Zoonosen bei Maus und Ratte als Labor

Transcription

Berl. Münch. Tierärztl. Wochenschr. 121, Heft 7/8, 241–255 (2008)
Berl. Münch. Tierärztl. Wochenschr. 121,
241–255 (2008)
DOI 10.2376/0005-9366-121-241
1
© 2008 Schlütersche
Verlagsgesellschaft mbH & Co. KG
ISSN 0005-9366
Zoonosen bei Maus und Ratte
als Labor- und Heimtiere
Korrespondierender Autor:
[email protected]
Eingegangen: 24.02.2007
Angenommen: 11.03.2008
241
Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium,
Medizinische Hochschule Hannover
2
Mikrobiologische Diagnostik, Deutsches Krebsforschungszentrum, Heidelberg
Zoonoses transmitted by mouse and rat maintained
as laboratory or pet animals
André Bleich1, Werner Nicklas2
Zusammenfassung
Mäuse (Mus spp.) und Ratten (Rattus spp.) werden in Deutschland in großer
Zahl in tierexperimentellen Einrichtungen sowie als Heimtiere gehalten. Während Labortiere engmaschig auf verschieden Erreger, darunter Zoonoseerreger,
untersucht werden, ist der Hygienestatus von Heimtieren i.d.R. völlig unbekannt.
Trotz der Anstrengungen sind zoonotische Infektionen z. B. mit Hantavirus (Seoul
virus), Streptobacillus moniliformis und Trichophyton mentagrophytes auch in
Laborhaltungen beschrieben, obwohl dies zumeist ältere Berichte sind. Aktuelle Berichte sind dagegen über zoonotische Infektionen von Menschen durch
Kontakt zu Mäusen und Ratten als Heimtiere zu finden; dies schließt Infektionen
durch den Erreger der Lymphozytären Choriomeningitis, Leptospira interrogans,
Streptobacillus moniliformis, Salmonella enterica, Trichophyton mentagrophytes und
Ornithonyssus bacoti ein. Mögliche Infektionserreger sind auch enterohepatische
Helicobacter spp., die im Zusammenhang mit hepatobiliären Erkrankungen bei
Menschen diskutiert werden. Die Gefahr durch Pasteurellen, die nach Bissverletzungen durch Hunde und Katzen zu schweren Komplikationen führen können, ist
bei Mäusen und Ratten gering, da Pasteurella multocida nur sehr selten bei diesen
Spezies vorkommt und die Pasteurellen von Maus und Ratte keine vergleichbare
Gefahr für Menschen darstellen. Insgesamt werden in der vorliegenden Arbeit
Infektionserreger gelistet, die ein potentielles Zoonoserisiko darstellen, da sie bei
Maus und Ratte nachgewiesen wurden und in Deutschland vorkommen, sowie
solche, die bereits nachweislich zu Infektionen des Menschen durch Kontakt zu
Mäusen und Ratten, die entweder als Labor- oder Haustiere gehalten wurden,
geführt haben.
Schlüsselwörter: Maus, Ratte, Labortiere, Heimtiere, Zoonosen
Summary
U.S. Copyright Clearance Center
Code Statement:
0005-9366/2008/12107-241 $ 15.00/0
Large numbers of mice (Mus spp.) and rats (Rattus spp.) are maintained for
scientific reasons and as pet animals in Germany. While laboratory animals are
monitored for pathogenic agents, the hygienic status of pet animals is usually
completely unknown. Despite great efforts, zoonotic infections were reported
even in laboratory settings, e. g. with Hantavirus (Seoul virus), Streptobacillus moniliformis, and Trichphyton mentagrophytes. However, in current reports, zoonotic
infections were transmitted by mice and rats maintained as pet animals. This
includes infections by Lymphocytic choriomeningitis virus, Leptospira interrogans,
Streptobacillus moniliformis, Salmonella enterica, Trichophyton mentagrophytes,
and Ornithonyssus bacoti. Furthermore, entero-hepatic Helicobacter spp. of rats
and mice are currently discussed to be involved in the etiology of hepatobiliary
diseases. Pasteurella spp. of mice and rats do not present a risk for human disease
comparable to those species that are transmitted by dogs or cats and might
induce serious disease after bites. Altogether, this article lists potential zoonotic
agents that were detected in mice and rats and are present in Germany, as well
as agents that were reportedly transmitted by mice and rats maintained as laboratory or pet rodents.
Keywords: mouse, rat, laboratory animal, pet animal, zoonoses
OPEN ACCESS
242
Einleitung
Auswahl der Erreger
In Deutschland wird eine beträchtliche Anzahl an Mäusen (in der vorliegenden Arbeit Tiere der Gattung Mus,
insbesondere Mus musculus) und Ratten (Tiere der Gattung Rattus, insbesondere Rattus norvegicus) gehalten.
Dies ist zum einen auf ihre Verwendung in der Forschung,
zum anderen aber auch auf die zunehmende Bedeutung
von Ratten und Mäusen als Heimtiere zurückzuführen.
In Deutschland wurden im Jahr 2006 über 2 Millionen
Mäuse und Ratten für die Forschung verwendet (BMELV,
2007). Insbesondere die Anzahl der für die Forschung
gehaltenen Mäuse nimmt zur Zeit durch die Verwendung genetisch modifizierter Tiere noch erheblich zu.
Auch die Zahl der in Deutschland gehaltenen kleinen
Heimtiere, darunter Mäuse und Ratten, ist in den letzten
15 Jahren ständig angestiegen und lag bei über 6 Millionen in 2005 (ZZA, 2006). Als Heimtiere werden nach der
Definition des „Europäischen Übereinkommens zum
Schutz von Heimtieren“ (ETS 125) Tiere bezeichnet, die
der Mensch insbesondere in seinem Haushalt zu seiner
eigenen Freude und als Gefährten hält oder die für diesen Zweck bestimmt sind. Darüber hinaus werden auch
Mäuse und Ratten als Futtertiere z. B. von Reptilienhaltern gehalten.
Ziel dieser Arbeit ist es, auf mögliche Gefährdungen
durch Erreger hinzuweisen, die von Mäusen und Ratten,
welche vom Menschen aus oben genannten Gründen
gehalten werden und damit die Definition als „Haustier“
nach dem Tierseuchengesetz erfüllen, auf den Menschen übertragen werden können. Gleichzeitig wird eine
Bewertung der Erreger hinsichtlich ihres Gefährdungspotentials vorgenommen.
Entscheidend für das Infektionsrisiko, das für Menschen durch den Kontakt zu Ratten und Mäusen ausgeht, sind die Herkunft und die Haltung der Tiere. In
Forschungseinrichtungen wird sehr viel Aufwand betrieben, um entweder jeglichen Kontakt der Tiere mit der
Außenwelt auszuschließen (z. B. bei gnotobiotischen
Tieren), oder um Tiere weitestgehend vor Infektionen zu
schützen. Es wird insbesondere versucht, Kontakt mit
anderen Tieren, die einen unbekannten Infektionsstatus
haben oder bei denen eine Infektion mit pathogenen
Keimen nicht sicher auszuschließen ist, zu unterbinden.
Aber auch bauliche und organisatorische Maßnahmen
(Barriere-Haltungsbedingungen) sowie das Tragen von
Schutzkleidung, damit Keime nicht durch Menschen auf
Tiere übertragen werden, und die regelmäßige mikrobio
logische Überwachung des Tierbestandes (Nicklas et al.,
2002) kommen ergänzend hinzu. Im Gegensatz dazu ist
der Keimstatus bei Heimtieren völlig ungewiss, da sie
häufig Kontakt zu anderen Tierpopulationen (z. B. durch
Austausch von Tieren, Ausstellungen) haben. Des Weiteren ist eine Infektion der gehaltenen Tiere mit Keimen
aus der Umwelt möglich, und selbst ein Kontakt mit
Wildnagern kann nicht ausgeschlossen werden. Dass
ein solches hygienisches Risiko besteht, wird dadurch
verdeutlicht, dass trotz des großen Aufwandes selbst in
experimentellen Tierhaltungen Infektionen mit Streptobacillus moniliformis (Boot et al., 1996; Wullenweber et
al., 1990), dem Lymphozytären Choriomeningitis Virus
(LCMV) (Hinman et al., 1975; Smith et al., 1984; Zaias
und Rodriquez, 2006) oder Hantavirus (Kawamata et al.,
1987) beschrieben sind.
Nach der Richtlinie 2003/99/EG (zur Überwachung von
Zoonosen und Zoonoseerregern) werden Zoonosen
definiert als sämtliche Krankheiten und/oder sämtliche
Infektionen, die auf natürlichem Weg direkt oder indirekt
zwischen Tieren und Menschen übertragen werden können; dies entspricht weitgehend der Definition der WHO
(http://www.who.int/topics/zoonoses/en/). Es sind über
200 Krankheiten bekannt, die bei Mensch und Tier vorkommen, wechselseitig übertragen und durch Viren, Bakterien, Pilze, Protozoen, Helminthen oder Arthropoden
verursacht werden (Krauss et al., 2004). In den Tabellen 1
und 2 findet sich eine Zusammenstellung von Erregern
(Viren, Bakterien, Pilzen und Endoparasiten in Tabelle 1
bzw. Arthropoden in Tabelle 2), die bei Maus und Ratte
belegbar nachgewiesen worden sind und entweder bereits
in Labortierhaltungen gefunden wurden oder in Deutschland vorkommen und somit von in der Obhut des Menschen gehaltenen Mäusen und Ratten auf den Menschen
übergehen könnten. Ausgeschlossen wurden Erreger, für
die Mäuse und Ratten lediglich Zwischenwirte darstellen
(z. B. Toxoplasma gondii), bzw. die durch Verzehr eines infizierten Tieres aufgenommen werden (z. B. Trichinella spp.),
da von diesen keine direkte Gefährdung für Personen ausgeht. Ebenfalls sind Infektionserreger, die durch arthropodische Vektoren von Mäusen und Ratten auf den Menschen übergehen, nicht einzeln gelistet, sondern werden
unter dem jeweiligen Vektor genannt, da eine Infektion
des Menschen mit diesen Erregern durch Haustiere sehr
unwahrscheinlich ist. Im Falle der Pneumozystose wird
nicht mehr von einer Zoonose ausgegangen, da Menschen,
Mäuse und Ratten jeweils von eigenen Pneumocystis Arten
befallen werden, die nicht auf die jeweils andere Spezies
übertragbar sind (Weisbroth, 2006).
Von den in Tabelle 1 und 2 gelisteten Erregern sind
einige nachweislich von Mäusen und Ratten, die als
Heim- oder Labortiere gehalten worden sind, auf den
Menschen übergegangen. Diese Erreger sind in Tabelle 3
aufgeführt. Dort wird auch angegeben, ob und in welchem Umfang sie in versuchstierkundlichen Einrichtungen nach den Empfehlungen der Federation of European Laboratory Animal Science Associations (FELASA)
überwacht werden, was auch unter dem Aspekt der
Arbeitssicherheit von Bedeutung ist. Allerdings werden diese Empfehlungen nicht in allen Einrichtungen
umgesetzt. Die in Tabelle 3 genannten Erreger werden
ausführlicher im Text besprochen. Darüber hinaus wird
im Text gesondert auf die Gefahr durch Nagerbisse eingegangen, da diese recht häufig sind. Ebenso gehen wir
auf die potentielle Gefährdung durch enterohepatische
Helicobacter spp. ein, deren Bedeutung als mögliche Zoonoseerreger erst in letzter Zeit erkannt wurde. Weiterhin
wird auf den Zwergbandwurm Hymenolepis nana hingewiesen, der als einziger Bandwurm einen direkten
Entwicklungszyklus vollziehen kann und deshalb auch
in Laboratoriumshaltungen beschrieben wurde.
Erfassungs-, Überwachungsund Untersuchungssysteme
für Zoonosen in Deutschland
Die gesetzliche Erfassung von Zoonosenerregern basiert
in Deutschland auf dem Infektionsschutzgesetz für
Menschen, dem Lebensmittel- und Futtermittelgesetz-
OPEN ACCESS
buch sowie dem Tierseuchengesetz und den aufgrund
dieser Gesetze erlassenen Verordnungen. Darüberhinaus werden vom Nationalen Referenzlabor für die Epidemiologie der Zoonosen Erhebungen über Zoonosenerreger-Nachweise durchgeführt und die Ergebnisse
aufgrund der Zoonosen-RL (2003/99/EG) an die EUKomission übermittelt. Einige der in Tabelle 1 gelisteten
Erkrankungen sind nach dem Infektionsschutzgesetz
bzw. nach dem Tierseuchenrecht meldepflichtig (Anmerkungen in Tab. 1). Daraus folgt, dass offizielle Zahlen
über die Häufigkeit der anderen Infektionen beim Menschen nicht zur Verfügung stehen. Hinzu kommt, dass
viele Erkrankungen durch Zoonoseerreger vermutlich
unerkannt bleiben. Somit bleiben Aussagen bezüglich
des Vorkommens nicht meldepflichtiger zoonotischer
Infektionen beim Menschen auf einzelne veröffentlichte Fallberichte beschränkt (Tab. 3). Aber auch aus den
Statistiken für die in Tabelle 1 gelisteten meldepflichtigen Zoonoseerreger kann kein direkter Rückschluss auf
die Gefährdung durch Ratten und Mäuse geschlossen
werden, insbesondere wenn sie als Haustiere gehalten
