impact de la structure et de la texture des fromages

Transcription

La digestibilité des fromages commerciaux: impact de la
structure et de la texture des fromages
Thèse
Xixi FANG
Doctorat en sciences et technologie des aliments
Philosophiae Doctor (Ph.D.)
Québec, Canada
© Xixi FANG, 2015
Résumé
La structure et la texture des aliments solides et leur évolution pendant la digestion affectent leur
désintégration et la vitesse de libération et de dégradation des protéines. Il a été démontré que la cinétique de
digestion a un impact sur l’utilisation postprandiale des protéines. D'autre part, les différentes variétés de
fromages présentent des caractères texturaux, variant de souple à ferme, selon les processus technologiques
appliqués pour leur fabrication. Ce projet vise à étudier si, et comment, la structure et la texture des fromages
affectent la désintégration et la digestion des protéines des fromages.
Des fromages commerciaux de textures différentes ont été choisis pour la première étude. Leur désintégration
et la digestion des protéines en modèle in vitro ont été caractérisées. Les résultats ont montré que la phase
gastrique de la digestion représente l’étape clef de la désintégration. La désintégration à la fin de la digestion
gastrique était corrélée négativement avec certains des paramètres texturaux du fromage initial (cohésion et
élasticité). Cependant la désintégration était aussi corrélée positivement à la teneur en lipides du fromage. La
libération et la dégradation des protéines variaient entre les fromages, en raison de leurs vitesses de
désintégration différentes. La deuxième étude a examiné l’impact des changements de texture fromagère,
induits par la réduction de la teneur en lipides du fromage seulement, sur la digestibilité des fromages de type
Cheddar et Mozzarella. En réduisant la teneur en lipides du fromage Cheddar, la digestion des protéines était
ralentie, en raison de sa désintégration plus lente. Par contre la réduction de la teneur en lipides n’influence
pas la digestion des fromages Mozzarella, en raison de la faible réduction de la teneur en lipides du fromage
qui joue un rôle limité sur la texture du fromage. La désintégration des fromages à la fin de digestion gastrique
et duodénale était non seulement corrélée négativement à la cohésion et l’élasticité du fromage initial, mais
aussi à la dureté du fromage initial. La troisième étude a vérifié l'impact du changement de la texture du
fromage durant la digestion gastrique et son impact sur la désintégration du fromage, en utilisant les fromages
de type Cheddar et Mozzarella, de composition et texture similaires, comme modèles. Dans les premières 15
min de la digestion gastrique, la contrainte de rupture (la pression nécessaire pour engendrer la rupture du
fromage) était diminuée rapidement et la désintégration était rapide pour les fromages Cheddar et Mozzarella.
De 15 à 120 min de la digestion gastrique, la contrainte de rupture était stable pour le fromage Cheddar,
tandis qu’elle était diminuée graduellement pour le fromage Mozzarella. Cependant le fromage Cheddar était
peu désintégré tandis que le fromage Mozzarella était désintégré graduellement.
Ces résultats suggèrent que certaines variétés de fromages ont des cinétiques de digestion différentes qui
influencent la digestion des protéines.
III
Abstract
Recently, the food disintegration in stomach was reported to be affected by food structure and texture and their
changes during digestion. This phenomenon should affect the kinetics of protein release and degradation in
gastro-intestinal tract, which may affect protein postprandial utilization. Cheeses, depending on their
processing parameters, have different structural and textural properties. This study aimed to understand how
cheese structure and texture affect cheese disintegration and protein digestion during digestion.
Firstly, cheese disintegration and cheese protein digestion were characterized for five commercial cheeses
presenting different textural properties induced by different technological treatments. This study aimed to
understand if cheese texture affects cheese digestibility. Results showed that gastric digestion was the critical
step in cheese disintegration. Cheese disintegration at the end of gastric digestion was correlated negatively to
cheese springiness and cohesiveness. Meanwhile cheese disintegration was also correlated positively to
cheese initial fat content. The protein release and hydrolysis rates during gastric digestion were different
among cheeses, related to their different disintegration rates. Secondly, the impact of cheese texture, induced
by fat reduction only, on the digestibility of Cheddar and Mozzarella cheeses was studied. With decreasing fat
content in Cheddar, the protein digestion slowed down explained by their slower disintegration. However, the
reduction of fat in Mozzarella cheese had no impact on cheese disintegration and protein digestion, explained
by the low fat reduction which presented limited effect on cheese texture. Cheese disintegration at the end of
gastric and duodenal digestion was correlated negatively not only to cheese cohesiveness and springiness,
but also to cheese initial hardness. Thirdly, the change of cheese texture during gastric digestion and its
further effect on cheese disintegration were studied, using Cheddar and Mozzarella cheeses presenting similar
compositional and textural properties as models. Results showed that during the first 15 min of gastric
digestion, cheeses showed a sharp decrease of fracture stress (pressure at which the sample crumbles)
meanwhile the disintegration was fast. From 15 to 120 min gastric digestion, the fracture stress of Cheddar
remained stable while Mozzarella cheese showed a slow but gradual decrease of the fracture stress. During
this time, Cheddar cheese was barely disintegrated, meanwhile the disintegration of Mozzarella was gradual.
These results suggest that some cheese varieties show different digestion kinetics that modulate the digestion
of cheese proteins.
V
Table des matières
Résumé ............................................................................................................................................................. III
Abstract.............................................................................................................................................................. V
Table des matières .......................................................................................................................................... VII
Liste des Tableaux ........................................................................................................................................... XI
Liste des Figures ............................................................................................................................................ XIII
Liste des abréviations.................................................................................................................................... XV
Remerciements ............................................................................................................................................. XIX
Avant-propos ................................................................................................................................................. XXI
Introduction générale........................................................................................................................................ 1
Chapitre 1.
Revue de la littérature............................................................................................................. 5
1.1
Les protéines alimentaires et leur valeur nutritionnelle ...................................................................... 5
1.1.1 Les protéines alimentaires et leur qualité nutritionnelle ................................................................. 5
1.1.2 L’effet de la cinétique de digestion des protéines sur leur valeur nutritionnelle ............................. 8
1.2
Les protéines du lait de vache, leurs attributs nutritionnels et leur digestion ................................... 14
1.2.1 Le lait de vache ........................................................................................................................... 14
1.2.2 Les protéines du lait de vache ..................................................................................................... 15
1.2.3 Les valeurs nutritives des protéines du lait .................................................................................. 22
1.2.4 La cinétique de digestion des protéines du lait ............................................................................ 23
1.3
La digestion gastro-intestinale de l’aliment solide ............................................................................ 28
1.3.1 La digestion buccale .................................................................................................................... 29
1.3.2 La digestion gastrique ................................................................................................................. 32
1.3.3 La digestion intestinale ................................................................................................................ 36
1.4
Le fromage et ses caractéristiques structurales et texturales .......................................................... 39
1.4.1 Le fromage et les protéines fromagères ...................................................................................... 39
1.4.2 L’aperçu de la structure et la texture du fromage et la fabrication du fromage ............................ 40
1.4.3 Les facteurs technologiques influençant la texture du fromage ................................................... 43
1.4.4 La mesure de la texture du fromage............................................................................................ 53
1.5
Les modèles de digestion existants ................................................................................................. 55
1.5.1 Les modèles statiques de digestion ............................................................................................ 59
1.5.2 Les modèles dynamiques de digestion ....................................................................................... 64
1.5.3 Résumé des paramètres de digestion utilisés dans les différents modèles ................................ 71
Hypothèse et objectifs .................................................................................................................................... 75
Chapitre 2.
Comparison of in vitro digestibility of commercial cheeses: Impact of cheese texture 77
Résumé ............................................................................................................................................................ 79
Abstract............................................................................................................................................................ 81
2.1
Introduction ...................................................................................................................................... 83
2.2
Material and methods ...................................................................................................................... 85
2.2.1 Cheeses and cheese characterization ........................................................................................ 85
2.2.2 In vitro digestion .......................................................................................................................... 86
2.2.3 Sample analysis .......................................................................................................................... 89
2.2.4 Statistical analysis ....................................................................................................................... 90
2.3
Results and discussion .................................................................................................................... 91
VII
2.3.1 Study 1: the digestion profile of cheeses at the end of oral, gastric and duodenal digestion ....... 91
2.3.2 Study 2: the kinetics of Camembert and Mozzarella cheese digestion ...................................... 100
2.3.3 Role of cheese texture on the disintegration rate ...................................................................... 102
2.4
Conclusions ................................................................................................................................... 104
2.5
Acknowledgements ........................................................................................................................ 105
Chapitre 3.
Effect of fat reduction on the digestibility of Cheddar and Mozzarella cheeses ........... 107
Résumé .......................................................................................................................................................... 109
Abstract .......................................................................................................................................................... 111
3.1
Introduction .................................................................................................................................... 113
3.2
Materials and methods ................................................................................................................... 115
3.2.1 Cheeses studied ........................................................................................................................ 115
3.2.2 Cheese texture .......................................................................................................................... 115
3.2.3 Cheese microstructure............................................................................................................... 115
3.2.4 In vitro digestion ........................................................................................................................ 116
3.2.5 Sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-page)............................... 119
3.2.6 Optical microscope .................................................................................................................... 120
3.2.7 Statistical analysis ..................................................................................................................... 120
3.3
Results and discussion .................................................................................................................. 121
3.3.1 Compositional and textural properties of cheeses ..................................................................... 121
3.3.2 Cheese disintegration and nutrients release during gastric digestion ........................................ 123
3.3.3 Cheese disintegration and nutrients release during duodenal digestion ................................... 127
3.3.4 Protein degradation ................................................................................................................... 130
3.4
Conclusions ................................................................................................................................... 133
Chapitre 4.
Effect of cheese textural change during gastric digestion on cheese disintegration .. 135
Résumé .......................................................................................................................................................... 137
Abstract .......................................................................................................................................................... 139
4.1
Introduction .................................................................................................................................... 141
4.2
Materials and methods ................................................................................................................... 143
4.2.1 Materials .................................................................................................................................... 143
4.2.2 Cheese composition and cheese texture ................................................................................... 143
4.2.3 In vitro digestion ........................................................................................................................ 145
4.2.4 Cheese fracture during digestion ............................................................................................... 148
4.2.5 Statistical analysis ..................................................................................................................... 149
4.3
Results ........................................................................................................................................... 149
4.3.1 Cheese composition and texture ............................................................................................... 149
4.3.2 Real-time viscosity of cheese chyme during gastric digestion ................................................... 150
4.3.3 Cheese fracture change during digestion .................................................................................. 151
4.3.4 Cheeses mass and nutrients retention ...................................................................................... 153
4.4
Discussion ...................................................................................................................................... 159
4.4.1 Physicochemical parameters affecting cheese disintegration during gastric digestion .............. 159
4.4.2 Experimental data modeling ...................................................................................................... 161
4.5
Conclusions ................................................................................................................................... 162
Conclusion et perspectives .......................................................................................................................... 165
Bibliographie ................................................................................................................................................. 171
VIII
Annexe 1 Les informations supplémentaires pour le chapitre 2 .............................................................. 187
IX
Liste des Tableaux
Tableau 1-1. Les besoins en acides aminés essentiels chez le bébé, l’enfant et l’adulte. .................................. 6
Tableau 1-2 La digestibilité fécale, la digestibilité iléale et l’indice PDCAAS des protéines alimentaires
communes. .......................................................................................................................................................... 8
Tableau 1-3 La composition en acides aminés1 des protéines principales du lait. ............................................ 17
Tableau 1-4 La structure secondaire des principales protéines laitières. .......................................................... 22
Tableau 1-5 Les enzymes protéolytiques principales dans le système digestif chez l’humain.......................... 38
Tableau 1-6 La texture des fromages Cheddar qui contiennent entre 13 et 34 % de matières grasses. .......... 44
Tableau 1-7 Les paramètres texturaux du fromage mesurés par l’Analyse du Profil de Texture. ..................... 54
Tableau 1-8 Les modèles de digestion développés pour les produits laitiers et non laitiers. ............................ 58
Tableau 1-9 Les paramètres de modèle TIM-1 pour la digestion gastro-intestinale du fromage. ..................... 69
Tableau 1-10 Les caractères des modèles communs de digestion statiques et dynamiques. .......................... 70
Tableau 1-11 Les constituent et leurs concentrations des jus digestifs artificiels (buccale, gastrique et
duodénale). ....................................................................................................................................................... 73
Table 2-1 Composition of commercial cheeses................................................................................................. 86
Table 2-2 Texture profile analysis (TPA) of commercial cheeses. .................................................................... 93
Table 2-3 The differences of cheese digestion values in simulated gastro-intestinal environments with and
without enzymes. .............................................................................................................................................. 96
Table 2-4 Kendall Tau b correlation between cheese disintegration and cheese initial textural parameters and
cheese initial chemical compositional properties............................................................................................... 97
Table 3-1 Chemical compositional properties of regular and reduced fat Cheddar and Mozzarella cheeses . 122
Table 3-2 Texture profile of regular and reduced fat Cheddar and Mozzarella cheeses ................................. 122
Table 3-3 Kendall Tau b correlation between cheese disintegration and cheese initial textural parameters and
cheese initial chemical compositional properties............................................................................................. 125
Table 4-1 Composition of light Cheddar and Mozzarella cheeses. ................................................................. 149
Table 4-2 Textural properties of light Cheddar and Mozzarella cheeses measured at 37°C. ......................... 150
Table 4-3 Modified power exponential model parameters describing cheese digestion kinetics during gastric
digestion. ......................................................................................................................................................... 154
Table 4-4 Modified power exponential model parameters comparison between cheeses and other food
products. ......................................................................................................................................................... 162
XI
Liste des Figures
Figure 1-1 Évolution de la concentration des AAs dans le plasma après l’ingestion des protéines du lait (TMP),
des caséines (MC) et des protéines sériques (MSPI). ...................................................................................... 10
Figure 1-2 Les mécanismes de la satiété induits par l’ingestion des protéines. ................................................ 12
Figure 1-3 Le modèle de la structure de la micelle de caséine. ........................................................................ 19
Figure 1-4 La structure de la β-lactoglobuline. .................................................................................................. 20
Figure 1-5 La structure de l’α-lactalbumine. ...................................................................................................... 20
Figure 1-6 La représentation schématique de la structure de l’α-lactalbumine (a) et sa digestion au cours du
temps mesurée par SDS-page (b). ................................................................................................................... 24
Figure 1-7 L’évolution de la concentration des acides aminés dans le plasma lors de l’ingestion de lait cru (A),
lait chauffé (B), gel acide (C), gel acide mixte (D), gel présure chauffé (E) et gel présure sans chauffage (F). 27
Figure 1-8 La digestion gastro-intestinale chez l’humain. ................................................................................. 29
Figure 1-9 La distribution de la taille des particules alimentaires après la mastication chez l’humain. ............. 31
Figure 1-10 Anatomie de l’estomac. .................................................................................................................. 32
Figure 1-11 La désintégration et la digestion des protéines de l’aliment solide chez l’humain. ........................ 34
Figure 1-12 Anatomie de l’intestin grêle. ........................................................................................................... 37
Figure 1-13 Schéma de la fabrication des fromages. ........................................................................................ 43
Figure 1-14 La microstructure des fromages Cheddar qui contiennent 34 % (A), 32% (B), 27% (C), 21 % (D) et
13 % (E) de matières grasses. .......................................................................................................................... 45
Figure 1-15 La microstructure du fromage Cottage, mesurée par la microscopie confocale laser.................... 47
Figure 1-16 La microstructure du caillé du fromage Mozzarella après le filage (à gauche) et après 1 jour de
stockage (à droite). ........................................................................................................................................... 49
Figure 1-17 Les réactions physico-chimiques influençant la texture du fromage affiné en surface par exemple
le fromage Camembert...................................................................................................................................... 52
Figure 1-18 La microstructure du fromage Mozzarella après 7 (à gauche) et 14 (à droite) jours de stockage à 4
°C. ..................................................................................................................................................................... 53
Figure 1-19 L’évolution de la pression s’opposant à la compression du fromage durant une Analyse du Profil
de Texture typique. ........................................................................................................................................... 55
Figure 1-20 Les applications principales des modèles de digestion gastro-intestinale. .................................... 56
Figure 1-21 Le modèle de digestion ayant but de mesurer la libération d’ingrédients ciblés. ........................... 60
Figure 1-22 Le modèle de digestion gastrique développé pour étudier la libération des ingrédients ciblés. ..... 61
Figure 1-23 Schéma du modèle de digestion gastrique en considérant les forces de contraction appliquées sur
l’aliment au sein de l’estomac. .......................................................................................................................... 62
Figure 1-24 L’exemple de la force sporadique générée dans le système de digestion. .................................... 62
Figure 1-25 La désintégration des carottes crue et cuite au cours de la digestion gastrique in vitro. ............... 64
Figure 1-26 Le modèle DGM (dynamic gastric model). ..................................................................................... 65
Figure 1-27 Le modèle HGS (humain gastric simulator). .................................................................................. 66
Figure 1-28 Le modèle TIM-1 utilisé pour la digestion des fromages. ............................................................... 68
Figure 1-29 Le modèle normalisé statique de digestion. ................................................................................... 73
Figure 2-1 Schematic representation of the in vitro digestion model used in this study. ................................... 88
Figure 2-2 The disintegration (a), fat release (b) and protein release (c) of cheeses varying in texture after in
vitro digestion with (black bars)/without enzymes (grey bars). .......................................................................... 92
XIII
Figure 2-3 The protein degradation during in vitro gastro-intestinal digestion for Camembert (a), aged Cheddar
(b), young Cheddar (c), Smear cheese (d) and Mozzarella (e) cheeses. ........................................................ 100
Figure 2-4 The disintegration (a), protein release (b) and protein degradation (c) profiles for Camembert and
Mozzarella cheese during in vitro gastro-intestinal digestion. ......................................................................... 102
Figure 3-1 The custom mixing geometry that was used in cheese digestion model. ....................................... 117
Figure 3-2 Scanning electron micrograph of regular Cheddar (C), reduced fat Cheddar (LC), regular
Mozzarella (M) and reduced fat Mozzarella (LM) cheeses. ............................................................................. 123
Figure 3-3 Cheese disintegration (a) and nutrients release (fat (b) and protein (c)) at the end of gastric and
duodenal digestion without (grey bars) and with enzymes (black bars). ......................................................... 124
Figure 3-4 Fat and the protein dispersion of Cheddar cheese at the end of gastric digestion (without enzymes
a, with enzymes b) and at the end of duodenal digestion (without enzymes c, with enzymes d). ................... 130
Figure 3-5 The composition of cheese proteins that remained insoluble at the end of oral (O), gastric (G) and
duodenal (D) digestion with enzymes. ............................................................................................................. 131
Figure 3-6 The composition of released proteins from Cheddar cheese during gastro-intestinal digestion
without (left)/with enzymes (right). ................................................................................................................... 133
Figure 4-1 Visual observations of the initial cheese samples after 90% compression. ................................... 150
Figure 4-2 Real-time viscosity throughout in vitro gastric digestion. ................................................................ 151
Figure 4-3 Cheese fracture change after immersing cheese samples in gastric juice for 0 (G0), 15 (G15), 30
(G30), 60 (G60) and 120 min (G120), measured using the uniaxial compression test. ................................... 152
Figure 4-4 The stress-strain curves of Mozzarella after soaking cheese samples in gastric juices for 0 (G0), 15
(G15), 30 (G30), 60 (G60) and 120 min (G120). ............................................................................................. 153
Figure 4-5 Cheese mass retention ratio during gastric digestion. ................................................................... 155
Figure 4-6 Cheese fat retention ratio during gastric digestion. ........................................................................ 156
Figure 4-7 Cheese protein retention ratio during gastric digestion. ................................................................. 157
Figure 4-8 Cheese water holding capacity during digestion. ........................................................................... 158
XIV
Liste des abréviations
AAs
Acides aminés/amino acids
DGM
Modèle dynamique de la digestion gastrique/dynamic gastric model
DICASS
Indice des acides aminés essentiels digestibles /digestible indispensable amino acid score
GI
Gastro-intestinal/gastric intestinal
HGS
Simulateur de la digestion gastrique humaine/human gastric simulator
IMC
Indice de masse corporelle/body mass index
PDCAAS
Indice d’acide aminé corrigé pour la digestibilité de la protéine/protein digestibility corrected
amino acid score
SDS-page
Électrophorèse en gel de polyacrylamide contenant du dodécysulfate de sodium/Sodium
dodecyl sulphate polyacrylamide gel electrophoresis
SHIME
Simulateur de l’écosystème microbienne intestinale/Simulator of the human intestinal
microbial ecosystem
TIM-1
Modèle TNO1 intestinal/TNO1 intestinal model
TPA
Analyse du profil de texture/Texture profile analysis
XV
Je dédie cette thèse à mes parents et mon
époux. Pour leur patience, pour leur
confiance, et pour leurs encouragements.
