g TS) zudem unter den vergleichbaren Messwerten anderer
Reaktoren. In den schwarzen Anammox-Granulen liegen die gemessenen
Konzentrationen von Zink (1,1 mg/g TS) und Nickel (0,057 mg/g TS) über
vergleichbaren Messwerten (Abb. 60).
In den Faultürmen entstehendes Sulfid wird an der ARA Tobl mittels Eisen gefällt, es
entstehen schwarze Eisensulfidkomplexe. Die Schwarzfärbung der Granulen könnte
damit im Zusammenhang stehen. Zudem ist der Eisengehalt in den schwarzen
Granulen erhöht und es wäre durchaus möglich, dass Eisen in der Biomasse zur
112
Diskussion
Bildung solcher Eisensulfidkomplexe zur Verfügung steht und die Aktivität der
Bakterien beeinflusst und die Schwarzfärbung verursacht. Sowohl in den Filtraten
der Zuläufe und der DEMON®-Reaktoren in Tobl und Strass konnten Unterschiede
festgestellt werden. Im Zulauf der ARA Strass (2,5 mg S2-/L) und im Becken
(49,8 µg S2- /L) konnten deutlich höhere Werte als im Zulauf der ARA Tobl (1,2 µg S2/L) und im Becken (2,3 µg S2-/L) gemessen werden (Abb. 36). In den Biomassen
gefundene Sulfid-Konzentrationen unterscheiden sich unwesentlich: Biomasse
Strass mit 0,7 µg S2-/g TS, Biomasse Tobl mit 0,5 µg S2-/g TS, rote Granulen mit 0,4
µg S2-/g TS und schwarze Granulen mit 0,3 µg S2-/g TS (Abb. 37).
Die Messwerte in den Filtraten und der Biomasse liegen um mehrere
Größenordnungen unter der von Jin et al. (2013) beschriebenen HemmKonzentration von 32 mg S2-/L. Damit kann Sulfid als Verursacher der Inhibition und
die auftretende Schwarzfärbung ausgeschlossen werden.
Wie bereits erwähnt, könnte die Zugabe von Molke als Co-Substrat zu einer
Überlastung der Faultürme führen und eine Akkumulation von organischen Säuren,
Aminosäuren und biogenen Aminen wäre die Folge.
Leicht flüchtige organische Fettsäuren könnten ein gesteigertes Wachstum von
konkurrierenden Denitrifikanten bewirken. In den Untersuchungen konnten jedoch
nur geringe Konzentrationen von wenigen mg/L organischer Säuren im Trübwasser,
im Zulauf und im DEMON®-Reaktor nachgewiesen werden (Abb. 33).
Damit
dürften
die
organischen
Säuren
unter
den
vermuteten
Hemm-
Konzentrationen liegen bzw. ein Wachstum der Denitrifikanten nur in geringem
Maße fördern.
Die Konzentration biogener Amine im Zulauf des DEMON®-Reaktors betrug 0,02
mM, im Reaktor selbst konnte eine Konzentration von 0,06 mM gemessen werden.
Die Forschung in Bezug auf biogene Amine und Aminosäuren und deren
inhibitorische Wirkung auf Anammox-Bakterien ist noch wenig fortgeschritten. In
Voruntersuchungen von Ni und Zhang (2013) konnten einige Aminosäuren ausfindig
gemacht
werden,
welche
den
Anammox-Prozess
inhibieren
und
eine
Schwarzfärbung der Granulen bewirkt. Die in der Literatur angegebenen
113
Diskussion
Konzentrationen liegen jedoch über den in Tobl gemessenen Werten und somit
können biogene Amine und Aminosäuren als Inhibitoren bzw. als Verursacher der
Schwarzfärbung der Anammox-Granulen im DEMON®-Reaktor der ARA Tobl
ausgeschlossen werden (Kapitel 3.4.2.8; Ni und Zhang, 2013)
8.1.3
Molekularbiologische Untersuchungen
Aufgrund der beobachteten schwarzverfärbten Granulen wurden im Zuge dieser
Arbeit molekularbiologische Untersuchungen durchgeführt. Mit Hilfe der qPCR
sollte
ein
eventueller Unterschied
zwischen
der
roten
und
schwarzen
Granulenfraktion auf Basis der 16S rRNA untersucht und die Frage geklärt werden,
ob die schwarzen Granulen Anammox-DNA enthalten und ob sich der DNA-Gehalt
zwischen den Proben Tobl Gesamtbiomasse, Tobl schwarze Granulenfraktion und
Tobl rote Granulenfraktion unterscheidet. Des Weiteren sollte mit Hilfe der
Illumina-Sequenzierung die mikrobielle Gemeinschaft des DEMON®-Reaktors Tobl
charakterisiert werden.
In einer chinesischen Forschungsstudie wurde die Interaktion von inaktiven
methanogenen
Granulen
und
Anammox-Bakterien
in
Bezug
auf
die
Granulenbildung untersucht (Ni et al., 2010). Eine der gewichtigsten Limitierungen
für das Wachstum von Anammox-Bakterien ist deren lange Generationszeit (Strous
et al., 1998). Zudem spielt die Nitrit-Konzentration eine entscheidende Rolle bei
Wachstum und Granulenbildung: geringe Nitrit-Konzentrationen bedeuten für das
Wachstum eine Limitierung durch Substratmangel (van der Star et al., 2007). Die
Untersuchungen von Ni et al. (2010) zeigten, dass bereits nach wenigen Monaten
auf den schwarz-braunen methanogenen Granulen Anammox-Bakterien dauerhaft
anhafteten. Nach weiteren Monaten veränderte sich die Färbung des Schlamms von
bräunlich-schwarz hin zu rötlich-braun. Die Impfgranulen mit glatten Oberflächen
zerbrachen, sobald diese ausschließlich einem Anammox-angepassten Nährmedium
ausgesetzt waren und kleine rote Granulen konnten beobachtet werden. Bei der
Bildung
von
Anammox-Granulen
werden
derzeit
zwei
unterschiedliche
Mechanismen unterschieden: zum einen heften sich Anammox-Bakterien an bereits
114
Diskussion
bestehende Anammox-Granulen und vergrößern dadurch den Durchmesser der
Kompartimente, zum anderen wird eine Entwicklung neuer Anammox-Granulen an
Biofilm-Material nicht ausgeschlossen (Imajo et al., 2004). Eine weitere wichtige
Rolle spielen extrazelluläre Polymere (Liu et al., 2003). Die Polymere verbinden
mittels physikalischer Kräfte benachbarte Zellen durch die Veränderung der
negativen Oberflächenspannung der Bakterien miteinander (Schmidt und Ahring,
1994). Bei hohen Stickstoff-Gehalten bilden Anammox-Bakterien vermehrt solche
extrazellulären Polymere und vergrößern dadurch den Granulen-Durchmesser. In
der Studie von Ni et al. (2010) wird der inaktive methanogene Schlamm daher als
ideales Inokulum und Trägermaterial zur raschen Entwicklung und Granulenbildung
von Anammox-Bakterien beschrieben.
Die auftretende Schwarzfärbung einiger Granulen an der ARA Tobl könnte daher mit
der
Granulenbildung
um
einen
Biofilm
erklärt
werden.
Mithilfe
molekularbiologischer Methoden sollte daher geprüft werden, ob sich die roten und
die schwarzen Granulen, bezogen auf die Gesamtbiomasse, im AnammoxBakterien-Anteil unterscheiden (qPCR) und um welche Mikroorganismen es sich
eventuell beim Biofilm-Trägermaterial handelt (Sequenzierung).
Mit Hilfe der Realtime PCR (qPCR) konnten die 16S rRNA-Gensequenzen von
Anammox-Bakterien in verschiedenen Proben quantifiziert werden. Bezogen auf die
Gesamtbiomasse ist der Anteil an Anammox-Bakterien in der Probe der ARA Strass
deutlich höher als jener der Probe der ARA Tobl. Die rote und schwarze
Granulenfraktion unterschieden sich nur geringfügig voneinander und liegen in
etwa im Bereich der Gesamtprobe der ARA Tobl (Abb. 46). Es konnte daher zum
einen gezeigt werden, dass im Reaktor Strass mehr Anammox-DNA vorliegt als in
Tobl und zum anderen, dass auch die schwarzen Granulen zu einem großen Teil aus
Anammox-DNA bestehen. Da DNA jedoch auch dann noch vorliegt, wenn ein
Organismus bereits abgestorben ist, kann keine Aussage über den Vitalitätszustand
der Bakterien getroffen werden. Dafür müssten weitere Untersuchungen auf RNA
Basis durchgeführt werden.
115
Diskussion
Bei der Schmelzkurven-Analyse der durchgeführten qPCR konnte ein auffallender
zweiter Peak im Temperaturbereich 85 °C bis 90 °C beobachtet werden (Abb. 47).
Dieser zweite Peak ist in den Proben aus dem DEMON®-Reaktor der ARA Tobl
deutlicher ausgeprägt als in den Proben der ARA Strass. Der Unterschied zwischen
diesem zweiten Peak und dem darauffolgendem Hauptpeak gibt Hinweise darauf,
dass sich die in der qPCR amplifizierten Sequenzen in mindestens einem Basenpaar
unterscheiden, oder eine etwas heterogene Gemeinschaft vorliegt (Doppelpeak).
Park et al. (2010) und van der Star et al. (2007) berichten, dass sich die
angereicherte Anammox-Spezies, in den von ihnen untersuchten Reaktoren von der
angeimpften Anammox-Art unterschied. Während die angeimpften Bakterien eng
verwandt mit der Art Candidatus Kuenenia stuttgartiensis waren, konnten beide
Forschergruppen alsbald Candidatus Brocadia fulgida als häufigste auftretende Art
ausfindig machen. Diese Verschiebung ist möglicherweise damit zu erklären, da
Brocadia-Arten eine geringere Affinität für Nitrit, im Vergleich mit Kuenenia
stuttgartiensis, besitzen (Park et al., 2010). Die Anammox-Diversität ist im Schlamm
recht hoch, und welcher Organismus bzw. welche Anammox-Art sich schlussendlich
durchsetzt, ist nicht durch die Animpfung der Reaktoren bestimmt, sondern v.a.
durch Nischen-Differenzierung und andere Aspekte. Da die Stöchiometrie und
Stoffwechselwege der Anammox-Bakterien aber annähernd ident sind, hat dies
keinen Einfluss auf die Abbauraten von Stickstoff (van der Star et al.,
2007). Aufgrund der qPCR-Ergebnisse kann eine solche Verschiebung der
Anammox-Arten-Zusammensetzung im DEMON®-Reaktor Tobl nicht ausgeschlossen
werden.
Park et al. (2010) zeigten zudem, dass sich zusätzlich eine zweite wesentliche
Population von Bakterien etablierte. Diese können dem Bacteroidetes/Chlorobi
Phylum zugeordnet werden und wurden als hilfreich für die Biomasse-Granulierung
beschrieben. Ähnliche Beobachtungen mit zum Teil anderen Organismengruppen
(z.B. Chloroflexi) wurden zudem bereits von Chamchoi et al. (2007), Li et al. (2009)
und Yamada et al. (2005) dokumentiert und könnten für den DEMON®-Reaktor Tobl
von Relevanz sein.