werden, da diese Erreger v. a. mit Wildnagern assoziiert
sind. Diese stellen z. T. ein wichtiges Reservoir für einige
der genannten Erreger dar, einschließlich der für primär
Lebensmittel-assoziierte Infektionen wie Salmonellose,
Yersiniose, Campylobacteriose und Listeriose (Faulde
und Hoffmann, 2001; Krauss et al., 2004).
Von den in Tabelle 1 gelisteten Erregern für meldepflichtige Zoonosen sind die Hantavirus-Infektion,
Tularämie und Leptospirose im Hinblick auf ihre Assoziation zu Nagern hervorzuheben. Von diesen ist die
Hantavirus-Infektion die häufigste in Deutschland [448
Fälle in 2005, 73 Fälle in 2006 (RKI, 2007b)]. Bis Ende
Mai 2007 wurden sogar mit 526 Erkrankungen bereits
sieben mal so viele Fälle bekannt wie 2006, und auch
die Gesamtzahl im Rekordjahr 2005 wurde schon zu
diesem Zeitpunkt übertroffen. Das Gefährdungspotential durch Haustiere ist hierzulande allerdings gering.
Anders ist es bei der Leptospirose, bei der tatsächlich
einige Erkrankungen auf als Heimtiere gehaltene Ratten
zurückzuführen sind (s. u.). Bei der Tularämie sind in erster Linie Personen gefährdet, die Kontakt zu Wildtieren
haben, z. B. Jäger. Bei dieser Erkrankung ist die Rate mit
15 Fällen in 2005 recht hoch, allerdings gehen 10 Fälle
vermutlich auf eine Hasenjagd zurück (Hofstetter et al.,
2005). In 2006 wurde nur 1 Fall gemeldet (RKI, 2007b),
im Jahr 2007 wurden 21 Fälle von klinisch apparenten
und mikrobiologisch bestätigten Tularämiefällen beim
Menschen registriert. Während in Deutschland noch
kein Fall von Tularämie dokumentiert ist, bei dem der
Erreger durch als Haustiere gehaltene Nager übertragen
wurde, ist in den USA kürzlich ein dreijähriger Junge
sehr wahrscheinlich durch einen Hamster angesteckt
worden (CDC, 2005c). Somit stellen auch Heimnager
nicht nur ein theoretisches Infektionsisiko für Francisella
tularensis dar; jedoch ist bisher noch kein Fall durch
Mäuse und Ratten bekannt geworden.
243
verursachen eine Permeabilitätsstörung der Kapillaren
durch Endothelzellzerstörung; dabei sind bei den einzelnen Hantavirusspezies verschiedene Organe betroffen.
Unterschieden werden Viren Eurasiens, die klinische
Formen des hämorrhagischen Fiebers mit renalem Syndrom auslösen (Hantaan, Dobrava, Seoul, Puumala), die
in Amerika bei Sigmodontinae (z. B. Baumwollratten)
vorkommenden Erreger, die Lungenödeme (Hantavirus
Pulmonary Syndrome) auslösen können (Sin Nombre,
Andes), und die nicht-humanpathogenen Erreger bzw.
Erreger mit fraglichem humanpathogenem Potential
(Tula) (Herbreteau et al., 2006).
Das Hantaan-Virus, dessen Wirt eine Feldmaus (Apodemus agrarius) ist, stellt den Prototyp dieser Viren dar
und verursacht das Koreanische Hämorrhagische Fieber
(KHF). Serologisch wurde dieser Virustyp in Deutschland zwar nachgewiesen, aber vermutlich handelte es
sich um Kreuzreaktionen mit Dobraviren (RKI, 2002).
Bisher wurden bei humanen Infektionen in Deutschland
vor Allem Infektionen durch Puumala- und Dobraviren
verursacht, in sehr seltenen Fällen gab es Hinweise auf
Infektionen mit Tulavirus (Klempa et al., 2003; Ulrich
et al., 2004). Puumalaviren und Dobraviren sind mit
Rötelmäusen (Waldmühlmaus, Clethrionomys glareolus)
bzw. der Gelbhalsmaus (Apodemus flavicollis) assoziiert.
Beide kommen entweder im Wald oder in Waldnähe vor
und werden in der Regel nicht als Haustiere gehalten,
sie können allerdings mit Einsetzen der kalten Jahreszeit häufiger auch in direkter Nähe des Menschen
vorkommen. Ein häufiger Aufenthalt im Wald ist der
größte Risikofaktor für eine Infektion des Menschen
mit diesen Viren (Siffczyk, 2005; Siffczyk et al., 2006).
Die bei uns vorkommende Infektion mit Puumala Virus
verläuft in der Regel ohne klinische Symptome (Krankheitsrate < 1%), gelegentlich kommt es für wenige Tage
zu grippeähnlichen Symptomen mit Fieber, Kopf- und
Bauchschmerzen. Endemiegebiete für Hantavirusinfektionen befinden sich insbesondere in Baden-Württemberg (Ulrich et al., 2004).
Das eine mildere, s. g. urbane Form des KHF auslösende Seoul-Virus ist mit Ratten (Rattus norvegicus)
assoziiert. Diese Viren sind vornehmlich in Südostasien
verbreitet, sie bzw. eng verwandte Stämme scheinen
aber weltweit vorzukommen (Ahlm et al., 1997; Childs
et al., 1991; Glass et al., 1994; McCaughey et al., 1996).
Obwohl der Nachweis von Hantavirus-infizierten Ratten (Wildfänge) in Deutschland (Pilaski et al., 1991) auch
das Vorkommen von humanen Seoulvirus-Infektionen
nahe legt, gab es bisher in Deutschland noch keine
Hinweise auf Infektionen bei Menschen mit diesem
Virus (Ulrich et al., 2004). Ein Bericht aus Belgien zeigt
jedoch, dass eine Gefahr für Menschen von Labortieren
ausgehen kann (Desmyter et al., 1983), ebenso müssen in Forschungsinstituten kontaminierte biologische
Materialien als Infektionsquelle berücksichtigt werden
(Yamanishi et al., 1983). Die Möglichkeit der Übertragung durch Heimtier-Ratten sollte also auch für dieses
Virus in Betracht gezogen werden.
Virale Erreger
Lymphozytäres Choriomeningitisvirus
Das Virus der Lymphozytären Choriomeningitis (LCMV)
Hantaviren
ist mit Hausmäusen assoziiert und kann bei ihnen persisDie verschiedenen Hantaviren sind jeweils sehr streng mit tieren, wenn sie intrauterin oder perinatal infiziert worden
einer Nagerspezies sowie mit bestimmten Krankheits- sind (Ackermann, 1982). Eine Infektion des Menschen
bildern assoziiert. Eine Infektion des Menschen erfolgt erfolgt über Biss, Schmierinfektion oder aerogen. Vermutals Schmierinfektion oder durch Aerosole. Hantaviren lich bleibt ein gutes Drittel der Infektionen subklinisch,
OPEN ACCESS
244
Tabelle 1: Viren, Bakterien, Pilze und Endoparasiten, die potentiell in Deutschland durch Maus und Ratte übertragen werden können, unter Berücksichtigung der Melde- oder Anzeigepflicht nach dem Infektionsschutzgesetz (A)
oder dem Tierseuchengesetz (B)
Erreger; Meldepfl. (A, B)
Viren
Hantaviren (Seoul virus) (A)
Encephalomyocarditis Virus
Kuhpockenvirus
Tollwutvirus (A, B)
Übertragung v. Maus/Ratte
Schmierinfektion
Laborinfektionen (durch R) des Menschen beschrieben
(Urin, Fäzes, Speichel), Aerosol
Kontakt/Biss, Schmierinfektion Übertragung durch Heimtiere (Hamster) beschrieben,
kommt bei Wild- und Labortieren (M) vor
Kontakt (Erkrankung beim
Wildnager (M, R) gelten als Reservoir; natürliche
Msch. nur sporadisch)
Infektion in Versuchstierzuchten nicht dokumentiert
Tröpfchen- und
Wildnager gelten als Reservoir; Infektionen d.
Schmier-Infektion
Menschen beschrieben (durch R); Infektionen des
Menschen mit eng verwandtem Virus auch durch
Labortiere (R) einmalig berichtet
Über Speichel (Biss,
Vereinzelt bei Nagern gefunden; M, R für
Hautverletzungen,
Übertragung auf den Menschen unbedeutend
Schleimhäute)
(aber nicht ausgeschlossen)
Bakterien
Bordetella bronchiseptica
Kontakt, aerogen
Campylobacter spp.-Infektionen (A, B)
Schmierinfektion (Kot)
Clostridium piliforme (Tyzzer´s disease)
Orale Aufnahme von
Sporen (Schmierinfektion,
kontaminiertes Material)
Enterohepatische Helicobacter spp.
Schmierinfektion (?)
Leptospira interrogans (A, B)
Kontakt (Urin); über verletzte
Haut und Schleimhäute
Listeria monocytogenes (A, B)
Kontakt, Schmierinfektion
Pasteurella spp.
Biss- oder Kratzverletzungen,
Schmierinfektion,
Tröpfcheninfektion
Aerogen (kontaminierter
Staub, Aerosol), direkter
Kontakt mit Ausscheidungen,
Zecken
Kontakt/Biss
Coxiella burnetii (A, B)
Erreger der Rattenbisskrankheit
(Spirillum minus, Streptobacillus
moniliformis)
Erysipelothrix rhusiopathiae
Bedeutung von Maus (M) und Ratte (R)
Salmonella enterica (A, B)
Über Verletzungen, durch
Kontakt mit infektiösem
Material oder kontaminierten
Instrumenten
Schmierinfektion
Staphylococcus aureus
Kontakt, Hautwunden, Bisse
Streptococcus pneumoniae
Kontakt, aerogen
Enterale Yersinia spp. (A)
Yersinia enterocolitica
Yersinia pseudotuberculosis
Oral (Schmutz- und
Schmierinfektion)
Subklinische Infektion bei Labor- (Seroprävalenz nach
älteren Untersuchungen bis zu 39 %) und Wildnagern
(R, M) und zoonotische Infektion durch Haustiere
(Hund, Kaninchen) bei immunsupprimierten Personen
beschrieben
Detektiert in Wild- und Labornagern (M, R); aktuelle
Prävalenz bei Labornagern nicht systematisch
untersucht, in älteren Untersuchungen bis 23 % (R)
Seroprävelenz in Labortierhaltungen z. T. noch
recht hoch (65 % bei R in einer aktuellen Studie);
Infektion eines HIV-positiven Patienten mit
Cl. piliforme beschrieben
Prävalenz bei Labornagern (M, R) z. T. sehr hoch
(s. Text); Bedeutung als Zoonoseerreger unklar; sollte
sich die Assoziation zu hepatobiliären Erkrankungen
bestätigen, dann wichtiger Erreger
Wildnager stellen ein wichtiges Reservoir dar;
Übertragung durch Heimtiere (M, R) mit z. T schwerer
Erkrankung wiederholt dokumentiert; auch in Labor
nagern (M, R) identifiziert; Labornager werden aber nur
im Verdachtsfall untersucht
Prinzipiell Übertragung durch ausscheidende Tiere
möglich; eine Infektion erfolgt aber v. a. durch
kontaminierte Lebensmittel
P. pneumotropica (häufig bei Labornagern [M, R]) mit
geringem, P. multocida (selten bei M u. R) mit hohem
zoonotischem Potential
Wichtigstes Reservoir für humane Infektionen sind
infizierte Paarhufer; Erreger auch bei M, R (Wildnager)
detektiert, aber nicht im Zusammenhang mit humaner
Infektion beschrieben
Kommt bei Wild- und Labornagern vor (M, R; R ist
natürlicher Wirt); Übertragung auf Menschen durch
Labor- und Heimtiere (R) beschrieben, z. T. mit
schwerer und/oder tödlicher Erkrankung
In Wildnagern (M, R; gelten als ein Reservoir) und
Laborratten detektiert; Infektionen des Menschen aber
v. a. mit Vorkommen des Erregers bei Schweinen und
Geflügel assoziiert
Wildnager (M, R) gelten als ein Reservoir; in Labortierhaltungen selten beschrieben (Prävalenz unbekannt,
aber vermutlich niedrig); Übertragung durch Heimtiere (M, R, Hamster) aktuell dokumentiert; humane
Infektionen sind zumeist Lebensmittel-bedingt
Ubiquitär bei Labornagern (M, R) mit humanem
Kontakt, somit vermutlich auch bei Heimnagern;
Heimtiere als potentielles Reservoir für Methicillinresistente Stämme diskutiert
Bei Labortieren (v. a. R) bis Ende der 1960iger
Jahre häufig nachgewiesen (Mensch als mögliche
Infektionsquelle); später nur sporadische Berichte
(M, R), in eigenen Untersuchungen unregelmäßig
immer noch nachgewiesen; kommt bei Heimtieren
(R) vor
Kommen bei Wild- (M, R) und Heimnagern vor;
Prävalenz bei Labortieren (M, R) unbekannt, in
älteren Untersuchungen (und von den Autoren)
nicht nachgewiesen
OPEN ACCESS
Ref. 1
1–3, 4
1–3, 5–7
1, 8
1, 2, 8–12
3, 13–15
16–19
1, 2, 8, 20,
21
22, 23
24
1, 2, 8,
25–27
1–3, 28
1, 2, 29–31
1–3, 32, 33
1, 2, 8,
34–37
1–3, 38
1–3, 8, 17,
39–41
1, 8, 17, 42,
43
8, 44–46
1, 2, 3,
47–51
Erreger; Meldepfl. (A, B)
Francisella tularensis (A, B)
Pilze
Encephalitozoon cuniculi (wird nach
neuesten Untersuchungen den Fungi
zugeordnet)
Übertragung v. Maus/Ratte
Kontakt mit Ausscheidungen,
Blut oder Organen, über
kleine Wunden, Konjunktiven, blutsaugende Insekten,
Staub, Aerosol, oral
Bedeutung von Maus (M) und Ratte (R)
Infektionsquelle in Deutschland sind v. a. Hasen und
blutsaugende Insekten; kürzlich erstmalig Infektion
vermutlich durch Heimtier-Hamster in den USA
beschrieben
Ref. 1
1, 2, 52, 53
Kontakt, Schmierinfektion
Es werden 3 Stämme unterschieden, die jeweils
mit bestimmten Spp. assoziiert sind (I, Kaninchen;
II, Mäuse; III, Hunde); beim Mensch bisher nur die
Stämme I und III nachgewiesen (diese aber nicht bei
M, R); damit Übertragungspotential durch M & R nicht
gesichert
Erreger kommt v. a. in feucht-warmen Gebieten vor