XVII
Remerciements
Je tiens à exprimer mes profonds remerciements à ma directrice de thèse, Dre Sylvie Turgeon, pour son
excellent encadrement tout au long de ma thèse. J’ai apprécié son œil critique et sa sérieuse attitude
scientifique qui m'aident beaucoup à structurer et améliorer la qualité de ce travail. Grâce à sa patience et ses
encouragements, j’ai affronté les moments difficiles de ce doctorat.
Je tiens à remercier Dr Michel Britten d’avoir fait pré-lecture de cette thèse. Vos critiques m’ont été très
précieuses pour améliorer la qualité de cette thèse. Un grand merci aussi pour votre disponibilité et votre
extrême efficacité! J’adresse aussi mes sincères remerciements au Dr Yves Arcand et Dr Ismail Fliss, pour
avoir accepté d’être l’évaluateur de cette thèse et pour avoir contribué à l’amélioration de la qualité de ma
thèse par vos conseils scientifiques judicieux.
J'aimerais également remercier mon co-directeur, Dr Steve Labrie, pour ses conseils et critiques apportés tout
au long de ma thèse, qui ont été nécessaires pour la réussite de ce projet. Je suis très honorée de vous avoir
eu comme mon co-directeur de thèse.
Mon doctorat n'aurait pu être complété sans l'appui constant de Dre Laurie-Eve Rioux. Je la remercie
grandement pour ses conseils pertinents durant toute ma thèse. Je la remercie pour les nombreux échanges.
Merci mille fois pour votre patience face à mes nombreuses questions.
Je tiens à remercier les professionnels de recherche, en particulier Diane Gagnon, avec qui il me fut agréable
de travailler. Merci pour votre support technique nécessaire à la réalisation de mes expérimentations.
Une pensée spéciale à tous mes collègues passés et présents, spécifiquement tous les collègues dans
l’équipe de Dre Sylvie Turgeon. Un grand merci pour vos conseils scientifiques présentés lors de nos réunions
d'équipe, qui m’aident à améliorer la qualité de mon travail.
Je remercie spécialement mes parents et mon époux HuZhang. Leur encouragement, leur compréhension,
leur patience et surtout leur amour ont facilité grandement la réalisation de ce projet de recherche.
En terminant, je tiens à remercier ‘Canadian Agri-Science Clusters Initiative. *Dairy Farmers of Canada,
Agriculture and Agri-Food Canada and the Canadian Dairy Commission’ et ‘Ministère de l'Enseignement
supérieur, de la Recherche, de la Science et de la Technologie’ pour leur soutien financier pour ce programme
de recherche.
XIX
Je voudrais exprimer mes remerciements à toutes les personnes sans qui la réalisation de ce projet n'aurait
pas été possible.
XX
Avant-propos
Cette thèse est divisée en 7 sections. Les trois premières sections sont rédigées en français : 1) l'introduction
générale, 2) la revue de littérature, 3) l'hypothèse et les objectifs de ce projet. La revue de littérature présente :
les protéines alimentaires et leur valeur nutritionnelle; les protéines du lait de vache, leur attributs nutritionnels
et leur digestion; la digestion gastro-intestinale des aliments solides; la structure et la texture des fromages; et
un résumé des modèles de digestion existants.
Ensuite, le cœur de cette thèse est composé de trois chapitres (chapitres 2 - 4) écrits en anglais. Ces trois
chapitres présentent les résultats sous forme d’articles scientifiques. L’article 1 (chapitre 2), intitulé
‘Comparison of in vitro digestibility of commercial cheeses: Impact of cheese texture’, caractérise la
désintégration et la digestion des protéines de fromages commerciaux ayant des textures différentes, induites
par différents traitements technologiques appliqués durant la fabrication fromagère. L’article 2 (chapitre 3),
intitulé ‘Effect of fat reduction on the digestibility of Cheddar and Mozzarella cheeses’, évalue l’impact de la
texture du fromage, induite par la réduction de la teneur en lipides, sur la désintégration et la digestion des
protéines des fromages Cheddar et Mozzarella. L’article 3 (chapitre 4), intitulé ‘Effect of cheese texture change
during digestion on cheese disintegration’, quantifie le changement textural des fromages Cheddar et
Mozzarella (de composition et texture initiales similaires) durant la digestion gastrique. L’effet du changement
textural des fromages sur la désintégration du fromage a été également déterminé. Pour ces 3 articles, j’ai
contribué à ces travaux en réalisant les expérimentations en laboratoire et la rédaction des articles. Dre Sylvie
Turgeon, Dr Steve Labrie et Dre Laurie-Eve Rioux ont fourni leur soutien scientifique lors des décisions
expérimentales, de l’analyse des données et de la rédaction. Pour l’article 1, une partie des pré-tests (la
fabrication des particules fromagères) ont été réalisés avec l’aide de Diana Buchner Sanchez, assistante de
recherche dans l’équipe de Dre Sylvie Turgeon. Pour l’article 2, la caractérisation des phases insolubles
(solides totaux, composition des protéines) a été réalisée par Mélanie Henry, assistante de recherche dans
l’équipe de Dre Sylvie Turgeon.
La section 7, la bibliographie, liste toutes les références citées dans cette thèse.
XXI
Introduction générale
Les protéines dans l’aliment fournissent l’azote et les acides aminés essentiels pour l’humain, contribuant à
maintenir le bon fonctionnement de l’organisme. La valeur nutritionnelle des protéines est souvent évaluée par
leur composition en acides aminés essentiels et leur digestibilité. Plusieurs études ont montré que la cinétique
de digestion des protéines joue un rôle important sur l’utilisation postprandiale des protéines. La cinétique de
digestion des protéines modifie la libération des éléments nutritifs dans l’intestin tels que l’azote, les acides
aminés essentiels et les peptides de faible poids moléculaire (bioaccessibilité), et leur apparition dans le sang
(biodisponibilité). Cela pourrait affecter la réponse anabolique postprandiale des protéines et certaines
réponses physiologiques tel que l’effet de satiété induit par les protéines (Boirie & Léger-Guist’hau 2011;
Dangin et al. 2002; Dangin et al. 2003; Lacroix et al. 2006).
La cinétique de digestion des protéines varie selon de nombreux facteurs notamment leur composition, leur
structure et l’environnement gastro-intestinal. De plus en plus de résultats convergent vers l’établissement
d’un lien entre les caractéristiques de la matrice alimentaire et la cinétique de digestion des protéines
(Feunteun et al. 2013; Parada & Aguilera 2007; Rinaldi et al. 2014; Rioux & Turgeon 2012; Turgeon & Rioux
2011). Par exemple, le traitement du lait à ultra-haute température accélère la cinétique de digestion protéique
(Lacroix et al. 2008), probablement à cause des modifications de l’organisation des protéines dans le lait
induites par le traitement thermique appliqué (Guyomarc'h et al. 2003; Kim et al. 2007; Reddy et al. 1988). La
plupart des travaux utilisent les aliments liquides et semi-liquides afin d’étudier l’impact de la matrice
alimentaire sur la cinétique de digestion des protéines (Gaudichon et al. 1994; Rinaldi et al. 2014; Rioux &
Turgeon 2012). Jusqu’à maintenant une seule étude a montré que l’apparition des acides aminés dans le
plasma était largement ralentie après l’ingestion d’un aliment solide (gel laitier obtenu par la présure)
comparativement aux aliments liquides (lait) et semi-liquides (gel laitier obtenu par l’acide), tel qu’expliqué par
une vidange gastrique très lente des aliments solides (Feunteun et al. 2013). Par ailleurs, on constate qu’une
matrice compacte et dure (aliment solide) pourrait limiter l’accessibilité des protéines de l’aliment aux enzymes
digestives (Morris & Gunning 2008).
Cependant, la plupart des études dans la littérature considèrent l’évolution de la matrice alimentaire durant la
digestion gastro-intestinale comme une ‘boite noire’, même si le changement de la matrice alimentaire durant
la digestion pourrait jouer un rôle important sur la digestion. Par exemple, les protéines de lactosérum sont
plus résistantes à l’action de la pepsine que les caséines (Miranda & Pelissier 1983; Modler 1985; Reddy et al.
1988). Néanmoins, la précipitation des caséines au sein de l’estomac augmente la viscosité du bolus résultant
en une vidange gastrique plus lente et conséquemment une apparition des acides aminés dans le plasma
retardée, tandis que les protéines sériques sont solubles et rapidement digérées (Lacroix et al. 2006). Pour les
1
aliments solides, la déstructuration de la matrice alimentaire durant la digestion, qui devrait aussi affecter la
cinétique de digestion des protéines, a été de plus en plus étudiée ces 5 dernières années (Chen et al. 2011;
Jalabert-Malbos et al. 2007; Kong et al. 2011; Kong & Singh 2008a; Lentle & Janssen 2011b). Suite à leur
ingestion, l’aliment solide doit être brisé au cours des étapes buccale et gastrique de la digestion
(désintégration) (Kong & Singh 2008a). Les nutriments (matières grasses, protéines et glucides) sont ensuite
dissous dans la phase aqueuse, ce qui favorise leur accessibilité aux enzymes digestives. Par ailleurs, la
désintégration lente de l’aliment solide devrait ralentir la digestion des protéines dans l’intestin dû à une
rétention gastrique plus longue. Seulement le liquide et les petites particules (< 1-2 mm) peuvent sortir de
l’estomac vers le duodénum (Dressman 1986).
La désintégration est un processus spécifique pour l’aliment solide. Ce processus est défini comme le bri de
l’aliment solide en petits morceaux/particules par les forces physiques appliquées pendant la digestion. La
désintégration de l’aliment solide commence par la mastication dans la bouche. La taille des particules
alimentaires après la mastication dépend de la structure et la texture de l’aliment. Elle varie entre 0,82 et 3,04
mm (Jalabert-Malbos et al. 2007). La désintégration de l’aliment solide se continue dans l’estomac, réalisée
par la force de contraction de l’estomac (Kong & Singh 2009). La cinétique de désintégration au sein de
l’estomac reste largement inconnue. Kong et Singh (2009) ont suivi la cinétique de désintégration de
différentes catégories d’aliments solides (viandes rouges, noix, fruits, produits de boulangerie et produits frits),
afin d’étudier leurs mécanismes de désintégration spécifique. Ils ont proposé que la cinétique de
désintégration au cours de la digestion gastrique est déterminée par les forces internes dans la matrice de
l’aliment responsables de sa structure et de sa texture (Kong & Singh 2009). Durant la digestion gastrique, la
désintégration pourrait être accélérée par les changements structuraux et texturaux des aliments induits par
l’absorption d’eau, l’hydrolyse acide et les réactions enzymatiques (Kong & Singh 2009). Néanmoins, ces
auteurs n’ont pas exploré quels caractères structuraux et texturaux de l’aliment étaient liés aux forces
maintenant la matrice alimentaire. Ces forces ont été représentées simplement par la fermeté de l’aliment
(Kong & Singh 2009). Une meilleure connaissance du processus de désintégration de l’aliment et son impact
sur la cinétique de digestion des protéines est nécessaire. Ces connaissances sont importantes pour prédire
la bioaccessibilité des protéines dans les aliments solides, ainsi que leur utilisation postprandiale.
Le fromage est un produit laitier traditionnel qui fournit à l’individu des protéines de haute qualité. Néanmoins,
la cinétique de digestion des protéines dans le fromage reste inconnue, même si la digestion des protéines a
été étudiée pour le lait et le yogourt (Dupont et al. 2010c; Lacroix et al. 2006; Rinaldi et al. 2014; Rioux &
Turgeon 2012). Le fromage possède une matrice complexe constituée par les caséines, dans laquelle les
matières grasses, le sérum, les minéraux, les cellules bactériennes et les cellules de levures se retrouvent
(Fox & McSweeney 2004). La texture du fromage est un des paramètres les plus importants influençant les
2
préférences du consommateur (Davis 1965). Les différents fromages présentent des caractères texturaux
variant de souple à ferme selon le processus technologique appliqué pour leur fabrication (Foegeding et al.
2003; Gunasekaran & Ak 2003a). Plusieurs des étapes du procédé technologique de la fabrication fromagère,
tels que le chauffage du lait, la coagulation, l’égouttage, le filage (fromage à pâte filée seulement), le salage, le
moulage et l’affinage, modifient la composition du fromage et l’arrangement des macronutriments dans celui-ci
(Gunasekaran & Ak 2003a; Lucey et al. 2003). Les propriétés structurales et texturales des fromages
pourraient affecter la cinétique de désintégration du fromage et la digestion des protéines.
Le but de ce projet de thèse est d’évaluer l’impact de la structure et la texture des fromages commerciaux sur
la désintégration du fromage et la digestion des protéines et d’élucider les mécanismes sous-jacents. Par
ailleurs, l’évolution de la texture du fromage au cours de la digestion et son effet sur le processus de la
désintégration seront étudiés. Ces travaux permettront de prédire la bioaccessibilité des protéines dans les
fromages qui devrait affecter l’efficacité de l’utilisation postprandiale des protéines.
3
Chapitre 1.
1.1
Revue de la littérature
Les protéines alimentaires et leur valeur nutritionnelle
1.1.1 Les protéines alimentaires et leur qualité nutritionnelle
Les acides aminés (AAs) sont essentiels pour le bon fonctionnement de l’organisme. Les AAs sont les
substrats du métabolisme énergétique, et les précurseurs de molécules de signalisation par exemple du
monoxyde d’azote. Ensuite et surtout, les AAs sont les monomères des protéines corporelles et fonctionnelles
(hormones, enzymes) de l’être humain, qui participent à presque toutes les activités métaboliques d’un
organisme. Les AAs agencés par les liaisons peptidiques (CO - NH) forment les chaines polypeptidiques qui
constituent la structure primaire des protéines. Chaque chaine polypeptidique est repliée sous l’effet de
liaisons hydrogène pour constituer la structure secondaire. Les régions latérales dans la chaine polypeptidique
sont liées par différents types de liaison (hydrophobe, ionique, de Van der Waals et ponts disulfures) pour
constituer la structure tertiaire ou tridimensionnelle. Enfin, l’association de plusieurs chaines polypeptidiques
repliées constitue un complexe protéique (structure quaternaire). Chaque structure est propre à chaque
protéine et elle participe aux fonctions biologiques assumées pour l’organisme.
Plus de 300 AAs ont été découverts, mais seulement 20 d’entre eux qualifiés d’AAs standards et sont
communément retrouvés dans la plupart des protéines. Ces 20 AAs sont tous nécessaires à la fois pour la
biosynthèse des protéines humaines et les autres processus métaboliques. À peu près la moitié de ces 20
AAs peuvent être synthétisés à partir de l’azote par les êtres humains, mais les autres, dits essentiels ou
indispensables, doivent provenir de l’alimentation. Les AAs essentiels sont la lysine, la méthionine, la
phénylalanine, l’histidine, l’isoleucine, la leucine, la thréonine, le tryptophane et la valine (Yoshida 1990). La
tyrosine et la cystéine ne sont pas des AAs essentiels, mais leur synthèse dépend de la phénylalanine et de la
méthionine, respectivement.
Les protéines dans l’aliment constituent la source la plus importante d’azote et d’AAs essentiels. Ceux-ci sont
nécessaires pour compenser la perte quotidienne de l’azote requise pour maintenir les tissus corporels,
synthétiser les protéines supplémentaires pour la croissance, et assurer les autres fonctions nonprotéinogènes, par exemple l’effet satiétogène qui régule la prise alimentaire. Il est estimé que 0,66 g d’apport
en protéines est nécessaire par jour par kg du poids d’un humain adulte sain (Rand et al. 2003). La qualité
nutritionnelle des protéines est la capacité des protéines alimentaires ingérées à répondre aux besoins
nutritionnels chez l’humain (Harper 1981). Généralement, la qualité nutritionnelle des protéines est évaluée
5
par leur composition en AAs essentiels et leur digestibilité. La composition en AAs essentiels détermine
l’efficacité d’une protéine alimentaire à participer à la synthèse protéique des individus. Seules les protéines
contenant tous les AAs essentiels en quantité suffisante correspondant aux besoins réels d’un organisme
peuvent être totalement utilisées pour la synthèse des protéines. Si les protéines alimentaires ont une teneur
insuffisante en un ou plusieurs AAs essentiels, les autres AAs sont utilisés comme une source d’énergie. Les
besoins réels en AAs essentiels ont été déterminés et ils sont résumés dans le Tableau 1-1 pour les
différentes catégories d’âge. Le besoin de chaque acide aminé essentiel par l’humain est calculé selon la
formule suivante (Tome 2012; WHO/FAO/UNU 2007):
Le besoin de chaque acide aminé essentiel (mg⁄g protéine) =
Le besoin en cet acide aminé (mg acide aminé⁄kg poids⁄jour)
Le besoin moyen en protéine (g protéine⁄kg poids⁄jour)
En général, les protéines de l’œuf et du lait contiennent les AAs en proportion répondant idéalement aux
besoins réels d’un organisme humain, ce qui n’est pas le cas des protéines du poisson et de la volaille (Linder
1991). Les protéines végétales et les protéines de céréales sont toutes déficientes en un ou plusieurs AAs
essentiels (Bender 2008; Linder 1991). Les protéines végétales ont une teneur insuffisante en méthionine et
par voie de conséquences en cystéine, puisque la cystéine est synthétisée à partir de la méthionine (Bender
2008). Les protéines de céréales sont souvent déficientes en lysine.
Tableau 1-1. Les besoins en acides aminés essentiels chez le bébé, l’enfant et l’adulte.
Tiré intégralement de Tome (2012).
La digestibilité des protéines alimentaires est un autre indicateur important pour évaluer la qualité nutritionnelle
des protéines. Seulement la partie de la protéine qui est complètement digérée peut contribuer à l’azote et aux
AAs essentiels pour répondre aux besoins des individus. Dans un contexte pratique, la digestibilité des
protéines est mesurée de 3 façons : la digestibilité fécale, la digestibilité iléale, l’indice PDCAAS (Protein
digestibility corrected amino acid score), et l’indice DIAAS (Digestible indispensable amino acid score) (FAO
2013; Schaafsma 2000; Schaafsma 2012; Tome 2012). La digestibilité fécale est calculée comme le
pourcentage de protéine ingérée qui n’est pas retrouvée dans les fèces, ce qui représente la fraction de la
protéine ingérée retenue dans l’organisme humain. La digestibilité iléale est calculée comme le pourcentage
6
de protéine qui ne se retrouve pas dans le côlon, et ce terme permet de mieux représenter la fraction de la
protéine ingérée qui participe à la synthèse protéique postprandiale comparativement à la digestibilité fécale,
en raison des actions des bactéries de côlon. En effet, en fin de digestion intestinale, la plupart des AAs
libérés sont absorbés au niveau jéjunal et iléal, et ensuite dirigés vers le plasma sanguin afin de participer à la
synthèse protéique (digestibilité iléale). Pour les AAs qui ne sont pas absorbés, une partie des AAs peut être
catabolisée et utilisée par la flore microbienne du côlon. Le reste des AAs, qui ne peut pas être utilisé par les
bactéries, se retrouve finalement dans les fèces. Par ailleurs, ce n’est pas tout l’azote retrouvée dans les fèces
qui provient de la protéine ingérée. De l’azote d’origine microbienne peut aussi être présente dans les fèces et
affecter la valeur de la digestibilité fécale. L’indice PDCAAS, proposé par FAO/WHO (1990), tient compte de la
composition en AAs essentiels et de la digestibilité des protéines. La formule de l’indice PDCAAS est:
PDCAAS (%) =
mg d′un des AAs essentiels dans 1g de protéine testée
× digestibilité fécale (%) × 100
mg du même acide aminé dans 1g de protéine recommandée
Après avoir fait le calcul de l’indice PDCAAS pour chacun des AAs essentiels dans la protéine testée, la plus
faible valeur est utilisée comme l’indice PDCAAS de la protéine alimentaire testée. Si l’indice PDCAAS de la
protéine est < 100, il y a au minimum 1 acide aminé essentiel insuffisant par rapport au besoin de l’humain.
L’indice PDCAAS ≥ 100 indique qu’il n'y a pas de limitation des AAs essentiels. La méthode de l’indice
PDCAAS permet de prédire la capacité des protéines alimentaires à couvrir le besoin en AAs essentiels chez
les individus. Néanmoins, la méthode de l’indice PDCAAS présente encore certaines limitations (Gilani 2012;
Schaafsma 2012). L’indice PDCAAS est d’abord calculé pour chacun des AAs essentiels et la plus faible
valeur est utilisée comme l’indice PDCAAS de la protéine. C’est-à-dire, les autres AAs de la protéine, qui ne
présentent pas la plus faible valeur de l’indice PDCAAS, ne peuvent pas être reflétés par l’indice PDCAAS de
la protéine. Par ailleurs, la digestibilité fécale est utilisée pour calculer l’indice PDCAAS, mais pas la
digestibilité iléale qui reflète mieux l’absorption des AAs à participer la synthèse des protéines. Récemment, la
FAO (2013) a recommandé de remplacer l’indice PDCAAS par une nouvelle approche plus précise, soit
l’indice DIAAS. La formule de l’indice DIAAS est :
DICASS (%) =
mg d′ un des AAs essentiels dans 1g de protéine testée
× digestibilité iléale réele (%) × 100
mg du même acide aminé dans 1g de protéine recommandée
L’indice DICASS est calculé pour chacun des AAs essentiels dans la protéine testée, afin de mieux
représenter la qualité des protéines. Les digestibilités fécales et iléales et l’indice PDCAAS des protéines
alimentaires communes ont été résumés dans le Tableau 1-2. En général, les protéines végétales présentent
des valeurs de l’indice PDCAAS plus faibles que celles d’origine animale (Tableau 1-2) (Vachon et al. 1986).