116
Diskussion
Daher wird von Park et al. (2010) vermutet, dass die Gesamtpopulationsdynamik
und Reaktorleistung nicht ausschließlich von Planctomycetes in AnammoxReaktoren bestimmt wird, sondern auch von Bakterien und Bakteriengruppen,
welche den Anammox-Granulen strukturelle Integrität verleihen und für die
Granulenbildung förderlich sind.
In den molekularbiologischen Untersuchungen des DEMON®-Reaktors Tobl wurden
folgende fünf häufig vertretenen (relative Abundanz) Bakterien-Phyla gefunden:
Acidobacteria (11,6 Prozent), Chlorobi (50,2 Prozent), Proteobacteria (22,7 Prozent),
Chloroflexi (4 Prozent) und Planctomycetes (3,7 Prozent) (Abb. 49). Als Referenz
konnten von Gonzalez-Martinez et al. (2015) im DEMON®-Reaktor Apeldoorn
folgende Bakterien-Phyla gefunden werden: Acidobacteria (2,1 Prozent), Chlorobi
(17,9 Prozent), Proteobacteria (34 Prozent), Chloroflexi (1,2 Prozent) und
Planctomycetes (7,5 Prozent). Ein deutlich erhöhter Anteil an Chlorobi im DEMON®Bioreaktor Tobl und ein niedriger Anteil an Planctomycetes im Vergleich zum
Reaktor in Apeldoorn ist feststellbar. Eine Hilfestellung bei der AnammoxGranulenbildung durch z.B. Bakterien des Phylums Chlorobi kann daher nicht
ausgeschlossen werden.
Mit Hilfe einer MANOVA konnte kein signifikanter Unterschied zwischen den
Proben der ARA Tobl festgestellt werden (p-Wert für alle Gruppen: 0,161444; FWert für alle Gruppen: 22,09043). Einen signifikanten Unterschied zwischen den
Proben konnte für die Gruppen Chlorobi und Chloroflexi festgestellt werden. Mit
Hilfe einer ANOVA konnten keine signifikanten Unterschiede zwischen den Proben
für
die
Gruppen
der
Acidobacteria
Planctomycetes (p-Wert: 0,09062;
(p-Wert:
0,8616;
F-Wert:
0,1528),
F-Wert: 3,679) und Proteobacteria (p-Wert:
0,5282; F-Wert: 0,7112) festgestellt werden. Signifikante Unterschiede zwischen
den Proben der ARA Tobl konnten für die Gruppen der Chlorobi (p-Wert: 0,005777;
F-Wert: 13,72) und Chloroflexi (p-Wert: 0,001871; F-Wert: 21,35) festgestellt
werden. Die Unterschiede für die Gruppe der Chlorobi zeigten sich zwischen den
Proben Tobl rote Granulenfraktion und Tobl Gesamtbiomasse sowie Tobl schwarze
Granulenfraktion und Tobl Gesamtbiomasse. Die Unterschiede für die Gruppe der
117
Diskussion
Chloroflexi zeigten sich zwischen den Proben Tobl rote Granulenfraktion und Tobl
schwarze Granulenfraktion sowie für Tobl Gesamtbiomasse und Tobl schwarze
Granulenfraktion. Die Proben Tobl rote Granulenfraktion und Tobl Gesamtbiomasse
unterschieden sich nicht signifikant.
Die grünen Schwefelbakterien (Chlorobi) sind phototrophe, obligat anaerobe
Bakterien mit verschiedenen äußeren Formen und ohne aktive Bewegung. Vertreter
dieser Bakterien betreiben eine anoxygene Photosynthese mit reduzierten
Schwefelverbindungen wie Schwefelwasserstoff (H2S) und Thiosulfat (S2O32−) oder
mit elementarem Schwefel als Reduktans. Einige Arten sind auch in der Lage,
Wasserstoff
oder
zweiwertiges
Eisen
phototroph
zu
oxidieren.
Grüne
Schwefelbakterien sind im Allgemeinen photoautotroph, einige können aber auch
organische Stoffe mit Hilfe der Lichtenergie assimilieren und werden dann als
photoheterotrophe Organismen bezeichnet. Grüne Schwefelbakterien kommen
vorwiegend in anoxischen, Schwefelwasserstoff-haltigen Gewässerbereichen vor.
Sie nutzen sehr effektiv Licht für die Photosynthese und kommen auch in lichtarmen
Bereichen vor. Einige Grüne Schwefelbakterien bilden mit chemoheterotrophen
Bakterien Aggregate (Mutualismus), so genannte Konsortien. Ein Beispiel dafür ist
Chlorochromatium aggregatum. Dabei sind um lange begeißelte heterotrophe
Bakterien mehrere Individuen von Grünen Schwefelbakterien angeordnet. Bei dem
heterotrophen Organismus handelt es sich um ein sulfatreduzierendes Bakterium,
welches Sulfat zu Sulfid reduziert. (Brock Mikrobiologie, S. 797).
Die Proteobacteria stellen eines der größten Phyla der Bakterien dar. Zu ihnen
gehören viele wichtige stickstofffixierende Bakterien und Krankheitserreger. Die
Zellwände der Proteobacteria bestehen aus ein- bis wenigschichtigem Murein und
Lipopolysacchariden und werden daher den gramnegativen Bakterien zugeordnet.
Viele Arten sind motil (mit Begeißelung). Einige Untergruppen der Proteobacteria
wie die Rhodospirillaceae (Purpurbakterien) und Chromatiaceae (SchwefelPurpurbakterien) sind in der Lage, unter anaeroben Bedingungen Photosynthese zu
betreiben. Sie benutzen dafür organische Stoffe, Schwefelwasserstoff, Schwefel
oder Wasserstoff als Elektronen-Donor. Die Untergruppe der Myxobacteria steht
118
Diskussion
bisher als einzige bekannte Gruppe von Proteobakterien im Übergangsfeld zwischen
einzelliger und mehrzelliger Lebensweise.
Zu
den
Beta-Proteobakterien
werden
unter
anderem
die
aeroben
Ammoniumoxidierer Nitrosomonas europaea und Nitrosomonas eutropha gezählt
(Brock Mikrobiologie, S. 52, 707, 733).
Die Gruppe der Acidobacteria bildet innerhalb der Bakterien ein eigenständiges
Phylum und wurde bisher in einer Vielzahl von unterschiedlichen Ökosystemen
nachgewiesen. In Bodenproben sind sie nicht selten die am häufigsten vertretene
Bakteriengruppe, kommen aber auch in Wasser- und Sedimentproben vor.
Acidobakterien sind wahrscheinlich außerordentlich divers und spielen in der Natur
eine wichtige Rolle. Über den Stoffwechsel dieser Bakterien ist bis dato wenig
bekannt. Dies liegt vor allem daran, dass diese Bakterien selten in Reinkulturen
gehalten werden können (Brock Mikrobiologie, S. 793).
Die Grünen Nichtschwefelbakterien oder Chloroflexi bilden eine phylogenetisch
eigenständige Gruppe unter den Bakterien und werden von den Grünen
Schwefelbakterien unterschieden. Vertreter der Chloroflexi sind gramnegativ, meist
filamentös und thermophil. Chloroflexi sind metabolisch vielfältig: sie können
anoxygen
photoautotroph,
photoheterotroph
und
bei
Lichtmangel
chemoorganotroph wachsen. Grüne Nichtschwefelbakterien können in heißen
Quellen mit neutralen bis hohen pH-Werten, aber auch in marinen Matten
gefunden werden (Brock Mikrobiologie, S. 804).
Wie sich z.B. phototrophe Organismen wie Chlorobi oder Chloroflexi im sehr
lichtarmen DEMON®-Reaktor Tobl halten oder möglicherweise sogar vermehren
können, müsste weitergehend genauer untersucht werden. Es ist durchaus möglich,
dass es sich bei den gefundenen Sequenzen um DNA-Reste von inaktiven,
abgestorbenen Organismen handelt und diese ausschließlich für die AnammoxGranulen-Bildung von Bedeutung sind und mithilfe des Hydrozyklons im Bioreaktor
zurückgehalten werden. Zur Überprüfung dieser Hypothese müssten weitere
119
Diskussion
Untersuchungen auf RNA Basis der betreffenden Organismengruppen durchgeführt
werden.
8.1.1
Feststoffe
Die Feststoffrückbelastung in die Schmutzwasserlinie und insbesondere in den
DEMON®-Reaktor ist ein wesentliches Problem an der ARA Tobl (Abb. 38). Die
Rückbelastung
durch
Feststoffe
aus
den
Schneckenpressen
und
der
Trocknungsanlage ist enorm und muss daher stark verringert werden. Der
Normalbetrieb und die Spülung der Pressen bewirken einen Feststoffeintrag
zwischen 1 und 5 g TS/L, aus der Trocknungsanlage und dem Spülvorgang des
Förderbandes kommt ein stark variierender Feststoffeintrag von 5 bis 60 g TS/L.
Die Trübwasserfraktionen (Trübwasser, Spülwasser Schneckenpressen, Spülung
Trocknungsband) werden an der ARA Tobl in einem Vorlagebehälter gesammelt,
bevor
sie
in
den
Zwischenspeicher
weitergeleitet
und
dort
mit
dem
Brüdenkondensat vermischt werden. Das gesamte Prozesswasser gelangt
anschießend in den DEMON®-Reaktor. Die Abtrennung der Feststoffe im
Trübwasser
ist
nicht
ohne
weiteres
möglich:
zum
einen
ist
das
Sedimentationsverhalten der drei Trübwasserfraktionen unterschiedlich (Abb. 40)
und zum anderen tritt sowohl Schwimm- als auch Absetzschlamm auf (Abb. 40 und
41). Ein Abzug der sedimentierten Feststoffe mithilfe eines Bodenräumers im
Vorlagebecken oder später im Zwischenspeicher ist daher nicht möglich. Vor allem
das Spülwasser des Trocknungsbandes bringt hohe Feststofffrachten mit sich,
welche zudem sehr schlecht sedimentieren und zum Aufschwimmen neigen.
Mithilfe von Siebturmanalysen konnte die Korngrößenverteilung der Feststoffe
charakterisiert werden. Die Partikel aus dem Spülwasser des Trocknungsbandes sind
größer als die Partikel aus den Schneckenpressen-Fraktionen. Um den Großteil der
Feststoffe aus der Abwasserlinie zu entfernen, wird eine Maschenweite von 125 µm
benötigt (Abb. 43).
120
Diskussion
Da die Schmutzfracht der Trübwasserfraktionen zum einen stark variiert und zudem
viel zu hoch ist, wurden an der ARA Tobl bereits einige Versuche durchgeführt, um
das Schmutzwasser von der Festphase zu trennen. Der Einsatz eines Hydrozyklons
zur Abscheidung der Feststoffe nach dem Vorlagebehälter konnte keinen stabilen
Betrieb garantieren, die Schmutzfrachten waren zu hoch und zu variabel. Zudem
wurde die Effektivität eines Bogensiebes (Maschenweite 100 µm und 300 µm)
getestet. Bei geringen Zulaufmengen und optimaler Dosierung des Polymers konnte
das Bogensieb (300 µm) zunächst eine gute Abtrennungsleistung der Feststoffe
garantieren, jedoch verstopften die Lamellen nach kurzem Betrieb sehr stark und
konnten auch mit der Spülvorrichtung nicht wieder abgereinigt werden. Das
Bogensieb mit der kleinsten Maschenweite (100 µm) verstopfte bereits nach
wenigen Minuten mit Feinpartikeln. Nach Veränderung der Einlaufvorrichtung, der
Spülvorrichtung und der Optimierung der Polymerdosierung konnte ein Monat lang
der Betrieb des Bogensiebes automatisiert gewährleistet werden. In einem
weiteren Versuch sollte das Trübwasser mit Brüdenkondensat vermischt werden.