(Tropen, Subtropen), sporadisch auch in Mitteleuropa; Übertragung durch Wildnager (und v. a. Katzen)
beschrieben; in Deutschland bei Haustieren (M, R)
unwahrscheinlich
Dominierender Hautpilz bei M, R; auch in
Laborhaltungen detektiert (aktuelle Prävalenz sehr
gering); Übertragung durch Labor- und Heimtiere
beschrieben
Von Wild- und Labortieren (M, R) vereinzelt isoliert
1, 54–56
Sporothrix schenkii
Kratz- und Bisswunden
Trichopython mentagrophytes
Kontakt (infizierte Tiere,
indirekt über kontaminierte
Gegenstände), evtl. über
Arthropoden
Häufiger direkter Kontakt
Microsporum spp.
Endoparasiten
Balantidiose (Balantidienruhr)
Schmierinfektion, Fliegen als
mechanische Überträger
Capillaria hepatica (Lebercapillariose)
Orale Aufnahme
embryonierter Eier
Giardia (G) duodenalis (A)
(wird in zoonotische und
nicht-zoonotische Genotypen
eingeteilt)
Fäko-oral
(direkt oder indirekt)
Cryptosporidium (C.) spp. (A)
Vgl. Giardia
Hymenolepis fraterna
Oral Aufnahme von Eiern
1
245
Hauptwirt ist das Schwein; nur sehr sporadisch bei R
beschrieben; vermutlich unbedeutend als Zoonose
bei M & R
Wildnager (M, R u. a.) häufig infiziert (30–80 % positiv);
bei Labortieren nur historisch beschrieben. Da Eier
in Bohrgängen der Leber abgesetzt und erst nach
Mazeration oder Verdau (Kannibalismus bei Ratten)
freigesetzt werden, ist das Infektionsrisiko durch
Haustiere (M, R) gering
Häufigste humane Darmparasitose in westl.
Industrieländern; zoonotische Genotypen wurden
bei M & R gefunden; daneben kommen bei Nagern
eigene Genotypen sowie eigene G. spp. vor (beide
nicht zoonotisch), ausschließlich letztere in Labor
haltungen (M, R) detektiert; Gefährdung durch
Haustiere (M, R) z. Z. nicht sicher beurteilbar
Bei M & R vereinzelt C. parvum (hautpsächliche
C.-Zoonose) detektiert (morphologisch ähnlich zum
Nager-spezifischen C.-„Maus-Genotypen“ [nicht
spezifiziert], so dass ältere Prävalenzangaben bei
M & R ohne genetische Charakterisierung vorsichtig
zu beurteilen sind); daneben wurden Infektionen
mit C. muris (Hauptwirte sind Nager) vereinzelt bei
immunsupprimierten Personen gefunden;
vermutlich unbedeutend als Zoonoseerreger bei
M & R als Haustiere
Zoonosepotential nicht letztlich geklärt; kann sich
ohne Zwischenwirt entwickeln, deshalb auch in
Laborhaltungen (M, R) beschrieben
1, 2, 57–60
1, 2, 8, 61–65
2, 8, 62, 65, 66
1, 2, 67, 68
1, 69–72
1, 2, 73–78
74, 76, 77,
79–82
1, 8, 83–85
Referenzen: 1) Krauss et al., 2004; 2) BMG, 2003; 3) Faulde und Hoffmann, 2001; 4) Desmyter et al., 1983; 5) Fischer et al., 2006; 6) Dykewicz et al., 1992; 7) Zaias und Rod-
riquez, 2006; 8) Percy und Barthold, 2001; 9) Wolfs et al., 2002; 10) Marennikova et al., 1978; 11) Kraft et al., 1982; 12) Marennnikova et al., 1988; 13) WHO, 2005;
14) Kamoltham et al., 2002; 15) Finnegan et al., 2002; 16) Bemis et al., 2003; 17) Nicklas et al., 2002; 18) Ner et al., 2003; 19) Gueirard et al., 1995; 20) Meanger und Marshall,
1989; 21) Weber et al., 1982; 22) Schoondermark-van de Ven et al., 2006; 23) Smith et al., 1996; 24) Fox, 2002; 25) RKI, 1998; 26) RKI, 2005; 27) Friedmann et al., 1973; 28) RKI,
2006; 29) Curtis et al., 1980; 30) Frebourg et al., 2002; 31) Gautier et al., 2005; 32) Webster et al., 1995; 33) Woldehiwet, 2004; 34) Dendle et al., 2006; 35) CDC, 2005a; 36) Boot
et al., 1996; 37) Anderson et al., 1983; 38) Feinstein und Eld, 1989; 39) Swanson et al., 2007; 40) Steffen und Wagner, 1983; 41) Casebolt und Schoeb, 1988; 42) Moodley et
al., 2006; 43) Strommenger et al., 2006; 44) Fallon et al., 1988; 45) Weisbroth und Freimer, 1969; 46) Fehr et al., 2005; 47) Pocock et al., 2001; 48) Hartung, 2007; 49) Hartung,
2006; 50) Hayashidani et al., 1995; 51) Shimoda et al., 1981; 52) CDC, 2005c; 53) RKI, 2007c; 54) James et al., 2006; 55) Didier et al., 1995; 56) Mathis et al., 2005; 57) Frean et
al., 1991; 58) Saravanakumar et al., 1996; 59) Fischman et al., 1973; 60) de Lima Barros et al., 2003; 61) Papini et al., 1997; 62) Feuerman et al., 1975; 63) Lopez-Martinez et al.,
1984; 64) Hironaga et al., 1981; 65) Wincewicz, 2002; 66) Balsari et al., 1981; , 67) Damriyasa und Bauer, 2006; 68) Nakauchi, 1999; 69) Schmidt, 2001; 70) Ceruti et al., 2001;
71) Davoust et al., 1997; 72) Conlogue et al., 1979; 73) Baker, 2007; 74) Thompson et al., 2007; 75) Moro et al., 2003; 76) Caccio et al., 2005; 77) Appelbee et al., 2005;
78) Monis et al., 1999; 79) Xiao et al., 2004; 80) Palmer et al., 2003; 81) Gatei et al., 2003; 82) Gatei et al., 2002; 83) Hill et al., 2007; 84) Macnish et al., 2002a; 85) Macnish et al.,
2002b.
OPEN ACCESS
246
Tabelle 2: Zoonotische Arthropoden von Maus und Ratte sowie Arthropoden-übertragene Zoonosen*, für die
Maus und Ratte Reservoire darstellen
Arthropode
Milben
Ornithonyssus (O.) bacoti
Allodermanyssus (A.) sanguineus
Eulaelaps (E.) stabularis
Haemogamasus (Hg.) pontiger
Haemolaelaps (Hl.) casalis
Flöhe
Xenopsylla (X.) cheopis
Nosopsyllus fasciatus
Leptopsylla segnis
Zecken
Rolle als Zoonoserreger sowie assoziierte Erreger
Übertragung der Tropischen Rattenmilbe Ornithonysseus bacoti beim Menschen durch
Heimtiere (R) beschrieben; gilt auch als Überträger für den Erreger des murinen Fleckfiebers
Rickettsia mooseri/typhi, der zwar noch nicht in D, aber in Österreich vorkommt; A. sanguineus
(Überträger der Rickettsienpocken in USA), E. stabularis (Überträger der Tularämie), Hg. pontiger sowie Hl. casalis bei M, R als Haustier eher unwahrscheinlich
Ref.1
1, 2, 3–6
Flöhe können prinzipiell von Heimtieren (M, R) übertragen werden, sind aber bei diesen
selten (Löwenstein); X. cheopis in Laborhaltungen der USA beschrieben. Flöhe dienen als
Überträger für die Erreger der Pest und des murinen Fleckfiebers (beides z. Z. in Europa nicht
beschrieben) sowie von Hymenolepis nana und Hymenolepis diminuta
V. a. Schildzecken (Arten der Familie Ixodidae) spielen eine bedeutende Rolle als Überträger
von Zoonoseerregern, bei denen Nager Reservoire sind (FSME-, Eyach-, Ervevirus, Coxiella
burnetti; Francisella tularensis; Babesia microti); Zecken aber eher unbedeutend bei M, R als
Haustiere
1, 2, 7–10
1, 2, 11–16
*V.a. Wildnager (Maus, Ratte) spielen eine Rolle als Reservoir für Infektionen, die durch Arthropoden als Vektor/Zwischenwirt übertragen werden, vermutlich jedoch nicht
M, R als Haustier.
1
Referenzen: 1) Krauss et al., 2004; 2) Faulde und Hoffmann, 2001; 3) Newcomer und Fox, 2007; 4) Beck und Pfister, 2004; 5) Engel et al., 1998; 6) Loftis et al., 2006; 7) Baker,
2007; 8) Krampitz, 1965; 9) Farhang-Azad et al., 1983; 10) Löwenstein und Hönel, 1999; 11) Süss und Schrader, 2004; 12) Süss et al., 2004; 13) Chastel, 1998; 14) Charrel et al.,
2004; 15) Hildebrandt et al., 2007; 16) Hunfeld et al., 2002.
ansonsten zeigen sich hohes Fieber und anschließend
eine Meningitis oder Meningoenzephalitis. Pränatale
Infektionen bei Menschen sind beschrieben und gehen
zumeist auf Hamsterkontakt zurück; die Neugeborenen
zeigten Hydrocephalus internus, Choriomeningitis und
geistige Behinderung (Barton et al., 2002; Jamieson et al.,
2006). In den USA kam es vor kurzer Zeit zu Todesfällen
nach einer Organtransplantation, weil der Spender durch
einen als Haustier gehaltenen Hamster mit LCMV infiziert war (CDC, 2005b; Fischer et al., 2006).
Bei humanen Infektionen spielen Wildmäuse als
Überträger wohl die wichtigste Rolle. In den 70er Jahren
wurde außerdem der Hamster als ein wichtiger Überträger identifiziert (Ackermann, 1977; Armstrong et al.,
1969; Hinman et al., 1975) und wird in den USA und
Europa als solcher immer noch beschrieben (Fischer et
al., 2006). Durch Untersuchungen an Labormäusen ist
bekannt, daß das LCMV in einer sehr geringen Prävalenz immer noch vorhanden ist (Dykewicz et al., 1992;
Zaias und Rodriquez, 2006, Ike et al, 2007). Es ist deshalb
davon auszugehen, daß dieses Virus auch bei Mäusen,
die als Haustiere gehalten werden, eine Rolle spielt.
LCMV kommt als einziges Arenavirus weltweit vor
und befällt auch Hamster, Hunde, Affen (Montali et al.,
1993) und Meerschweinchen. Vor kurzem wurden erste
Fälle der durch das LCMV verursachten callitrichiden
Hepatitis bei Affen eines Zoos in Deutschland beschrieben, die sich wahrscheinlich an Wildmäusen angesteckt
hatten (Asper et al., 2001).
Studien aus den späten 50iger Jahren zeigten, dass
ca. 10 % aller septischen Meningitiden in den USA auf
LCMV zurückgingen (Barton und Hyndman, 2000; Meyer
et al., 1960). Aktuelle Zahlen aus Deutschland bezüglich
der Infektionsrate von Heimtieren bzw. bei Menschen
gibt es leider nicht, da Infektionen mit diesem Erreger
nicht mehr meldepflichtig sind, aber Schätzungen aus
den 1980er Jahren gingen von 1000 Infektionen beim
Menschen pro Jahr in Deutschland aus (Ackermann,
1982). Die Seroprävalenz bei Menschen kann regional
sehr unterschiedlich sein und beträgt zwischen 2 und
10 % in Europa und Nordamerika (Ackermann, 1982;
Kallio-Kokko et al., 2006; Lledo et al., 2003; Marrie und
Saron, 1998; Park et al., 1997). In einem Endemiegebiet
in Kroatien betrug die Seroprävalenz 36 % (Dobec, et
al., 2006). Sowohl in den USA als auch in Deutschland
geht man davon aus, dass Infektionen stark unterdiagnostiziert sind (Barton und Hyndman, 2000), v. a. bei
pränatalen Schädigungen.
Bakterielle Erreger
Durch Rattenbisse übertragene Erreger
Die Infektionsrate nach Rattenbissen ist relativ gering
und liegt bei ca. 2 % (Rothe et al., 2002). Das stützt
eigene Beobachtungen, bei denen Rattenbisse in den
Tierhaltungen der Medizinischen Hochschule Hannover
und des Deutschen Krebsforschungszentrums in den
letzten 20 Jahren bisher immer komplikationslos verlaufen sind. Allerdings werden diese Tiere auch regelmäßig
auf pathogene Organismen überwacht, so dass Zoonoseerreger bei Labortieren erkannt und schon aus Gründen der Arbeitssicherheit eliminert werden.
Infektionen nach Bissen sind durch verschiedene Erreger beschrieben, wie durch Streptobacillus moniliformis,
Spirillum minus, Pasteurella multocida, Leptospira, Staphylococcus spp., Corynebacterium spp. und Fusobacterium
spp. Hervorzuheben sind hier die Erreger der Rattenbisskrankheit (Spirillum minus, Streptobacillus moniliformis), die nach Rattenbissen zu tödlichen Infektionen
führten, sowie Pasteurella multocida und Leptospiren. Bei
letzteren sind Infektionen des Menschen durch Bisse
beschrieben (Gollop et al., 1993), allerdings stellte dieser
Weg sicherlich nicht die Hauptinfektionsroute für Menschen dar.
Spirillum minus, Streptobacillus moniliformis
Durch die Erreger der Rattenbisskrankheit verursachte
Krankheitsfälle treten zwar nicht häufig, aber regelmäßig auf. Infektionen mit tödlichem Ausgang sowie
Infektionen, die z. T. aufwendige chirurgische Eingriffe
erforderten, sind aktuell nicht nur durch Wildratten
(Stehle et al., 2003), sondern auch durch Ratten, die als
Labor- oder Haustiere gehalten worden sind, beschrieben (Anderson et al., 1983; CDC, 2005a; Dendle et al.,
2006; Downing et al., 2001; Freunek et al., 1997; Legout
et al., 2005; Ojukwu und Christy, 2002; Schachter et al.,
2006; Shvartsblat et al., 2004). Es existieren zwei Formen
OPEN ACCESS
247
Tabelle 3: Infektionen durch Maus und Ratte als Heimtier/Labornager oder Exposition im Haushalt
Erreger*
Quelle der Infektion**
Seoul virus
Infektionen durch Laborratten (Desmyter et al., 1983)
Eingedrungene Wildmäuse im Haushalt
(Barton et al., 2002; Foster et al., 2006);
bei Haustieren bisher Hamster
als Überträger beschrieben (Fischer et al., 2006)
Als Heimtiere gehaltene Ratten und Mäuse
(Friedmann et al., 1973; RKI, 2007a)
Als Labor- (Anderson et al., 1983) und Heimtiere