Comme indiqué dans le Tableau 1-2, les protéines d'origine animale, comme celles de l’œuf, des produits
7
laitiers et de la viande, ont suffisamment d’AAs essentiels pour le groupe d’adulte, tandis que la lysine est
insuffisante dans les protéines du riz et du blé. La protéine de soja, même si elle est d’origine végétale,
présente un indice PDCAAS de 99 % chez l’adulte. Selon les données fournies par FAO/WHO (1990), la
valeur de l’indice PDCAAS de la protéine de soja est de 91 % (Schaafasma 2000). Chez les jeunes enfants,
les valeurs de l’indice PDCAAS des protéines alimentaires sont généralement plus faibles que celles
déterminées chez les adultes, parce que le besoin en AAs est plus élevé chez les enfants que chez les
adultes (Tableau 1-1). La digestibilité des protéines peut aussi être influencée par plusieurs facteurs, par
exemple, la composition du régime alimentaire, la structure de la protéine, la capacité d’absorption des AAs
par le plasma, etc.
Tableau 1-2 La digestibilité fécale, la digestibilité iléale et l’indice PDCAAS des protéines
alimentaires communes.
Tiré intégralement de Tome (2012).
La qualité nutritionnelle des protéines est affectée par leur composition en AAs essentiels et leur digestibilité.
Récemment, l’impact de la cinétique de digestion des protéines sur leur utilisation postprandiale a été
démontré (Boirie et al. 1997; Dangin et al. 2001; Dangin et al. 2002; Dangin et al. 2003; Hall et al. 2003;
Lacroix et al. 2006). La cinétique de digestion des protéines influence les cinétiques d’apparition de l’azote et
des AAs essentiels dans l’intestin (bioaccessibilité) et dans le plasma (biodisponibilité). Ces phénomènes
affectent la réponse anabolique postprandiale des protéines ingérées et les réponses physiologiques des
protéines, comme par exemple, la satiété.
1.1.2 L’effet de la cinétique de digestion des protéines sur leur valeur
nutritionnelle
Lors de leur ingestion, les protéines sont hydrolysées en peptides et en AAs dans le système digestif de
l’organisme humain à l’aide des enzymes protéolytiques présentes dans l’estomac, le pancréas et l’intestin. Ce
processus constitue la digestion des protéines.
8
1.1.2.1
L’effet de la cinétique de digestion sur l’anabolisme protéique postprandial
La cinétique de digestion des protéines influence la cinétique de mise à disposition des AAs dans le tissu, qui
affecte l’anabolisme postprandial des protéines (Boirie & Léger-Guist’hau 2011; Dangin et al. 2001; Dangin et
al. 2003). L’exemple de deux types de protéines laitières, les caséines et les protéines sériques, montre bien
l’impact de la cinétique de digestion sur la réponse anabolique protéique. Les caséines sont digérées
lentement au niveau gastro-intestinal (GI) (protéine lente), en raison de leur coagulation au sein de l’estomac
qui conduit à une vidange gastrique lente. Les protéines de lactosérum solubles dans les conditions
stomacales sont rapidement digérées (protéines rapides). L’apparition des AAs dans le plasma était plus
rapide après l’ingestion de protéines sériques qu’après l’ingestion des caséines, avec une assimilation totale
rapide en 3 heures (Figure 1-1). La synthèse postprandiale de protéines était significativement plus élevée
après l’ingestion des caséines qu’après l’ingestion des protéines de lactosérum chez les sujets adultes
(Lacroix et al. 2006). Selon Lacroix et al. (2006), ce résultat s’explique par le fait qu’une absorption trop rapide
des AAs défavorise l’utilisation postprandiale de ces AAs. Par contre, chez les sujets âgés, une assimilation
rapide des AAs favorise l’anabolisme postprandial des protéines (Dangin et al. 2003), car la synthèse de
protéines musculaires suite à l’ingestion de protéines est diminuée (Cuthbertson et al. 2005; Guillet et al.
2004; Volpi et al. 2000). Chez ces derniers, le bilan protéique est souvent négatif, du fait des défauts de
synthèse ou de mobilisation amplifiée des réserves corporelles (Sugama et al. 2003). Un contrôle de la
cinétique de l’apparition des AAs, réalisé par la modulation de la cinétique de digestion des protéines chez
l’humain, contribue à la prévention de la perte de protéines corporelles qui survient souvent chez la population
âgée (Dangin et al. 2003).
9
Figure 1-1 Évolution de la concentration des AAs dans le plasma après l’ingestion des protéines
du lait (TMP), des caséines (MC) et des protéines sériques (MSPI).
Tirée intégralement de Lacroix et al. (2006).
AA : acide aminé; IAA : acide aminé indispensable; BCAA : acide aminé branché;
DAA : acide aminé non indispensable.
1.1.2.2
L’impact de la cinétique de digestion sur l’effet satiétogène des protéines
La cinétique de digestion des protéines a un effet important sur les fonctions physiologiques des protéines
telles que la satiété. L’effet satiétogène des protéines peut contribuer à la prévention du surpoids, de l’obésité
et des maladies chroniques associées, par exemple, le diabète de type II et les maladies cardiovasculaires.
1.1.2.2.1
La satiété protéique et son importance dans le champ d’application
clinique
Le surpoids et l'obésité sont les états d'un individu ayant un excès de poids. Le surpoids est souvent
représenté par un indice de masse corporelle (IMC, kg/m2) supérieur à 25 kg/m2 et inférieur à 30 kg/m2, alors
que l’obésité est définie par un IMC supérieur à 30 kg/m2, selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS) et
Santé Canada. L’IMC est l’indice le plus utilisé pour classer le poids corporel selon le risque pour la santé,
calculé comme ratio du poids de l’individu / (la taille de l’individu)2 (OMS 2003).
10
Le surpoids et l’obésité sont des problèmes majeurs de santé publique. Au Canada et dans les autres pays
industrialisés, un nombre croissant d’individus affectés par le surpoids et l’obésité a été constaté au cours des
20 dernières années. L’OMS a estimé qu’il y avait plus d’un milliard d’adultes en surpoids dans le monde
entier, et au moins 300 millions d’adultes étaient obèses en 2000 (OMS 2003). Le surpoids et l’obésité sont
associés au risque de présenter de nombreuses maladies chroniques, comme les maladies cardiovasculaires,
le diabète de type II et certains types de cancer (Guh et al. 2009; Lavie et al. 2009; Poirier & Després 2003;
Schlienger 2010; Schlienger et al. 2009), qui ont des conséquences économiques importantes (ACD 2009;
OMS 2003; Raine 2004) et la prévention du surpoids et de l’obésité doit d’être prise en compte dans la
politique de santé publique.
Le surpoids et l’obésité sont induits par une accumulation excessive de masse adipeuse liée à un apport
excessif d’énergie : l’énergie apportée par les aliments ingérés est très supérieure à l’énergie dépensée par
les activités physiques (Raine 2004). En plus de la diminution des activités physiques, une prise inadéquate et
en excès des aliments a joué un rôle majeur sur l’augmentation du surpoids, de l’obésité et des maladies
associées au cours de ces 20 dernières années. La connaissance et le contrôle de la satiété est une des
stratégies pour diminuer la prise alimentaire. La satiété est une sensation physiologique développée lors de
l’ingestion de nourriture, qui inhibe l’appétit et la consommation alimentaire (Blundell 1991; Blundell 1999).
Après le repas, l’état de satiété diminue au cours du temps, lorsque les nutriments absorbés ne suffisent plus
au besoin métabolique de l’organisme. L’intensité et la durée de l’état de satiété influencent la quantité
d’aliments ingérés, et l’intervalle de temps entre deux prises alimentaires. Par conséquent, l’apport
énergétique peut en être affecté.
La sensation de satiété diffère selon l’ingestion de différents macronutriments contenant la même quantité de
calories. Les protéines présentent un effet satiétogène plus élevé que la matière grasse et les glucides
(Anderson & Moore 2004; Astrup 2005; Geliebter et al. 1984; Holt et al. 1995; Marmonier et al. 2000;
Westerterp-Plantenga et al. 1999; Yancy et al. 2004). Par ailleurs, les protéines exercent une sensation de
satiété plus longue par rapport aux glucides et aux matières grasses (Marmonier et al. 2000). L’impact des
protéines sur la prévention du surpoids et de l’obésité a été démontré in vivo (Fromentin et al. 2011; Lejeune
et al. 2005; Skov et al. 1999). La réduction du poids chez des sujets obèses était plus importante quand le
repas était riche en protéine (12 % vs 25 % des calories totales provenant de l’aliment). Ces repas contenaient
la même quantité de calories et le même niveau de matières grasses (30 % des calories totales provenant de
l’aliment) (Skov et al. 1999). Par ailleurs, l’ingestion de protéines additionnelles a limité la reprise du poids
après une réduction de 5 % - 10 % chez les sujets en surpoids et obèses. Ceci a été expliqué par l’effet
satiétogène des protéines (Lejeune et al. 2005).
11
1.1.2.2.2
Les mécanismes de la satiété protéique
La sensation de satiété est induite par les protéines via de nombreux signaux. Le mécanisme de la sensation
de satiété des protéines n’est pas encore complètement compris. Les hypothèses proposées ont été
résumées par Fromentin et sont présentées dans la Figure 1-2 (Fromentin et al. 2011).
Figure 1-2 Les mécanismes de la satiété induits par l’ingestion des protéines.
Tirée intégralement de Fromentin et al. (2011).
AA : acides aminés; CCK : Cholécystokinine; GLP-1 : Glucagon Like Peptide-1; PYY :
Peptide YY; 5-HT : sérotonine.
Premièrement, suite à l’ingestion de protéines, le volume du contenu gastrique augmente du fait de la
présence de l’aliment ingéré et du jus gastrique sécrété (L'Heureux-Bouron et al. 2004). Le signal
volumétrique gastrique est transmis au cerveau et produit un signal de rassasiement (Powley & Phillips 2004).
Par ailleurs, la concentration de ghréline dans l’estomac, hormone qui signale la faim et favorise la prise
alimentaire, serait diminuée suite à l’ingestion de protéines. L’inhibition de la production de ghréline dure plus
longtemps suite à l’ingestion de protéines (protéines laitières, protéines de soja, gluten) qu’après l’ingestion de
glucides (AlAwar et al. 2005; Blom et al. 2006; Bowen et al. 2006a; Bowen et al. 2006b). Ce phénomène est
une des hypothèses permettant d'expliquer que l’effet satiétogène des protéines est plus important que celui
des glucides. Par contre, l’effet des protéines ingérées sur le changement de la concentration de ghréline
reste controversé, car des études ont conduit à des résultats contraires (Erdmann et al. 2003).
12
Deuxièmement, les protéines ingérées sont hydrolysées en peptides et en AAs au cours de la digestion GI.
Les AAs résultant de cette hydrolyse sont ensuite absorbés dans le plasma au niveau de l’intestin. La
présence des peptides et des AAs, dans l’intestin et dans le plasma, induirait la sécrétion des hormones qui
signalent la sensation de satiété (cholécystokinine, sérotonine, peptide-1 et peptide YY). Ces hormones
induisent la réduction de l’appétit et diminuent la prise alimentaire, par leur action au niveau du tronc cérébral
via le nerf vague, ou via le flux sanguin au niveau de l’hypothalamus et du tronc cérébral (Berthoud 2008; Choi
et al. 2001; Darcel et al. 2005b; Harper & Peters 1989; Mellinkoff et al. 1956). Certains peptides spécifiques,
comme le caséinomacropeptide, ont un effet sur l’activation de la synthèse de la cholécystokinine (Pedersen
et al. 2000). Certains AAs particuliers, comme le tryptophane et la tyrosine, présentent un rôle spécifique sur
le développement de la sensation de satiété parce qu’ils sont les précurseurs de neuromédiateurs inhibant
l’appétit (Fromentin et al. 2011; Latham & Blundell 1979). Le tryptophane par exemple, est le précurseur de la
sérotonine, qui est un médiateur connu pour inhiber la sensation de l’appétit (Latham & Blundell 1979). Ceci
pourrait expliquer l’effet satiétogène important de l’α-lactalbumine, qui est riche en tryptophane
(Nieuwenhuizen et al. 2009; Veldhorst et al. 2009).
Troisièmement, les AAs dans le plasma sont oxydés pour la synthèse de protéines corporelles postprandiales.
L’oxydation des AAs augmente la dépense énergétique qui en conséquence pourrait développer une
sensation de satiété plus importante (Westerterp-Plantenga et al. 1999). Chez l’humain, la protéine a un effet
thermogène postprandial plus élevé que les aux autres macronutriments (Westerterp-Plantenga 2008).
Quatrièmement, plusieurs circuits neuronaux pourraient être activés au cours de l’ingestion des protéines afin
de diminuer l’appétit (Berthoud 2002; Darcel et al. 2005a; Faipoux et al. 2008). L’action de certains neurones
tels les neurones GABAergiques, qui favorisent la prise alimentaire, pourrait être inhibée suite à l’ingestion des
protéines. Certains AAs, surtout les AAs branchés comme la leucine, peuvent inhiber l’activité d’une enzyme
(AMPK) et activer l’enzyme mTOR. Ces actions conduisent à la production des signaux qui jouent un rôle sur
la réduction de la prise diététique, par exemple le pro-opiomélanocortine (Cota et al. 2006; Ropelle et al.
2008).
1.1.2.2.3
L’effet de la cinétique de digestion sur l’effet satiétogène des protéines
Bien que la capacité rassasiante des protéines ait été déterminée, toutes les protéines n’exercent pas le
même niveau de satiété. En plus de la composition en protéines, la cinétique de digestion des protéines
pourrait affecter le développement de la sensation de satiété. Tel que mentionné dans la section précédente,
la cinétique de digestion des protéines affecte les cinétiques d’apparition des AAs dans le tube intestinal et
dans le plasma. La présence des peptides et d’AAs, dans l’intestin et dans le plasma, joue un rôle important
13
sur la production des signaux qui contrôlent la prise alimentaire (Fromentin et al. 2011; Hall et al. 2003). L’effet
de la cinétique de digestion des protéines sur la satiété postprandiale a été démontré par plusieurs études.
Les protéines principales du lait, les caséines et les protéines de lactosérum, représentent 80 % et 20 % des
protéines totales, respectivement (Amiot et al. 2002). Au cours de la digestion, les caséines coagulent au sein
de l’estomac alors que les protéines de lactosérum sont solubles. Ainsi, la vidange gastrique des caséines est
plus lente par rapport aux protéines de lactosérum (Boirie et al. 1997; Dangin et al. 2001). La mise à
disposition des AAs est donc plus rapide et plus massive après l’ingestion des protéines de lactosérum
qu’après l’ingestion des caséines. L’effet satiétogène des protéines de lactosérum était donc plus important
par rapport aux caséines, et ainsi la prise alimentaire ad libitum était significativement plus petite 90 min après
l’ingestion des protéines de lactosérum qu’après une ingestion équivalente de caséines (Hall et al. 2003).
L’effet satiétogène de la protéine de poisson blanc est plus élevé que celle du poulet et de la viande maigre,
dû à leurs profils d’apparition des AAs dans le plasma (Uhe et al. 1992). Lang et al. (1999) ont montré que les
niveaux postprandiaux de glucose et d’insuline dépendaient de la vitesse de vidange gastrique des différentes
protéines (albumine de l’œuf, caséine, protéine de soja, protéine du haricot et gluten de blé). Par contre, dans
une autre étude de ces auteurs (1998), l’effet satiétogène de ces protéines était similaire de même que
l’apport énergétique dans les 24 heures suivant l’ingestion de ces protéines.
Ces études suggèrent que la cinétique de digestion des protéines qui affecte la cinétique d’apparition des AAs
dans l’intestin et dans le plasma pourrait jouer un rôle majeur sur l’anabolisme postprandial et la régulation de
la prise alimentaire. La connaissance des mécanismes précis de la digestion des protéines est nécessaire
pour prédire l’efficacité de l’utilisation postprandiale des protéines ingérées.
1.2
Les protéines du lait de vache, leurs attributs nutritionnels
et leur digestion
1.2.1 Le lait de vache
Le lait de vache est un liquide sécrété par les glandes mammaires de la vache laitière. C’est un aliment de
haute valeur nutritionnelle qui fournit environ 55 nutriments essentiels à l’humain en quantités relativement
importantes (Amiot et al. 2002).
Le lait est constitué principalement d’eau (~87,5 %). Les autres constituants majeurs dans le lait sont : les
glucides (~4,6 %), les matières grasses (~3,7 %), les matières azotées (~3,3 %) et les minéraux (~0,8 %). Les
autres constituants du lait, tels que les enzymes, les vitamines, et les pigments, sont présents en quantités
14
plus faibles (Amiot et al. 2002). Les glucides sont majoritairement composés de lactose (~99 %). Les autres
glucides, tels que le glucose et le galactose, sont retrouvés en faible quantité et en provenance de l’hydrolyse
du lactose. Le lactose est soluble dans l’eau du lait (Amiot et al. 2002; Fox 2009). Les matières grasses se
composent principalement de triglycérides (~98 %), de phospholipides (~1 %) et de composés insaponifiables
(~1 %) tels que le cholestérol et le β-carotène (Amiot et al. 2002; MacGibbon & Taylor 2006). Les matières
grasses sont en émulsion dans le lait sous forme globulaire. La dimension des globules varie de 0,1 à 20 µm.
La taille moyenne des globules de matières grasses est de 3 à 4 µm (Amiot et al. 2002). Les minéraux du lait
se composent principalement de potassium (1500 mg/kg du lait), de calcium (1180 mg/kg du lait), de
phosphore (896 mg/kg du lait), de sodium (445 mg/kg du lait), de magnésium (105 mg/kg du lait) et de chlore
(9598 mg/kg du lait) (Amiot et al. 2002; Lucey & Horne 2009). Les minéraux dans le lait se retrouvent soit sous
forme ionisée et soluble dans l’eau du lait, soit sous forme colloïdale dans les protéines du lait (micelles de
caséines) (Amiot et al. 2002; Lucey & Horne 2009). Les protéines sont la substance azotée la plus importante
dans le lait. Au total, 95 % de l'azote se retrouve dans les protéines du lait. Les substances azotées non
protéiques sont des protéoses peptones et de l’urée.
1.2.2 Les protéines du lait de vache
Les protéines du lait peuvent être classées en deux catégories selon leur solubilité et leur stabilité dans l’eau
du lait : les caséines et les protéines de lactosérum. Les caséines sont en suspension colloïdale (agrégats
moléculaires de dimension variant de 10 nm à 1 µm) sous forme micellaire. Les protéines de lactosérum sont
en solution (particules dont le diamètre varie de 1 nm à 10 nm) (Amiot et al. 2002).
1.2.2.1
Les caséines
Les caséines représentent ~80 % des protéines dans le lait. Leur point isoélectrique moyen est de 4,65. Les
caséines sont sous forme micellaire dans le lait, avec une taille variant entre 100 et 500 nm. La taille moyenne
des micelles est environ de 180 nm.
Dans les micelles, il y a 4 caséines principales : caséine αs1 (40 %), caséine αs2 (10 %), caséine β (35 %) et
caséine κ (12 %). Il existe aussi la caséine γ provenant de l’hydrolyse de la caséine β par la plasmine, qui est
une enzyme protéolytique naturellement présente dans le lait. La composition en AAs des caséines est
présentée dans le Tableau 1-3. Les caséines αs1, αs2, β et κ possèdent pas ou peu de cystéine, qui permet la
formation du pont disulfure. La structure secondaire des caséines est présentée dans le Tableau 1-4. La
structure tertiaire des caséines αs1, αs2, β, κ fait encore l’objet de discussion. Les modèles proposés de la
structure tertiaire des caséines ne sont pas présentés en détail dans la présente thèse. La caséine β comporte
des segments hydrophobes formés par les enchaînements proline-proline et proline-un acide aminé-proline,
15
ce qui favorise l’instauration d’interactions hydrophobes entre protéines. Ces zones sont aussi les zones
d’ancrage pour les enzymes digestives (Cayot & Lorient 1998). La caséine κ comporte des feuillets β (20 -25,
29 – 34, 39 – 45) qui sont proéminents, ce qui conduit à la formation des interactions hydrophobes avec les
caséines αs1, αs2 et β (Cayot & Lorient 1998).
16
Tableau 1-3 La composition en acides aminés1 des protéines principales du lait.