Bei einer kontinuierlichen Beschickung vom Teilstrom verklebte das Bogensieb (300
µm) wenig bis gar nicht mehr. Der Betrieb konnte sogar ohne Spülung
aufrechterhalten werden. Der Abscheidegrad betrug in diesen Versuchen 72,5
Prozent. Im optimalen Betrieb kann der Betrieb vom Bogensieb aufrechterhalten
werden. Bei geringfügigen Schwankungen beim Input der Schneckenpresse
(Polymer, hohe TS-Gehalte, Verschleißerscheinungen der Dichtlippen), kann der
effiziente Betrieb jedoch nicht gewährleistet werden. Zudem dürfte die getestete
Maschenweite von 300 µm noch zu groß sein. Eine Optimierung des
automatisierten Bogensieb-Betriebs ist daher zwingend notwendig, wenn es als
Routinegerät eingesetzt werden soll. Als mögliche Alternativen zum Bogensieb
werden zudem Trommelsiebe, eine Flotationsanlage, Lamellen-Schrägklärer,
Tuchfilter-Anlagen
sowie
kombinierte
Verfahren
(Bogensieb
und
Scheibenfilteranlagen, etc.) vorgeschlagen. Mehrere dieser Techniken zur
Feststoffabtrennung werden demnächst an der ARA Tobl getestet. Zudem ist es von
größter Wichtigkeit, den Betrieb der Schneckenpressen und die Dosierung von
Polymermittel zu optimieren. Auch ein Einsatz von mineralischen Bentoniten zur
verbesserten Koagulation der Feststoffpartikel wird angeregt.
121
Diskussion
Die Entfernung der Feststoffe aus dem Trübwasser ist von großer Bedeutung für die
Leistungsfähigkeit des DEMON®-Reaktors. Zum einen kann die Laufzeit des
Hydrozyklons zur Rückhaltung der Anammox-Biomasse verkürzt werden, was einen
positiven Effekt auf das Wachstum und die Granulenbildung, durch Verminderung
der Scherkräfte welche auf die Granulen wirken, hat.
Zum anderen kann eine Anlagerung der Feststoffe an der Granulenoberfläche nicht
ausgeschlossen werden. Bei der Bildung anaerober Granulen spielen mehrere
Faktoren eine Rolle bzw. können diese durch verschiedene Mechanismen entstehen
(Abb. 61 aus Liu et al., 2003):

Bildung von Granulen um inaktive Mikroorganismen-Biomasse durch
mikrobielle Adhäsion (Bakterien-Bakterien und Bakterien-feste Materialien)

Positives Ionen-Bindungsmodell (negativ geladene Bakterienoberfläche)

Extrazelluläre Polymere sowie Einsatz synthetischer und natürlicher
Polymere
Eine Bildung von Granulen um inaktivierte Bakterienbiomasse wurde häufig
beschrieben und kann detailliert in Kapitel 8.1.3 nachgeschlagen werden. Die
Vermutung, dass im DEMON®-Bioreaktor Tobl eine Granulenbildung um ChlorobiBiomasse stattfindet, kann nicht ausgeschlossen werden.
Auch die Granulenbildung aufgrund unterschiedlicher Ladungen wird von Liu et al.
(2003) beschrieben. Die negativ geladene Bakterienoberfläche kann sich durch
Anlagerung positiv geladener Magnesium-, Calcium-, Aluminium-, oder Eisen-Ionen
verändern und eine verstärkte Agglomeration kann beobachtet werden.
Extrazelluläre Polymere, welche durch Bakterien gebildet werden, können eine
Agglomeration aufgrund von Kohäsions- und Adhäsions-Wechselwirkungen
bewirken.
Zudem
verändern
extrazelluläre
Polymere
die
negative
Oberflächenspannung der Bakterien und steigern die Granulenbildung. Auch
122
Diskussion
synthetische Polymere, welche zur Agglomeration von Feststoffen bei den
Schneckenpressen verwendet werden, besitzen dieses Potential.
Abbildung 61: Möglichkeiten der anaeroben Granulenbildung (Liu et al., 2003). Oben: Bildung der Granulen
um inaktive Bakterien-Biomasse. Mitte: Granulenbildung aufgrund der ionischen Wechselwirkungen. Unten:
Granulenbildung aufgrund extrazellulärer und synthetischer Polymere.
123
Diskussion
Theoretisch ist es also möglich, dass sich an die Granulen durch verschiedenste
Wechselwirkungen die Feststoffe anlagern können. Der erhöhte anorganische Anteil
(schwarze Granulen: 39 Prozent, rote Granulen: 13 Prozent) (Abb. 25) sowie die
höhere Dichte schwarzer Granulen (Trennung roter und schwarzer AnammoxBiomasse mithilfe Percoll-NaCl-Dichtepolster) sind Hinweise, welche für diese
Hypothese sprechen. Die beobachteten Zwischenstufen, von teilweise schwarz bis
hin zu kompletter Schwarzfärbung, könnten damit im Zusammenhang stehen
(Abb. 22).
Die Feststoffe, welche sich an der Granulen-Oberfläche anlagern, könnten in
weiterer Folge die Substrataufnahme der Bakterien durch Erhöhung des
Diffusionswiderstandes be- oder sogar vollständig verhindern. Dies würde zum
einen den Leistungseinbruch des DEMON®-Reaktors der ARA Tobl sowie den
verringerten Häm-Gehalt (Indikator für Quantität und Stoffwechselaktivität von
Anammox-Bakterien) schwarzer Granulen (Abb. 24) erklären.
In den Versuchen mit dem Laborreaktor und Feststoff-freiem Zulauf konnte eine
Steigerung der Bakterien-Biomasse (Kapitel 6.6) im Verlauf von zwei Wochen sowie
ein leichter Anstieg der Häm-Konzentration von 0,76 AU/g TS beim Versuchsstart
auf 0,85 AU/g TS beim Versuchsende, festgestellt werden. Die Abbauleistungen im
Versuchsreaktor wurden allerdings nicht protokolliert. Um eine sichere Aussage
über die Richtigkeit der Hypothese treffen zu können, müsste in weiteren
Untersuchungen
die
Messung
des
Diffusionswiderstandes
der
beiden
Granulenfraktionen sowie die Erfassung der Abbauleistungen der Mikroorganismen
im Laborreaktor, angestrebt werden.
124
Diskussion
8.2 ARA Bern
Im DEMON®-Reaktor der ARA Bern wird auch Faulschlammzentrat der ARA
Worblental mitbehandelt. Bei Überschreitung eines bestimmten Volumsanteil mit
dem Zentrat der ARA Worblental brach die Sauerstoffzehrung im DEMON®-Reaktor
wegen einer vermuteten Hemmung der Nitrifikantenpopulation ein. An der ARA
Worblental werden zur Co-Vergärung im Faulturm Schlachtabfälle mitvergoren.
8.2.1
Aktivitätsbeurteilung
Mit Hilfe von Aktivitätstests können eventuelle spontane Hemmungen durch
unbekannte Inhaltsstoffe der Probe sichtbar gemacht werden. Im Mischzentrat
(Bern und Worblental) konnte keine Hemmung festgestellt werden (Abb. 52), der
Volumsanteil des Zentrates der ARA Worblental war vermutlich zu gering, um eine
Hemmung zu bewirken. In Zentraten aus Worblental kann mindestens eine
30 prozentige
Hemmung
der
aeroben
Ammonium-oxidierenden
Bakterien
beobachtet werden, wobei die Biomasse aus Bern etwas stärker gehemmt wird als
die Biomasse aus dem DEMON®-Reaktor der ARA Strass (Abb. 53 und 54).
Eine Veränderung der Nitrat-Konzentrationen ist praktisch nicht nachzuweisen, dies
bedeutet, dass keine Nitrit-oxidierenden Bakterien den Deammonifikations-Prozess
stören und mit den Anammox-Bakterien um das Substrat Nitrit konkurrieren
(Abb. 52, 53, 54 und 55).
Die Umsatzleistungen der anaeroben Biomasse, sprich den Anammox-Bakterien,
wurden in den Untersuchungen zur ARA Bern gemessen, eine Hemmung konnte
jedoch nicht beobachtet werden. Die Probleme des Reaktors liegen offensichtlich
im aeroben Bereich, der Einbruch der Sauerstoffzehrung bestätigt diese Vermutung.
Zudem zeigen die Lupenbildaufnahmen der Reaktor-Proben aus Bern einen hohen
Anteil kräftig rot gefärbter Anammox-Granulen (Abb. 51).
Ein wiederholter Aktivitätstest nach drei Monaten mit Biomasse aus Strass und mit
bei 4 °C gelagerten Proben des Zentrates aus Worblental zeigte eine ungehemmte
125
Diskussion
Aktivität der Biomasse (Abb. 55). Offensichtlich wurde die Toxizität des Schlammes
und die damit verbundene Hemmung der aeroben Biomasse verändert. Ein
biologischer Abbau der für die Hemmung verantwortlichen Komponente muss in
dieser Zeit stattgefunden haben (Abb. 54 und Abb. 55).
Die Osmolalität liegt im DEMON®-Reaktor der ARA Bern in einem optimalen Bereich
von 50 mOsm/kg, die Zentrate schwanken aufgrund ihres unterschiedlichen
Ammoniumgehalts zwischen 150 und 250 mOsm/kg. Die Zentrate der ARA
Worblental enthalten etwa doppelt so viel Ammonium wie die Zentrate der ARA
Bern und die Mischzentrate. Die verfügbare Alkalinität und somit die Versorgung
mit Kohlenstoff für die Biomasse reicht mit 100 bis 150 mM für den DEMON®Reaktor aus. Im Reaktor selbst konnte eine verbleibende Reserve von 20 mM
gemessen werden.
8.2.2
Potentielle Hemmstoffe
Die Versorgung der Bakterien im DEMON®-Reaktor mit Spurenelementen ist durch
die Zentrate zum Teil mangelhaft, vor allem Kupfer, Nickel und Zink gelangen in zu
geringen Konzentrationen in den Reaktor (Abb. 57). Durch die Zugabe von
Spurenelementlösung kann dieser Mangel an der ARA Bern aber kompensiert
werden, sodass ausreichend Spurenelemente für die Biomasse verfügbar sind
(Abb. 58). Die Bestimmung der Konzentrationen essentieller Spurenelemente wie
Zink, Nickel, Eisen, Mangan, Kupfer, Kobalt und Molybdän in der Biomasse der ARA
Bern ergab keine auffälligen Werte. Im Vergleich mit 40 anderen Proben aus
DEMON®-Reaktoren (Abb. 60) liegen die generierten Messwerte allesamt im
Bereich dieser Anlagen. Eine Unterversorgung der Biomasse durch Spurenelemente
kann daher ausgeschlossen werden.