(Dendle et al., 2006) gehaltene Ratten
Leptospira interrogans
Streptobacillus moniliformis
Salmonella enterica
Trichophyton mentagrophytes
Ornithonyssus bacoti
Ratten, Mäuse (und Hamster) aus Zoogeschäften
(Swanson et al., 2007)
Laborratten (Hironaga et al., 1981); allgemein
Heimnager (Pollock, 2003)
Ratten als Heimnager (Beck und Pfister, 2004)
Regelmäßige Überwachung gemäß
FELASA-Empfehlungen bei Labornagern?
Mindestens jährlich bei Ratten
Mindestens jährlich bei Mäusen
Nur im Verdachtsfall
Mindestens jährlich bei Mäusen, mindestens
vierteljährlich bei Ratten; Erregernachweis
schwierig bei subklinischer Infektion
Mindestens vierteljährlich
Nur im Verdachtsfall
Vierteljährlich
FELASA: Federation of European Laboratory Animal Science Associations.
* Meldepflicht besteht für Seoul virus (Hantavirusinfektion) und Leptospira interrogans.
**Vgl. auch Referenzen im Text und in Tabelle 1.
der Rattenbisskrankheit, die auch als Rattenbissfieber
bezeichnet wird. Eine insbesondere in Europa und Amerika beschriebene Form wird durch Streptobacillus moniliformis verursacht (Levaditi et al., 1925; Schottmüller,
1914), einen Erreger, der auch durch orale Aufnahme
auf Menschen übertragen werden kann (sog. Haverhill
Fieber). Die zweite Form wird durch Spirillum minus
(Carter, 1888; Futaki et al., 1917) v.a. in Asien ausgelöst.
Die durch Spirillum minus verursachte Erkrankung ist
in Japan seit altersher bekannt als Sodoku (So = Ratte,
Doku = Gift); allerdings sind neuere Berichte über Infektionen mit diesem Erreger selten (Bhatt und Mirza, 1992;
Hinrichsen et al., 1992). Der Erreger ist bis zu 4 Wochen
im Blut infizierter Ratten nachweisbar; eine Infektion
kann erfolgen, wenn das beißende Tier eine Verletzung
in der Maulhöhle aufweist oder durch den Biss erregerhaltiges Konjunktivalsekret von infizierten Ratten mit
Konjunktivitis und Keratitis übertragen wird (Mackie
und McDermott, 1926; Mooser, 1924). Der Erreger kann
bis heute nicht angezüchtet werden und ist noch nicht
charakterisiert.
Häufiger sind Infektionen durch Streptobacillus moniliformis beschrieben. Dabei handelt es sich um einen
Kommensalen im Pharynx von Ratten, d. h. er führt zu
keiner Erkrankung bei dem befallenen Tier (Wullenweber,
1995). Eine Infektion ist durch Biss, kleine Wunden,
Inhalation oder orale Aufnahme möglich. Vermutlich
reicht einfacher Kontakt zu einem befallenen Tier, um
eine Infektion hervorzurufen (Rygg und Bruun, 1992).
Massenerkrankungen nach oraler Aufnahme wurden
beobachtet, z. B. in Haverhill, USA (Place und Sutton,
1943), wo kontaminierte Milch der Auslöser für die
Infektion bei Menschen war, oder in Großbritannien
(Shanson et al., 1983).
Bei der Infektion mit Streptobacillus moniliformis kommt
es nach einer Inkubationszeit von ein bis drei Wochen zu
hohem Fieber, Erbrechen und häufig zu Hautausschlag
(petechiales makulopapulöses Exanthem); eine Polyarthritis kann sich anschließen. Bei oraler Aufnahme zeigen
sich Angina und Laryngitis (Krauss et al., 2004). Zu den
Komplikationen gehören Endocarditis (Shvartsblat et al.,
2004), Meningitis, Pneumonie sowie chronische Arthritis
(Dendle et al., 2006), die einer rheumatoiden Arthritis
gleichen kann (Legout et al., 2005). Unbehandelt liegt
die Letalität bei ca. 10 % (CDC, 2005a; Wullenweber,
1995). Eine antibiotische Behandlung der Infektion ist
mit Penicillin, Ampicillin oder Streptomycin möglich.
Ein Problem bei dieser Infektion stellen die möglicherweise relativ lange Inkubationszeit und die unspezifische
Symptomatik dar, da nach ein bis zwei Wochen der
Zusammenhang zwischen einer fiebrigen Erkrankung
und dem Rattenbiss nicht mehr offensichtlich ist.
Bei infizierten Mäusen können durch eine Infektion mit
Streptobacillus moniliformis Arthritis und Lymphadenitis
hervorgerufen werden (Wullenweber, 1995). Interessanterweise spielt die Genetik des Wirtes eine bedeutende
Rolle bei der Ausprägung von Krankheitsanzeichen, da
Infektionen bei bestimmten Mausstämmen, z. B. dem
Mausstamm BALB/c, symptomlos bleiben, während bei
anderen Stämmen wie C57BL/6J Infektionen einen tödlichen Ausgang haben (Wullenweber et al., 1990).
Auch wenn Infektionen durch Streptobacillus moniliformis in Labortierhaltungen für sehr unwahrscheinlich erachtet werden (Percy und Barthold, 2001), zeigen Erfahrungen der Autoren, dass Ratten vereinzelter
experimenteller Haltungen nach wie vor serologisch
und auch mittels PCR positiv befundet werden. Da
der kulturelle Nachweis von Streptobacillus moniliformis
bei nicht erkrankten Tieren schwierig ist (Nicklas et
al., 2002), dieser Nachweis aber häufig in der Routine
eingesetzt wird, ist eine realistische Abschätzung der
Prävalenz in Tierhaltungen schwierig. Das sehr sporadische Auftreten von positiven Tieren in Laborhaltungen
sowie die recht aktuellen Fallberichte über zoonotische
Streptobacillus moniliformis Infektionen (s. o.) legen nahe,
dass eine Gefahr durch als Heimtiere gehaltene Ratten
nicht unterschätzt werden sollte.
Pasteurella multocida
Bisse von Tieren stellen eine bedeutende Quelle für
zoonotische Pasteurella-Infektionen dar (Bailie et al.,
1978). Dabei wird am häufigsten Pasteurella multocida
isoliert (Escande und Lion, 1993; Holst et al., 1992;
Rothe et al., 2002). Bei Katzenbissen, die sich in 30–50 %
der Fälle und somit relativ häufig infizieren, stellt Pasteurella multocida einen Hauptkeim dar und kann zu
schweren Infektionen führen (Aghababian und Conte,
1980; Griego et al., 1995; Rothe et al., 2002). Allerdings
OPEN ACCESS
248
ist dieser Erreger nach unseren Erfahrungen bei Mäusen
und Ratten sehr selten nachzuweisen, wurde aber bei
Ratten isoliert (Curtis et al., 1980) und nach Bissen durch
Ratten beim Menschen identifiziert (Krauss et al., 2004).
Mäuse und Ratten beherbergen sehr häufig andere Pasteurellaceae, v. a. Pasteurella pneumotropica. Diese Pasteurellen wurden auch bei humanen Infektionen beschrieben
(Campos et al., 2000; Frebourg et al., 2002; Gadberry et
al., 1984; Medley, 1977; Minton, 1990). Viele dieser Infektionen wurden jedoch durch Katzen- oder Hundebisse
verursacht, und die in den Publikationen genannten biochemischen Merkmale der Erreger sprechen für Pasteurella dagmatis, die bei Fleischfressern häufiger im Rachen
gefunden wird. Es ist außerdem anzumerken, dass die
Identifizierung von Pasteurellen durch die auf humane
Diagnostik ausgelegten kommerziell erhältlichen Testsysteme nicht sicher gelingt (Fajfar-Whetstone et al., 1995;
Gautier et al., 2005; Lester et al., 1992), was auch für
Pasteurella pneumotropica gilt (Hayashimoto et al., 2005).
Somit besteht Zweifel, ob es sich wirklich um Pasteurella
pneumotropica in den Fällen handelt, bei denen die Diagnose alleine auf solchen Testsystemen beruhte. Für eine
definitive Diagnose sollte das Ergebnis Pasteurella pneumotropica durch andere Tests bestätigt werden (Hayashimoto
et al., 2005; Lester et al., 1992). Letztlich ist eine Gefahr
der Infektion durch Pasteurella pneumotropica vermutlich
nicht ausgeschlossen (Frebourg et al., 2002; Gautier et
al., 2005), aber als relativ gering anzusehen. Obwohl am
DKFZ und ZTL viele Nager positiv für diese Spezies sind
und Bisse durch Nager durchaus vorkommen, ist uns
kein Fall bekannt, bei dem eine humane Infektion durch
Pasteurella pneumotropica hervorgerufen wurde.
Leptospiren
Weitere Keime, die durch Wild- und Heimnager übertragen werden können, sind Leptospiren (RKI, 1998). Leptospirosen werden durch verschiedene Serovare der Spezies Leptospira interrogans hervorgerufen. In Deutschland
sind kleine Nagetiere die Reservoire für die wichtigsten
Serovare, v. a. Leptospira interrogans serovar Icterohaemorrhagiae, dem Erreger der Weil´schen Krankheit (Levett,
2001; Weil, 1886), der hierzulande vermutlich Leptospira
interrogans serovar Grippotyphosa als vorrangiges Serovar
abgelöst hat (Jansen et al., 2005). Leptospiren können
lebenslang in den Nierentubuli befallener Nager vorhanden sein, ohne dass die Träger klinisch erkranken. Die
Tiere scheiden die Leptospiren mit dem Urin aus, und
Menschen infizieren sich über direkten Tierkontakt oder
indirekt über Wasser und Boden (Brem et al., 1995; Levett,
2001). Erkrankungen sind auch nach Bissen von infizierten
Nagern aufgetreten, wobei der eigentliche Übertragungsweg nicht eindeutig geklärt ist (Gollop et al., 1993).
Eintrittspforten für die Erreger stellen Hautverletzungen
und die Schleimhäute dar. Die Infektion verläuft häufig
asymptomatisch oder äußert sich durch unspezifische
Krankheitserscheinungen mit Fieber und Erkältungsbzw. grippeähnlichen Symptomen (Levett, 2001). Typisch
ist ein zweiphasiger Verlauf mit einer septikämischen
Phase, während der die Erreger im Blut und Liquor
nachweisbar sind, und einer sog. Immunphase, in der
Antikörper gebildet und die Erreger mit dem Urin ausgeschieden werden (Levett, 2001). Die Erkrankung beginnt
mit hohem Fieber begleitet von Muskel- und Gliederschmerzen. Nach einem zwischenzeitlichen Rückgang
des Fiebers folgt die zweite Phase mit erneutem Fieberanstieg und begleitender Erkrankung verschiedener innerer
Organe, in unterschiedlicher Schwere je nach Leptospirenart. Entzündungen der Hirnhäute oder des Herzmuskels, Ikterus, Nierenversagen und Hämorrhagien sowie
pulmonale Symptome sind möglich. Therapeutisch werden antibiotische Behandlungen mit Penicillin, Ampicillin
oder Doxycyclin durchgeführt (Fuchs et al., 1999; Krauss
et al., 2004; Levett, 2001).
Reservoir für das Serovar Icterohaemorrhagiae sind
Ratten, für das Serovar Grippotyphosa Wühlmäuse und
Hamster (Demers et al., 1983; Jansen et al., 2005; Kuiken
et al., 1991; Mochmann, 1957; Sebek et al., 1987). Insgesamt sind Leptospiren bei über 180 Tierarten verbreitet,
wobei Hunde, Schweine, Schafe und Rinder wichtige
Träger weiterer Leptospira-Serovare sind (Jansen et al.,
2005; Krauss et al., 2004). Hinsichtlich der epidemiologischen Situation gewinnen Freizeitaktivitäten wie Reisen
und Wassersport sowie die Heimtierhaltung als mögliche
Risiken für eine Infektion an Bedeutung (RKI, 2005).
Übertragungen durch als Heimtiere gehaltene Ratten und
auch Mäuse sind wiederholt beschrieben (Friedmann et
al., 1973; RKI, 1998; RKI, 2005; RKI, 2007a).
Salmonellen
Ein Großteil der Infektionen mit Salmonellen begründet
sich sicherlich auf kontaminierte Lebensmittel (Hartung,
2004; Hartung, 2006). Nichtsdestotrotz erfolgen ca. 10 %
aller Salmonella spp.-Infektionen durch Kontakt (v. a.
von Kindern) zu ausscheidenden Tieren (Methner, 2001).
Als Infektionserreger spielen beim Menschen v. a. Salmonella enterica serovar Enteritidis und Salmonella enterica
serovar Typhimurium eine Rolle, obwohl alle Serovare
eine Gastroenteritis auslösen können. Diese beiden
Salmonella-Serovare werden auch bei Kleinnagern am
häufigsten nachgewiesen mit einer Nachweisrate zwischen ca. 1 % (Hartung, 2004; Hartung, 2006) und 6 %
(Hartung, 2007).
In einem aktuellen Bericht über Infektionen mehrerer
Personen mit Salmonella enterica serovar Typhimurium in
den USA in den Jahren 2003 und 2004 wurde erstmalig
eine humane Infektion durch Heimtiernager (Hamster,
Mäuse und Ratten) belegt (Swanson et al., 2007). Dieser Bericht unterstreicht, dass im Falle einer humanen
Salmonella-Infektion Heimtiere als Infektionsquelle
betrachtet sollten, und dass bei Durchfallerkrankungen
bei Heimtieren eine mögliche Salmonella-Infektion
abgeklärt werden sollte.
Enterale Helicobacter spp.
Diese Helicobacter spp. bilden eine Gruppe enterohepatischer Erreger, die z. Z. in der Diskussion als Zoonoseerreger stehen. Verschiedene Helicobacter-Arten können