Caséines
Protéines de lactosérum
Acides aminés
αs1
αs2
β
κ
β-lac2
α-lac3
Hydrophobes :
Glycine
9
2
5
2
3
6
Alanine
9
8
5
15
14
3
Valine
11
14
19
11
10
6
Leucine
17
13
22
8
22
13
Isoleucine
11
11
10
13
10
8
Proline
17
10
35
20
8
2
Phénylalanine
8
6
9
4
4
4
Tryptophane
2
2
1
1
2
4
Méthionine
5
4
6
2
4
1
Cystine4
0
2
0
2 ou 0
4
8
7
4
4
4
11
9
24
25
18
13
16
8
Aspartique
8
14
5
7
5
12
Glutamine
15
15
21
14
9
5
Sérine
8
6
11
12
7
7
Sérine-P2
8
11
5
1
0
0
Cystéine (-SH)
0
0
0
0 ou 2
1
0
Thréonine
5
15
9
14
8
7
Tyrosine
10
12
4
9
4
4
Lysine
14
24
11
9
15
12
Arginine
6
6
4
5
3
1
Histidine
5
3
5
3
2
3
Total
199
207
209
169
162
123
Hydrophiles :
Aspartique
Acide
glutamique
Tiré intégralement d’Amiot et al. (2002).
1 Les données sont exprimées en nombre de moles de résidus d’acides aminés par mole de
protéines.
2 β-lac : β-lactoglobuline.
3 α-lac : α-lactalbumine.
4 La cystine résulte de l’union de deux cystéines par un pont disulfure.
17
La structure de la micelle de caséine n’est pas complètement comprise. Certaines études ont proposé que la
micelle de caséine était constituée de sous-micelles reliées par les ponts phosphate de calcium (Amiot et al.
2002; Cayot & Lorient 1998; Walstra 1999). Au sein de la sous-micelle, les caséines αs1 et β formaient un
cœur hydrophobe, et les caséines αs1, αs2, et κ formaient la partie externe de la micelle plus hydrophile. Mais
maintenant, le modèle dit ‘structure ouverte’ semble mieux correspondre aux observations réalisées en
diffraction des rayons X aux petits angles et en microscopie électronique (Marchin et al. 2007; McMahon &
Oommen 2013; McMahon & Oommen 2008). Selon ce modèle, les interactions entre les caséines et le
phosphate de calcium micellaire conduisent à la formation de ‘nanoclusters’. Les caséines αs permettent des
interactions entre plusieurs ‘nanoclusters’ via des ponts calciques. Ce phénomène provoque l’agrégation des
‘nanoclusters’ afin de former un réseau tridimensionnel ouvert, soit la micelle de caséines. De plus, les forces
électrostatiques et la présence de molécules d’eau entre les molécules de caséines stabilisent aussi ce réseau.
Les localisations des caséines dans la micelle sont liées à leur propriété d’hydratation et celle-ci est associée
à leur composition en AAs. Par exemple, la caséine β est la caséine la plus hydrophobe du fait de sa teneur
élevée en AAs hydrophobes par exemple la proline. La Figure 1-3 illustre le modèle qualifié ‘structure ouverte’
de la structure de la micelle de caséine.
18
Figure 1-3 Le modèle de la structure de la micelle de caséine.
Tirée intégralement de McMahon et Oommen (2008).
1.2.2.2
Les protéines de lactosérum
Les protéines du lactosérum représentent ~20 % des protéines totales du lait. Les deux principales protéines
du lactosérum sont la β-lactoglobuline (~55 %) et l’α-lactalbumine (~22 %). Les immunoglobulines (~13 %),
l'albumine sérique bovine (~7 %) et la lactoferrine (~4 %) sont les autres protéines du lactosérum. La
composition en AAs des protéines du lactosérum est présentée dans le Tableau 1-3.
La β-lactoglobuline est la plus importante des protéines du lactosérum, en proportion. Son point isoélectrique
est 5,1. La β-lactoglobuline comporte deux ponts disulfures intramoléculaires formés à l’aide des 4 cystéines
dans la chaine polypeptidique de la β-lactoglobuline. La structure secondaire de la β-lactoglobuline comporte
des feuillets β en très grande proportion (Tableau 1-4). La structure tertiaire de la β-lactoglobuline est très
compacte et stable, en raison de l’empilement des feuillets β en compactage βαβ (une hélice α 130 - 140 se
19
situe entre deux feuillets β : 115 - 124 et 145 - 150). Les résidus de cystéine renforcent la structure tertiaire de
la β-lactoglobuline par les ponts disulfures formés. Cette structure compacte et stable permet probablement à
la β-lactoglobuline de rester parfois intacte après la digestion gastrique chez l’humain (Guo et al. 1995;
Miranda & Pelissier 1983; Sawyer 2013). La structure de la β-lactoglobuline est présentée dans la Figure 1-4.
Figure 1-4 La structure de la β-lactoglobuline.
Tirée intégralement de Brownlow et al. (1997).
L’α-lactalbumine est une métalloprotéine parce qu’elle possède un cation enfoui dans sa structure soit le Ca2+.
L’α-lactalbumine possède 8 cystéines qui permettent la formation de 4 ponts disulfures. Les résultats obtenus
sur la structure secondaire et tertiaire de l’α-lactalbumine restent en conflit. Selon les résultats les plus récents,
le cœur hydrophobe de l’α-lactalbumine est constitué de 4 hélices α. Les 2 feuillets β parallèles sont exposés
vers le solvant. La structure tridimensionnelle de l’α-lactalbumine est plus lâche que celle de la βlactoglobuline. La structure proposée de l’α-lactalbumine est présentée dans la Figure 1-5. Le point
isoélectrique de l’α-lactalbumine est 4,8.
Figure 1-5 La structure de l’α-lactalbumine.
Tirée intégralement de Pettersen et al. (2004).
20
Les immunoglobulines sont des glycoprotéines qui présentent des activités d’anticorps. Il y a 5
immunoglobulines : G1, G2, A, M et E. Toutes ces protéines présentent une structure commune en forme de
‘Y’. Cette structure est composée de 4 sous-unités : 2 chaines légères et 2 chaines lourdes. Les points
isoélectriques des immunoglobulines varient de 5,5 à 8,3.
L'albumine sérique bovine possède 34 cystéines qui permettent la formation de 17 ponts disulfures
intramoléculaires. Sa structure secondaire est présentée dans le Tableau 1-4. La structure tertiaire proposée
de l'albumine sérique bovine comporte plusieurs sous-unités sphériques. Il est supposé que la structure de
l’albumine sérique bovine soit moins compacte que celle de la β-lactoglobuline, probablement parce que les
résidus cystéines très éloignés sur la séquence de résidus d’AAs de l’albumine sérique bovine ne peuvent pas
être reliés par les ponts disulfures. L’albumine sérique bovine est probablement associée au transport de
différentes substances par exemple les acides gras insolubles. Ces acides gras sont probablement
l’explication de la résistance de l’albumine sérique bovine à la dénaturation thermique.
La lactoferrine est porteuse de Fe3+ et elle est stable quand les ions ferriques sont présents. La lactoferrine
bovine possède 36 cystéines qui permettent la formation de 18 ponts disulfures. La structure secondaire de la
lactoferrine est présentée dans le Tableau 1-4. La structure tertiaire de la lactoferrine comporte deux lobes.
Chaque lobe englobe un Fe3+ en son sein. Le point isoélectrique de la lactoferrine se situe entre 8,4 et 9 et
celle-ci porte une charge globale positive dans le lait.
21
Tableau 1-4 La structure secondaire des principales protéines laitières.
Protéines laitières
Caséine αs1
Caséine αs2
Caséine β
Caséine κ
β-lactoglobuline
α-lactalbumine
Immunoglobulines
Albumine sérique bovine
Lactoferrine
Type de structure
secondaire
Pourcentage des résidus
d’AAs constituant ce type
de structure secondaire
Hélices α
13 % - 15 %
Feuillets β
22 % - 27 %
Courbures β
34 % - 45 %
Fait encore l’objet de discussion
Hélices α
7 % - 13 %
Feuillets β
13 % - 33 %
Courbures β
20 % - 30 %
Hélices α
10 % - 20 %
Feuillets β
20 % - 30 %
Courbures β
15 % - 25 %
Hélices α
10 % - 15 %
Feuillets β
43 % - 50 %
Courbures β
15 % - 20 %
3 hélices α; 2 régions de hélice 310; 1 feuillet β
antiparallèle
Références
Byler et al. (1988);
Kumosinski et al. (1991)
Farrell Jr et al. (2009);
Hoagland et al. (2001);
Garnier et al. (1978)
Farrell Jr et al. (2001);
Byler et al. (1988);
Kumosinski et al.
(1993b); Qi et al. (2004);
Qi et al. (2005)
Kumosinski et al.
(1993a); Mckenzie et
Wake (1961); Farrell Jr et
al. (2003)
Townend et al. (Townend
et al.); Timasheff et Susi
(1966); (1966)
Pettersen et al. (2004)
Une famille hétérogène des protéines qui peuvent être classifiées en 5 catégories
Hélices α
58 % - 86 %
Feuillets β
4 % maximum
Courbures β
5 % maximum
Hélices α
22 % - 25 %
Feuillets β
18 % - 20 %
Courbures β
6 % - 15 %
Pancoska et Keiderling
(1991); Pancoska et al.
(1991)
Pancoska et Keiderling
(1991); Pancoska et al.
(1991)
AAs : acides aminés.
1.2.3 Les valeurs nutritives des protéines du lait
Le lait et les produits laitiers sont des sources importantes de protéines. Les protéines dans le lait représentent
environ 25 % des matières solides dans le lait. Les protéines du lait sont connues par leur haute valeur
nutritionnelle. Comme indiqué précédemment, les protéines laitières sont une excellente source d’AAs. Plus
22
de 40 % des AAs dans les protéines laitières sont des AAs essentiels. En plus, les protéines laitières sont
remarquables en nutrition humaine en raison de leur haute digestibilité (digestibilité iléale, 95 - 97 %, Tableau
1-2). Les protéines laitières peuvent être facilement digérées et absorbées, pour les activités métaboliques
des protéines postprandiales par exemple la synthèse des protéines (muscles, enzymes, etc.) et la satiété.
Par ailleurs, certaines des protéines laitières peuvent libérer certains peptides, au cours de la digestion, qui
présentent des activités biologiques telles que les activités antihypertensive et immunomodulatrice. La
cinétique de digestion est un autre facteur important affectant l’efficacité et l’orientation de l’utilisation
métabolique des protéines. L’impact de la cinétique de digestion des protéines du lait sur l’anabolisme
protéique et sur la satiété a été présenté précédemment. Une digestion protéique trop rapide (protéines
sériques) a un effet négatif sur la synthèse postprandiale des protéines par rapport à la digestion des caséines
chez les jeunes adultes (Lacroix et al. 2006). Mais, ces protéines sériques qui sont rapidement digérées,
présentent un effet satiétogène plus important par rapport aux protéines dites ‘lentes’ telles que les caséines
(Hall et al. 2003). Néanmoins, le mécanisme de la cinétique de digestion des protéines laitières n’est pas
encore complètement compris.
1.2.4 La cinétique de digestion des protéines du lait
La digestion des protéines commence dans l’estomac et continue dans l’intestin. La cinétique de digestion des
protéines varie selon de nombreux facteurs tels que la quantité et la composition de l’aliment ingéré, la
composition et la structure des protéines, l’environnement GI (ex. pH gastrique, enzymes protéolytiques), etc.
En plus des différences entre individus, les références ont démontré que la composition des protéines laitières,
les traitements technologiques appliqués durant la transformation du lait (traitement thermique et fermentation),
le type de matrice laitière (lait vs. yogourt vs. fromage) font varier la cinétique de digestion des protéines, dû à
des modifications de microstructure, de structure et de texture de l’aliment.
1.2.4.1
L’impact de la composition des protéines sur la cinétique de digestion
Les cinétiques d’hydrolyse protéique sont différentes pour les différentes protéines laitières. La caséine β peut
être rapidement hydrolysée par les enzymes digestives telles que la pepsine (enzyme protéolytique de
l’estomac) et la trypsine (enzyme protéolytique de l’intestin) en utilisant un modèle de digestion in vitro.
Cependant la β-lactoglobuline est très résistante en raison de sa structure native globulaire compacte (Figure
1-4) qui limite l’accessibilité aux enzymes (Guo et al. 1995; Inglingstad et al. 2010; Mandalari et al. 2009).
L’hydrolyse de l’α-lactalbumine par la pepsine est corrélée à son changement de conformation durant la
digestion gastrique (Miranda et al. 1989). L’α-lactalbumine peut être hydrolysée par la pepsine en grands
fragments peptidiques correspondants au dépliement de l’α-lactalbumine dans un environnement acide
(Figure 1-6) (Fontana et al. 1997; Miranda et al. 1989).
23
Figure 1-6 La représentation schématique de la structure de l’α-lactalbumine (a) et sa digestion
au cours du temps mesurée par SDS-page (b).
Tirée intégralement de Fontana et al. (1997).
Les conditions de la digestion ont été : pH 2, ratio pepsine : protéine 1 : 750, NaCl
0,1M.
Après la digestion, les fragments protéiques produits par l’hydrolyse de l’αlactalbumine ont été isolés par chromatographie. Les fragments protéiques isolés ont
été identifiés par l’analyse quantitative des acides aminés.
À l’inverse de la digestion des protéines dans un modèle in vitro, la cinétique de digestion est plus lente pour
les caséines par rapport aux protéines de lactosérum chez l’humain, dû au changement de structure des
caséines au sein de l’estomac (Boirie et al. 1997; Hall et al. 2003). Les caséines coagulent dans
l’environnement acide, ce qui augmente la viscosité du bolus, tandis que les protéines sériques restent
solubles. La vidange gastrique des caséines a donc été plus lente par rapport à celle des protéines sériques.
L’apparition des AAs dans le plasma a été plus lente pour les caséines que pour les protéines sériques
(Lacroix et al. 2006). En fait, plusieurs chercheurs ont proposé que l’évolution de la matrice alimentaire au
cours de la digestion devrait jouer un rôle important sur la cinétique de digestion (Barbé et al. 2014; Chen et al.
2013; Feunteun et al. 2013; Kong & Singh 2008a; Lentle & Janssen 2010). Néanmoins, la plupart des études
dans la littérature considèrent l’évolution de la matrice alimentaire pendant la digestion comme une ‘boite noire’
et elle a été peu documentée.
1.2.4.2
L’impact des traitements technologiques sur la cinétique de digestion
Tel que mentionné dans le paragraphe précédent, les caséines sont en suspension dans le lait sous forme de
micelles tandis que les protéines de lactosérum sont en solution. Ces propriétés structurales des protéines du
24
lait peuvent être modifiées par les traitements appliqués durant la transformation du lait (en lait
UHT/pasteurisé, en yogourt, en fromage).
1.2.4.2.1
Le traitement thermique
Les protéines sériques sont plus sensibles aux enzymes protéolytiques après le traitement thermique (Guo et
al. 1995; Reddy et al. 1988). La β-lactoglobuline, par exemple, qui est extrêmement résistante aux enzymes à
l’état natif, peut être hydrolysée par la pepsine ou la trypsine après un traitement thermique (90 - 100 °C, 5 10 min) (Guo et al. 1995). L’augmentation de la sensibilité des protéines sériques aux enzymes est due aux
modifications de leur conformation suite au traitement thermique. La chaleur provoque la rupture des
interactions de faible énergie qui stabilisent la structure secondaire/tertiaire des protéines sériques (Iametti et
al. 1996). La structure tridimensionnelle des protéines sériques devient ouverte et par conséquent
l’accessibilité des protéines sériques aux enzymes augmente (Guo et al. 1995).
Le chauffage d’un mélange de caséines et de protéines sériques tel que celui retrouvé dans le lait affecte la
digestion des protéines. Une pasteurisation du lait (82 °C, 30 s) a accéléré la digestion de la β-lactoglobuline
dans un modèle de digestion in vitro (Dupont et al. 2010c), dû aux modifications de sa conformation qui
augmentent son accessibilité aux enzymes protéolytiques (Kim et al. 2007; Reddy et al. 1988). Par contre, les
caséines deviennent plus résistantes à la digestion protéique suite au chauffage du lait (Almaas et al. 2006;
Chatterton et al. 2004; Dupont et al. 2010c). Lors du traitement thermique, la β-lactoglobuline s’agrège à la
surface des micelles de caséines par des ponts disulfures formés entre la β-lactoglobuline et la caséine κ. Par
ailleurs, les interactions hydrophobes entre les protéines sériques dénaturées et les caséines αs2 et κ
favorisent aussi la formation de ces agrégats. Les protéines sériques dénaturées protègent les caséines des
activités protéolytiques et par conséquent la digestion des caséines peut être retardée.
Lacroix et al. (2008) ont démontré qu’un traitement UHT du lait (140 °C, 10 s) améliore la synthèse
postprandiale des protéines suite à la digestion du lait chez l’humain. Plusieurs hypothèses ont été proposées
pour expliquer ce résultat : 1) la digestion des protéines sériques serait accélérée suite au traitement
thermique du lait initiant le changement structural des protéines sériques, 2) la vitesse de digestion des
protéines du lait UHT devrait être similaire à celle des caséines natives en raison de la fixation des protéines
sériques à la surface des caséines et 3) le traitement thermique du lait provoquerait une dissolution des
protéines de la structure micellaire de caséines et la formation des petits agrégats de protéines (Anema &
Klostermeyer 1997; Guyomarc'h et al. 2003). Le coagulum de caséines au sein de l’estomac devrait être en
arrangement plus lâche quand le lait est chauffé, ce qui pourrait augmenter la sensibilité des protéines aux
enzymes (Lacroix et al. 2008). Les petits agrégats protéiques induits par le chauffage du lait devraient être
plus accessibles aux enzymes que les caséines coagulées (Lacroix et al. 2008). Une autre étude in vivo a
25
démontré que les concentrations maximales/moyennes des AAs essentiels dans le plasma n’étaient pas
significativement plus hautes après l’ingestion du lait chauffé (90 °C, 10 min) qu’après l’ingestion du lait cru,
même si la digestion de la β-lactoglobuline était accélérée suite au traitement thermique du lait (Barbé et al.
2013). Dans cette étude, des cochonnets ont été utilisés comme le modèle de digestion.
1.2.4.2.2
L’acidification
L’acidification du lait est un traitement largement utilisé durant la fabrication de yogourt et de fromage. Elle
joue un rôle important sur la structure des produits laitiers associée au changement de la structure des
micelles de caséines. Une diminution du pH (de 6,7 à 5,0) provoque l’agrégation des micelles de caséines qui
s’explique par une neutralisation des charges négatives présentes à la surface des micelles de caséines. En
même temps, le calcium intramicellaire est dissous progressivement ce qui déstructure les micelles de
caséines. Quand le pH est abaissé jusqu’à 4,65, soit le point isoélectrique des caséines, les agrégats des
micelles de caséines déstructurées sont réarrangés. Enfin, un gel alimentaire est formé.
La gélification acide du lait retarde la cinétique de digestion des protéines en raison du changement de la
structure de l’aliment au niveau macroscopique. La mise à disposition des AAs dans le plasma était plus
tardive après l’ingestion du yogourt (gel acide) par rapport au lait, en utilisant le cochonnet comme modèle de
digestion (Gaudichon et al. 1994). Ce ralentissement est probablement dû à l’augmentation de la viscosité lors
de la formation du gel acide, qui induit une vidange gastrique retardée.
1.2.4.2.3
Gélification par la présure
La présure est un mélange d’enzymes protéolytiques qui est souvent ajouté durant la fabrication de certains
des fromages (Brûlé et al. 2009). La présure hydrolyse la caséine κ au lien 105-106 et libère le
glycomacropeptide (partie hydrophile) et la paracaséine (partie hydrophobe). Les paracaséines peuvent être
liées entre elles par les liaisons hydrophobes, ce qui conduit à une agrégation des micelles de caséines. Un
gel de paracaséine est formé. Ce gel est plus compact et ferme que le gel acide au niveau macroscopique
(Barbé et al. 2014). L’explication de ce phénomène sera présentée dans le paragraphe 1.4.3.2.2.
Il a été démontré que le ralentissement de la cinétique de digestion protéique était plus important lors d’une
gélification présure que lors d’une gélification acide (Barbé et al. 2014; Le Feunteun & Mariette 2008). Après
12 h de digestion, seulement 24,7 % des protéines dans le gel présure étaient retrouvées dans le plasma,
comparativement à plus de 90 % dans le cas d’un gel acide (de type yogourt) ou d’un lait (Figure 1-7). Ce
résultat a été expliqué par une vidange gastrique très lente pour le gel présure (Feunteun et al. 2013). Elle
était environ 3 fois plus longue par rapport au lait et au gel acide. Le gel présure entraîne la formation d’un
26
coagulum de caséines très ferme au sein de l’estomac (Feunteun et al. 2013) limitant l’accessibilité des
enzymes digestives aux protéines avec comme conséquence un ralentissement de la mise à disposition des
AAs.