Die von Peng und Zhu (2006) getesteten Inhibitor-Konzentrationen verschiedener
Metalle (Kapitel 3.4.4.5) werden bei Zink, Nickel, Kupfer, Chrom und Blei bei weitem
nicht erreicht. Die weitere Messung von ausgewählten toxischen Metallen wie
Aluminium, Silber, Quecksilber und Vanadium verlief ergebnislos, d.h. sie konnten
lediglich in sehr geringen, nicht relevanten Konzentrationen nachgewiesen werden
126
Diskussion
oder waren gar nicht nachweisbar (Abb. 58). Eine Inhibierung durch erhöhte
Konzentrationen der toxischen Metalle kann somit ausgeschlossen werden.
Eine Überlastung des Faulraums mit Kohlenhydraten kann sich in einem Anstieg der
Konzentrationen an niedermolekularen Fettsäuren wie Milchsäure, Essigsäure,
Phenylessigsäure, etc. äußern. Die gemessenen Konzentrationen von 17,5 mg
Milchsäure pro Liter im Mischzentrat der ARA Bern und Worblental liegen deutlich
unter problematischen Messwert-Konzentrationen (Erfahrungswerte aus bisherigen
Untersuchungen von DEMON®-Reaktoren an der Universität Innsbruck). Auch die
gemessenen Konzentrationen von 57,5 mg Essigsäure pro Liter und 7,2 mg IsoValeriansäure pro Liter im Faulschlammzentrat der ARA Worblental liegen weitab
von
problematischen
Konzentrationen.
Im
DEMON®-Reaktor
gemessene
Konzentrationen von 7,8 mg Milchsäure pro Liter und 12,9 mg Capronsäure pro
Liter reichen nicht aus um eine Hemmung der aeroben Biomasse zu verursachen
(Abb. 56).
Durch ihren Einsatz als Desinfektionsmittel, Lösemittel und Pestizide sind chlorierte
organische Verbindungen im Abwasser häufig verbreitet. Durch die tierischen
Schlachtabfälle und der damit verbundenen Desinfektion der Schlachträume und
Gerätschaften könnten solche chlorierte organische Verbindungen auch im
Faulturmzentrat der ARA Worblental in erhöhten Konzentrationen nachgewiesen
werden. Chlorierte organische Verbindungen wirken bereits in Konzentrationen
unter 1 mg/L: Blum und Speece (1991) zeigten eine 50 prozentige Hemmung der
aeroben Ammonium-oxidierenden Bakterien durch 0,8 mg Trichlorethen pro Liter,
0,48 mg Chloroform pro Liter und 0,71 mg Chlorbenzol pro Liter, um nur einige der
möglichen Verbindungen exemplarisch zu erwähnen.
Der AOX-Gehalt dient als Summenparameter für diese Substanzklasse und konnte
mit 0,25 bis 0,34 mg Cl/L gemessen werden. Die gemessenen Konzentrationen
liegen somit bereits in einem relevanten Hemm-Konzentrationsbereich. Das Zentrat
der ARA Worblental unterschied sich dabei aber nicht vom Mischzentrat und dem
Zentrat der ARA Bern. Eine mögliche Inhibition durch eine oder mehrere chlorierte
organische Verbindungen kann daher nicht vollständig ausgeschlossen werden,
auch wenn der AOX-Gehalt als Summenparameter mehrere tausend verschiedene
127
Diskussion
Verbindungen beinhaltet, von denen mit größter Wahrscheinlichkeit nur wenige
eine Hemmwirkung auf die aerobe Biomasse haben.
Aufgrund der Co-Vergärung von Schlachtabfällen kann zudem eine Hemmung durch
Antibiotika
nicht
ausgeschlossen
werden.
Ein
erhöhter
Einsatz
von
Veterinärantibiotika im Zuge der Tierhaltung ist weitläufig bekannt. Einige dieser
Antibiotika können unter anaeroben Bedingungen im Faulturm sehr schwer
abgebaut werden und akkumulieren (Umweltbundesamt Wien Report REP-0287). In
biologischen Hemmtests an der AGES Innsbruck mit entsprechenden sensitiven
Bakterien konnten geringe Hemmungen der Antibiotika-Klassen Aminoglycoside,
Penicilline und Makrolide in den Zentraten der ARA Worblental beobachtet werden.
Eine notwendige Einzelstoffanalyse auf Veterinärantibiotika konnte, aufgrund des
Mangels an frischen Proben, jedoch nicht durchgeführt werden. Eine Hemmung der
sensitiven Bakterienstämme in den Hemmversuchen durch andere Substanzen kann
daher nicht zweifelsfrei ausgeschlossen werden.
Eine hemmende Wirkung von Antibiotika auf die Leistungsfähigkeit der aeroben
Ammoniumoxidierer kann daher nicht ausgeschlossen, aber auch nicht bestätigt
werden. Jeder Antibiotika-Wirkstoff wirkt auf eine begrenzte und gut definierte
Gruppe von Mikroorganismen, wobei die Wirksamkeit von Veterinärantibiotika
gegenüber aeroben Ammonium-oxidierenden Bakterien bisher unbekannt ist.
Die Konzentration biogener Amine ist in den Zentratproben der ARA Worblental mit
25 mg N/L etwa doppelt so hoch wie in den Mischzentraten. Im DEMON®-Reaktor
selbst sind sie bereits abgebaut und nicht mehr nachweisbar. Der Wissensstand zur
Wirkung dieser Substanzkasse auf aerobe Ammoniumoxidierer ist noch sehr
mangelhaft.
Bekannt
sind
lediglich
Hemmungen
der
anaeroben
Ammoniumoxidierer durch einzelne Aminosäuren (Ni und Zhang, 2013) und können
in Kapitel 3.4.2.8 nachgelesen werden. Durch unveröffentlichte Erfahrungsberichte
an der Universität Innsbruck kann jedoch eine Hemmung durch biogene Amine
ausgeschlossen werden, da die wirksame Summenkonzentration im Reaktor
deutlich niedriger als die vermutete hemmende Konzentration liegt. Eine Wirkung
durch biogene Amine auf die aeroben Ammonium-oxidierenden Bakterien kann
128
Diskussion
nicht
vollkommen
ausgeschlossen
werden,
erscheint
aber
als
sehr
unwahrscheinlich.
Für Phenol und Phenolderivate sind stark hemmende Wirkungen auf aerobe
Ammonium-oxidierende
Bakterien
bekannt.
Phenole
und
phenolische
Verbindungen sind biologisch gut abbaubar, die auftretenden Hemmeffekte sind
daher reversibel. Eine 50 prozentige Hemmung konnte von Blum und Speece (1991)
zwischen 4 und 10 mg Phenol/L bewiesen werden. Zudem gibt es eine große
Bandbreite von Phenolderivaten, welche ebenfalls Einfluss auf die Aktivität von
aeroben Ammoniumverwertern haben könnten.
Im Faulschlammzentrat der ARA Worblental konnte nach zweimonatiger Lagerung
(bei 4 °C) ein Phenol-Index von 3,3 mg/L gemessen werden. Die Proben wurden für
eine exakte Phenol-Index-Bestimmung jedoch nicht stabilisiert, d.h. der tatsächliche
Wert liegt wahrscheinlich um einiges darüber. Nach weiterer einmonatiger
Lagerung konnte in derselben Probe nur mehr 1 mg/L gemessen werden. Ein
langsamer Abbau von im Phenol-Index erfassten Substanzen hat daher auch im
gekühlten Zustand der Zentratproben stattgefunden. Unter der Annahme einer
konstanten Abbaurate (aus den beiden generierten Messwerten) von 0,04 mg/L*d,
lag der errechnete Messwert des Phenolindex für den Zeitpunkt der Probenahme
bei 6 mg/L und wie bereits erwähnt wahrscheinlich sogar noch etwas darüber. Im
Hemmversuch mit Phenol in verschiedenen Konzentrationen konnte für eine
Phenol-Konzentration von 6 mg/L eine Hemmung der aeroben Biomasse von 80
Prozent festgestellt werden (Abb. 59). Zum Zeitpunkt der ersten Messung des
Phenol-Index (3,3 mg/L) würde dies eine 60 prozentige Hemmung der Biomasse
durch Phenol bedeuten. Da phenolische Verbindungen gut biologisch abbaubar
sind, sollten die Hemmeffekte auch reversibel sein. Im Aktivitätstest vier Monate
nach Erhalt der Proben der ARA Bern und Worblental konnte dies beobachtet
werden. Die Abbauleistung der aeroben Biomasse der ARA Strass war nicht mehr
beeinträchtigt (Abb. 55).
Der Phenolindex als Summenparameter für eine Vielzahl von phenolischen
Derivaten ist allerdings nur bedingt ein Maß für die Abschätzung der möglichen
Wirkung dieser Substanzklasse auf die Aktivität der Mikroorganismen. Besonders
129
Diskussion
toxische Phenolverbindungen wie z.B. m-Kresol werden vom Phenol-Index nicht
erfasst. Eine genauere Untersuchung der Proben auf weitere phenolische
Verbindungen konnten aufgrund fehlender frischer Proben jedoch nicht mehr
durchgeführt werden.
Als letzte mögliche Substanzklasse, welche einen negativen Einfluss auf die Aktivität
der aeroben Ammonium-oxidierenden Bakterien besitzt, wurden die Zentratproben
der ARA Worblental auf quartäre Ammoniumverbindungen hin untersucht.
Quartäre Ammoniumverbindungen werden als kationische Tenside häufig in
Reinigungsmitteln eingesetzt und besitzen ein hohes Akkumulationsvermögen im
Klärschlamm.
In
den
Zentratproben
der
ARA
Bern
konnten
quartäre
Ammoniumverbindungen nicht nachgewiesen werden (< 0,5 mg/L) und können als
Verursacher der Hemmung mit hoher Wahrscheinlichkeit ausgeschlossen werden.
130
Schlussfolgerung
9 Schlussfolgerung und Ausblick
Die Aktivitätsmessungen mit Biomasse aus dem DEMON®-Bioreaktor der ARA Tobl
zeigten eine deutliche Hemmung der anaeroben Anammox-Biomasse. Eine
Hemmung der aeroben
Ammonium-oxidierenden
Bakterien konnte nicht
festgestellt werden. Zudem konnten rote- und schwarzverfärbte AnammoxGranulen beobachtet werden. Die schwarzen Granulen unterscheiden sich in Bezug
auf Häm-Gehalt, anorganischem Anteil an der Trockensubstanz, StickstoffAbbauleistung sowie ihrer Dichte von den roten Granulen.
An der ARA Tobl wird in den Faultürmen Co-Vergärung mit Molke als Co-Substrat
betrieben. Ein vermuteter Zusammenhang zwischen Co-Vergärung und dem
Leistungsabfall im DEMON®-Reaktor konnte durch Untersuchungen auf potentielle
Hemmstoffe
wie
freies
Ammoniak,
freier
salpetriger
Säure,
Spurenelementkonzentrationen, Sulfide, organische Säuren, biogene Amine und
Aminosäuren ausgeschlossen werden. Die durchgeführten Versuche lieferten
allesamt
negative
Ergebnisse
und
somit
keine
Erklärungen
für
den
Leistungseinbruch im Reaktor.