die Leber kolonisieren und Hepatitis bei verschiedenen
Tieren, darunter Maus (Fox et al., 1996b), Rhesusaffe
(Fox et al., 2001) und Hund (Fox et al., 1996a), induzieren.
Diese Bakterien sind aber streng von den gastralen Helicobacter-Arten wie Helicobacter pylori und Helicobacter
felis abzutrennen, die bei der Pathogenese gastraler
Erkrankungen eine Rolle spielen (Fox, 2002).
Bei molekularbiologischen sowie serologischen Untersuchungen zeigten sich in einigen Studien murine enterohepatische Helicobacter-Arten wie Helicobacter hepaticus,
Helicobacter bilis und Helicobacter rappini mit verschiedenen
hepatobiliären Erkrankungen bei Menschen assoziiert,
wie chronischer Cholecystitis, primärer sklerosierender
Cholangitis und primärer biliärer Zirrhose (Ananieva et
al., 2002; Fox, 2002; Fox et al., 1998; Nilsson et al., 2003;
OPEN ACCESS
Vorobjova et al., 2006). Ein kultureller Nachweis gelang
bisher aber nicht (Fox, 2002), und die Assoziation zu den
murinen Arten konnte nicht ausnahmslos reproduziert
werden (Chen et al., 2003; Fallone et al., 2003).
Während die Rolle dieser Helicobacter-Arten als Pathogene des Menschen noch nicht sicher ist, so sollten Ratten und Mäuse, die als Heimtiere gehalten werden, als
positiv für diese Erreger angesehen werden. Selbst im
Forschungsbereich sind viele Ratten und Mäuse mit Helicobacter spp. assoziiert. In Haltungsbereichen, die nicht
durch keimfreie Sanierung aufgebaut worden sind, können nach eigenen Erfahrungen fast sämtliche Ratten und
Mäusen infiziert sein, was mit publizierten Infektionsraten von über 80 % übereinstimmt (Nilsson et al., 2004).
Hautpilze
Hautpilze sind nach eigenen Erfahrungen selten bei
Maus und Ratte anzutreffen, allerdings waren bei Wildfängen bis zu 40 % der untersuchten Ratten positiv für
Trichophyton (Wincewicz, 2002). Trichophyton mentagrophytes und Microsporum spp. wurden auch in Laborhaltungen detektiert (Feuerman et al., 1975; Papini et
al., 1997), und humane Infektionen durch Kontakt zu
diesen Tieren sind beschrieben (Hironaga et al., 1981).
Die aktuelle Prävalenz ist mangels systematischer Untersuchungen und häufig subklinischer Infektion bei Maus
und Ratte unbekannt; in älteren Untersuchungen war die
Prävalenz von Trichophyton mentagrophytes, abhängig von
dem untersuchten Bestand, von 0 % bei Maus und Ratte
(Balsari et al., 1981) bis zu 8 % bei Mäusen und 68 % bei
Ratten z. T. recht hoch (Lopez-Martinez et al., 1984). Im
Heimtierbereich stellen aber andere Spezies wie Meerschweinchen vermutlich eine größere Gefahr für die
Übertragung von Trichophyton spp. dar (Pollock, 2003).
Endo- und Ektoparasiten
Die tropische Rattenmilbe (Ornithonyssus bacoti) kommt
in den Tropen und gemäßigten Zonen vor. Hauptwirte
sind Nager, aber es können auch andere Tiere (Vögel
und Carnivoren) sowie der Mensch befallen werden. In
Deutschland ist sie vermutlich weiter verbreitet als bisher
angenommen. Übertragung durch Hamster, Gerbils und
Ratten als Haustiere, durch milbenhaltige Einstreu und
durch Wildratten sind dokumentiert (Beck und Pfister,
2004; Creel et al., 2003; Engel et al., 1998; Mumcuoglu
und Buchheim, 1983). Bisse durch diesen obligat blutsaugenden Parasiten verursachen nicht nur Juckreiz, sondern können auch lokale Entzündungen oder allergische
Dermatitiden hervorrufen (Newcomer und Fox, 2007).
Trugräude, wie sie durch Sarcoptes spp. einzelner Tierarten beschrieben ist, kommt bei den Grabmilben von
Maus und Ratte (Spezies) unserer Kenntnis nach nicht
vor (Baker, 2007).
Unter den Endoparasiten ist der Zwergbandwurm,
Hymenolepis/Rodentolepis fraterna (Bezeichnung bei
Nagern, v. a. Mäuse) bzw. Hymenolepis nana (Bezeichnung beim Menschen) erwähnenswert. Vermutlich handelt es sich um Stämme derselben Art (Krauss et al.,
2004), wobei allerdings der Speziesstatus und damit das
Zoonosepotential nicht letztlich geklärt ist (Macnish et
al., 2002a; Macnish et al., 2002b). Humane Isolate aus
Australien vermochten Labormäuse nicht zu infizierten
249
(Macnish et al., 2002a), während andere humane Isolate
Mäuse infizierten (Fan, 2005). Der Zwergbandwurm
kann sich mit und ohne Zwischenwirt entwickeln. Im
ersteren Fall erfolgt die Entwicklung in der Leibeshöhle von Insekten, im letzteren Fall entwickelt sich der
Bandwurm in den Ileumzotten des Endwirtes (Baker,
2007). Der Mensch kann sich durch direkte Aufnahme
der widerstandsfähigen Eier (z. B. über kontaminierte
Lebensmittel) oder aber durch Schmierinfektion von
Mensch zu Mensch infizieren. Daraus folgt, dass durch
Autoinfektionen ein langanhaltender Befall möglich ist
(Krauss et al., 2004). Der Zwergbandwurm kann symptomlose Infektionen, aber auch Enteritiden verursachen
(Raether und Hanel, 2003).
Hymenolepis diminuta kommt überwiegend bei Ratten
vor und kann sich nur unter Einschaltung eines Zwischenwirtes entwickeln, so dass eine Infektion des Menschen mit diesem bis zu 30 cm langen Bandwurm durch
Aufnahme infizierter Zwischenwirte (Käfer) erfolgen
muß und deshalb eher selten ist (Krauss et al., 2004).
Es gibt einzelne Berichte, nach denen bestimmte Oxyuren-Arten, für die Mäuse und Ratten im Heimtierbereich mit großer Wahrscheinlichkeit als positiv angesehen werden müssen, auf den Menschen übergehen können (Bauer, 2001; Baker, 2007). Diese Behauptung geht
allerdings für Syphacia obvelata (Maus) auf eine Publikation von 1919 zurück (Riley, 1919) und für Syphacia muris
(Ratte) auf einen persönlichen Brief (nicht publiziert)
(Stone und Manwell, 1966). Es gibt jedoch keine publizierten Hinweise auf Syphacia-Befall bei Laborpersonal,
das mit Syphacia-infizierten Mäusen oder Ratten gearbeitet hat und dadurch besonders stark exponiert war.
Schlussfolgerungen
Mäuse und Ratten werden in großer Anzahl als Laborund auch als Heimtiere gehalten. Trotz der großen
Anzahl an möglichen Zoonosen, die mit diesen Tieren
assoziiert sein können (Tab. 1 und 2), existieren bisher
nur Fallberichte über eine überschaubare Anzahl an
Erregern, die von diesen Tieren auf den Menschen übergegangen sind (Tab. 3). Da im Heimtierbereich aktuelle
humane Infektionen mit Zoonoseerregern beschrieben
sind, sollten sich Halter, Tierärzte und Ärzte dieses
potentiellen Risikos bewusst sein.
In experimentellen Einrichtungen sind aktuell keine
Infektionen des Menschen durch zoonotische Erreger
bekannt geworden, was auf strenge hygienische Maßnahmen im Versuchstierbereich mit Überwachung der
Labortiere auf Krankheitskeime, darunter die wichtigsten Zoonoseerreger (Tab. 3), zurückzuführen ist. Nichtsdestotrotz kommen Infektionen von Labortieren mit
zoonotischen Keimen aktuell noch vor, so dass diese
Erreger durchaus eine Gefährdung für Personal in experimentellen Einrichtungen darstellen können. Darüber
hinaus werden die sehr umfangreichen Gesundheitsüberwachungsprogramme für Versuchstiere nicht in allen
experimentellen Einrichtungen umgesetzt, v. a. nicht in
kleineren experimentellen Einheiten. Betriebsärzte sollten deshalb in die Beurteilung des Gefährdungspotentials von Mitarbeitern in Versuchstiereinrichtungen Informationen über die routinemäßigen Untersuchungen der
Tiere sowie die Bezugsquellen von Tieren (gut überwachte kommerzielle Züchter versus weniger stringent
oder nicht überwachte kleinere Einheiten) einschließen.
OPEN ACCESS
250
Literatur
Bhatt, K. M., N. B. Mirza (1992): Rat bite fever: a case report of a
Kenyan. East Afr Med J 69, 542–543.
Ackermann, R. (1977): Risk to humans through contact with golden
hamsters carrying lymphocytic choriomeningitis virus (author's
transl). Dtsch Med Wochenschr 102, 1367–1370.
Ackermann, R. (1982): Infektionen mit dem Virus der Lymphozytären Choriomeningitis. Bundesgesundheitsblatt 25, 240–243.
Aghababian, R. V., J. E. Conte, Jr. (1980): Mammalian bite wounds.
Ann Emerg Med 9, 79–83.
Ahlm, C., P. Juto, B. Stegmayr, B. Settergren, G. Wadell, A. Tarnvik,
F. Elgh (1997): Prevalence of serum antibodies to hantaviruses
in northern Sweden as measured by recombinant nucleocapsid
proteins. Scand J Infect Dis 29, 349–354.
Ananieva, O., I. Nilsson, T. Vorobjova, R. Uibo, T. Wadstrom (2002):
Immune responses to bile-tolerant Helicobacter species in patients with chronic liver diseases, a randomized population
group, and healthy blood donors. Clin Diagn Lab Immunol 9,
1160–1164.
Anderson, L. C., S. L. Leary, P. J. Manning (1983): Rat-bite fever in
animal research laboratory personnel. Lab Anim Sci 33, 292–294.
Appelbee, A. J., R. C. Thompson, M. E. Olson (2005): Giardia and
Cryptosporidium in mammalian wildlife – current status and
future needs. Trends Parasitol 21, 370–376.
Armstrong, D., J. G. Fortner, W. P. Rowe, J. C. Parker (1969): Meningitis due to lymphocytic choriomeningitis virus endemic in a
hamster colony. Jama 209, 265–267.
Asper, M., P. Hofmann, C. Osmann, J. Funk, C. Metzger, M. Bruns,
F.J. Kaup, H. Schmitz, S. Gunther (2001): First outbreak of callitrichid hepatitis in Germany: genetic characterization of the
causative lymphocytic choriomeningitis virus strains. Virology
284, 203–213.
BMG (2003): Merkblatt zur Berufskrankheit Nr. 3102 „Von Tieren
auf Menschen übertragbare Krankheiten“. Ärztlicher Sachverständigenbeirat beim Bundesministerium für Gesundheit,
Sektion „Berufskrankheiten“, BArbBl. 10/2003, 26.
BMELV (2007): Tierversuchsdaten 2006. http://www.bmelv.de/nn_
751684/DE/12-Presse/Pressemitteilungen/2007/217-Tierversuchsdaten2006.html__nnn=true
Boot, R., H. van Herck, J. van der Logt (1996): Mutual viral and
bacterial infections after housing rats of various breeders within
an experimental unit. Lab Anim 30, 42–45.
Brem, S., O. Radu, T. Bauer, A. Schonberg, K. Reisshauer, R. Waidmann, H. Kopp, P. Meyer (1995): Leptospira infected rat population as probable cause of a fatal case of Weil's disease. Berl
Munch Tierarztl Wochenschr 108, 405–407.
Caccio, S. M., R. C. Thompson, J. McLauchlin, H.V. Smith (2005):
Unravelling Cryptosporidium and Giardia epidemiology. Trends
Parasitol 21, 430–437.
Campos, A., J. H. Taylor, M. Campbell (2000): Hamster bite peritonitis: Pasteurella pneumotropica peritonitis in a dialysis patient.
Pediatr Nephrol 15, 31–32.
Carter, H. V. (1888): Note on the occurence of a minute blood-spirillum in an Indian rat. Sci Mem Offrs Army India 3, 45–48.
Casebolt, D. B., T. R. Schoeb (1988): An outbreak in mice of salmonellosis caused by Salmonella enteritidis serotype enteritidis. Lab
Anim Sci 38, 190–192.
CDC (2005a): Fatal rat-bite fever – Florida and Washington, 2003.
MMWR Morb Mortal Wkly Rep 51. Centers for Disease Control
and Prevention, Atlanta.
Bailie, W. E., E. C. Stowe, A. M. Schmitt (1978): Aerobic bacterial flora
of oral and nasal fluids of canines with reference to bacteria
associated with bites. J Clin Microbiol 7, 223–231.
CDC (2005b): Lymphocytic choriomeningitis virus infection in
organ transplant recipients – Massachusetts, Rhode Island, 2005.
MMWR Morb Mortal Wkly Rep 21. Centers for Disease Control
and Prevention, Atlanta.
Baker, D. G. (2007): Parasites of Rats and Mice. In: Baker D. G.
Flynn´s Parasites of Laboratory Animals, 2nd edn. Ames, Iowa:
Blackell Publishing, 303–397.
CDC (2005c): Tularemia associated with a hamster bite--Colorado,
2004. MMWR Morb Mortal Wkly Rep
Balsari ,A., C. Bianchi, A. Cocilovo, I. Dragoni, G. Poli, W. Ponti (1981):
Dermatophytes in clinically healthy laboratory animals. Lab
Anim 15, 75–77.
Ceruti, R., O. Sonzogni, F. Origgi, F. Vezzoli, S. Cammarata, A. M.
Giusti, E. Scanziani (2001): Capillaria hepatica infection in wild
brown rats (Rattus norvegicus) from the urban area of Milan,