Figure 1-7 L’évolution de la concentration des acides aminés dans le plasma lors de l’ingestion
de lait cru (A), lait chauffé (B), gel acide (C), gel acide mixte (D), gel présure chauffé
(E) et gel présure sans chauffage (F).
Tirée intégralement de Feunteun et al. (2013).
La gélification influence la cinétique de digestion des protéines en raison des modifications de structure de
l’aliment. En fait, l’importance de la structure des produits laitiers sur la cinétique de digestion des protéines a
été montrée par plusieurs études menées au cours des dernières années (Barbé et al. 2014; Barbé et al. 2013;
Feunteun et al. 2013; Gaudichon et al. 1994; Rinaldi et al. 2014; Rioux & Turgeon 2012; Turgeon & Rioux
2011). Les modifications de la structure alimentaire induites par les procédés technologiques constituent des
leviers intéressants pour améliorer la qualité nutritionnelle des protéines laitières. La plupart des études ont
utilisé les aliments liquides et semi-liquides comme modèles pour étudier l’effet de la matrice alimentaire sur la
cinétique de digestion (Gaudichon et al. 1994; Rinaldi et al. 2014; Rioux & Turgeon 2012). Peu d’études ont
été faites sur l’impact de la matrice solide de l’aliment sur la cinétique de digestion. Jusqu’à maintenant, seules
quelques études ont déterminé la vitesse d’apparition des AAs dans le plasma suite à l’ingestion du gel
présure (Barbé et al. 2014; Barbé et al. 2013; Feunteun et al. 2013). La rétention gastrique du gel a été aussi
étudiée. Lamothe et al. (2012) ont étudié la cinétique de digestion des matières grasses dans les fromages de
matrices différentes, en utilisant un modèle de digestion in vitro.
27
1.2.4.3
Le caractère spécifique des aliments solides et son impact sur la cinétique de
digestion
À la différence des protéines dans l’aliment liquide, les macronutriments présents dans un aliment solide
nécessitent une étape de désintégration de la matrice afin de faciliter l’accès des enzymes à leur substrat.
L’accessibilité aux enzymes protéolytiques des protéines dans l’aliment solide devrait être limitée par rapport
aux protéines dans l’aliment liquide (Morris & Gunning 2008). Pendant la digestion, les particules d’aliment
solide doivent être brisées par les forces physiques (mastication, contraction de l’estomac, etc.). Ce processus,
qui est spécifique aux aliments solides, est défini comme la désintégration (Kong & Singh 2008a; Lentle &
Janssen 2011a). La désintégration de l’aliment solide entraine la dispersion des macronutriments (matières
grasses et protéines). Les macronutriments qui sont inclus dans la matrice alimentaire initiale sont libérés
dans la phase aqueuse (jus digestif), ce qui facilite le contact avec les enzymes digestives. En plus, la
désintégration pourrait affecter la rétention gastrique des aliments solides parce que seulement le liquide et les
petites particules alimentaires (taille de particules ≤ 1-2 mm) peuvent être vidangées de l’estomac vers le
duodénum (Kong & Singh 2008a).
La compréhension du processus de désintégration est nécessaire pour comprendre le mécanisme de
digestion des protéines et des autres macronutriments dans les produits laitiers solides (Kong & Singh 2008a;
Norton et al. 2006). Néanmoins, à notre connaissance, aucune étude n’a été faite sur la désintégration des
produits laitiers solides et son impact sur la cinétique de digestion protéique. Jusqu’à maintenant, seule une
étude in vitro a montré que la digestion des lipides était plus rapide quand la dégradation de la matrice
fromagère était plus rapide au cours de la digestion GI (Lamothe et al. 2012). Les auteurs ont aussi montré
que la dégradation de la matrice fromagère était affectée par les caractéristiques texturales des fromages
telles que la cohésion et l’élasticité.
1.3
La digestion gastro-intestinale de l’aliment solide
La digestion s’effectue dans le système digestif chez l’humain (Figure 1-8). Pendant la digestion de l’aliment
solide, la désintégration de la matrice alimentaire et la digestion des nutriments s’effectuent simultanément. La
désintégration est un processus spécifique pour un aliment solide. Ce processus est défini comme le bris de
l’aliment solide en petits morceaux/particules par les forces physiques appliquées pendant la digestion (ex.
mastication et contraction de l’estomac). La désintégration conduit à une dispersion des nutriments (ex.
protéines et matières grasses) dans la phase aqueuse (jus digestifs), ce qui augmente l’accessibilité des
nutriments aux enzymes digestives. Les enzymes digestives hydrolysent les nutriments en éléments nutritifs
durant la digestion gastro-intestinale. Ensuite ces éléments nutritifs sont absorbés par la membrane épithéliale
28
de l’intestin grêle. Dans cette thèse, la discussion de la désintégration et de la digestion des nutriments est
divisée en trois phases : buccale, gastrique et intestinale.
Figure 1-8 La digestion gastro-intestinale chez l’humain.
Tirée intégralement de Guerra et al. (2012).
1.3.1 La digestion buccale
La digestion de l’aliment solide commence au niveau de la bouche. L’étape buccale est rapide, mais elle joue
un rôle important sur la réduction de la taille des particules alimentaires (désintégration) et sur l’hydratation et
la lubrification de la nourriture. En fin de digestion buccale, l’aliment solide ingéré est transformé en un bolus
homogène prêt à être avalé (Kong & Singh 2008a).
La désintégration au niveau de la bouche, qui est la première étape de la désintégration de l’aliment solide, est
réalisée par l’action mécanique de la mastication. La mastication brise le morceau d’aliment ingéré en
particules (Jalabert-Malbos et al. 2007). La taille des particules alimentaires à la fin de la mastication varie
selon le type d’aliment, bien qu'il existe une grande variabilité de la mastication entre les individus (Foster et
al. 2006; Hoebler 2000; Jalabert-Malbos et al. 2007; Peyron et al. 2004; Woda et al. 2006). Par exemple, les
particules alimentaires à la fin de la mastication sont plus grandes après l’ingestion des légumes crus (choufleur, radis et carotte) qu’après l’ingestion des noix (arachide, amande et pistache). Les légumes étaient
transformés en bolus constitué de particules de taille supérieure de 2 mm, tandis que les noix étaient
converties en bolus qui contient 90 % de particules de taille inférieure de 2 mm (Peyron et al. 2004). La taille
des particules alimentaires à la fin de la mastication a été mesurée selon deux méthodes différentes dans
cette étude : 1) la méthode de tamisage, 2) un procédé de diffraction laser (Peyron et al. 2004). Les
caractéristiques texturales des aliments solides seraient le facteur déterminant pour la taille des particules
29
alimentaires à la fin de mastication (Foster et al. 2006; Hoebler 2000; Jalabert-Malbos et al. 2007). Agrawal et
al. (1997) ont montré que la fragmentation de l’aliment solide (brisure de l’aliment ingéré) après un cycle de
mastication était inversement corrélée à l’indice de fragmentation déterminé par deux paramètres texturaux de
l’aliment solide. La fragmentation et l’indice de fragmentation ont été calculés ainsi:
Fragmentation de l’aliment = (
Superficie totale des particules alimentaires après un cycle de mastication 0,5
)
Volume initial des particules alimentaires
ténacité de l′aliment
Indice de fragmentation = (
)
module de Young
0,5
La superficie totale des particules alimentaires a été mesurée par l’analyse d’image dans cette étude. La
ténacité est un paramètre textural et elle est définie comme la quantité d'énergie qu'un matériau peut absorber
avant de casser. La ténacité de l’aliment solide varie entre 56,97 J/m2 (pulpe de pomme) et 4 355,45 J/m2
(coquille de noyau de prune) (Williams et al. 2005). Le module de Young est un paramètre textural lié au ratio
contrainte/déformation. Il représente l’élasticité de l’aliment. Le module de Young de l’aliment solide varie
entre 0,07 MPa (oursons en gélatine) à 346 MPa (grain de maïs) (Williams et al. 2005). Pour les fromages leur
module de Young varie entre les différentes variétés de fromages selon leur composition et structure
(Gunasekaran & Ak 2003d). Par exemple le module de Young était 196, 471, 300 et 36 kPa pour les fromages
Cheddar jeunes, Cheddar vieux, Cheddar légers et Mozzarella, respectivement, quand la mesure a été
réalisée à 37 °C (Lamothe et al. 2012). La taille médiane des particules des aliments à la fin de la mastication
a été déterminée chez l’humain (6 femmes et 4 hommes) pour une variété d’aliments en utilisant une méthode
de tamisage à l’aide d’une série de tamis (Jalabert-Malbos et al. 2007). La taille médiane est définie comme la
taille du tamis théorique par lequel 50 % de particules en poids d’un bolus peuvent passer (les participants
mâchent l’aliment et le recrachent pour analyse). La taille médiane des particules alimentaires à la fin de
mastication était différente entre les aliments selon leurs propriétés rhéologiques : 0,82 mm (cacahuète),
1,9 mm (carotte), 2,4 mm (fromage Emmental), 2,68 mm (olive), et 3,04 mm (cornichon) (Figure 1-9) (JalabertMalbos et al. 2007). La désintégration au niveau de la bouche augmente la superficie totale des particules
alimentaires et donc la capacité des nutriments dans l’aliment à rentrer en contact avec les enzymes
digestives. Par ailleurs, la désintégration au cours de la digestion buccale exerce une influence significative
sur la cinétique de la vidange gastrique qui devrait affecter la cinétique de digestion (Pera et al. 2002).
30
Figure 1-9 La distribution de la taille des particules alimentaires après la mastication chez
l’humain.
Tirée intégralement de Jalabert-Malbos et al. (2007).
La taille moyenne des particules (d50) a été représentée par la taille d’ouverture de
tamis théorique par lequel 50 % de particules (g/g) peuvent passer. Elle a été
déterminée pour chaque aliment selon la courbe de la masse cumulative des
particules qui peuvent passer le tamis en fonction de la taille d’ouverture de tamis.
Au cours de la digestion buccale, les particules alimentaires sont hydratées et lubrifiées à la suite du mélange
avec la salive pendant la mastication. La salive est le jus digestif sécrété dans la bouche lors de l’ingestion de
l’aliment. Elle contient le mucus et l’enzyme amylase. Le mucus est une glycoprotéine qui permet de lubrifier le
digestat par la formation d’une couche gélatineuse sur la surface des particules alimentaires. L’enzyme
amylase hydrolyse l’amidon dans les aliments (Kong & Singh 2008a). Pour les produits laitiers, l’amylase
devrait avoir peu d’effet sur la digestion parce qu’il n’y a pas de l’amidon dans la plupart des produits laitiers.
31
Après la digestion buccale, un bolus alimentaire est produit. Il est ensuite transporté à l'estomac par l’action de
la déglutition (Siddiqui et al. 1991).
1.3.2 La digestion gastrique
L’estomac comporte quatre régions de fonctions différentes : fundus, corps, antre et sphincter pylorique
(Figure 1-10). Le fundus et le corps jouent le rôle de réservoir pour stocker les aliments déglutis. L’antre
transforme les aliments (désintégration, digestion en mélange au suc gastrique) en un mélange homogène
prêt à être transféré vers le duodénum (Kong & Singh 2008a). Ce mélange passe dans le duodénum via le
sphincter pylorique.
Figure 1-10 Anatomie de l’estomac.
Tirée intégralement de Kong et Singh (2008a).
1.3.2.1
La désintégration de l’aliment solide au sein de l’estomac
La désintégration de l’aliment au sein de l’estomac est réalisée à l’aide des forces générées par les
contractions de l’estomac. Les caractéristiques des contractions de l’estomac et les forces générées font
encore l’objet de discussion. Il est démontré que la contraction au sein de l’estomac est un processus
séquentiel avec une pression dans les intervalles de 15 à 20 mm Hg. Il y a deux types de contractions au sein
de l’estomac. Le premier type est la contraction tonique qui se situe au tiers supérieur du corps de l’estomac et
qui est déclenchée par la présence de la nourriture. Le principal rôle de cette contraction est de déplacer
l’aliment du haut vers le bas de l’estomac (Pal et al. 2007). Le deuxième type de contraction est la contraction
péristaltique au niveau de l’antre (contraction longitudinale essentiellement). La contraction péristaltique est
d'une intensité particulièrement forte. La contraction péristaltique provoque la progression de la nourriture vers
le pylore. La contraction péristaltique provoque également le brassage des particules alimentaires et leur
mélange avec le suc gastrique. Ces phénomènes sont présentés en détail ci-après. La fréquence de la
contraction de l’antre est d’environ 3 min-1, et la pression générée par la contraction péristaltique est de
300 mbar (Boulby et al. 1999; Cassilly et al. 2008; Koziolek et al. 2014; Kwiatek et al. 2006). Les contractions
32
au sein de l’estomac, surtout la contraction de l’antre, produisent les forces mécaniques appliquées sur les
particules alimentaires. Ces forces broient les particules alimentaires et diminuent la taille des particules de
l’aliment solide (désintégration) (Kong & Singh 2008a). La force appliquée sur l’aliment au sein de l’estomac a
été quantifiée in vivo par Kamba et al. (2000; 2001), en utilisant un comprimé (hauteur 7 mm; diamètre 4 mm)
qui contient un marqueur qui peut être libéré seulement quand une force prédéterminée ou plus est appliquée
sur le comprimé. La force appliquée sur le comprimé au sein de l’estomac était de 1,50 N pour une digestion
gastrique rapide (l’ingestion de riz, de thé et d’eau), et de 1,89 N pour une digestion gastrique lente (l’ingestion
de riz et de thé) (Kamba et al. 2000; Kamba et al. 2001). Par contre, Marciani et al. (2001a) ont montré que la
force appliquée sur l’aliment au sein de l’estomac était de 0,65 N, en utilisant une méthode similaire. Les billes
de gélose (diamètre 1,27 cm) ont été utilisées au lieu d’un comprimé dans cette étude. Marciani et al. (2001a)
ont aussi suivi la rupture des billes au niveau de l’antre en utilisant la méthode d’imagerie par résonance
magnétique. La force appliquée sur l’aliment était largement plus élevée après une ingestion d’aliment solide
qu’après une ingestion d’aliment liquide chez l’humain, selon l’étude de Vassallo et al. (1992). Dans cette
étude, un ballon (diamètre 1,56 cm) a été fixé dans l’estomac de l’humain afin de mesurer la force. Suite à
l’ingestion de l’aliment liquide (lait écrémé), la somme des forces mesurée pendant 30 min était de 6 N avant
que l’aliment ingéré soit vidangé, tandis que la somme des forces était de 22 N, 2 h suite à l’ingestion
d’aliments solides (œuf et pain de blé entier) (Vassallo et al. 1992).
La cinétique de désintégration des aliments solides au sein de l’estomac est encore mal comprise. La plupart
des études sont réalisées dans le domaine pharmaceutique. Dans le domaine alimentaire, Kong et Singh
(2009) ont suivi la cinétique de désintégration de différentes catégories d’aliments solides (viandes rouges,
noix, fruits, produits de boulangerie et produits frits), afin d’étudier leurs mécanismes de désintégration
afférents. L’expérimentation a été réalisée en utilisant un modèle de digestion in vitro où une force continue
contrôlée (~ 0,25 N) induit le brassage de l’aliment. Les auteurs ont proposé deux modes de désintégration
(Figure 1-11) : l’érosion et la fragmentation. La fragmentation réfère à la rupture de l’aliment solide en
morceaux de grandes tailles. Elle a lieu quand la force interne qui structure la matrice de l’aliment (reliée aux
caractères structuraux et texturaux de l’aliment), est plus faible que la force appliquée sur l’aliment. L’érosion
est un phénomène d’usure continue en surface de la matrice alimentaire.
Le mécanisme et la cinétique de désintégration sont affectés par la texture initiale des aliments solides (Kong
& Singh 2009). Par exemple, des tranches de jambon ayant une fermeté initiale faible ont été désintégrées
très rapidement, et leur désintégration a été dominée par la fragmentation selon les observations préliminaires
rapportées par Kong et Singh (2009). Les amandes, ayant une fermeté initiale élevée, ont été désintégrées
lentement et leur désintégration était dominée par l’érosion (Kong & Singh 2009). Les changements texturaux
de l’aliment solide pendant la digestion a eu aussi l’effet sur la cinétique de désintégration. Durant un
33
trempage statique, l’absorption d’eau (l’humidité de l’amande a augmentée de 3,3 à 30,7 %) a contribué à une
diminution significative de la fermeté de l’amande entrainant une augmentation de la vitesse d’érosion. Les
auteurs ont aussi montré que l’acidité et la température ont eu un effet significatif sur la cinétique de
désintégration en raison du ramollissement de l’aliment solide. Les résultats ont montré que le temps de demividange de la carotte était diminué de 3,3 à 1,5 h, quand le pH lors de la digestion était changé de 5,5 à 1,8.
Quand la température de digestion a été ajustée de 21 à 37 °C, le temps de demi-vidange de la carotte a
diminué de 3,3 à 2,3 h. Pour toutes les conditions étudiées, le temps de demi-vidange de la carotte et sa
fermeté ont été corrélés. Ceci suggère que les changements texturaux de l’aliment solide influencent la
cinétique de désintégration. L’addition de la pepsine (1 %) a contribué à une augmentation de la vitesse de
désintégration du bœuf (21 %) (Kong & Singh 2008b). Par contre, l’addition de la pepsine n’a peu d’effet sur la
vitesse de désintégration de la carotte en raison de sa faible teneur en protéine (< 1 % pour la carotte vs. ~50
% pour le bœuf). Le modèle de Kong et Singh (2009) a aussi été utilisé par Bornhorst et Singh (2013) afin de
décrire la désintégration de différents types de pain. Les auteurs ont montré que les pains ont différentes
cinétiques de désintégration, associées à leur capacité de rétention d’eau (Bornhorst & Singh 2013). L’acidité
(phase gastrique) a eu peu d’effet sur la cinétique de désintégration car l’ajout d’amylase lors de la phase
buccale a contribué au ramollissement du pain et a accéléré sa désintégration. Par conséquent, le mécanisme
de désintégration des aliments solides peut changer pendant la digestion gastrique puisque les forces de
cohésion retenant la matrice ensemble peuvent évoluer en raison de divers facteurs tels que l'adsorption l'eau,
l'hydrolyse acide et enzymatique (Kong & Singh 2008a; Kong & Singh 2009; Lentle & Janssen 2010; Lentle &
Janssen 2011a).
Figure 1-11 La désintégration et la digestion des protéines de l’aliment solide chez l’humain.
34
1.3.2.2
La digestion des nutriments au sein de l’estomac
La digestion des lipides est effectuée à l’aide de la lipase gastrique, qui dégrade les triglycérides à chaines
courtes. 5-37 % des triglycérides alimentaires seraient hydrolysés durant la digestion gastrique (Favé et al.
2007). La digestion des protéines commence au sein de l’estomac à l’aide de la pepsine. D’abord, à pH acide
la structure tridimensionnelle des protéines est modifiée. Les liens peptidiques des protéines alimentaires sont
alors exposés à la pepsine qui hydrolyse les liaisons peptidiques, en particulier les liens peptidiques impliquant
un AA aromatique. Les fragments peptidiques sont libérés du réseau protéique. Enfin, l’activité protéolytique
de la pepsine provoque la transformation des protéines alimentaires en un mélange de composants variés :
les larges polypeptides (principalement), les oligopeptides (moins de 40 résidus d’AAs) et les AAs libres
(Gignac 1997; Silk et al. 1985). Il faut mentionner que la pepsine ne peut pas totalement hydrolyser les
protéines en AAs.
1.3.2.3
Les autres réactions au sein de l’estomac
Suite à la présence de la nourriture dans l’estomac, le jus gastrique est sécrété rapidement. Le jus gastrique
contient de l’eau, de l’acide chlorhydrique (HCl), du mucus, des enzymes protéolytiques sous forme inactive
(pepsinogène) de la lipase sous forme directement active (Favé et al. 2007; Kong & Singh 2008a; Vertzoni et
al. 2005). Ces constituants peuvent favoriser la dégradation de la matrice alimentaire via plusieurs réactions
effectuées simultanément : l’absorption d’eau, l’hydrolyse acide et les réactions enzymatiques. Par
conséquent la cinétique de la désintégration peut être affectée en raison des changements structuraux et
texturaux des aliments. La cinétique de désintégration affecte aussi l’accessibilité des enzymes aux protéines,
tel que mentionné précédemment. Par ailleurs, certaines réactions au niveau de l’estomac peuvent accélérer
directement la digestion protéique via l’augmentation de l’activité de la pepsine.
 L’eau peut pénétrer dans la matrice alimentaire et ce phénomène devrait affecter les interactions
entre les molécules des macronutriments dans la matrice alimentaire. Par ailleurs, l’ingestion des
aliments de haute viscosité augmente également la viscosité du contenu de l’estomac. Cette
augmentation peut être minimisée par l’eau sécrétée qui dilue les aliments dans l’estomac. La
viscosité à cisaillement nul du contenu gastrique était diminuée de 11 à 2 Pa.s, immédiatement après
l’ingestion d’un repas contenant 1,5 % (g/g) de gomme de caroube. La viscosité gastrique était de
0,3 Pa.s, 30 min après l’ingestion (Marciani et al. 2000).