Auf molekularer Ebene konnten keine Unterschiede zwischen roten und schwarzen
Granulen festgestellt werden. Auffällig waren zum Teil erhöhte relative Abundanzen
von anderen Organismengruppen wie Chlorobi oder Acidobakterien. Eine
unterstützende Rolle dieser Organismengruppen auf physiologischer Ebene
(Nährstoffnutzungsketten) und bei der Granulenbildung der Anammox-Bakterien ist
durchaus möglich.
Ein bekanntes und bisher in Tobl noch ungelöstes Problem ist der erhöhte
Feststoffeintrag durch Trübwasser in den Reaktor. Eine mögliche Agglomeration aus
Biomasse und Feststoffen könnte zu einer veränderten Substrat-Aufnahmefähigkeit
der Bakterien führen und den Stickstoff-Abbau der anaeroben Bakterien behindern.
Um diese Hypothese zu verifizieren, müssen weitere Versuche hierzu erfolgen.
Dennoch müssen Mittel und Wege gefunden werden, um die Feststoffe
131
Schlussfolgerung
automatisiert aus dem Prozesswasser zu entfernen und die gesamte Wasserlinie der
ARA nicht zu belasten. Der Einsatz von Bogensieben, Lamellen-Schrägklärer,
Tuchfiltern, mineralischen Bentoniten, die Optimierung des Pressvorganges und der
Polymerdosierung zur Entfernung der stark variierenden Feststoff-Frachten, wurde
angeregt und wird derzeit ausführlich getestet.
Wenn es gelingt, den Zulauf zum Reaktor annähernd Feststoff-frei zu bekommen,
könnte die Laufzeit des Hydrozyklons zur Biomasse-Rückhaltung im DEMON®Reaktor gesenkt werden. Eine verbesserte Biomasse-Retention wäre die Folge und
die langsam wachsenden Anammox-Granulen könnten effektiver im System
gehalten werden.
Zudem soll Mitte des Jahres 2015 die Belüftung für den DEMON®-Reaktor
unabhängig von den restlichen Belüftungselementen der ARA Tobl gesteuert
werden. Eine weitere Verbesserung in der technischen Betriebsführung wird durch
die entkoppelten Belüftungselemente angestrebt und kann der Reaktor dann auch
pH-abhängig
gesteuert
werden
(bisher
zeitliche
Steuerung
der
Belüftungselemente).
Ein weiterer angestrebter Schritt für die mögliche Leistungssteigerung des
Deammonifikations-Prozesses ist die Erhöhung der Alkalinität im Reaktor. Hierfür
könnte ein Teil des Ammonium-armen Brüdenkondensats direkt im Hauptstrom
behandelt werden. Die zusätzliche Belastung des Hauptstromes sollte sich dabei bis
zu einem gewissen Maße in Grenzen halten, muss aber ausführlich getestet werden.
Dazu muss die Gesamteffizienz der ARA bezüglich N-Abbau bewertet werden. In der
Gesamtbetrachtung könnte auch ein geringerer Wirkungsgrad (als angepeilt und
geplant) des DEMON®-Reaktors noch ökonomisch sein.
132
Schlussfolgerung
Im DEMON®-Reaktor der ARA Bern wurde auch Faulschlammzentrat der ARA
Worblental (Co-Vergärung mit Schlachtabfällen) mitbehandelt. Bei Überschreitung
eines bestimmten Volumsanteil mit dem Zentrat der ARA Worblental brach die
Sauerstoffzehrung im DEMON®-Reaktor wegen einer vermuteten Hemmung der
Nitrifikantenpopulation ein. Die Aktivitätsmessungen mit Faulschlammzentrat
Worblental zeigten im Labor eine deutliche Hemmung der aeroben Ammoniumoxidierenden Bakterien sowohl der Biomasse der ARA Bern als auch der ARA Strass.
Eine Inhibierung der Anammox-Bakterien konnte nicht festgestellt werden. Nach
viermonatiger Lagerung des Faulschlammzentrates der ARA Worblental konnte
keine Toxizität des Schlammes in den Aktivitätsuntersuchungen mehr beobachtet
werden, der Hemmstoff muss also biologisch abbaubar sein.
Bei der Suche nach potentiellen Hemmstoffen konnten Spurenelement- und
Schwermetallkonzentrationen, organische Säuren, freies Ammoniak und freie
salpetrige Säure, biogene Amine und quartäre Ammoniumverbindungen als
Verursacher der Inhibition ausgeschlossen werden. Chlorierte organische
Verbindungen, Antibiotika-Substanzklassen und Phenol und Phenolderivate
hingegen könnten die Hemmung der aeroben Biomasse verursachen.
Der AOX-Gehalt dient als Summenparameter für die Substanzklasse der chlorierten
organischen Verbindungen und konnte in relevanten Konzentrationen gemessen
werden. Eine mögliche Inhibition durch eine oder mehrere chlorierte organische
Verbindungen kann daher nicht vollständig ausgeschlossen werden, auch wenn der
AOX-Gehalt als Summenparameter mehrere tausend verschiedene Verbindungen
beinhaltet, von denen mit größter Wahrscheinlichkeit nur wenige eine
Hemmwirkung auf die aerobe Biomasse haben.
Auch Antibiotika-Substanzklassen konnten in Hemmtests nachgewiesen werden.
Aufgrund des Probenmangels waren jedoch keine Einzelstoffanalysen mehr
möglich. Zudem ist die Wirkung von Antibiotika auf aerobe Ammonium-oxidierende
Bakterien ungewiss.
133
Schlussfolgerung
Phenol und phenolische Verbindungen sind bekannte Hemmsubstanzen der
aeroben Biomasse und biologisch abbaubar. Der gemessene Phenol-Index nahm mit
zunehmender Lagerung im Faulschlammzentrat Worblental ab und war zum
Zeitpunkt der zweiten Aktivitätsmessung kaum messbar. Parallel dazu konnte keine
Inhibierung durch das Zentrat im Aktivitätsversuch mehr nachgewiesen werden.
Eine Hemmung durch Phenolderivate ist daher wahrscheinlich.
Aufgrund des Probemangels konnten einige notwendige und detailliertere Versuche
nicht mehr durchgeführt werden. Daher können nur Vermutungen aufgestellt
werden, eine finale Beantwortung der Fragestellung ist nicht möglich.
134
Literaturverzeichnis
10 Literaturverzeichnis
Ackerl K. (2010): Ursachen der Nitrifikationshemmung in Sickerwasserreinigung.
Master Thesis. Universität Innsbruck.
Anthonisen A.C., Loehr R.C., Prakasam T.B.S, Srinath E.G. (1976): Inhibition of
nitrification by ammonia and nitrous acid. Research journal of the Water Pollution
Control Federation 48 (5). S. 835-852.
ARB-SILVA Datenbank zur Auswertung von 16S rRNA Sequenzen. http://www.arbsilva.de/browser/ssu-121/AZIA01000107/. Gefunden am: 14.03.2015
Arp D.J., Hooper A.B., Klotz M.G., Sayavedra-Soto L. (2001): Nitrosomonas europaea
ATCC 19718.
Bettazzi E., Caffaz S., Vannini C., Lubello C. (2010): Nitrite inhibition and
intermediates effects on Anammox bacteria: a batch-scale experimental study.
Process Biochemistry 45 (4). S. 573-580.
Bi Z., Qiao S., Zhou J., Tang X., Cheng Y. (2014): Inhibition and recovery of Anammox
biomass subjected to short-term exposure of Cd, Ag, Hg and Pb. Chemical
Engineering Journal 244. S. 89-96.
Blum D.J.W. and Speece R.E.A. (1991): A database of chemical toxicity to
environmental bacteria and ist use in interspecies comparisons and correlations.
Research journal of the Water Pollution Control Federation 63 (3). S. 198-207.
Broda, E. (1977): Two kinds of lithotrophs missing in nature. Zeitschrift für
Allgemeine Mikrobiologie 17. S. 491-493.
135
Literaturverzeichnis
Broschüre der ARA Pustertal AG zur Information für Besucher und Interessierte ARA Tobl. http://ebrochure.online.totalcom.info/arapusteria/de/#/1/. Gefunden
am: 24.05.2014
Broschüre der ARA Bern (arabern) zur Information für Besucher und Interessierte.
https://www.arabern.ch/unternehmung/factsheets-betrieb.html. Gefunden
am:
07.08.2014
Chamchoi N. und Nitisoravut S. (2007): Anammox enrichement from differnt
conventional sludges. Chemosphere 66 (11). S. 2225-2232.
Chamchoi N., Nitisoravut S., Schmidt J.E. (2008): Inactivation of Anammox
communities under concurrent operation of anaerobic ammonium oxidation and
denitrification. Bioresoure Technology 99 (9). S. 3331-3336.
Chen H., Yu J., Jia X., Jin R. (2014): Enhancement of anammox performance by Cu(II),
Ni (II) and Fe (III) supplementation. Chemosphere 117. S. 610-616.
Cho S., Takahashi Y., Fujii N., Yamada Y., Satoh, H., Okabe S. (2010): Nitrogen
removal performance and microbial community analysis of an anaerobic up-flow
granular bed anammox reactor. Chemosphere 78. S. 1129-1135.
Dapena-Mora A., Fernández I., Campos J.L., Mosquera-Corral A., Méndez R., Jetten
M.S.M (2007): Evaluation of activity and inhibition effects on Anammox process by
batch tests based on the nitrogen gas production. Enzyme Microbial Technology 40
(4). S. 859-865.
Deutsche Einheitsverfahren zur Wasser-, Abwasser- und Schlammuntersuchung.
Deutsche Norm. Anionen (Gruppe D). Bestimmung von leicht freisetzbarem Sulfid
(D27). DIN 38 405 Teil 27.
136
Literaturverzeichnis
Dollkopf S.L., Hyun J.H., Smith A.C., Adams H.J., O’Brien S., Kostaka J.E. (2005):
Quantification of Ammonia-oxidizing bacteria and factors controlling nitrification in
salt marsh sediments. Applied and Environmental Microbiology 71 (1). S. 240-246.
Ducey T.F., Vanotti M.B., Shriner A.D., Szogi A.A., Ellison A.Q. (2010):
Characterization of a microbial community capable of nitrification at cold
temperature. Bioresource Technology 101 (2). S. 491-500.
Fernández I., Mosquera-Corral A., Campos J.L., Méndez R. (2009): Operation of an
Anammox SBR in the presence of two broad-spectrum antibiotics. Process
Biochemistry 44 (4). S. 494-498.
Fernández I., Dosta J., Fajardo C., Campos J.L., Mosquera-Corral A., Méndez R.
(2012): Short- and long-term effects of ammonium and nitrite on the Anammox
process. Journal of Environmental Management 95. S. 170-174.
Fux C. (2003): Biological nitrogen elimination of ammonium-rich sludge digester
liquids. PhD Thesis. ETH Zürich (Switzerland).
Gonzales-Martinez A., Rodriguez-Sanchez A., Munoz-Palazon B., Garcia-Ruiz M.,
Osorio F., van Loosdrecht M.C.M., Gonzalez-Lopez J. (2015): Microbial community
analysis of a full-scale DEMON® bioreactor. Bioprocess Biosyst. Eng. 38. S. 499-508.
Güven D., Dapena A., Kartal B., Schmid M.C. Maas B., van de Pas-Schoonen K.,
Sozen S., Méndez R., Op den Camp H.J.M., Jetten M.S.M, Strous M., Schmidt I.