Italy. J Vet Med B Infect Dis Vet Public Health 48, 235–240.
Barton, L. L., N. J. Hyndman (2000): Lymphocytic choriomeningitis
virus: reemerging central nervous system pathogen. Pediatrics
105, E35.
Barton, L. L., M. B. Mets, C. L. Beauchamp (2002): Lymphocytic
choriomeningitis virus: emerging fetal teratogen. Am J Obstet
Gynecol 187, 1715–1716.
Bauer, C. (2001): Gastrointestinalnematoden von Heimtieren als
Zoonoseerreger. In: Otto, P., K. Nöckler, L. Hoffmann, eds.
Bundesgesundheitsblatt – Gesundheitsforschung – Gesundheitsschutz 45. Bundesinstitut für für gesundheitlichen Vrebraucherschutz und Veterinärmedizin (BgVV), Jena: Symposium:
Heimtiere als Überträger humanpathogener Infektionserreger;
Teil 2 – Parasitäre und virale Zoonosen sowie Mykosen, 295.
Beck, W., K. Pfister (2004): Occurrence of a house-infesting tropical
rat mite (Ornithonyssus bacoti) on murides and human beings
in Munich: 3 case reports] Wien Klin Wochenschr 116 Suppl
4, 65–68.
Bemis, D. A., W. R. Shek, C.B. Clifford (2003): Bordetella bronchiseptica
infection of rats and mice. Comp Med 53, 11–20.
Charrel, R. N., H. Attoui, A. M. Butenko, J. C. Clegg, V. Deubel, T. V. Frolova, E. A. Gould, T. S. Gritsun, F. X. Heinz, M. Labuda, V. A. Lashkevich, V. Loktev, A. Lundkvist, D. V. Lvov, C. W. Mandl, M. Niedrig,
A. Papa, V. S. Petrov, A. Plyusnin, S. Randolph, J. Suss, V. I. Zlobin,
X. de Lamballerie (2004): Tick-borne virus diseases of human
interest in Europe. Clin Microbiol Infect 10, 1040–1055.
Chastel, C. (1998): Erve and Eyach: two viruses isolated in France,
neuropathogenic for man and widely distributed in Western
Europe. Bull Acad Natl Med 182, 801–809; discussion 809–810.
Chen W., D. Li, R. J. Cannan, R.S. Stubbs (2003): Common presence
of Helicobacter DNA in the gallbladder of patients with gallstone
diseases and controls. Dig Liver Dis 35, 237–243.
Childs, J. E., G. E. Glass, T.G. Ksiazek, C. A. Rossi, J. G. Oro, J. W. Leduc
(1991): Human-rodent contact and infection with lymphocytic
choriomeningitis and Seoul viruses in an inner-city population.
Am J Trop Med Hyg 44, 117–121.
Conlogue, G., W. Foreyt, M. Adess, H. Levine (1979): Capillaria hepatica (Bancroft) in select rat populations of Hartford, Connecticut,
with possible public health implications. J Parasitol 65, 105–108.
OPEN ACCESS
Creel, N. B., M. A. Crowe, G.R. Mullen (2003): Pet hamsters as a source
of rat mite dermatitis. Cutis 71, 457–461.
Curtis, P. E., G. E. Ollerhead, C. E. Ellis (1980): Pasteurella multocida
infection of poultry farm rats. Vet Rec 107, 326–327.
Damriyasa, I. M., C. Bauer (2006): Prevalence and age-dependent
occurrence of intestinal protozoan infections in suckling piglets.
Berl Munch Tierarztl Wochenschr 119, 287–290.
Davoust, B., M. Boni, D. Branquet, J. Ducos de Lahitte, G. Martet
(1997): [Research on three parasitic infestations in rats captured
in Marseille: evaluation of the zoonotic risk]. Bull Acad Natl
Med 181, 887–895; discussion 896–887.
de Lima Barros, M. B., A. de Oliveira Schubach, M. C. Galhardo, T. M.
Schubach, R. S. dos Reis, M.J. Conceicao, A. C. do Valle (2003):
Sporotrichosis with widespread cutaneous lesions: report of 24
cases related to transmission by domestic cats in Rio de Janeiro,
Brazil. Int J Dermatol 42, 677–681.
251
Fan, P.C. (2005): Infectivity and development of the human strain
of Hymenolepis nana in ICR mice. Southeast Asian J Trop Med
Public Health 36, 97–102.
Farhang-Azad, A., R. Traub, C. L. Wisseman, Jr. (1983): Rickettsia
mooseri infection in the fleas Leptopsylla segnis and Xenopsylla
cheopis. Am J Trop Med Hyg 32, 1392–1400.
Faulde, M., G. Hoffmann (2001): Vorkommen und Verhütung vektorassoziierter Erkrankungen des Menschen in Deutschland unter
Berücksichtigung zoonotischer Aspekte. Bundesgesundheitsbl
– Gesundheitsforsch – Gesundheitsschutz 44, 116–136.
Fehr, M., L. Sassenburg, P. Zwaart, K. Gabrisch (2005): Krankheiten
der Heimtiere, 6th edn. Hannover: Schlütersche Verlagsgesellschaft.
Feinstein, R. E., K. Eld (1989): Naturally occurring erysipelas in rats.
Lab Anim 23, 256–260.
Demers, R. Y., A. Thiermann, P. Demers, R. Frank (1983): Exposure
to Leptospira icterohaemorrhagiae in inner-city and suburban
children: a serologic comparison. J Fam Pract 17, 1007–1011.
Feuerman, E., I. Alteras, M. D. Honig, N. Lehrer (1975): Saprophytic
occurrence of Trichophyton mentagrophytes and Microsporum
gypseum in the coats of healthy laboratory animals. (Preliminary
report). Mycopathologia 55, 13–15.
Dendle, C., I. J. Woolley, T.M. Korman (2006): Rat-bite fever septic
arthritis: illustrative case and literature review. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 25, 791–797.
Finnegan, C.J., S. M. Brookes, N. Johnson, J. Smith, K. L. Mansfield, V.
L. Keene, L. M. McElhinney, A. R. Fooks (2002): Rabies in North
America and Europe. J R Soc Med 95, 9–13.
Desmyter, J., J. W. LeDuc, K. M. Johnson, F. Brasseur, C. Deckers,
C. van Ypersele de Strihou (1983): Laboratory rat associated
outbreak of haemorrhagic fever with renal syndrome due to
Hantaan-like virus in Belgium. Lancet 2, 1445–1448.
Fischer, S. A., M. B. Graham, M. J. Kuehnert, C. N. Kotton, A. Srinivasan, F. M. Marty, J. A. Comer, J. Guarner, C. D. Paddock, D.L.
DeMeo, W. J. Shieh, B. R. Erickson, U. Bandy, A. DeMaria, Jr., J. P.
Davis, F. L. Delmonico, B. Pavlin, A. Likos, M. J. Vincent, T. K. Sealy,
C. S. Goldsmith, D. B. Jernigan, P. E. Rollin, M. M. Packard, M. Patel,
C. Rowland, R. F. Helfand, S.T. Nichol, J. A. Fishman, T. Ksiazek,
S. R. Zaki (2006): Transmission of lymphocytic choriomeningitis
virus by organ transplantation. N Engl J Med 354, 2235–2249.
Didier, E. S., C. R. Vossbrinck, M. D. Baker, L. B. Rogers, D. C. Bertucci,
J. A. Shadduck (1995): Identification and characterization of
three Encephalitozoon cuniculi strains. Parasitology 111 (Pt 4),
411–421.
Dobec, M., B. Dzelalija, V. Punda-Polic, I. Zoric (2006): High prevalence of antibodies to lymphocytic choriomeningitis virus
in a murine typhus endemic region in Croatia. J Med Virol 78,
1643–1647.
Downing, N. D., G. D. Dewnany, P. J. Radford (2001): A rare and
serious consequence of a rat bite. Ann R Coll Surg Engl 83,
279–280.
Dykewicz, C. A., V. M. Dato, S. P. Fisher-Hoch, M. V. Howarth, G.
I. Perez-Oronoz, S. M. Ostroff, H. Gary, Jr., L. B. Schonberger,
J.B. McCormick (1992): Lymphocytic choriomeningitis outbreak
associated with nude mice in a research institute. Jama 267,
1349–1353.
Engel, P. M., J. Welzel, M. Maass, U. Schramm, H. H. Wolff (1998):
Tropical rat mite dermatitis: case report and review. Clin Infect
Dis 27, 1465–1469.
Escande, F., C. Lion (1993): Epidemiology of human infections by
Pasteurella and related groups in France. Zentralbl Bakteriol
279, 131–139.
Fajfar-Whetstone, C. J., L. Coleman, D. R. Biggs, B. C. Fox (1995):
Pasteurella multocida septicemia and subsequent Pasteurella
dagmatis septicemia in a diabetic patient. J Clin Microbiol 33,
202–204.
Fischman, O., M. M. Alchorne, M. A. Portugal (1973): Human sporotricosis following rat bite. Rev Inst Med Trop Sao Paulo 15,
99–102.
Foster, E. S., K. A. Signs, D. R. Marks, H. Kapoor, M. Casey, M. G. Stobierski, E. D. Walker (2006): Lymphocytic choriomeningitis in
Michigan. Emerg Infect Dis 12, 851–853.
Fox, J. G. (2002): The non-H pylori helicobacters: their expanding
role in gastrointestinal and systemic diseases. Gut 50, 273–283.
Fox, J. G., L. Handt, B. J. Sheppard, S. Xu, F. E. Dewhirst, S. Motzel,
H. Klein (2001): Isolation of Helicobacter cinaedi from the colon,
liver, and mesenteric lymph node of a rhesus monkey with
chronic colitis and hepatitis. J Clin Microbiol 39, 1580–1585.
Fox, J. G., F. E. Dewhirst, Z. Shen, Y. Feng, N. S. Taylor, B. J. Paster,
R. L. Ericson, C. N. Lau, P. Correa, J. C. Araya, I. Roa (1998): Hepatic Helicobacter species identified in bile and gallbladder tissue
from Chileans with chronic cholecystitis. Gastroenterology 114,
755–763.
Fox, J. G., R. Drolet, R. Higgins, S. Messier, L. Yan, B. E. Coleman,
B. J. Paster, F. E. Dewhirst (1996a): Helicobacter canis isolated from
a dog liver with multifocal necrotizing hepatitis. J Clin Microbiol
34, 2479–2482.
Fallon, M. T., M. K. Reinhard, B. M. Gray, T.W. Davis, J. R. Lindsey
(1988): Inapparent Streptococcus pneumoniae type 35 infections in
commercial rats and mice. Lab Anim Sci 38, 129–132.
Fox, J.G., X. Li, L. Yan, R. J. Cahill, R. Hurley, R. Lewis, J. C. Murphy
(1996b): Chronic proliferative hepatitis in A/JCr mice associated
with persistent Helicobacter hepaticus infection: a model of helicobacter-induced carcinogenesis. Infect Immun 64, 1548–1558.
Fallone, C. A., S. Tran, M. Semret, F. Discepola, M. Behr, A. N. Barkun
(2003): Helicobacter DNA in bile: correlation with hepato-biliary
diseases. Aliment Pharmacol Ther 17, 453–458.
Frean, J. A., M. Isaacson, G. B. Miller, B. D. Mistry, C. Heney (1991):
Sporotrichosis following a rodent bite. A case report. Mycopathologia 116, 5–8.
OPEN ACCESS
252
Frebourg, N. B., G. Berthelot, R. Hocq, A. Chibani, J. F. Lemeland
(2002): Septicemia due to Pasteurella pneumotropica: 16S rRNA
sequencing for diagnosis confirmation. J Clin Microbiol 40,
687–689.
Freunek, K., A. Turnwald-Maschler, J. Pannenbecker (1997): Rattenbissfieber. Monatsschr Kinderheilkd 145, 473–476.
Hayashimoto, N., T. Aiba, K. Itoh, M. Kato, E. Kawamoto, S. Kiyokawa,
Y. Morichika, T. Muraguchi, T. Narita, Y. Okajima, A. Takakura,
T. Itoh (2005): Identification procedure for Pasteurella pneumotropica in microbiologic monitoring of laboratory animals. Exp
Anim 54, 123–129.
Friedmann, C. T., E. L. Spiegel, E. Aaron, R. McIntyre (1973): Leptospirosis ballum contracted from pet mice. Calif Med 118, 51–52.
Herbreteau, V., J. P. Gonzalez, J. P. Hugot (2006): Implication of
phylogenetic systematics of rodent-borne hantaviruses allows
understanding of their distribution. Ann N Y Acad Sci 1081,
39–56.
Fuchs, W., T. Wolber, E. Woss, U. Neyer, H. Drexel (1999): Leptospirosis (Weil's syndrome) with renal failure, severe jaundice, disseminated hemorrhages and xanthopsia. Schweiz Med Wochenschr 129, 847–850.
Hildebrandt, A., K. P. Hunfeld, M. Baier, A. Krumbholz, S. Sachse,
T. Lorenzen, M. Kiehntopf, H. J. Fricke, E. Straube (2007): First
confirmed autochthonous case of human Babesia microti infection in Europe. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 26, 595–601.
Futaki, K., I. Takaki, T. Taniguchi, S. Osumi (1917): Spirochaeta morsus
muris, n.sp., the cause of rat-bite fever. J Exp Med 25, 33–44.
Hill, N. J., K. Rose, E. M. Deane, J. M. Old (2007): Rodentolepis fraterna:
the cause of mortality in a new host, the Spinifex hopping
mouse (Notomys alexis). Aust Vet J 85, 62–64.
Gadberry, J. L., R. Zipper, J. A. Taylor, C. Wink (1984): Pasteurella
pneumotropica isolated from bone and joint infections. J Clin
Microbiol 19, 926–927.
Gatei, W., R. W. Ashford, N. J. Beeching, S. K. Kamwati, J. Greensill,
C. A. Hart (2002): Cryptosporidium muris infection in an HIVinfected adult, Kenya. Emerg Infect Dis 8, 204–206.
Gatei, W., J. Greensill, R. W. Ashford, L. E. Cuevas, C. M. Parry, N. A.
Cunliffe, N. J. Beeching, C. A. Hart (2003): Molecular analysis of
the 18S rRNA gene of Cryptosporidium parasites from patients
with or without human immunodeficiency virus infections
living in Kenya, Malawi, Brazil, the United Kingdom, and Vietnam. J Clin Microbiol 41, 1458–1462.
Gautier, A. L., D. Dubois, F. Escande, J. L. Avril, P. Trieu-Cuot, O. Gaillot
(2005): Rapid and accurate identification of human isolates of