 L’acide provoque la modulation du pH du contenu dans l’estomac. L’ingestion d’un aliment peut
augmenter le pH gastrique jusqu’à 4,5 - 5,8. L’estomac sécrète de l’acide afin d’abaisser le pH et
celui-ci peut diminuer à moins de 3,1, 1 h après l’ingestion de l’aliment (Dressman 1986; Kong &
35
Singh 2008a; Malagelada et al. 1976). Un pH bas est important pour la digestion des protéines dans
l’estomac. D’abord, l’acide permet de détruire la structure tridimensionnelle des protéines et favorise
l’exposition des liaisons peptidiques aux enzymes (Widmaier et al. 2011). Deuxièmement, l’acide
permet de transformer la forme inactive de l’enzyme protéolytique (pepsinogène) en forme active
(pepsine) (Samloff 1980). Troisièmement, un pH bas est nécessaire pour l’activité protéolytique de la
pepsine. Le pH optimal de la pepsine est de 2, et la pepsine n’est plus active quand le pH est égal ou
supérieur de 6,5 (Piper & Fenton 1965).
 La réaction de protéolyse de la pepsine affecte la structure protéique et l’organisation des protéines,
en raison de la solubilisation des fragments peptiques du réseau des protéines. Ce processus affecte
l’accessibilité des enzymes protéolytiques aux protéines (Widmaier et al. 2011). Il a aussi un effet sur
la désintégration en raison des changements structuraux des aliments.
 Le mucus provoque la lubrification du digestat, tel que mentionné dans la section précédente
(Chapitre 1.3.1).
Environ 2 - 3 L de jus gastrique sont sécrétés par jour. La sécrétion de jus gastrique peut passer de 1 mL/min
à 10 - 50 mL/min suite à l'ingestion d’un aliment (Versantvoort & Rompelberg 2004). La quantité du jus
gastrique sécrété est plus élevée quand la quantité de l’aliment ingéré, et/ou la teneur en protéine de l’aliment
et/ou la viscosité du contenu alimentaire sont plus grandes (Kong & Singh 2008a; Marciani et al. 2001b). La
sécrétion quotidienne de la pepsine est de 20 - 30 kU d’activité enzymatique à 37 °C chez l’individu adulte
(équivalent ~ 10 mg pepsine). Considérant qu’un adulte ingère ~ 75 g protéines par jour, le ratio
pepsine/protéine est de ~ 1/7500 (Hur et al. 2011).
À la fin de la digestion gastrique, le contenu dans l’estomac est transformé en une suspension multi-phases
appelée chyme. Le chyme contient trois phases séparées : la solution aqueuse, le gras, et le solide. Le fluide
mélangé avec les petites particules alimentaires ayant une taille inférieure de 1 - 2 mm peut être vidangé à
travers le pylore et il entre dans le duodénum (Thomas 2006). La cinétique de la vidange gastrique contrôle la
vitesse d’apparition des nutriments dans l’intestin, qui affecte alors la digestion ultérieure dans l’intestin
(Raybould et al. 1991).
1.3.3 La digestion intestinale
L’intestin grêle peut être divisé en trois parties: le duodénum, le jéjunum et l'iléon (Figure 1-12) (Barrett et al.
2006). Il y a aussi une courte section dans l’intestin pour la réception des jus digestifs sécrétés par le pancréas
36
et par le foie. Les rôles principaux de l’intestin grêle sont : 1) la dégradation des macronutriments
2) l’absorption dans le plasma de l’eau et des éléments nutritifs dégradés.
Figure 1-12 Anatomie de l’intestin grêle.
Tirée intégralement de Tharakan (2009).
1.3.3.1
La digestion des nutriments
Le passage par l’intestin grêle est très important pour la digestion des macronutriments. Suite à la présence
du chyme dans le duodénum, le pancréas sécrète le jus pancréatique comprenant bicarbonate et enzymes.
Environ 1500 mL de jus pancréatique sont sécrétés chaque jour. Le jus pancréatique sécrété est dirigé dans
l’intestin. Le bicarbonate neutralise le chyme acide et inhibe l’action protéolytique de la pepsine. Les enzymes
pancréatiques sont un mélange complexe de protéases, d’amylase, de lipase et d’autres enzymes comme les
exopeptidases. Ces enzymes sont mélangées avec les aliments et les autres enzymes sécrétées dans
l’intestin, à l’aide de la contraction des muscles de la paroi intestinale.
Les enzymes protéolytiques (pancréatiques et intestinales) et leurs fonctions sont présentées dans le
Tableau 1-5. Les enzymes protéolytiques du pancréas sont : la trypsine, le chymotrypsine, l’élastase, la
carboxypeptidase A et la carboxypeptidase B (Tableau 1-5). Ces enzymes hydrolysent les protéines
alimentaires en un mélange d’oligopeptides de faible poids moléculaire (70 %) et d’AAs (30 %) (Van Dyke
1993). Ensuite la digestion protéique continue à l’aide des peptidases sécrétées au niveau de l’intestin
(Tableau 1-5). Ces peptidases hydrolysent les oligopeptides en AAs libres, en dipeptides et en tripeptides qui
sont prêts à traverser la membrane de l’entérocyte pour être absorbés dans le plasma. Les principales
peptidases de l’intestin sont : l’aminopeptidase N, l’aminopeptidase A, la dipeptidyl-aminopeptidase IV et la
γ-glutamyltranspeptidase (Tableau 1-5).
37
Les autres macronutriments des aliments tels que les matières grasses et les glucides peuvent être aussi
hydrolysés au niveau de l’intestin par leurs enzymes respectifs. La digestion des lipides au sein de l’intestin
est affectée par la bile qui est sécrétée par le foie lors de la présence du chyme dans le duodénum. La bile,
qui contient du HCO3-, du cholestérol, des phospholipides et des sels biliaires, favorise la solubilisation des
lipides alimentaires dans la phase aqueuse. Ce phénomène affecte l’accessibilité des lipases aux lipides
(Rinaldi 2013; Sanz et al. 2007).
Tableau 1-5 Les enzymes protéolytiques principales dans le système digestif chez l’humain.
Organes
Enzymes
Substrats
Fonctions principales
Estomac
Pepsine
Protéines
polypeptides
Protéines
polypeptides
Protéines et
polypeptides
Élastine
certaines autres
protéines
Protéines et
polypeptides
Protéines et
polypeptides
Hydrolyse les liens peptidiques composés
d’un acide aminé aromatique
d’un acide aminé basique
d’un acide aminé aromatique
Aminopeptidase N
Oligopeptides
Coupe les AAs en position N-terminale
Aminopeptidase A
Oligopeptides
Coupe les AAs en position N-terminale
Dipeptidyl-aminopeptidase
IV
Oligopeptides
γ-glutamyltranspeptidase
Oligopeptides
Trypsine
Chymotrypsine
Pancréas
Élastase
Carboxypeptidase A
Carboxypeptidase B
Intestin
grêle
Hydrolyse les liens alanyl
Hydrolyse les liens terminaux composés
d’AAs aromatiques et aliphatiques
Hydrolyse les liens terminaux composés
d’AAs basiques
Hydrolyse les dipeptides en position Nterminale
Hydrolyse les liens peptidiques contenant de
l’acide glutamique ou aspartique à l’extrémité
aminée
1.3.3.2
L’absorption des éléments nutritifs
À l’aide de toutes les actions mécaniques et enzymatiques mentionnées, les nutriments alimentaires sont
transformés en éléments nutritifs qui sont disponibles pour l’absorption. La plupart des éléments nutritifs
produits de la digestion quitte le tractus GI et traverse l'épithélium qui est une couche de cellules tapissant la
paroi de l'intestin grêle. Ces éléments nutritifs sont ensuite transférés dans le sang et participent aux
métabolismes postprandiaux des nutriments. Seulement une faible partie des nutriments non absorbée passe
dans le côlon. Pour une diète typique, il est estimé qu'environ 8 % des protéines, 5 % des lipides, 1 % des
glucides et la plupart des fibres sont excrétés dans le côlon chez les sujets sains (Smil 2008).
38
L’absorption des différents éléments nutritifs s’effectue via différentes voies. Les produits de la digestion
lipidique, soit les acides gras, les mono-glycérides et le cholestérol, sont associés aux acides biliaires
(sécrétés par le foie) sous forme de micelles. Ces micelles sont ensuite absorbées par la bordure des
entérocytes au niveau du jéjunum ou de l’iléum (Ganong & Barrett 2005; Rinaldi 2013). Les produits de la
digestion protéique, soit les acides aminés, les dipeptides et les tripeptides, peuvent être absorbés et entrent
dans la circulation sanguine au niveau jéjunal et iléal. Les dipeptides et les tripeptides sont hydrolysés en
acides aminés dans les entérocytes puis passent vers la circulation sanguine. L’absorption des acides aminés
s’effectue via différentes voies, dépendantes ou non du gradient de Na+. Pour les AAs qui ne sont pas
absorbés, une partie des AAs peut être catabolisée et utilisée par la flore microbienne du gros intestin. Le
reste des AAs, qui ne peut pas être absorbé par les bactéries, est ensuite excrété sous forme de l’azote fécal
à l’aide de la flore microbienne intestinale (Ganong & Barrett 2005). Les cinétiques de la désintégration et de
la digestion des protéines influencent l’apparition des éléments nutritifs par exemple les AAs dans l’intestin et
dans le plasma. Ce phénomène devrait affecter l’efficacité et l’orientation de l’utilisation métabolique
postprandiale des macronutriments alimentaires. La connaissance de la désintégration et de la digestion des
protéines alimentaires est nécessaire pour prédire les valeurs nutritionnelles et l’impact physiologique potentiel
des protéines des aliments solides.
1.4
Le fromage et ses caractéristiques structurales et texturales
1.4.1 Le fromage et les protéines fromagères
Le fromage est un produit laitier traditionnel qui présente des qualités nutritionnelles et organoleptiques
appréciées. Le fromage apporte à l’organisme un grand nombre de nutriments essentiels, tels que les
protéines, le calcium, le phosphore, les vitamines du complexe A, B2 et B12, etc.
Les protéines dans le fromage ont une composition en AAs équilibrée et une digestibilité élevée. Elles sont
connues pour leur valeur nutritionnelle élevée. Le fromage est aussi une source potentielle de peptides
bioactifs ayant des fonctions physiologiques telles que des activités antihypertensives, antimicrobiennes,
antioxydantes, antithrombotiques, immunomodulatrices, et opioïdes (Clare & Swaisgood 2000; Korhonen &
Pihlanto-Leppälä 2001). La cinétique de digestion des protéines du fromage est encore mal comprise, même
s’il est connu qu’elle affecte l’efficacité de leur utilisation postprandiale.
Tel que mentionné plus haut, la digestion des protéines dans les aliments solides fait intervenir plusieurs
mécanismes interdépendants tels que la désintégration, le transit digestif, la libération des macronutriments et
la dégradation des protéines. Certains de ces mécanismes, par exemple la désintégration et l’accessibilité des
39
enzymes aux protéines, sont sensibles aux caractères structuraux et texturaux des aliments solides. Par
conséquent la cinétique de digestion des protéines est modifiée par la structure et la texture de l’aliment solide.
Pour les fromages, la texture est l'un des facteurs majeurs influençant les préférences du consommateur
(Davis 1965). Les différents fromages présentent des caractères texturaux, variant de souple à ferme selon
leurs propriétés structurales déterminées par les processus technologiques appliqués pour leur fabrication
(Foegeding et al. 2003; Gunasekaran & Ak 2003a). Après un rapide aperçu de la structure et la texture du
fromage et la fabrication du fromage, l’impact de chaque principale étape de la transformation fromagère sur la
structure et la texture du fromage sera décrit.
1.4.2 L’aperçu de la structure et la texture du fromage et la fabrication du fromage
Le fromage est un aliment solide, qui peut être considéré comme un mélange complexe de nombreux
constituants. Dans un fromage typique, les micelles de caséines agrégées constituent la matrice du fromage,
dans laquelle les matières grasses, le sérum, et les cellules de bactéries et d’autres microorganismes sont
inclus (Everett & Auty 2008; Gunasekaran & Ak 2003b; Jack & Paterson 1992).
Selon les processus technologiques appliqués durant la fabrication des fromages, les différentes variétés de
fromages ont différentes compositions en macronutriments. Les arrangements de ces macronutriments sont
aussi différents pour chaque variété de fromage. Par conséquent, les caractères texturaux varient entre les
différents fromages (Aguilera & Stanley 1999; Gunasekaran & Ak 2003b).
La teneur en protéines du fromage influence sa fermeté. Les forces électrostatiques et hydrophobes entre les
caséines peuvent rendre difficile la rupture du fromage quand une force extérieure est appliquée. C’est la
raison pour laquelle les fromages riches en matière grasse et/ou en eau sont plus mous. La teneur en
protéines est relativement basse quand un fromage présente une teneur élevée en matière grasse et/ou en
eau. La densité de la matrice des caséines explique la fermeté du fromage car les interactions entre les
caséines sont plus nombreuses par unité de volume quand la matrice protéique est plus dense. Le pH bas du
caillé du fromage (pH > 4,6) entraine la formation d’agrégats de caséines plus compacts, d’où un fromage
ferme. Selon les résultats de la microscopie électronique à balayage, les agrégats des caséines sont sous
forme de globules de taille de 10 - 15 nm dans un fromage à pH 5,3, tandis que dans un fromage à pH 4,8 la
taille des agrégats des caséines est de 3 - 4 nm (Everett & Auty 2008; Lawrence et al. 2004; Pastorino et al.
2003). Par ailleurs, les caséines, qui constituent la matrice de base du fromage, peuvent être hydrolysées par
les enzymes protéolytiques microbiennes durant l’affinage. La dégradation de la matrice de caséines durant la
maturation du fromage induit, en partie, l’évolution de la texture du fromage.
40
La matière grasse joue un rôle négatif sur la fermeté du fromage. Dans un fromage riche en matières grasses,
la matrice des caséines est moins compacte en raison des matières grasses emprisonnées et la fermeté des
fromages est plus faible. La matière grasse donne aussi au fromage une sensation de douceur dans la bouche
parce qu’elle agit comme un lubrifiant (Gunasekaran & Ak 2003b; O'Callaghan & Guinee 2004). L’état des
matières grasses contribue aussi à la texture du fromage. Les petits globules gras pourraient adsorber plus de
fragments de micelles de caséines. Les caséines adsorbées à la surface des globules gras intègrent la
matrice fromagère. Le fromage est donc plus dur en raison des interactions entre les protéines (Gunasekaran
& Ak 2003b; O'Callaghan & Guinee 2004).
La teneur en eau du fromage joue un rôle majeur sur la fermeté du fromage. L’humidité du fromage affecte la
teneur en protéines du fromage et la densité de la matrice des caséines. Par ailleurs, la teneur en eau du
fromage influence la vitesse de l’hydrolyse des caséines durant la maturation parce que l’eau affecte la
croissance des microorganismes et l’action des enzymes microbiennes. La distribution d’eau joue aussi un
rôle important sur la texture du fromage. Des travaux suggèrent que le fromage est plus mou quand l’eau est
libre dans le sérum du fromage, en comparaison à la situation où l’eau est associée aux caséines qui
constituent la matrice du fromage (Gunasekaran & Ak 2003b; Gunasekaran & Ak 2003c; Guo et al. 1997;
Hardy 2009; Lawrence et al. 1987; Lucey et al. 2003; McMahon et al. 1999; Mistry & Kasperson 1998; Pagana
& Hardy 1986).
Le calcium intervient aussi sur la texture du fromage parce qu’il participe aux liaisons entre les molécules :
caséine-calcium-caséine. Une teneur élevée en calcium dans le fromage accroît en général la fermeté du
fromage (Everett & Auty 2008; Lawrence et al. 1983; O’Mahony et al. 2005). La distribution du calcium est
aussi importante pour la texture du fromage. Seul le calcium à l’état colloïdal, associé avec les caséines,
stabilise les interactions entre les caséines. Le calcium ionisé ne joue pas ce rôle.
La fabrication du fromage est essentiellement un processus de déshydratation durant lequel les matières
grasses et les caséines dans le lait sont concentrées 3 à 12 fois, selon le type de fromage. Les procédés
technologiques mis en œuvre au cours de la transformation du lait en fromage modifient les propriétés de la
matrice fromagère telles que la teneur en macronutriments (caséines, matières grasses, eau, minéraux) et
l’arrangement des macronutriments dans la matrice fromagère (O'Callaghan & Guinee 2004). Bien que le
protocole de fabrication de chaque variété de fromage soit différent dans le détail, les étapes de base sont
communes pour la plupart des variétés. Elles sont : la coagulation, l’égouttage, le salage et l’affinage. L’étape
de la coagulation entraine la formation du caillé à partir du lait, réalisée par l'action combinée des bactéries
lactiques (coagulation acide) et/ou des enzymes de la présure (coagulation enzymatique) (Gunasekaran & Ak
2003a). Lors de l’égouttage, le lactosérum, contenant principalement l’eau, les protéines sériques et les
41
minéraux, est évacué. Cette étape participe à la concentration des matières grasses et des caséines
(Gunasekaran & Ak 2003a). L’étape du salage (saumurage ou salage à sec) est importante pour le goût du
fromage et le contrôle des populations microbiennes. Cette étape affecte également la texture du fromage via
la régulation de la distribution d’eau. Par ailleurs, le salage affecte aussi l’activité de l’eau qui influence
l’activité des enzymes endogènes et microbiennes actives durant l’affinage (Gunasekaran & Ak 2003a). Lors
de l’affinage, la texture du fromage évolue via les réactions biochimiques induites par les enzymes endogènes
du lait, la présure et les microflores ajoutées au cours de l’affinage (Gunasekaran & Ak 2003a). Les étapes
essentielles de la fabrication du fromage et les variations de fabrication de quelques types de fromages sont
schématiquement illustrées dans la Figure 1-13.
42
Figure 1-13 Schéma de la fabrication des fromages.
Tirée intégralement de Gunasekaran (2003a).
1.4.3 Les facteurs technologiques influençant la texture du fromage
1.4.3.1
La préparation du lait
Le fromage est transformé à partir du lait. La préparation du lait consiste en 3 étapes principales :
standardisation du lait, le traitement thermique et l’homogénéisation.
La composition du lait affecte la composition du fromage final, qui joue un rôle très important sur la structure et
la texture du fromage. Tel que mentionné précédemment, un fromage riche en matières grasses et/ou en eau
43
est plus mou, tandis qu’un fromage riche en protéines est plus dur (Chen et al. 1979; Gunasekaran & Ak
2003b; Jack & Paterson 1992). Les fromages légers sont très demandés ces dernières années par les
consommateurs soucieux de leur consommation en matières grasses. Le fromage Cheddar allégé a une
tendance à être plus ferme, plus élastique, et moins adhésif (Tableau 1-6) (Bryant et al. 1995; Emmons et al.
1980; Olson & Johnson 1990). Ces résultats démontrent que les interactions entre les caséines sont plus
importantes par unité de volume pour les fromages Cheddar légers que les fromages Cheddar réguliers. La
matrice des caséines est relativement plus compacte lorsque moins de matières grasses sont emprisonnées
dans le réseau protéique (Figure 1-14) (Bryant et al. 1995).
Tableau 1-6 La texture des fromages Cheddar qui contiennent entre 13 et 34 % de matières
grasses.
Tirée intégralement de Bryant et al. (1995).
44
Figure 1-14 La microstructure des fromages Cheddar qui contiennent 34 % (A), 32% (B), 27%
(C), 21 % (D) et 13 % (E) de matières grasses.
Mesurée par la microscopie électronique à balayage, 800X.
Tirée intégralement de Bryant et al. (1995).
L’étape du traitement thermique a pour but de réduire la charge microbienne endogène du lait et d’éliminer les
bactéries pathogènes. Les flores qui peuvent altérer la qualité du fromage sont aussi inactivées lors de cette
étape. Le traitement thermique du lait (> 60 °C) conduit à une dénaturation des protéines sériques. Les
protéines sériques dénaturées deviennent partiellement associées aux caséines, ce qui modifie la coagulation
enzymatique par la présure. Les agrégats caséines/protéines sériques défavorisent la déstabilisation de la
micelle de caséines (phase 1 de la coagulation enzymatique) et l’agrégation des caséines (phase 2 de la
45
coagulation enzymatique). Par conséquent le fromage obtenu à partir du lait chauffé est plus humide et plus
mou que celui à partir du lait non chauffé (Banks 1990; Guyomarc’h 2006; Law et al. 1994). Les paramètres du
traitement thermique appliqué durant la fabrication du fromage au Canada varient peu et ont un effet limité sur
la texture du fromage.