(2005): Propionate oxidation by and methanol inhibition of anaerobix ammoniumoxidizing bacteria. Applied Environmental Microbiology 71 (2). S. 1066-1071.
Hu Z., Chandran K., Grasso D., Smets B.F. (2003): Impact of metal sorption and
internalization on nitrification inhibition. Environmental Science and Technology 37
(4). S. 728-734.
137
Literaturverzeichnis
Imajo U., Tokutomi T., Furukawa K. (2004): Granulation of anammox
microorganisms in up-flow reactors. Water Science Technology 49 (5-6). S. 155-163.
Isaka K., Suwa Y., Kimura Y., Yamagishi T., Sumino T., Tsuneda S. (2008): Anaerobic
ammonium oxidation irreversibly inhibited by methanol. Applied Microbial
Biotechnology 81 (2). S. 379-385.
Jardin N., Arnold E., Beier M., Grömping M., Kolisch G., Kühn V., Meyer S., Rolfs T.,
Schmidt
F.,
Wett
B.,
Otte-Witte
Schlammbehandlung.
Verfahren
R.
(2005):
zur
Rückbelastung
aus
der
Schlammbehandlung.
http://araconsult.at/download/literature/atv_jardin_Wurrzburg.pdf. Gefunden am:
12.06.2014.
Jaroszynski L.W., Cicek N., Sparling R., Oleszkiewicz J.A. (2011): Importance of the
operating pH in maintaining the stability of anoxic ammonium oxidation activity in
moving bed biofilm reactors. Bioresource Technology 102 (14). S. 7051-7056.
Jensen M.M, Thamdrup B., Dalsgaard T. (2007): Effects of specific inhibitors on
Anammox and denitrification in marine sediments. Applied Environmental
Microbiology 73 (10). S. 3151-3158.
Jetten M.S.M., Strous M., van de Pas-Schoonen K.T., Schalk J., van Dongen U.G.J.M.,
van de Graaf A.A., Logemann S., Muyzer G., van Loosdrecht M.C.M., Kuenen J.G.
(1998): The anaerobic oxidation of ammonium. FEMS Microbiology Rev. 22 (5). S.
421-437.
Jetten M.S.M., Wagner M., Fuerst J., van Loosdrecht M.C.M., Kuenen J.G., Strous M.
(2001): Microbiology and application of the anaerobic ammonium oxidation.
Biotechnology 12. S. 283-288.
138
Literaturverzeichnis
Jetten M.S.M., van Niftrik L., Strous M., Kartal B., Keltjens J.T., Op den Camp H.J.M.
(2009): Biochemistry and molecular biology of anammox bacteria. Critical Reviews
in Biochemistry and Molecular Biology 44. S. 65-84.
Jin R., Zheng P., Mahmood Q., Hu B.L. (2007): Osmotic stress on nitrification in an
airlift bioreactor. Journal of Hazardous Materials 146 (1-2). S. 148-154.
Jin R., Yang G., Yu J., Zheng P. (2012): The inhibition of the anammox process: a
review. Chemical Engeneering Journal 197. S. 67-79.
Jin R., Yang G., Zhang Q., Ma C., Yu J., Xing B. (2013): The effect of sulfide inhibition
on the anammox process. Water Research 47. S. 1459-1469.
Kadam P.C., Boone D.R. (1996): Influence of pH on ammonia accumulation and
toxicity in halophilic, methylotrophic methanogens. Applied Environmental
Microbiology 62 (12). S. 4486-4492.
Kartal B., Koleva M., Arsov R., van der Star W.R.L., Jetten M.S.M., Strous M. (2006):
Adaption of a freshwater Anammox population to high salinity wastewater. Journal
of Biotechnology 126 (4). S. 546-553.
Kartal B., Rattray J., van Niftrik L.A., van de Vossenberg J., Schmid M.C., Webb R.I.,
Schouten S., Fuerst J.A., Sinninghe-Damste J., Jetten M.S.M., Strous M. (2008):
Candidatus Anammoxogobus propionnicus. A new propionate oxidizing species of
anaerobic ammonium oxidizing bacteria. Systematic and Applied Microbiology 30
(1). S. 39-49.
Kartal B., van Niftrik L.A., Rattray J., van de Vossenberg J.L.C.M., Schmid M.C.,
Damste J.S., Jetten M.S.M., Strous M. (2008): Candidatus Brocadoa fulgida. An
autoflourescent anaerobic ammonium oxidatizing bacterium. FEMS Microbiologic
Ecology 63 (1). S. 46-55.
139
Literaturverzeichnis
Kartal B., Geerts W., Jetten M.S.M. (2011): Cultivation, Detection, and
ecophysiology of anaerobic ammonium-oxidizing bacteria. In: Enzymology 486. S.
89-108.
Kartal B., de Almeida N.M., Maalcke W.J., Op den Camp H.J.M., Jetten M.S.M.,
Keltjens J.T. (2013): How to make a living from anaerobic ammonium oxidation.
FEMS Microbiology Reviews 37. S. 428-461.
Kim D.J., Lee D.I., Keller J. (2006): Effect of temperature and free ammonia on
nitrification and nitrite accumulation in landfill leachate and analysis of ist nitrifying
bacterial community by FISH. Biosource Technology 97 (3). S. 459-468.
Kimura Y., Isaka K., Kazama F., Sumino T. (2010): Effects of nitrite inhibition on
anaerobic ammonium oxidation. Applied Microbiology an Biotechnology 86 (1). S.
359-365.
Kimura Y., Isaka K. (2014): Evaluation of inhibitory effects of heavy metals on
anaerobic ammonium oxidation by continous feeding tests. Applied Microbiology
and Biotechnology 98. S. 6965-6972.
Kozich J.J., Westcott S.L., Baxter N.T., Highlander S.K., Schloss P.D. (2013):
Development of a dual-index sequencing strategy and curation pipeline for
analyzing amplicon sequence data on the MiSeq Illumina sequencing platform.
Environmental Microbiology 79 (17). S. 5112-5120.
Lackner S., Terada A., Smets B.F. (2008): Heterotrophic activity compromises
autotrophic nitrogen removal in membraneaerated biofilms: results of a modeling
study. Water Research 42 (4-5). S. 1102-1112.
Li X., Du B., Fu H., Wang R., Shi J., Wang Y., Jetten M.S.M., Quan Z. (2009): The
bacterial diversity in an anaerobic ammonium-oxidizing reactor community. Syst.
Appl. Microbiology 32 (4). S. 278-289.
140
Literaturverzeichnis
Liao D.X., Li X., Yang Q., Zeng G., Guo L., Yue X. (2008): Effect of inorganic carbon on
anaerobic ammonium oxidation enriched in SBR. Journal of Environmental Science
20 (8). S. 940-944.
Liu Y., Xu H., Yang S., Tay J. (2003): Mechanisms and models for anaerobic
granulation in upflow anaerobic sludge blanket reactor. Water Research 37. S. 661673.
Madigan M., Martinko J., Stahl D., Clark D. (2013): Brock Mikrobiologie. Pearson
Deutschland GmbH. ISBN: 978-3-86894-144-9. S. 52, 707, 733, 793, 797, 804.
Meseguer-Lloret S., Molins-Legua C., Campins-Falco P. (2002): Ammonium
determination in water Samples by using OPA-NAC reagent: A comparative study
with Nessler and Ammonium selective electrode methods. International Journal of
Environmental Analytical Chemestry 82 (7). S. 475-489.
Molinuevo B., Garcia M.C., Karakashev D., Angelidaki I. (2009): Anammox for
ammonia removal from pig manure effluents: effect of organic matter content on
process performance. Bioresource Tenchnology 100 (7). S. 2171-2175.
Mosquera-Corral A., Gonzales F., Campos J.L., Mendez R. (2005): Partial Nitrification
in a SHARON reactor in the presence of salt and organic carbon compounds. Process
Biochemistry 40 (9). S. 3109-3118.
Mothur.org: Bearbeitung der Sequenzierergebnisse:
http://mothur.org/wiki/MiSeq_SOP. Gefunden am: 20. Februar 2015.
Mulder A., van de Graaf A.A., Robertson L.A., Kuenen J.G. (1995): Anaerobic
ammonium oxidation discovered in a denitrifying fluidized bed reactor. FEMS
Microbiology Ecology 16. S. 177-183.
141
Literaturverzeichnis
Neef A., Amann R., Schlesner H., Schleifer K. (1998): Monitoring a widespread
bacterial group: in situ detection of planctomycetes with 16S rRNA-targeted probes.
Microbiology 144. S. 3257-3266.
Ni S., Zhang J. (2013): Anaerobic Ammonium Oxidation: from laboratory to full-scale
application. Hindawi Publishing Corporation BioMed Research International 2013.
Artikel ID: 469360.
Ni S., Fessehaie A., Lee P., Gao B., Xu X., Sung S. (2010): Interaction of anammox
bacteria and inactive methanogenic granules under high nitrogen selective
pressure. Bioresource Technology 101. S. 6910-6915.
Ni S.Q., Ni J.Y., Hu D.L., Sung, S. (2012): Effect of organic matter on the performance
of granular anammox process. Bioresource Technology 110. S. 701-705.
Nyhuis G. (1985): Beitrag zu den Möglichkeiten der Abwasserbehandlung bei
Abwässern
mit
erhöhten
Stickstoffkonzentrationen.
Institut
für
Siedlungswasserwirtschaft und Abwassertechnik der TU Hannover.
Pagga U., Bachner J., Strotmann U. (2006): Inhibition of nitrification in laboratory
tests and model wastewater treatment plants. Chemosphere 65 (1). S. 1-8.
Park H., Rosenthal A., Ramalingam K., Fillos J., Chandran K. (2010): Linking
community profiles, gene expression and N-removal in Anammox Bioreactors
treating municipal anaerobic digestion reject water. Environmental Science and
Technology 44 (16). S. 6110-6116.
Peng Y., Zhu G. (2006): Biological nitrogen removal with nitrification and
denitrification via nitrite pathway. Applied Microbiology and Biotechnology 73 (1).
S. 15-26.
142
Literaturverzeichnis
Philips S., Verstraete W. (2001): Effect of repeated addition of nitrite to semicontinous activated sludge reactors. Bioresource Technology 80 (1). S. 73-82.
Podmirseg S., Pümpel T., Markt R., Murthy S., Bott C., Wett B. (2015): Comparative
evaluation of multiple methods to quantify and characterise granular anammox
biomass. Water Research 68. S. 194-205.
Reinecke W., Schlömann M. (2007): Umweltmikrobiologie. 1. Auflage 2007.
Spektrum Akademischer Verlag.
Rhine E.D., Mulvaney R.L., Pratt E.J., Sims G.K. (1998): Improving the Berthelot
Reaction for determining Ammonium in soil extracts and water. Soil Science Society
of America Journal 62 (2): S. 473.
Schmidt J. und Ahring B. (1994): Extracellular polymers in granular sludge from
different upflow anaerobic sludge blanket (UASB) reactors. Applied Microbiology
and Biotechnology 42. S. 457-462.
Sinninghe Damsté J.S., Strous M., Rijpstra W.I.C., Hopmans E.C., Geenevasen J.A.J.,
Van Duin A.C.T., Van Niftrik L.A., Jetten M.S.M. (2002): Linearly concatenated
cyclobutanel lipids form a dense bacterial membrane. Nature 419. S. 708-712.