Pasteurella and related species by sequencing the sodA gene. J
Clin Microbiol 43, 2307–2314.
Glass, G. E., A. J. Watson, J. W. LeDuc, J.E. Childs (1994): Domestic
cases of hemorrhagic fever with renal syndrome in the United
States. Nephron 68, 48–51.
Gollop, J. H., A. R. Katz, R. C. Rudoy, D. M. Sasaki (1993): Rat-bite
leptospirosis. West J Med 159, 76–77.
Griego, R. D., T. Rosen, I. F. Orengo, J.E. Wolf (1995): Dog, cat, and
human bites: a review. J Am Acad Dermatol 33, 1019–1029.
Gueirard, P., C. Weber, A. Le Coustumier, N. Guiso (1995): Human
Bordetella bronchiseptica infection related to contact with infected
animals: persistence of bacteria in host. J Clin Microbiol 33,
2002–2006.
Hartung, M. (2004): Epidemiologische Situation der Zoonosen in
Deutschland im Jahr 2003. Bundesinstitut für Risikobewertung,
Berlin.
Berlin.
Berlin.
Hayashidani, H., Y. Ohtomo, Y. Toyokawa, M. Saito, K. Kaneko, J.
Kosuge, M. Kato, M. Ogawa, G. Kapperud (1995): Potential sources of sporadic human infection with Yersinia enterocolitica
serovar O:8 in Aomori Prefecture, Japan. J Clin Microbiol 33,
1253–1257.
Hinman, A. R., D. W. Fraser, R. G. Douglas, G. S. Bowen, A. L. Kraus,
W. G. Winkler, W. W. Rhodes (1975): Outbreak of lymphocytic
choriomeningitis virus infections in medical center personnel.
Am J Epidemiol 101, 103–110.
Hinrichsen, S. L., S. Ferraz, M. Romeiro, M. Muniz Filho, A. H. Abath,
C. Magalhaes, F. Damasceno, C. M. Araujo, C. M. Campos, D. P.
Lamprea (1992): Sodoku – a case report. Rev Soc Bras Med Trop
25, 135–138.
Hironaga, M., T. Fujigaki, S. Watanabe (1981): Trichophyton mentagrophytes skin infections in laboratory animals as a cause of
zoonosis. Mycopathologia 73, 101–104.
Hofstetter, I., J. Eckert, A. Hauri (2005): Tularämie: Ausbruch unter
Teilnehmern einer Hasen-Treibjagd im Landkreis DarmstadtDieburg. Epidemiologisches Bulletin 50. Robert Koch-Institut,
Berlin.
Holst, E., J. Rollof, L. Larsson, J.P. Nielsen (1992): Characterization
and distribution of Pasteurella species recovered from infected
humans. J Clin Microbiol 30, 2984–2987.
Hunfeld, K. P., A. Lambert, H. Kampen, S. Albert, C. Epe, V. Brade,
A. M. Tenter (2002): Seroprevalence of Babesia infections in
humans exposed to ticks in midwestern Germany. J Clin Microbiol 40, 2431–2436.
Ike, F., Bourgade, F. Ohsawa, K., Sato, H. Morikawa, S., Saijo,
M., Kurane, I., Takimoto, K., Yamada Y. K., Jaubert, J., Berard, M.,
Nakata, H. Hiraiwa, N., Mekada, K., Takakura, A., Itoh, T., Obata,
Y., Yoshiki, A., Montagutelli, X. (2007): Lymphocytic choriomeningitis infection undetected by dirty-bedding sentinel monitoring and revealed after embryo transfer of an inbred strain
derived from wild mice. Comp Med 2007 57, 272–281.
James, T. Y., F. Kauff, C. L. Schoch, P. B. Matheny, V. Hofstetter, C. J. Cox,
G. Celio, C. Gueidan, E. Fraker, J. Miadlikowska, H. T. Lumbsch,
A. Rauhut, V. Reeb, A. E. Arnold, A. Amtoft, J. E. Stajich, K. Hosaka,
G. H. Sung, D. Johnson, B. O'Rourke, M. Crockett, M. Binder, J. M.
Curtis, J. C. Slot, Z. Wang, A. W. Wilson, A. Schussler, J. E. Longcore,
K. O'Donnell, S. Mozley-Standridge, D. Porter, P. M. Letcher, M. J.
Powell, J. W. Taylor, M. M. White, G. W. Griffith, D. R. Davies, R. A.
Humber, J. B. Morton, J. Sugiyama, A. Y. Rossman, J. D. Rogers,
D. H. Pfister, D. Hewitt, K. Hansen, S. Hambleton, R. A. Shoemaker,
J. Kohlmeyer, B. Volkmann-Kohlmeyer, R. A. Spotts, M. Serdani,
P. W. Crous, K. W. Hughes, K. Matsuura, E. Langer, G. Langer, W.
A. Untereiner, R. Lucking, B. Budel, D. M. Geiser, A. Aptroot, P.
Diederich, I. Schmitt, M. Schultz, R. Yahr, D. S. Hibbett, F. Lutzoni,
D. J. McLaughlin, J. W. Spatafora, R. Vilgalys (2006): Reconstructing the early evolution of Fungi using a six-gene phylogeny.
Nature 443, 818–822.
OPEN ACCESS
253
Jamieson, D. J., A. P. Kourtis, M. Bell, S. A. Rasmussen (2006): Lymphocytic choriomeningitis virus: an emerging obstetric pathogen? Am J Obstet Gynecol 194, 1532–1536.
Macnish, M. G., U. M. Morgan, J. M. Behnke, R. C. Thompson (2002a):
Failure to infect laboratory rodent hosts with human isolates of
Rodentolepis (= Hymenolepis) nana. J Helminthol 76, 37–43.
Jansen, A., I. Schoneberg, C. Frank, K. Alpers, T. Schneider, K. Stark
(2005): Leptospirosis in Germany, 1962–2003. Emerg Infect Dis
11, 1048–1054.
Macnish, M. G., U. M. Morgan-Ryan, P. T. Monis, J. M. Behnke, R. C.
Thompson (2002b): A molecular phylogeny of nuclear and mitochondrial sequences in Hymenolepis nana (Cestoda) supports
the existence of a cryptic species. Parasitology 125, 567–575.
Kallio-Kokko, H., J. Laakkonen, A. Rizzoli, V. Tagliapietra, I. Cattadori,
S. E. Perkins, P. J. Hudson, A. Cristofolini, W. Versini, O. Vapalahti,
A. Vaheri, H. Henttonen (2006): Hantavirus and arenavirus antibody prevalence in rodents and humans in Trentino, Northern
Italy. Epidemiol Infect 134, 830–836.
Kamoltham, T., V. Tepsumethanon, H. Wilde (2002): Rat rabies in
Phetchabun Province, Thailand. J Travel Med 9, 106-107.
Kawamata, J., T. Yamanouchi, K. Dohmae, H. Miyamoto, M. Takahaski, K. Yamanishi, T. Kurata, H.W. Lee (1987): Control of laboratory
acquired hemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS) in
Japan. Lab Anim Sci 37, 431–436.
Klempa, B., H. Meisel, S. Rath, J. Bartel, R. Ulrich, D.H. Kruger (2003):
Occurrence of renal and pulmonary syndrome in a region of
northeast Germany where Tula hantavirus circulates. J Clin
Microbiol 41, 4894–4897.
Marennikova, S. S., E. M. Shelukhina, V. A. Fimina (1978): Pox infection in white rats. Lab Anim 12, 33–36.
Marennikova, S. S., O. A. Zhukova, G. M. Manenkova, N. N. Ianova
(1988): Laboratory-confirmed case of human infection with ratpox (cowpox). Zh Mikrobiol Epidemiol Immunobiol 30–32.
Marrie, T. J., M. F. Saron (1998): Seroprevalence of lymphocytic
choriomeningitis virus in Nova Scotia. Am J Trop Med Hyg 58,
47–49.
Mathis, A., R. Weber, P. Deplazes (2005): Zoonotic potential of the
microsporidia. Clin Microbiol Rev 18, 423–445.
McCaughey, C., W. I. Montgomery, N. Twomey, M. Addley, H. J.
O'Neill, P.V. Coyle (1996): Evidence of hantavirus in wild rodents
in Northern Ireland. Epidemiol Infect 117, 361–365.
Kraft, L. M., E. D. D'Amelio, F. E. D'Amelio (1982): Morphological
evidence for natural poxvirus infection in rats. Lab Anim Sci
32, 648–654.
Meanger, J. D., R. B. Marshall (1989): Campylobacter jejuni infection within a laboratory animal production unit. Lab Anim 23,
126–132.
Krampitz, H. E. (1965): Observations on the breeding in the lab
of Leptopsylla segnis Schonherr, 1811 (Insecta, Siphonaptera).
Z Parasitenkd 26, 197–214.
Medley, S. (1977): A dog bite wound infected with Pasteurella pneumotropica. Med J Aust 2, 224–225.
Krauss, H., A. Weber, M. Appel, B. Enders, A. v. Graevenitz, H. D. Isenberg, H.G. Schiefer, W. Slenczka, H. Zahner (2004): Zoonosen, 3rd
edn. Köln: Deutscher Ärzte-Verlag.
Kuiken, T., J. E. van Dijk, W. J. Terpstra, B. A. Bokhout (1991): The role
of the common vole (Microtus arvalis) in the epidemiology of
bovine infection with Leptospira interrogans serovar hardjo. Vet
Legout, L., E. Senneville, D. Mulleman, E. Solau-Gervais, R. M. Flipo,
Y. Mouton (2005): Rat bite fever mimicking rheumatoid arthritis.
Scand J Infect Dis 37, 532–533.
Lester, A., J. O. Jarlov, H. Westh, W. Frederiksen (1992): Pasteurella
haemolytica diagnosis questioned. J Infect 25, 334–335.
Levaditi, C., S. Nicolau, P. Poincloux (1925): Sur le rôle étiologique
de Streptobacillus moniliformis nov sp. dans l’érythème polyrnorphique septicémique. CR Acad Sci Paris 180, 1188–1190.
Levett, P. N. (2001): Leptospirosis. Clin Microbiol Rev 14, 296–326.
Lledo, L., M. I. Gegundez, J. V. Saz, N. Bahamontes, M. Beltran (2003):
Lymphocytic choriomeningitis virus infection in a province of
Spain: analysis of sera from the general population and wild
rodents. J Med Virol 70, 273–275.
Loftis, A. D., W. K. Reeves, D. E. Szumlas, M. M. Abbassy, I. M. Helmy,
J. R. Moriarity, G. A. Dasch (2006): Population survey of Egyptian arthropods for rickettsial agents. Ann N Y Acad Sci 1078,
364–367.
Methner, U. (2001): Salmonella-Infektionen bei Heimtieren und
ihre Bedeutung für Erkrankungen des Menschen. In: Otto P., K.
Nöckler, L. Hoffmann, eds. Bundesgesundheitsblatt – Gesundheitsforschung – Gesundheitsschutz 45. Bundesinstitut für
für gesundheitlichen Verbraucherschutz und Veterinärmedizin
(BgVV), Jena: Symposium: Heimtiere als Überträger humanpathogener Infektionserreger; Teil 1 – Bakterielle Zoonosen,
175–176.
Meyer, H. M., Jr., R. T. Johnson, I. P. Crawford, H. E. Dascomb, N. G.
Rogers (1960): Central nervous system syndromes of „viral“
etiology. A study of 713 cases. Am J Med 29, 334–347.
Minton, E. J. (1990): Pasteurella pneumotropica: meningitis following
a dog bite. Postgrad Med J 66, 125-126.
Mochmann, H. (1957): The role of the field hamster (Cricetus cricetus) as of a source of infection of the swamp-field fever. Z Hyg
Infektionskr 143, 327–333.
Monis, P. T., R. H. Andrews, G. Mayrhofer, P. L. Ey (1999): Molecular
systematics of the parasitic protozoan Giardia intestinalis. Mol
Biol Evol 16, 1135–1144.
Montali, R. J., C. A. Scanga, D. Pernikoff, D. R. Wessner, R. Ward, K.
V. Holmes (1993): A common-source outbreak of callitrichid
hepatitis in captive tamarins and marmosets. J Infect Dis 167,
946–950.
Lopez-Martinez, R., T. Mier, M. Quirarte (1984): Dermatophytes isolated from laboratory animals. Mycopathologia 88, 111–113.
Moodley, A., M. Stegger, A. F. Bagcigil, K.E. Baptiste, A. Loeffler, D. H.
Lloyd, N. J. Williams, N. Leonard, Y. Abbott, R. Skov, L. Guardabassi (2006): spa typing of methicillin-resistant Staphylococcus
aureus isolated from domestic animals and veterinary staff in the
UK and Ireland. J Antimicrob Chemother 58, 1118–1123.
Löwenstein, M., A. Hönel (1999): Ektoparasiten bei Klein- und
Heimtieren, edn. Stuttgart: Enke.
Mooser, H. (1924): Experimental Studies with a spiral organism
found in a wild rat. J Exp Med 39, 589–602.
Mackie, T. J., E. N. McDermott (1926): Bacteriological and experimental observations on a case of rat-bite fever: Spirillum minus.
J Pathol Bacteriol 29, 493–495.
Moro, D., M. A. Lawson, R. P. Hobbs, R. C. Thompson (2003): Pathogens of house mice on arid Boullanger Island and subantarctic
Macquarie Island, Australia. J Wildl Dis 39, 762–771.
OPEN ACCESS
254
Mumcuoglu, Y., E. Buchheim (1983): Dermatitis caused by the tropical rat mite (Ornithonyssus bacoti) in Switzerland. Case report.
Schweiz Med Wochenschr 113, 793–795.
Nakauchi, K. (1999): The prevalence of Balantidium coli infection in
fifty-six mammalian species. J Vet Med Sci 61, 63–65.
Riley, W. A. (1919): A mouse oxyurid, Syphacia obvelata, as a parasite
of man. J Parasitol 6, 89–92.
RKI (1998): Leptospirose; Fallberichte verdeutlichen Eigenart und
Infektionsmöglichkeiten. Epidemiologisches Bulletin 2. Robert
Koch-Institut, Berlin.
Ner, Z., L. A. Ross, M. V. Horn, T. G. Keens, E. F. MacLaughlin,
V. A. Starnes, M.S. Woo (2003): Bordetella bronchiseptica infection
in pediatric lung transplant recipients. Pediatr Transplant 7,
413–417.
RKI (2002): Meldepflichtige Zoonosen 2001. Epidemiologisches
Bulletin 49. Robert Koch-Institut, Berlin.
Newcomer, C. E., J. G. Fox (2007): Zoonoses and other human
health hazards. In: Fox J. G., S. W. Barthold, M. T. Davisson, C.
E. Newcomer, F. W. Quimby, A. L. Smith. The Mouse in Biomedical Research, Vol 2 Diseases, 2nd edn. Amsterdam: Elsevier,
719–745.
RKI (2006): Zur Situation bei wichtigen Infektionskrankheiten in