L’homogénéisation est une étape rarement appliquée aux laits durant la fabrication des fromages (excepté le
fromage Feta). L’homogénéisation du lait diminue la taille des globules gras. Par conséquent, la surface totale
de matières grasses est plus importante après l’homogénéisation du lait. La taille des globules de gras est
réduite et la nouvelle interface huile/eau est créée par l’adsorption de caséines, des fragments micellaires et
des protéines de lactosérum. Ces protéines absorbées autour des globules gras sont capables d’interagir avec
les caséines qui constituent la matrice de base du fromage. Par conséquent, le fromage est plus ferme quand
le lait est homogénéisé (Rowney et al. 2003).
1.4.3.2
La coagulation du lait
La coagulation est le processus de formation du gel, induit par l’acidification (coagulation par voie acide) ou
par l’action enzymatique (coagulation par voie enzymatique).
1.4.3.2.1
La coagulation par voie acide
La coagulation par voie acide consiste à transformer le lait (état liquide) en un gel, par l’abaissement du pH du
lait (de pH 6,6 à pH 4,6) réalisé par les ferments lactiques qui fermentent le lactose du lait et produisent de
l’acide lactique, ou par l’hydrolyse de la δ-gluconolactone. L’acidification du lait entraine une solubilisation du
phosphate de calcium de la micelle, qui est important pour la stabilité des micelles. Les micelles de caséines
sont désorganisées et les sous-unités micellaires sont réorganisées par les forces hydrophobes et
électrostatiques. Cependant, le déplacement des ions (calcium, phosphate) vers la phase aqueuse provoque
une augmentation de la force ionique de la phase aqueuse, qui conduit à un affaiblissement des interactions
électrostatiques entre les molécules des caséines. Le déplacement des ions conduit aussi à une diminution du
caractère amphiphile des caséines β et κ et celui-ci entraine un affaiblissement des liaisons hydrophobes. Ces
affaiblissements des interactions entre les protéines entrainent une réorganisation protéique pour former un
réseau qui s’insolubilise au point isoélectrique des caséines soit pH 4,6 (Brûlé et al. 2009).
Le coagulum obtenu par voie acide est généralement fragile parce que le réseau protéique est déminéralisé
en raison de la solubilisation du phosphate de calcium de la micelle lors de la diminution du pH (Jeantet et al.
2008; Kalab et al. 1983; Lucey & Singh 1997; Lucey 2004). Les seules liaisons entre protéines intervenant
dans la formation du réseau protéique des gels acides sont de type hydrophobe, de faible énergie (Jeantet et
46
al. 2008; Kalab et al. 1983; Lucey & Singh 1997; Lucey 2004). L’élasticité du coagulum obtenu par voie acide
est aussi très faible parce que les liaisons, qui structurent le réseau de caséines, sont de faible énergie et peu
résistent à la force extérieure (Jeantet et al. 2008). La Figure 1-15 présente la microstructure d’un fromage
obtenu par coagulation acide (fromage Cottage), analysée par la microscopie confocale.
Figure 1-15 La microstructure du fromage Cottage, mesurée par la microscopie confocale laser.
Tirée intégralement de Lucey (2004).
Barre d’échelle : 20 µm.
1.4.3.2.2
La coagulation par voie enzymatique
La coagulation par voie enzymatique est réalisée à l’aide de la présure d’origine animale ou microbienne
(commerciale) qui contient parfois un mélange d’enzymes protéolytiques tel la chymosine et la pepsine. La
chymosine hydrolyse la caséine κ en deux peptides via les liens Phe105 - Met106. La partie N-terminale
nommée la para-caséine (0 - 105) est hydrophobe. Elle reste liée aux caséines α et β. La partie C-terminale
nommée le glycomacropeptide (106 - 169) est hydrophile. La libération du glycomacropeptide dans le
lactosérum résulte en une diminution des répulsions électrostatiques des micelles de caséines et les
répulsions contribuent à la stabilité des micelles des caséines. Quand environ 80 - 90 % des caséines κ sont
hydrolysées, les micelles de caséines déstabilisées s’agrègent pour former un gel. Le mécanisme détaillé de
l’agglomération des micelles de caséines fait encore l’objet de discussion.
47
Le coagulum obtenu par voie enzymatique est généralement solide et élastique parce que le réseau des
caséines est fortement minéralisé (interactions caséine-calcium-caséine) (Home & Banks 2004; Jeantet et al.
2008). Par ailleurs, Dalgleish (1993) a proposé que les liaisons électrostatiques et les liaisons hydrophobes
participent aussi à l’agrégation des micelles.
1.4.3.3
L’égouttage
L’égouttage élimine le lactosérum qui est expulsé spontanément au cours de la formation du caillé du fromage
(coagulation acide et/ou enzymatique). L’objectif principal de l’égouttage est d’obtenir un caillé de fromage
dont l’extrait sec correspond à celui du fromage final prévu. Par conséquent, la teneur en eau du fromage, qui
joue un rôle très important sur la texture du fromage, varie entre les fromages selon l’égouttage appliqué. Tel
que mentionné précédemment, l’eau dans le fromage fait varier la densité de la matrice protéique du fromage
et influence l’intégrité de la matrice protéique, car elle module l’activité enzymatique des microorganismes et
donc l’hydrolyse des caséines pendant l’affinage (Dejmek & Walstra 2004; Gunasekaran & Ak 2003a).
L’égouttage n’est pas simplement une étape de déshydratation. Les constituants solubles du lait, tels que le
lactose, les minéraux, les protéines sériques et les enzymes, sont partiellement éliminés de la phase aqueuse
du caillé fromager pendant l’égouttage. Dans le domaine industriel fromager, les paramètres d’égouttage
(température, pH d’égouttage, etc.) affectent la composition des constituants éliminés avec l’eau. Pour le
fromage Camembert par exemple, l’égouttage s’effectue au cours de l’acidification, alors que pour la majorité
des fromages l’égouttage est réalisé après l’acidification. Cette différence permet de retenir plus de présure
dans le caillé du fromage Camembert par rapport aux autres caillés fromagers. Vassal et Gripon (1984) ont
montré que 50 % de la présure était retenue dans le caille du Camembert, tandis que seulement 15 % de la
présure était retenue dans le caillé d’un fromage pressé. La quantité de la présure dans le caillé du fromage
affecte la protéolyse des caséines au cours de l’affinage et donc, en partie, la texture du fromage.
1.4.3.4
Le filage pour les fromages à pâte filée
Le filage est un traitement technologique spécifique pour les fromages à pâte filée par exemple le fromage
Mozzarella. Le filage est appliqué après l’égouttage. Le filage consiste en deux étapes : le trempage du caillé
dans l’eau chaude et un traitement mécanique pour étirer (filer) le caillé. L’opération du filage conduit à une
réorganisation des agrégats des para-caséines en fibres de caséines orientées parallèlement. Par ailleurs, le
sérum et la matière grasse sont concentrés dans les colonnes longitudinales qui séparent les fibres de paracaséines (Figure 1-16) (Kindstedt et al. 2004). Après le filage, le caillé est généralement refroidi jusqu’au
lendemain. Les parois des fibres de para-caséines présentent de nombreuses marques de forme sphérique
induites par les globules gras solidifiés (Figure 1-16) (Kindstedt et al. 2004).
48
Figure 1-16 La microstructure du caillé du fromage Mozzarella après le filage (à gauche) et
après 1 jour de stockage (à droite).
Adaptée de Kindstedt et al. (2004) et de Oberg et al. (1993).
Pendant l’étape du filage, plusieurs facteurs influencent la texture du fromage Mozzarella tels que l’intensité du
chauffage (température de l’eau chaude) et la vitesse du filage. Le fromage Mozzarella est plus élastique
quand le filage est réalisé à une vitesse plus élevée (Kindstedt et al. 2004; Kindstedt et al. 1999). Ce
phénomène est dû au fait qu’une vitesse du filage élevée (5 - 19 rpm) conduit à une libération élevée des
matières grasses du caillé dans l’eau chaude. Les teneurs finales en matière grasse et en eau du caillé du
fromage Mozzarella sont donc généralement moins élevées suite à un filage plus rapide. L’augmentation de la
température du chauffage (57 - 74 °C) conduit à un fromage plus élastique. La première hypothèse de ce
phénomène est que le chauffage conduit à une déshydratation des para-caséines, entrainant une contraction
des agrégats des caséines. Une seconde hypothèse serait que le chauffage du caillé fromager favorise
l’association du calcium libre aux para-caséines constituant la matrice fromagère. Plusieurs études ont montré
que la teneur en calcium dans le sérum est moins élevée quand le caillé du fromage est chauffé à une
température plus élevée (Kindstedt et al. 2004; Kindstedt et al. 1999).
La texture du caillé du fromage Mozzarella est fortement affectée par la quantité de phosphate de calcium
associé aux para-caséines. S’il y a plus de phosphate de calcium associé aux para-caséines, le caillé du
fromage Mozzarella est plus ferme en raison d’une réticulation accrue des para-caséines par les liaisons
caséine-calcium-caséine. Une diminution modérée de la quantité de phosphate de calcium associé aux paracaséines conduit à une augmentation de l’extensibilité du caillé du fromage Mozzarella (Kindstedt et al. 2004).
La quantité du phosphate de calcium associé aux para-caséines dépend à la fois de la quantité totale et la
distribution du calcium dans le fromage. La distribution du calcium est affectée par le pH du fromage, parce
que le calcium peut être solubilisé de la matrice des caséines vers la phase aqueuse lors de la diminution du
pH du caillé (Kindstedt et al. 2004). La modification de la quantité de phosphate de calcium associé aux paracaséines est une stratégie pour la fabrication des différents types de fromages Mozzarella, liée à la
modification de la capacité de filer, ou l’extensibilité du caillé. Par exemple, Kimura et al (1992) ont fabriqué le
49
fromage Mozzarella à haute extensibilité (Mozzarella à effilocher) en utilisant un caillé faible en calcium
(19 mg/g protéine) et un pH élevé (6,15). La texture des différents types de fromages Mozzarella peut donc
être différente en fonction de la quantité de calcium présente.
1.4.3.5
Le saumurage
L’ajout de chlorure de sodium augmente l’hydratation des protéines par l’augmentation de la force ionique de
la phase aqueuse du fromage, ce qui favorise les liaisons de l’eau avec les caséines (Guinee & Fox 2004).
Les interactions d’hydratation entre les caséines sont plus importantes, et par conséquent la matrice protéique
est plus élastique lors de l’ajout du sel. La fermeté du fromage augmente parce que l’addition du sel favorise
l’évacuation de la phase aqueuse libre du fromage et abaisse l’activité de l’eau (Guinee & Fox 2004;
Gunasekaran & Ak 2003b; Hardy 2009). Par ailleurs, la diminution de l’activité de l’eau du fromage défavorise
le ramollissement du fromage durant l’affinage parce qu’elle défavorise le développement des
microorganismes et les activités des enzymes. L’effet du sel, ou plus précisément le ratio sel/eau, sur la
fermeté du fromage a été démontré par de nombreuses études. Un ratio sel/eau plus important conduit à une
fermeté du fromage plus élevée, comme montré sur différents modèles de fromages tels que les fromages
Camembert (sel/eau 0,4 - 12 %), Cheddar (sel/eau 0,2 - 6 %), Cheddar léger (sel/eau 2,7 - 4,5 %), Feta
(sel/eau 6,7 - 10,5 %), Mozzarella (sel/eau 0,5 – 5,1 %), etc. (Cervantes et al. 1983; Kindstedt et al. 2004;
Lesage et al. 1992; Mistry & Kasperson 1998; Pagana & Hardy 1986; Schroeder et al. 1988).
A l’inverse des phénomènes discutés précédemment, le sel peut aussi réduire l’hydratation des protéines en
raison du relargage d’eau quand le ratio sel/eau est trop élevé (Geurts et al. 1972; Guinee & Fox 2004). Par
conséquent, le changement textural du fromage final induit par l’ajout du sel peut être différent de celui discuté
dans le paragraphe précédent. Par exemple, pour le fromage Gouda, la déformation à la fracture du fromage,
qui représente la capacité de la matrice du fromage à se déformer, était augmentée quand le ratio sel/eau du
fromage était augmenté de 0 % à 4,5 %. Par contre quand le ratio sel/eau du fromage Gouda était augmenté
de 4,5 % à 5,5 %, la déformation à la fracture du fromage était rapidement réduite. Quand le ratio sel/eau était
augmenté de 5,5 % à 11,3 %, la déformation à la fracture restait constante.
1.4.3.6
L’affinage
L’affinage correspond aux multiples actions des enzymes provenant du lait, de la présure résiduelle et de la
flore microbienne présente pendant l’affinage. Les réactions enzymatiques, principalement la fermentation de
lactose, la protéolyse et l’hydrolyse de la matière grasse, confèrent au fromage les caractères texturaux et
organoleptiques recherchés.
50
Au cours de la maturation, les enzymes protéolytiques hydrolysent les caséines, ce qui joue un rôle majeur sur
l’évolution de la texture du fromage (McSweeney 2004; Upadhyay et al. 2004). La protéolyse et son effet sur la
texture du fromage Cheddar sont discutés ici en séparant l’affinage en deux phases (Lawrence et al. 1987). La
phase 1 se déroule durant les 2 premières semaines de l’affinage. Les enzymes protéolytiques hydrolysent
rapidement les caséines surtout les caséines αs1. Environ 20 % de la caséine αs1 sont hydrolysés dans les
2 premières semaines de l’affinage, ce qui conduit à une forte dégradation de la matrice des caséines et à un
ramollissement du fromage (Creamer & Olson 1982; Upadhyay et al. 2004). Après les 2 premières semaines
de l’affinage (phase 2), l’évolution de la texture du fromage est associée à plusieurs phénomènes
(Gunasekaran & Ak 2003b; Jack & Paterson 1992; Lawrence et al. 1987; Lawrence et al. 2004). D’abord,
l’hydrolyse des caséines continue à ramollir le fromage (Lawrence et al. 1987). Ensuite, la rupture des liaisons
peptidiques produit de nouveaux groupes ioniques (groupes d'acides carboxyliques et aminés). Cette action
favorise les liaisons entre l’eau et les protéines et réduit la quantité d’eau libre dans le fromage. Par
conséquent, le fromage Cheddar durcit, et sa matrice protéique devient moins cohérente (Jack & Paterson
1992; Lawrence et al. 1987). Enfin, les désaminases décomposent les AAs et produisent de l’ammoniac.
L’ammoniac augmente le pH du fromage, ce qui affecte la texture du fromage par de multiples phénomènes
par exemple la redistribution du calcium et la modification des activités des enzymes (Lawrence et al. 2004).
Pour les fromages affinés en surface (ex. Camembert, Brie), d’autres facteurs entrent en jeu. Dans le
Camembert par exemple, la flore de surface, constituée principalement de moisissures, telles que Penicillium
camemberti, consomme rapidement l'acide lactique. Ce dernier est transformé en CO2 et H2O par le
métabolisme de P. camemberti (Leclercq-Perlat et al. 2004; Spinnler & Gripon 2004). Après 20 - 30 jours
d’affinage, presque tout l’acide lactique a disparu. La consommation de l’acide lactique, accompagnée d'une
production d'ammoniac, entraine une augmentation du pH du fromage (Spinnler & Gripon 2004). Le pH de la
partie centrale du fromage Camembert traditionnel est de 4,5 après fabrication et remonte à 5,5 - 6,0 en fin
d’affinage (Vassal et al. 1986). L’augmentation du pH du fromage joue un rôle important sur le ramollissement
du fromage à travers différents phénomènes. D’abord, l’augmentation du pH du fromage induit un
accroissement de la charge nette des caséines, modifiant les interactions électrostatiques et d’hydratation des
caséines. Ensuite, l’augmentation du pH du fromage Camembert induit une précipitation du phosphate de
calcium dans le fromage, ce qui défavorise les interactions entre les protéines et le calcium. Enfin,
l’augmentation du pH du fromage accélère l’hydrolyse des caséines qui constituent la matrice du fromage en
favorisant l’activité de la présure (pH optimal ~ 5,5), de la plasmine (pH optimal ~ 8,5) et des peptidases (pH
optimal ~ 7) (Pederson et al. 1999; Spinnler & Gripon 2004). L’action des protéases de la flore de surface est
aussi plus importante quand le pH augmente de la zone acide à la neutralité. Il faut mentionner que l’action de
la présure pourrait être défavorisée avec le temps parce que le pH du fromage pourrait augmenter jusqu’à 7 à
la surface du Camembert.
51
L’action de la flore de surface du Camembert influence le fromage à partir de la surface jusqu’au milieu du
fromage. Ce phénomène provoque une différence de texture entre la surface et le milieu du fromage en raison
des phénomènes suivants (Figure 1-17). Premièrement, les enzymes protéolytiques de la flore de surface
provoquent une hydrolyse des caséines plus rapide dans la zone externe du fromage que dans la zone interne
du fromage. Deuxièmement, l’augmentation du pH, due à la flore de surface, est plus rapide et plus importante
à la surface du fromage qu’au milieu du fromage (Vassal & Gripon 1984). Ce gradient du pH conduit à une
protéolyse plus importante à la surface du fromage qu’au milieu du fromage. Pour le fromage Camembert au
lait cru par exemple, la teneur en azote soluble à pH 4,6 est de 35 % de l’azote total à la surface du fromage,
celle dans le milieu du fromage seulement de 25 % (Vassal & Gripon 1984). L’hydrolyse plus importante dans
la zone externe du fromage conduit à une texture moins ferme. Par ailleurs, le gradient du pH provoque une
migration des ions calcium du milieu du fromage vers la surface du fromage, ce qui devrait ramollir la zone
interne du fromage. Cependant le phosphate de calcium à la surface du fromage est précipité en raison de
l’augmentation du pH, ce qui affecte la texture du fromage.
Figure 1-17 Les réactions physico-chimiques influençant la texture du fromage affiné en surface
par exemple le fromage Camembert.
Tirée intégralement de Everett et Auty (2008).
Dans les fromages de type pâte filée comme le Mozzarella, la protéolyse est faible pendant l’affinage en
raison du traitement thermique appliqué durant l’étape de filage. Le changement textural de ces fromages est
lié à la lipolyse pendant l’affinage qui modifie la composition et la distribution des matières grasses dans les
fromages. La lipolyse provoque la déstructuration des globules gras et ensuite une agrégation/coalescence
des globules gras. La formation de grosses particules de gras pourrait diminuer la fermeté du fromage parce
que les gros globules de gras ont un effet négatif sur l’intégrité de la matrice protéique (Kindstedt et al. 2004).
Un gonflement de la matrice des para-caséines se produit durant l’affinage. Elle influence l’évolution de la
texture du fromage (Kindstedt et al. 2004). Durant le stockage, le calcium se dissocie des caséines et est
transféré progressivement dans la phase aqueuse. Cependant l’eau s’associe à la matrice des para-caséines.
52
La vitesse de solubilisation de la matrice des para-caséines est plus lente quand le sel est ajouté (processus
de saumurage, chapitre 1.4.3.5) (Guo et al. 1997; Kindstedt et al. 2004). La dissociation du calcium et la
solubilisation des caséines favorisent l’évolution de la matrice protéique. Les résultats de microscopie
électronique ont montré qu’après fabrication, les globules de gras et le sérum sont emprisonnés entre les
fibres des para-caséines (Figure 1-16). Après 7 jours de stockage, les globules gras sont entourés
partiellement par la matrice des para-caséines, et après 14 jours les globules gras sont totalement entourés
par la matrice des caséines (Figure 1-18) (McMahon et al. 1999). Cette réorganisation de la matrice protéique
conduit à une matrice protéique fromagère plus homogène, ce qui devrait affecter la texture du fromage
(Kindstedt et al. 2004).
Figure 1-18 La microstructure du fromage Mozzarella après 7 (à gauche) et 14 (à droite) jours
de stockage à 4 °C.
Adaptée de Kindstedt et al. (2004) et McMahon et al. (1999).
De nombreux paramètres physico-chimiques modulent la texture des fromages. Il faut remarquer que ces
paramètres sont interdépendants. La structure et la texture du fromage sont déterminées par l’ensemble de
ces paramètres.
1.4.4 La mesure de la texture du fromage
La texture de aliment est définie comme: ‘all the rheological and structural (geometric and surface) attributes of
the product perceptible by means of mechanical, tactile, and, where appropriate, visual and auditory receptors’
(ISO 1992) soit tout attribut rhéologique et de structure (géométrie et surface) du produit perceptible par les
moyens mécaniques, tactiles, et lorsqu’approprié par des récepteurs visuels et auditifs.