Strous M., Heijnen J.J., Kuenen J.G., Jetten M.S.M. (1998): The sequencing batch
reactor as a powerful tool for the study of slowly growing anaerobic ammoniumoxidazing microorganisms. Applied Microbiology and Biotechnology 50. S. 589-596.
Strous M., Fuerst J.A., Kramer E.H.M., Logemann S., Muyzer G., van de PasSchoonen K.T., Webb R., Kuenen J.G., Jetten M.S.M. (1999a): Missing
lithotroph identified as new planctomycete. Nature 400. S. 446-449.
Strous M., Kuenen J.G., Jetten M.S.M. (1999b): Key physiology of anaerobic
ammonia oxidation. Applied Microbiology and Biotechnology 65 (7). S. 3248-3250.
143
Literaturverzeichnis
Tang C.J., Zheng P., Mahmood Q., Chen J.W. (2010): Effect of substrate
concentration on stability of Anammox biofilm reactors. Journal of Central South
University of Technology 17 (1). S. 79-84.
Third K.A., Paxman J., Schmid M., Strous M., Jetten M.S.M., Cord-Ruwisch R. (2005):
Enrichment of Anammox from activated sludge and ist application in the CANON
Process. Microbial Ecology 49. S. 2446-2448.
Toh S.K., Ashbolt N.J. (2002a): Adaption of anaerobic ammonium-oxidising
consortium to synthetic coke-oven wastewater. Applied Microbiology and
Biotechnology 59 (2). S. 344-352.
Toh S.K., Webb R.I., Ashbot N.J. (2002b): Enrichment of autotrophic anaerobic
ammonium-oxidizing consortia from various wastewater. Microbial Ecology 43 (1).
S. 154-167.
Umweltbundesamt Wien Report REP-0287:
http://www.umweltbundesamt.at/fileadmin/site/publikationen/REP0287.pdf.
Gefunden am 28. Oktober 2014.
Vadivelu V.M., Keller J., Yuan Z. (2007): Free Ammonia and free nitrus acid inhibition
on the anabolic and catabolic processes of Nitrosomonas and Nitrobacter. Water
Science and Technology 56 (7). S. 89-97.
Van de Graaf A.A., Mulder A., de Bruijn P., Jetten M.S.M., Robertson L.A., Kuenen
J.G. (1195): Anaerobic oxidation of ammonium is a biologically mediated process.
Applied Environmental Microbiology 61 (4). S. 1246-1251.
Van de Graaf A.A.V., de Bruijn P., Robertson L.A., Jetten M.S.M., Kuenen J.G. (1996):
Autotrophic growth of anaerobic ammonium-oxidizing microorganisms in a fluidized
bed reactor. Microbiology-UK 142. S. 2187-2196.
144
Literaturverzeichnis
Van der Star W., Abma W., Blommers D., Mulder J., Tokutomi T., Strous M.,
Picioreanu C., van Loosdrecht M. (2007): Startup of reactors for anoxic ammonium
oxidation: experience from the first full-scale anammox reactor in Rotterdam.
Water Research 41. S. 4149-4163.
Van Hulle S.W.H., Volcke E.I.P., Teruel J.L., Donckels B., van Loosdrecht M.C.M.,
Vanrolleghem P.A. (2007): Influence of temperature and pH on the kinetics of the
SHARON nitritation process. Chemical Technology and Biotechnology 82 (5). S. 471480.
Van Niftrik L., Geerts W.J.C., van Donselaar E.G., Humbel B.M., Webb R.I., Fuerst J.A.,
Verkleij A.J., Jetten M.S.M., Strous M. (2008): Linking ultrastructure and function in four
genera of anaerobic ammonium-oxidizing bacteria: cell plan, glycogen storage, and
localization of cytochrome c proteins. Journal of Bacteriology 190. S. 708-717.
Van Niftrik L., Jetten M.S.M. (2012): Anaerobic ammonium-oxidizing bacteria: unique
microorganisms with exceptional properties. Microbiology and Molecular Biology
Reviews 76. S. 585-596.
Waki W., Tokutomi T., Yokoyama H., Tanaka Y. (2007): Nitrogen removal from animal
waste treatment water by Anammox enrichment. Bioresource Technology 98 (14). S.
2775-2780.
Wett B. (2006): Solved upscaling problems for implementing deammonification
ofrejection water. Water Science and Technology 56. S. 81-88.
Wett B. (2006-US Patent): Method for the treatment of ammonia-containing waste
water. United States Patent Nr. 7.846.334 B2 07.Dezember 2010.
Wett B., Hell M. (2008): Betriebserfahrungen mit dem DEMON-Verfahren zur
Deammonifikation von Prozesswasser. Korrespondenz Abwasser Abfall 2008 55 (3).
S. 245-253.
145
Literaturverzeichnis
Wett B., Omari A., Podmirseg S.M., Han M., Akintayo O., Gomez-Brandon M., Murthy S.,
Bott C., Hell M., Takacs I., Nyhuis G., O’Shaughnessey M. (2013): Going for mainstream
deammonification from bench to full-scale for maximized resource efficiency. Water
Science and Technology. (accepted paper).
Yamada T., Sekiguchi Y., Imachi H., Kamagata Y., Ohashi A., Harada H. (2005):
Diversity, localization and physiological properties of filamentous microbes
belonging to Chloroflexi subphylum I in mesophilic and thermophilic methanogenic
sludge granules. Applied Environmental Microbiology 71 (11). S. 7493-7503.
Zandvoort M.H., van Hullebusch E.D., Fermoso F.G., Lens P.N.L. (2006): Trace Metals
in anaerobic granular sludge reactors: bioavailability and dosing strategies. Eng. Life
Sci. 6 (3). S. 293-301.
Zhou Y., Oehmen A., Lim M., Vadivelu V., Ng W.J. (2011): The role of nitrite and free
nitrous acid (FNA) in wastewater treatment plants. Water Research 45 (15). S. 46724682.
146
Abbildungsverzeichnis
11 Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Stoffwechselweg der Nitrifikation und Denitrifikation. ....................... 10
Abbildung 2: Stoffwechselweg der Deammonifikation. ............................................ 11
Abbildung 3: Hydrozyklon zur Schlammkontrolle beim DEMON®-Verfahren........... 13
Abbildung 4: Aggregat von Anammox-Bakterien. ..................................................... 15
Abbildung 5: Ansicht des Betriebsgebäudes der ARA Tobl. ...................................... 27
Abbildung 6: Hauptstrom der ARA Tobl. ................................................................... 28
Abbildung 7: DEMON®-Reaktor der ARA Tobl. .......................................................... 29
Abbildung 8: Feststoffe Prozesswasser ARA Tobl...................................................... 30
Abbildung 9: Ansicht des Betriebsgebäudes der ARA Bern. ...................................... 31
Abbildung 10: Biologische Reinigungsstufe der ARA Bern. ....................................... 32
Abbildung 11: Versuchsaufbau der anaeroben Aktivitätsbestimmung. ................... 36
Abbildung 12: Aufbau des Laborreaktors. ................................................................. 38
Abbildung 13: Schematische Darstellung des Laborreaktors. ................................... 40
Abbildung 14: Trennung roter und schwarzer Anammox-Granulen. ........................ 42
Abbildung 15: Bestimmung von leicht freisetzbarem Sulfid in Abwasser. ................ 53
Abbildung 16: SOR Bestimmung. ............................................................................... 59
Abbildung 17: Wirkungsgrad des Ammoniumabbaus ARA Tobl. .............................. 66
Abbildung 18: Mischverhältnis Trübwasser zu Brüdenkondensat. ........................... 67
Abbildung 19: Trockensubstanz im DEMON®-Reaktor der ARA Tobl........................ 68
Abbildung 20: pH-Wert und der elektrischen Leitfähigkeit DEMON® Tobl............... 69
Abbildung 21: Vergleich der Anammox-Granulen Tobl und Strass. .......................... 70
Abbildung 22: Rote und schwarze Anammox-Granulen. .......................................... 70
Abbildung 23: Detailansicht einer schwarzen Anammox-Granule. ........................... 71
Abbildung 24: Tobl: Häm-Gehalt. .............................................................................. 72
Abbildung 25: Tobl: Trockensubstanzgehalte. .......................................................... 73
Abbildung 26: Tobl: aerober Aktivitätstest - Verläufe. .............................................. 74
Abbildung 27: Tobl: aerober Aktivitätstest - Umsatzraten........................................ 75
Abbildung 28: Tobl: anaerober Aktivitätstest - Verläufe. .......................................... 76
Abbildung 29: Tobl: anaerober Aktivitätstest - Umsatzraten.................................... 77
Abbildung 30: Tobl: rote Granulen Aktivitätstest - Verläufe. .................................... 78
147
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 31: Tobl: schwarze Granulen Aktivitätstest - Verläufe............................. 79
Abbildung 32: Tobl: rote und schwarze Granulen Aktivitätstest - Umsatzraten....... 80
Abbildung 33: Tobl: Organische Säuren und anorganische Anionen. ....................... 81
Abbildung 34: Tobl: Spurenelemente und Phosphor in Filtraten.............................. 82
Abbildung 35: Tobl: Spurenelemente und Phosphor in der Biomasse...................... 83
Abbildung 36: Tobl: Sulfidkonzentrationen in Filtratproben. .................................... 85
Abbildung 37: Tobl: Sulfidkonzentrationen in Biomasse. .......................................... 85
Abbildung 38: Tobl: Herkunft der Feststoffe. ............................................................ 86
Abbildung 39: Tobl: Feststoffeintrag durch das Trübwasser.. ................................... 87
Abbildung 40: Tobl: Absetzverhalten der Feststoffe. ................................................ 87
Abbildung 41: Tobl: Surface-Overflow-Rate. ............................................................. 88
Abbildung 42: Tobl: Feststoffe im Zulauf zum DEMON®-Reaktor. ............................ 89
Abbildung 43: Tobl: Kumulative Korngrößenverteilung der Feststoffe. ................... 89
Abbildung 44: Tobl: Laborreaktor. ............................................................................. 90
Abbildung 45: Tobl: Agarose-Gelelektrophorese. ..................................................... 92
Abbildung 46: Tobl: Genkopien pro Gramm Trockensubstanz. ................................ 93
Abbildung 47: Tobl: qPCR Schmelzkurve. .................................................................. 94
Abbildung 48: Tobl: Verdünnungskurve für Artenreichtum. ..................................... 95
Abbildung 49: Tobl: Dominante Phylotypen (relative Abundanz) und Diversität. .... 96
Abbildung 50: Tobl: Relative Abundanz und Diversität auf OTU-Level. .................... 97
Abbildung 51: Bern: Anammox-Granulen aus dem DEMON®-Reaktor. .................... 99
Abbildung 52: Bern: Mischzentrat der ARA Bern und ARA Worblental. ................. 100
Abbildung 53: Bern: Berner Biomasse im Zentrat der ARA Worblental. ................. 101
Abbildung 54: Bern: Strasser Biomasse im Zentrat der ARA Worblental. ............... 101
Abbildung 55: Bern: Aktivitätstest nach Lagerung der Zentrate. ............................ 102
Abbildung 56: Bern: Organische Säuren und anorganische Anionen...................... 103
Abbildung 57: Bern: Spurenelemente und Phosphor in Filtraten. .......................... 104
Abbildung 58: Bern: Spurenelemente, Phosphor und Schwermetalle.................... 105
Abbildung 59: Bern: Hemmung durch Phenol. ........................................................ 107
Abbildung
60:
Spurenelementkonzentrationen
in
40
verschiedenen
Proben..……..108
148
Abbildungsverzeichnis
Abbildung
61:
Möglichkeiten
der
Granulenbildung.