Deutschland: Listeriose. Epidemiologisches Bulletin 49. RobertKoch-Institut, Berlin.
Nicklas, W., P. Baneux, R. Boot, T. Decelle, A. A. Deeny, M. Fumanelli,
B. Illgen-Wilcke (2002): Recommendations for the health monitoring of rodent and rabbit colonies in breeding and experimental units. Lab Anim 36, 20–42.
RKI (2005): Ausgewählte meldepflichtige Zoonosen 2004. Epidemiologisches Bulletin 28. Robert-Koch-Institut, Berlin.
RKI (2007a): Fallbericht: Leptospirose unter dem Bild eines Multiorganversagens nach Rattenbiss. Epidemiologisches Bulletin 9.
Robert-Koch-Institut, Berlin.
RKI (2007b): Infektionsepidemiologisches Jahrbuch meldepflichtiger Krankheiten für 2006. Robert Koch-Institut, Berlin.
Nilsson, H. O., I. S. Ouis, U. Stenram, A. Ljungh, A. P. Moran, T. Wadstrom, W. A. Al-Soud (2004): High prevalence of Helicobacter
species detected in laboratory mouse strains by multiplex PCRdenaturing gradient gel electrophoresis and pyrosequencing.
J Clin Microbiol 42, 3781–3788.
RKI (2007c): Tularämie – Zum Vorkommen in Deutschland. Epidemiologisches Bulletin Robert Koch-Institut, Berlin.
Nilsson I., I. Kornilovs'ka, S. Lindgren, A. Ljungh, T. Wadstrom (2003):
Increased prevalence of seropositivity for non-gastric Helicobacter species in patients with autoimmune liver disease. J Med
Rygg, M., C. F. Bruun (1992): Rat bite fever (Streptobacillus moniliformis) with septicemia in a child. Scand J Infect Dis 24, 535–540.
Ojukwu, I. C., C. Christy (2002): Rat-bite fever in children: case report
and review. Scand J Infect Dis 34, 474–477.
Palmer, C. J., L. Xiao, A. Terashima, H. Guerra, E. Gotuzzo, G. Saldias,
J. A. Bonilla, L. Zhou, A. Lindquist, S. J. Upton (2003): Cryptosporidium muris, a rodent pathogen, recovered from a human in
Peru. Emerg Infect Dis 9, 1174–1176.
Papini, R., A. Gazzano, F. Mancianti (1997): Survey of dermatophytes
isolated from the coats of laboratory animals in Italy. Lab Anim
Sci 47, 75–77.
Park, J. Y., C. J. Peters, P. E. Rollin, T. G. Ksiazek, C. R. Katholi, K. B.
Waites, B. Gray, H. M. Maetz, C. B. Stephensen (1997): Age distribution of lymphocytic choriomeningitis virus serum antibody in
Birmingham, Alabama: evidence of a decreased risk of infection.
Am J Trop Med Hyg 57, 37–41.
Percy, D. H., S. W. Barthold (2001): Pathology of Laboratory Rodents
& Rabbits, 2nd edn. Ames, Iowa: Iowa State University Press.
Pilaski, J., C. Ellerich, T. Kreutzer, W. Benik, B. Lewandowski, A. Lang,
I. B. Autenrieth, E. Vanek (1991): Endemic occurrence of hemorrhagic fever with renal syndrome in the Federal Republic of
Germany. Z Arztl Fortbild (Jena) 85, 869–874.
Place, E. H., L. E. Sutton (1943): Erythema athriticum epidemicum
(Haverhill fever). Arch Intern Med 54, 659–684.
Pocock, M. J., J. B. Searle, W. B. Betts, P. C. White (2001): Patterns of
infection by Salmonella and Yersinia spp. in commensal house
mouse (Mus musculus domesticus) populations. J Appl Microbiol
90, 755–760.
Pollock, C. (2003): Fungal diseases of laboratory rodents. Vet Clin
North Am Exot Anim Pract 6, 401–413.
Raether, W., H. Hanel (2003): Epidemiology, clinical manifestations
and diagnosis of zoonotic cestode infections: an update. Parasitol Res 91, 412–438.
Rothe, M., T. Rudy, P. Stankovic (2002): Treatment of bites to the
hand and wrist--is the primary antibiotic prophylaxis necessary?
Handchir Mikrochir Plast Chir 34, 22–29.
Saravanakumar, P. S., P. Eslami, F. A. Zar (1996): Lymphocutaneous
sporotrichosis associated with a squirrel bite: case report and
review. Clin Infect Dis 23, 647–648.
Schachter, M. E., L. Wilcox, N. Rau, D. Yamamura, S. Brown, C. H. Lee
(2006): Rat-bite fever, Canada. Emerg Infect Dis 12, 1301–1302.
Schmidt, S. (2001) Untersuchungen zum Vorkommen von Capillaria
hepatica und Metazestoden der Cyclophyllida bei Wildmäusen
in Deutschland. Institut für Parasitologie der Veterinärmedizinischen Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig,
Schoondermark-van de Ven, E. M., I. M. Philipse-Bergmann, J. T.
van der Logt (2006): Prevalence of naturally occurring viral
infections, Mycoplasma pulmonis and Clostridium piliforme in
laboratory rodents in Western Europe screened from 2000 to
2003. Lab Anim 40, 137–143.
Schottmüller, H. (1914): Zur Ätiologie und Klinik der Bisskrankheit.
Derm Wschr Ergänzungsh 58, 77–103.
Sebek, Z., I. Grulich, M. Valova (1987): To the knowledge of the
common hamster (Cricetus cricetus Linne, 1758; Rodentia) as
host of leptospirosis in Czechoslovakia. Folia Parasitol (Praha)
34, 97–105.
Shanson, D. C., B. G. Gazzard, J. Midgley, J. Dixey, G. L. Gibson,
J. Stevenson, R. G. Finch, J. Cheesbrough (1983): Streptobacillus
moniliformis isolated from blood in four cases of Haverhill fever.
Lancet 2, 92–94.
Shimoda, K., K. Maejima, T. Urano (1981): Enterobacter cloacae, Serratia marcescens and Yersinia enterocolitica in colonies of laboratory mice, rats and rabbits: an attempt of isolation. Jikken
Dobutsu 30, 503–505.
Shvartsblat, S., M. Kochie, P. Harber, J. Howard (2004): Fatal rat bite
fever in a pet shop employee. Am J Ind Med 45, 357–360.
Siffczyk, C. (2005) Epidemiologische Untersuchung eines gehäuften
Auftretens von Hantavirus-Infektionen. Magisterarbeit, Studiengang Public Health, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover
OPEN ACCESS
Siffczyk, C., K. Bradt, J. Dreesman (2006): Hantavirus-Erkrankungen:
Niedersächsische Fall-Kontroll-Studie zum gehäuften Auftreten in den Jahren 2004 und 2005. Epidemiologisches Bulletin 2.
Robert Koch Institut, Berlin.
Smith, A. L., F. X. Paturzo, E. P. Gardner, S. Morgenstern, G. Cameron,
H. Wadley (1984): Two epizootics of lymphocytic choriomeningitis virus occurring in laboratory mice despite intensive monitoring programs. Can J Comp Med 48, 335–337.
255
Weisbroth, S. H. (2006): Pneumocystis: newer knowledge about the
biology of this group of organisms in laboratory rats and mice.
Lab Anim (NY) 35, 55–61.
Weisbroth, S. H., E. H. Freimer (1969): Laboratory rats from commercial breeders as carriers of pathogenic pneumococci. Lab Anim
Care 19, 473–478.
(WHO) (2005): World Health Organization Expert Consultation on
Rabies (Geneva, 2004): first report, edn. Geneva: WHO Press.
Smith, K. J., H. G. Skelton, E. J. Hilyard, T. Hadfield, R. S. Moeller,
S. Tuur, C. Decker, K. F. Wagner, P. Angritt (1996): Bacillus piliformis infection (Tyzzer's disease) in a patient infected with HIV-1:
confirmation with 16S ribosomal RNA sequence analysis. J Am
Acad Dermatol 34, 343–348.
Wincewicz, E. (2002): Microbiological examination of wild rats living
in various environments in the epicoozic aspect. Electronic
Journal of Polish Agricultural Universities, Veterinary Medicine
5, http://www.ejpau.media.pl/series/volume5/issue1/veterinary/
art-04.pdf
Steffen, E. K., J. E. Wagner (1983): Salmonella enteriditis serotype Amsterdam in a commercial rat colony. Lab Anim Sci 33, 454–456.
Woldehiwet, Z. (2004): Q fever (coxiellosis): epidemiology and
pathogenesis. Res Vet Sci 77, 93–100.
Stehle, P., O. Dubuis, A. So, J. Dudler (2003): Rat bite fever without
fever. Ann Rheum Dis 62, 894–896.
Wolfs, T. F., J. A. Wagenaar, H. G. Niesters, A. D. Osterhaus (2002):
Rat-to-human transmission of Cowpox infection. Emerg Infect
Dis 8, 1495–1496.
Stone, W., R. Manwell (1966): Potential helminth infections in
humans from pet or laboratory mice and hamsters. Publ Heath
Rep 31, 647–653.
Strommenger, B., C. Kehrenberg, C. Kettlitz, C. Cuny, J. Verspohl,
W. Witte, S. Schwarz (2006): Molecular characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains from pet animals
and their relationship to human isolates. J Antimicrob Chemother 57, 461–465.
Süss, J., V. Fingerle, K. P. Hunfeld, C. Schrader, B. Wilske (2004): Tickborne human pathogenic microorganisms found in Europe and
those considered nonpathogenic. Part II: Bacteria, parasites
and mixed infections. Bundesgesundheitsblatt Gesundheitsforschung Gesundheitsschutz 47, 470–486.
Süss, J., C. Schrader (2004): Tick-borne human pathogenic microorganisms found in Europe and those considered nonpathogenic.
Part I: Ticks and Viruses. Bundesgesundheitsblatt Gesundheitsforschung Gesundheitsschutz 47, 392–404.
Swanson, S. J., C. Snider, C. R. Braden, D. Boxrud, A. Wunschmann,
J. A. Rudroff, J. Lockett, K. E. Smith (2007): Multidrug-resistant
Salmonella enterica serotype Typhimurium associated with pet
rodents. N Engl J Med 356, 21–28.
Thompson, R. C., C. S. Palmer, R. O'Handley (2007): The public health
and clinical significance of Giardia and Cryptosporidium in
domestic animals. Vet J
Wullenweber, M. (1995): Streptobacillus moniliformis--a zoonotic
pathogen. Taxonomic considerations, host species, diagnosis,
therapy, geographical distribution. Lab Anim 29, 1–15.
Wullenweber, M., J. Kaspareit-Rittinghausen, M. Farouq (1990):
Streptobacillus moniliformis epizootic in barrier-maintained
C57BL/6J mice and susceptibility to infection of different strains
of mice. Lab Anim Sci 40, 608–612.
Xiao, L., R. Fayer, U. Ryan, S. J. Upton (2004): Cryptosporidium taxonomy: recent advances and implications for public health. Clin
Microbiol Rev 17, 72–97.
Yamanishi, K., J. R. Dantas, M. Takahashi, T. Yamanouchi, K. Domae,
J. Kawamata, T. Kurata (1983): Isolation of hemorrhagic fever
with renal syndrome (HFRS) virus from a tumor specimen in a
rat. Biken J 26, 155–160.
Zaias, J., I. Rodriquez (2006): Lymphocytic Choriomeningitis Virus
outbreak in an animal facility. In: eds. Proceedings of the 57th
AALAS National Meeting Salt Lake City, USA: AALAS National
Meeting, 149; P145.
ZZA (2006): Das (fast) perfekte Heimtier. Zoologischer Zentral
Anzeiger 7. Zentralverband Zoologischer Fachbetriebe Deutschlands e.V., Langen.
Ulrich, R., H. Meisel, M. Schutt, J. Schmidt, A. Kunz, B. Klempa,
M. Niedrig, G. Pauli, D. H. Kruger, J. Koch (2004): Prevalence
of hantavirus infections in Germany. Bundesgesundheitsblatt
Gesundheitsforschung Gesundheitsschutz 47, 661–670.
Vorobjova, T., I. Nilsson, S. Terjajev, M. Granholm, M. Lyyra, T. Porkka,
T. Prukk, R. Salupere, H. I. Maaroos, T. Wadstrom, R. Uibo (2006):
Serum antibodies to enterohepatic Helicobacter spp. in patients
with chronic liver diseases and in a population with high prevalence of H. pylori infection. Dig Liver Dis 38, 171–176.
Weber, A., C. Lembke, R. Schafer (1982): The occurrence of Campylobacter jejuni in rabbits, guinea pigs, rats and mice in the laboratory animal unit. Berl Munch Tierarztl Wochenschr 95, 488–489.
Webster, J. P., G. Lloyd, D. W. Macdonald (1995): Q fever (Coxiella
burnetii) reservoir in wild brown rat (Rattus norvegicus) populations in the UK. Parasitology 110 (Pt 1), 31–35.
Weil, A. (1886): Über eine eigentümliche, mit Milztumor, Icterus und Nephritis einhergehende akute Infektionskrankheit.
Dtsche Arch Klin Med 39, 209–232.
OPEN ACCESS
Korrespondenzadresse:
André Bleich, Ph.D., Dipl. ECLAM
Institut für Versuchstierkunde und
Zentrales Tierlaboratorium
Medizinische Hochschule Hannover
Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover
Tel. 0511 532 8714, Fax 0511 532 3710
E-Mail: [email protected]

Zoonosen bei Maus und Ratte als Labor

Transcription

Similar documents

Hamburger Still-Empfehlungen

Mitteilungsblatt - Verwaltungsgemeinschaft Obermichelbach

BARF (Biologisch Artgerechte RohfÃ¼tterung) als ErnÃ¤hrungsform

Plateau #83

Virusexantheme

kapital punishment uk

campylobacter spp., yersinia spp. and salmonella spp. as zoonotic

Kryptosporidien im Kälberstall

Merkblatt zu der Berufskrankheit Nr. 3102 der Anlage

Table of Contents Agenda 2 Motion to Approve