…………………………………………….118
Abbildung 62: Anhang: Verlauf der qPCR. ............................................................... 154
Abbildung 63: Anhang: Relative Abundanz und Diversität DEMON® Tobl.............. 155
Abbildung 64: Anhang: Verlauf Biomasse Strass und Mischzentrat ....................... 155
Abbildung 65: Anhang: Verlauf Biomasse Bern und Zentrat Worblental................ 156
Abbildung 66: Anhang: Verlauf Biomasse Strass und Zentrat Worblental.............. 156
Abbildung 67: Anhang: Verlauf Biomasse Strass und gelagerte Zentrate ............... 156
12 Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Bestimmung von organischen Säuren und Anionen in Abwasserproben. 45
Tabelle 2: Bestimmung von Nitrit und Nitrat in Abwasserproben. ........................... 46
Tabelle 3: Ammoniumbestimmung nach verbesserter Berthelot-Reaktion. ............ 47
Tabelle 4: Ammoniumbestimmung mittels OPA/NAC-Methode. ............................. 49
Tabelle 5: Bestimmung primärer Amine mittels OPA/NAC-Methode. ...................... 50
Tabelle 6: Bestimmung von Spurenelementen und Schwermetallen. ...................... 51
Tabelle 7: Analytik der leicht freisetzbaren Sulfide. .................................................. 54
Tabelle 8: qPCR-Mastermix und Betriebsdaten des Thermocycler. .......................... 63
149
Abkürzungen
13 Abkürzungen
Ø
Durchmesser
A.d.
Aqua destillata
AAS
Atomabsorptionsspektroskopie
AES
Atomemissionsspektroskopie
aerAOA
aerobe Ammonium-oxidierende Archaea
aerAOB
aerobe Ammonium-oxidierende Bakterien
anAOB
anaerobe Ammonium-oxidierende Bakterien
AOA
Ammonium-oxidierende Archaea
AOB
Ammonium-oxidierende Bakterien
ARA
Abwasser-Reinigungsanlage
ATH
Allylthioharnstoff
AU
Absorptionseinheiten
BSA
engl.: bovine serum albumin, dt.: Bovines Serumalbumin
BSB
biochemischer Sauerstoffbedarf
CSB
Chemischer Sauerstoffbedarf
DEMON®
geschütztes Verfahren zur Behandlung von Abwässern mithilfe von
Deammonifikationsprozessen
DNA
Desoxyribonukleinsäure
EDTA
Ethylendiamintetraacetat
EM
Emission
EX
Extinktion
FA
freier Ammoniak
FNA
freie salpetrige Säure
HPLC
Hochflüssigkeitschromatographie
IC50
mittlere Inhibitorische Konzentration
NAC
N-acetyl-cystein
NOA
Nitrit-oxidierende Archaea
NOB
Nitrit-oxidierende Bakterien
O/N
engl.: over night, dt.: über Nacht
OPA
O-phthaldialdehyd
150
Abkürzungen
oTS
organische Trockensubstanz
pA-N
primäre Amine Stickstoff
PVP
Polyvinylpyrrolidon
qPCR
engl.: realtime polymerase chain reaction, dt.: quantitative
Polymerasekettenreaktion
SBR
Sequencing Batch Reaktor
SOR
engl.: surface overflow rate, dt.: Oberflächenüberlaufrate
TR
Trockenrückstand
TS
Trockensubstanz
Upm
Umdrehungen pro Minute
151
Anhang
14 Anhang
14.1 Synthetische Verdünnungsmedien
DEMON® Tobl Zulauf
NH4+
Alkalinität
Osmotische Konzentration
200 mg/L N
18,5 mmol/L
42 mOsm/kg
Für 1 Liter Lösung
MgCl2 * 6 H2O
CaCl2 * 2 H2O
KH2PO4
KHCO3
NH4HCO3
NaCl
KCl
Spurenelementlösung nach Egli
102 mg
147 mg
54 mg
471 mg
1129 mg
68 mg
88 mg
1,2 mL
DEMON® Bern Zulauf
NH4+
Alkalinität
Osmotische Konzentration
1200 mg/L N
102 mmol/L
170 mOsm/kg
Für 1 Liter Lösung
MgCl2 * 6 H2O
CaCl2 * 2 H2O
KH2PO4
KHCO3
NH4HCO3
NaCl
KCl
Spurenelementlösung nach Egli
102 mg
147 mg
1629 mg
6771 mg
-
Verdünnungslösung
Worblental
NH4+
Alkalinität
Osmotische Konzentration
1500 mg/L N
150 mmol/L
250 mOsm/kg
Für 1 Liter Lösung
MgCl2 * 6 H2O
CaCl2 * 2 H2O
KH2PO4
KHCO3
NH4HCO3
NaCl
KCl
Spurenelementlösung nach Egli
102 mg
147 mg
4286 mg
8464 mg
152
Anhang
Verdünnungslösung
Bern
NH4+
Alkalinität
Osmotische Konzentration
1200 mg/L N
150 mmol/L
170 mOsm/kg
Für 1 Liter Lösung
MgCl2 * 6 H2O
CaCl2 * 2 H2O
KH2PO4
KHCO3
NH4HCO3
NaCl
KCl
Spurenelementlösung nach Egli
102 mg
147 mg
6429 mg
6771 mg
-
153
Anhang
14.2 qPCR Verlauf
Abbildung 62: Verlauf der qPCR: Proben und Standards.
154
Anhang
14.3 Phylum-Level Diversität DEMON®-Tobl
Abbildung 63: Relative Abundanz und Diversität des DEMON®-Reaktors der ARA Tobl. Die erfolgte IlluminaSequenzierung wurde mithilfe von mothur (mothur.org) und der SILVA-Datenbank ausgewertet. Für die
Veranschaulichung der Daten in Kapitel 6.7.3 wurden mehrere Phyla-Levels zusammengefasst (z.B.: zum
Phylum TM6 gehören nach SILVA zumeist unkultivierte Bakterien).
14.4 Verläufe aerobe Aktivitätstests
Abbildung 64: Nitritverlauf (links) Nitratverlauf (rechts). Biomasse: ARA Strass. Probe: Trübwasser Mischung
11.06.2015.
155
Anhang
Abbildung 65: Nitritverlauf (links) Nitratverlauf (rechts). Biomasse: ARA Bern. Probe: Zentrat Worblental
11.06.2015.
Abbildung 66: Nitritverlauf (links) Nitratverlauf (rechts). Biomasse: ARA Strass. Probe: Zentrat Worblental
11.06.2015.
Abbildung 67: Nitritverlauf (links) Nitratverlauf (rechts). Biomasse: ARA Strass. Probe: Zentrat Worblental
nach dreimonatiger Lagerung bei 4 °C.
156
Danksagung
15 Danksagung
An dieser Stelle möchte ich mich bei all jenen bedanken, die mich während meiner
Studienzeit begleitet, unterstützt und meinen Studienalltag bereichert haben.
Der allergrößte Dank gehört meinen Eltern Eva und Bernhard, meiner Schwester
Verena und meiner Freundin Johanna. Danke dafür, dass ihr zu jeder Zeit hinter mir
gestanden, mich unterstützt und aufgemuntert habt. Danke Mum und Dad: ohne
euch wäre mein Studium niemals möglich gewesen. Vielen lieben Dank!
Ein besonders großer Dank gilt Thomas, der in Momenten in denen ich keine Lösung
mehr gefunden habe stets mit bester Laune, größter Geduld und enormen
Fachwissen zur Seite stand und hoffentlich noch für lange Zeit, weiterhin steht.
Rudi, vielen Dank für die tolle Zusammenarbeit und für die gegenseitige
Unterstützung. Der Laboralltag mit dir und das lustige Beisammensein war mir eine
große Freude.
Ein großes Dankeschön geht zudem an die vielen tollen Kollegen und Kolleginnen
aus dem ARA Ferm II Team und der ARA Tobl, besonders an Christian, Wolfgang und
Hannes. Vielen Dank dafür, dass ich gleich zu Beginn meiner beruflichen Laufbahn in
einem so tollen Projekt mitarbeiten durfte.
Dem ganzen Mikrobiologie-Team der Universität Innsbruck möchte ich für das
freundliche und nette Arbeitsklima und die Hilfsbereitschaft im Labor danken.
Hervorheben möchte ich hier vor allem Ingrid und Sabine. Ohne euch, wären die
molekularbiologischen Untersuchungen nicht möglich gewesen.
Vielen Dank allen Freunden, Kollegen und Kommilitonen dafür, dass ihr mich auf
meinem Weg zum erfolgreichen Abschluss des Studiums begleitet habt.
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Eidesstattliche Erklärung
16 Curriculum vitae
Persönliche Daten:
Name: Bachmann Benjamin
Geburtsdatum 24. September 1989 in Bruneck (Italien)
Georg Kaneider Straße 9E
I-39031 Bruneck/Stegen
Ausbildung:
1995 – 2000 Grundschule Georg Kaneider Stegen
2000 – 2003 Mittelschule Karl Meusburger Bruneck
2003 – 2008 Realgymnasium Bruneck (Technisch-naturwissenschaftliches Lyzeum)
2008 – 2013 Bacherlorstudium Biologie an der Universität Innsbruck
2013 – 2015 Masterstudium Mikrobiologie an der Universität Innsbruck
Ab 2015
Beginn Doktorarbeit an der Universität Innsbruck
Berufserfahrung:
2011
Praktikum Amt für Naturparke Südtirol – Naturpark Drei Zinnen
2012
Praktikum Amt für Naturparke Südtirol – Naturpark Rieserferner-
Ahrn
2013
Praktikum Amt für Naturparke Südtirol – Naturpark Rieserferner-
Ahrn
2014 – 2015 Projekt „ARA Ferm II“ (Projektleiter Dr. Ebner Christian)
2014
Projekt „DEMON®-Reaktor Bern“ (Projektleiter Dr. Thomas Pümpel)
2014
Tutor Übung „Labormethoden“ an der Universität Innsbruck
2015
Projekt „Grasslboden“ (Projektleiter Dr. Thomas Pümpel)
2015
Tutor Übung „Mikrobiologische Grundübungen“ Universität Innsbruck
2015
Tutor Übung „Übungen zur Biotechnologie“ Universität Innsbruck
Ab 2015
Projekt „Balancing flocs and granules for activated sludge process
intensification“
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Eidesstattliche Erklärung
17 Eidesstattliche Erklärung
Ich erkläre hiermit an Eides statt durch meine eigenhändige Unterschrift, dass ich
die vorliegende Arbeit selbständig verfasst und keine anderen als die angegebenen
Quellen und Hilfsmittel verwendet habe. Alle Stellen, die wörtlich oder inhaltlich
den angegebenen Quellen entnommen wurden, sind als solche kenntlich gemacht.
Die vorliegende Arbeit wurde bisher in gleicher oder ähnlicher Form noch nicht als
Magister-/Master-/Diplomarbeit/Dissertation eingereicht.
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Datum
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Unterschrift
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