La texture du fromage est souvent mesurée en utilisant un texturomètre et une méthode d’Analyse du Profil de
Texture (TPA) (Friedman et al. 1963). Selon la méthode TPA, le fromage est compressé deux fois pour mimer
le phénomène de mastication. La force et/ou la pression s’opposant à la compression du fromage sont
53
enregistrées au cours du temps afin de faire le calcul des paramètres texturaux du fromage (Figure 1-19,
Tableau 1-7). Le calcul et la définition des paramètres TPA sont résumés dans le Tableau 1-7. Les valeurs A1,
A2 et A3 présentées dans le Tableau correspondent aux surfaces décrites dans la Figure 1-19. Les
paramètres texturaux de TPA peuvent être classifiés en deux catégories : paramètres primaires et paramètres
secondaires (Gunasekaran & Ak 2003b; O'Callaghan & Guinee 2004). Les paramètres primaires sont
associés à la composition et à la structure du fromage. Les paramètres secondaires sont reliés aux autres
paramètres rhéologiques. Les propriétés texturales de plusieurs fromages sont aussi résumées au
Tableau 1.7.
Tableau 1-7 Les paramètres texturaux du fromage mesurés par l’Analyse du Profil de Texture.
Paramètres
Définition
Calcul
Fromages1
Paramètres primaires
Fermeté
Adhésion
Cohésion
Élasticité
Force nécessaire pour déformer
le fromage
Énergie nécessaire pour contrer
les forces d’attraction entre la
surface de l’aliment et la surface
d’un matériel en contact avec
l’aliment
Capacité à unir les particules de
l’aliment entre elles
Capacité à reprendre la forme
initiale entre les compressions
Force maximale durant 1ère
compression
Cheddar, Gouda,
Romano, Parmesan
A3
Camembert
A2/A1
Camembert
% déformation retrouvée
entre 1ere et 2eme
compressions
Mozzarella, Fromages
de type suisse
Paramètres secondaires
Masticabilité
Capacité
gommante
54
Énergie nécessaire pour
Fermeté × Cohésion ×
Mozzarella
mastiquer un aliment solide
Élasticité
L’énergie nécessaire pour
désintégrer un aliment
Fermeté × Cohésion
Feta, Fromage bleu
solide/semi-solide
Adapté de O'Callaghan et Guinee (2004).
1 Exemples de variétés de fromages qui présentent ces caractéristiques texturales.
Figure 1-19 L’évolution de la pression s’opposant à la compression du fromage durant une
Analyse du Profil de Texture typique.
Tirée intégralement de O'Callaghan et Guinee (2004).
1.5
Les modèles de digestion existants
La connaissance des cinétiques de désintégration et de digestion des protéines est nécessaire pour
prédire/moduler l’utilisation postprandiale des protéines des fromages. L’étude de la désintégration et de la
digestion protéique in vivo est difficile en termes de technique, de coût, de reproductibilité, mais surtout est un
processus invasif et peu agréable pour les participants (prélèvement gastrique ou duodénal par exemple). Par
conséquent, un modèle de digestion in vitro, qui simule les processus physiologiques du système digestif chez
l’humain est nécessaire pour l’étude de la digestibilité des fromages.
Les modèles de digestion in vitro sont des outils communs et utiles pour les études sur la digestion. Plusieurs
modèles de digestion in vitro ont été développés pour répondre aux nombreuses questions posées par les
chercheurs et par les industriels dans divers secteurs tels que la nutrition (digestibilité des macronutriments),
la toxicologie (bioaccessibilité des éléments toxiques), la pharmacologie (bioaccessibilité des éléments actifs
et changements structuraux des comprimés) et la microbiologie (sélection des bactéries probiotiques,
élimination des bactéries pathogènes) (Figure 1-20). Selon l’objectif de l’étude et les caractères de l’aliment à
étudier (composition, structure, etc.), les modèles de digestion existants sont différents dans un ou plusieurs
des aspects suivants : 1) l’étape de digestion (bouche, estomac, intestin grêle, côlon), 2) les conditions
enzymatiques, 3) le temps de transit et, 4) les forces mécaniques appliquées sur l’aliment durant la digestion.
Par exemple, des études ayant pour but de définir des valeurs maximales de digestibilité des nutriments
simples mettent en œuvre une seule enzyme hautement purifiée et présente en excès, telle la pepsine pour la
digestibilité des protéines, l’amylase pour la digestibilité de l’amidon, la lipase pour la digestibilité des lipides.
55
Des études visent à reproduire les conditions de digestion chez l’humain en prenant en compte que la
digestion d'un nutriment est souvent influencée par la digestion des autres nutriments. Ces études mettent en
œuvre un mélange complexe d’enzymes (Boisen & Eggum 1991). Les paramètres de modèle de digestion
utilisés prennent en compte les caractères de l’aliment à étudier. Par exemple, la durée de la digestion
gastrique proposée est généralement plus longue pour l’aliment solide par rapport à l’aliment liquide (Chen et
al. 2011; Kong & Singh 2008a).
Figure 1-20 Les applications principales des modèles de digestion gastro-intestinale.
Tirée intégralement de Guerra et al. (2012).
Aucun modèle de digestion n’a été proposé, jusqu’à maintenant, pour étudier la désintégration de la matrice
fromagère et la digestion des protéines. Néanmoins, de nombreux modèles ont été proposés pour étudier la
digestion des protéines des produits laitiers liquides (lait) ou semi-liquides (yogourt) (Dupont et al. 2010a;
Dupont et al. 2010b; Dupont et al. 2010c; Rinaldi et al. 2014; Rioux & Turgeon 2012). Pour les fromages,
plusieurs des paramètres utilisés dans ces modèles de digestion doivent être réajustés en raison des
propriétés physico-chimiques des fromages. Par exemple, Feunteun et al. (2013) ont comparé la digestibilité
des protéines dans le lait, le gel acidifié (type yogourt) et le gel présure (type fromage) avec un modèle de
digestion in vivo (cochonnets). Ils ont démontré que la digestion gastrique était beaucoup plus longue après
l’ingestion du gel présure qu’après l’ingestion du lait et du gel acidifié. Le demi-temps de la vidange gastrique
(t1/2) était de 114 min, 159 min, 352 min pour le lait, le gel acidifié et le gel présure, respectivement. Par
conséquent, une prolongation correspondante de l’étape de digestion gastrique est nécessaire pour étudier la
digestibilité des fromages, si un modèle de digestion in vitro est utilisé.
56
Des efforts et des innovations technologiques sont nécessaires pour créer un bon modèle de digestion in vitro
qui permettrait d’étudier la désintégration et la digestion des protéines des fromages parce que les modèles de
digestion développés (Tableau 1-8) ne le permettent pas. Leurs principales applications et leurs limites sont
discutées dans ce chapitre. Considérant que l’objectif de cette thèse est l’étude de la digestibilité des
fromages dans le tube GI, les modèles concernant la digestion au niveau du côlon, souvent utilisés pour
étudier l’absorption des éléments nutritifs, ne sont pas présentés dans cette thèse bien qu’ils aient fait l’objet
de nombreuses études dans ces dernières années (Macfarlane & Macfarlane 2007; Payne et al. 2012).
Les modèles de digestion développés peuvent être classés en 2 catégories : modèles statiques de digestion et
modèles dynamiques de digestion. Les modèles statiques simulent certains des phénomènes physicochimiques du tube digestif chez l’humain afin de répondre à des questions ciblées mais sans tenir compte
d’autres variables telles que l’évolution du pH, les mouvements péristaltiques et le flux entre les
compartiments (Guerra et al. 2012; Hur et al. 2011). Les modèles dynamiques visent à reproduire les
principaux phénomènes physico-chimiques du tube digestif chez l’humain par exemple le temps de passage,
l’évolution du pH et les conditions enzymatiques simulant les données in vivo.
57
Tableau 1-8 Les modèles de digestion développés pour les produits laitiers et non laitiers.
Échantillon
Question ciblée
Modèle de
digestion
Phases de
digestion
Enzymes
utilisées
Durée
de
digestion
Pepsine
(porcine)
1h
Références
Produits laitiers
Protéines
laitières
Lait
L’extrait
des
fromages
Digestibilité de
protéines laitières
Statique
Une
chambre
de
digestion
Digestibilité de
Statique
Une
chambre
de
digestion
Dégradation de
(Emmental);
Libération des
caséinophosphopeptides (Beaufort)
Statique
Une
chambre
de
digestion
Yogourt
artificiel
Digestibilité des
Statique
Une
chambre
de
digestion
Gels de
protéines
sériques
Désintégration du gel;
Diminution de la taille
des globules gras;
Digestibilité des
protéines; Vidange
gastrique
Dynamique
58
Gastrique
αchymotrypsine
(bovine)
Duodénale
Trypsine
(porcine)
Jus gastrique
Gastrique
(humain)
30 min
30 min
Duodénale
Jus duodénal
(humain)
30 min
Gastrique
Pepsine
(porcine)
30 min
Trypsine
(bovine)
Duodénale
Gastrique
Duodénale
Gastrique
Pancréatine
(bovine)
Pepsine
(porcine)
Pancréatine
(porcine)
Lipase
(porcine)
Bile (porcine)
Pepsine
Dupont et al.
(2010b)
4h
Almaas et al.
(2006)
Parrot et al.
(2003); Adt et
al. (2011)
1h
1h
5h
Rioux et
Turgeon
(2012)
Guo et al.
(2014)
Échantillon
Question ciblée
Modèle de
digestion
Phases de
digestion
Enzymes
Durée
de
digestion
Références
Produits laitiers
Produits
laitiers
Désintégration du
fromage; Digestibilité des
lipides des fromages
Statique
Une
chambre
de
digestion
Gastrique
Duodénale
Gastrique
Fromages
Libération de NaCl
Dynamique
Duodénale
Pepsine
(porcine)
Pancréatine
(porcine)
Lipase
(porcine)
Bile (porcine)
Pepsine
Lipase
Trypsine
Pancréatine
Bile
2h
2h
Lamothe et
al. (2012)
N/A
N/A
Lvova et al.
(2012)
Produits solides non laitiers
Aliments
solides
Arachide
Désintégration des
aliments; Changement
de la fermeté des
aliments durant la
digestion
Statique
Une
chambre
de
digestion
Désintégration de
l’aliment
Statique
Une
chambre
de
digestion
Gastrique
Pepsine ou
non
2h
Kong et
Singh
(2008b;
2009)
Gastrique
Pepsine
N/A
Chen et al.
(2011)
1.5.1 Les modèles statiques de digestion
Les modèles statiques sont des outils peu coûteux, utilisés pour répondre à des questions ciblées, par
exemple, la digestibilité maximale d’un nutriment dans l’aliment. La phase gastrique est, en général, simulée
par une hydrolyse de l’aliment homogénéisé à l’aide de la pepsine en excès, sous pH et température fixés,
pendant une période de temps définie (pH 1 - 3, 37 °C, 1 - 3 h) (Adt et al. 2011). La phase gastrique peut être
suivie, dans la même chambre de digestion, d’une étude portant sur la phase intestinale : la digestion de
l’aliment à l’aide des enzymes pancréatiques avec/sans bile (pH 6 - 7) (Lamothe et al. 2012; Parrot et al. 2003).
L’avantage des modèles statiques de digestion est que ces modèles sont simples et faciles à reproduire, ce
qui facilite la comparaison des résultats obtenus dans différents laboratoires (Guerra et al. 2012). De plus, les
modèles statiques de digestion comportent peu de variables contrôlées. Leur désavantage est que les
59
résultats obtenus ne peuvent pas représenter l’ensemble des phénomènes se déroulant dans le tube digestif
chez l’humain telle que la sécrétion progressive de suc digestif (enzymes, acide, etc.) ou la cinétique de la
vidange gastrique (Guerra et al. 2012).
Plusieurs modèles statiques ont été proposés pour évaluer la bioaccessibilité des macronutriments (Cardot et
al. 2007; Dressman & Reppas 2000; Gervais et al. 2009; Kopf-Bolanz et al. 2012) et des micronutriments
(vitamines, minéraux et phytoconstituants) (Anson et al. 2009; Blanquet-Diot et al. 2009) dans le domaine
alimentaire et pharmaceutique. Dans ces modèles, les facteurs suivants : force de contraction de l’estomac,
contenu en agents tensio-actifs, nature et concentration des ions, pH (et pouvoir tampon) et enzymes doivent
être ajustés selon les caractéristiques physico-chimiques des aliments dus à leurs effets sur la désintégration
et la libération des nutriments.
Deux approches, développées par la pharmacopée des États-Unis, sont les plus souvent utilisées pour
évaluer la désintégration d’un échantillon solide et pour caractériser la libération des ingrédients actifs (Moller
& Siewert 1995). Les échantillons sont placés dans un tube dans lequel le liquide gastrique est ajouté pour
démarrer la digestion gastrique. Le liquide intestinal est ensuite ajouté pour simuler la digestion duodénale.
Une agitation est réalisée en continu durant toute la digestion GI, soit par une rotation de tubes cylindriques
(25 - 150 rpm), soit par une agitation par pale (Figure 1-21). Cette agitation permet de désintégrer les
particules alimentaires et de libérer les nutriments.
Figure 1-21 Le modèle de digestion ayant but de mesurer la libération d’ingrédients ciblés.
Tirée intégralement de Kong et Singh (2008a).
Koziolek et al. (2014) ont développé un autre modèle dans lequel le broyage des particules alimentaires
durant la digestion gastrique est simulé par une agitation par pale, mais en présence de billes en verre
(diamètre 1 mm). De plus, une pression (100 - 500 mbar) était appliquée pendant la digestion gastrique afin de
simuler la pression produite par la contraction au niveau de l’antre dans l’estomac humain (Figure 1-22).
60
Figure 1-22 Le modèle de digestion gastrique développé pour étudier la libération des
ingrédients ciblés.
Tirée intégralement de Koziolek et al. (2014).
A est le bécher dans lequel la digestion gastrique s’effectue. B est le schéma de
la configuration de la digestion.
Deux autres modèles comportent des paramètres supplémentaires simulant les mouvements péristaltiques
complexes chez l’humain (Chen et al. 2011; Kong & Singh 2008a). L’objet de ces études était de comprendre
comment les aliments solides de structure et texture différentes se désintègrent au cours de la digestion
gastrique. Dans le modèle de Kong et Singh (2008b) (Figure 1-23), deux forces étaient appliquées sur les
particules alimentaires : une force continue qui simule l’écoulement du fluide gastrique, et une force
sporadique qui simule la contraction de l’estomac. La force continue était réalisée par agitation avec une pale
tournant à une vitesse fixée. La force sporadique consiste en une force maximale répétitive après une période
de force nulle (Figure 1-24). La force sporadique était réalisée par l'utilisation d'un appareil TA-XT2 et un
plateau tournant (turntable, Figure 1-23). Le texturomètre TA-XT2 permet à la cellule de charge de monter et
descendre de façon répétée (20 s/cycle). Quand la cellule est montée, le plateau tournant démarre et permet à
l’échantillon de bouger dans une direction opposée à l’écoulement du fluide gastrique. Ceci produit la force
maximale. Quand la cellule est descendue, le plateau tournant est arrêté et l’échantillon circule avec
l’écoulement de fluide gastrique. Une force nulle est donc appliquée sur l’échantillon. Afin d’explorer la relation
existante entre la texture de l’aliment et sa désintégration, l’évolution de la fermeté de l’aliment solide était
suivie durant la digestion gastrique par TA-XT2.
61
Figure 1-23 Schéma du modèle de digestion gastrique en considérant les forces de contraction
appliquées sur l’aliment au sein de l’estomac.
Tirée intégralement de Kong et Singh (2008b).
Figure 1-24 L’exemple de la force sporadique générée dans le système de digestion.
La force sporadique est enregistrée par la cellule de charge attachée au
texturomètre TA-XT2.
Tirée intégralement de Kong et Singh (2008b).
Dans l’étude de Kong et Singh (2008b), la désintégration a été étudiée par une courbe d’aliment restant solide
(g/g) en fonction du temps de digestion gastrique (min). Quand la valeur de l’aliment restant sous forme solide
est élevée, la désintégration de l’aliment solide est relativement faible. La proportion de l’aliment restant solide
a été calculée comme le poids de l’aliment solide après la digestion divisé par le poids de l’aliment initial. Ces
courbes ont été modélisées en utilisant une équation exponentielle (Siegel’s modified power exponential
62
equation) (Kong & Singh 2008b). Cette équation a été développée par Siegel et al. (1988) pour décrire la
vitesse de la vidange gastrique chez l’humain.
𝑦𝑡 = 1 − (1 − 𝑒 −𝜅𝑡 )𝛽
Où
yt est la proportion de l’aliment qui n’est pas vidangé au temps de digestion t, g/g,
κ est une constante qui représente la vitesse de la vidange gastrique, min-1,
β est un facteur de forme de la courbe, qui est lié à la vitesse de la vidange gastrique initiale. Une faible
valeur de β (<1.0) indique une vidange gastrique rapide au début de la digestion gastrique par exemple
pour les aliments liquides, tandis qu’une valeur élevée de β (> 1.0) indique une vidange gastrique
retardée par exemple, pour les aliments solides.
Kong et Singh (2008b) ont utilisé cette équation pour décrire la vitesse de la désintégration des aliments
solides (carotte crue et cuite, et jambon) pendant la digestion gastrique in vitro. Dans cette étude, κ est une
constante qui représente la vitesse de désintégration de l’aliment solide (min-1), et β est une constante qui
représente le retard ou la phase de latence de la désintégration pendant la digestion gastrique. Les données
expérimentales modélisées de désintégration des carottes crues et cuites montrent que la vitesse de
désintégration est similaire (κ 0,023) entre les deux matrices (Figure1-25). Par contre, la valeur β indique la
présence d’un temps de latence ou une diminution sigmoïde (β > 1) pour la carotte cuite car la désintégration
reste similaire durant les 5 premières minutes de la digestion comparativement à la carotte cuite. Le traitement
thermique (cuisson 6 min) a contribué au ramollissement de la carotte et sa fermeté était alors plus faible
comparativement à la carotte crue. Cela a contribué à une désintégration plus rapide dès le début de la
digestion gastrique correspondant à une diminution exponentielle (Figure 1-25). La modélisation des courbes
de désintégration permet d’obtenir des valeurs numériques afin de comparer les profils de désintégration des
aliments solides.
63
Figure 1-25 La désintégration des carottes crue et cuite au cours de la digestion gastrique in
vitro.
Adaptée de Kong et Singh (2008b).
Dans cette figure, les données expérimentales ont été modélisées par l’équation
exponentielle.
1.5.2 Les modèles dynamiques de digestion
Comparés aux modèles statiques de digestion, les modèles dynamiques mettent en œuvre des paramètres
supplémentaires afin de reproduire un environnement GI plus similaire à celui de l’humain. Les modèles
dynamiques de digestion peuvent être classés en 2 types : les modèles de digestion gastrique et les modèles
de digestion GI.
1.5.2.1
Les modèles dynamiques de digestion gastrique
Pour les modèles dynamiques de digestion gastrique, les facteurs suivants sont mis en œuvre pour simuler les
données in vivo: l’acidification progressive du contenu gastrique, l’addition progressive de la pepsine, la
vidange gastrique, etc. (Hoebler et al. 2002; Vatier et al. 1998; Yvon et al. 1992).
Le modèle DGM (dynamic gastric model) prend en compte la spécificité de la régionalisation de l'estomac
(Figure 1-26) (Mercuri et al. 2011; Vardakou et al. 2011; Wickham et al. 2012). Ce modèle comporte deux
chambres de digestion successives : 1) le ‘corps’ où le jus gastrique (y compris l’acide et la pepsine) est ajouté
et mélangé avec la nourriture, 2) l'antre où les forces appliquées brisent les particules alimentaires. La vidange
gastrique est réalisée par une vanne qui transfère le contenu gastrique en discontinu avec un intervalle du
temps fixé. La quantité du contenu gastrique transféré et la fréquence du transfert reproduisent les données
de la vidange gastrique chez l’humain et prennent en compte la quantité, la composition et la densité
énergétique de l’aliment ingéré.
64
Figure 1-26 Le modèle DGM (dynamic gastric model).
Tirée intégralement de Wickham et al. (2012).
Le modèle DGM ne simule pas les forces péristaltiques in vivo à cause de leur complexité chez l’humain.
Kong et al. (2010) ont développé un autre modèle de digestion gastrique (HGS, human gastric simulator). Ce
modèle consiste en une chambre en latex équipée d’un système mécanique d'entraînement (Figure 1-27). Ce
système permet de simuler précisément les mouvements péristaltiques de l'estomac chez l’humain.
L'amplitude, l'intensité et la fréquence des mouvements péristaltiques étaient précisées dans cette étude. La
65
sécrétion du jus gastrique était aussi simulée dans ce modèle. La vidange gastrique était réalisée en utilisant
un tamis en polyester (taille de pore 1,5 mm) placé au-dessus de la chambre de digestion. Le tamis permet de
transférer seulement le liquide et les particules ayant une taille inférieure à la taille présélectionnée (1,5 mm
pour cette étude) pour la digestion duodénale suivante, comme observé chez l’humain où seulement le liquide
et les petites particules (taille ≤ 1 - 2 mm) sont vidangés pour la digestion duodénale (Dressman 1986).
Figure 1-27 Le modèle HGS (humain gastric simulator).
Tirée intégralement de Kong et al. (2010).
1.5.2.2
Les modèles dynamiques de digestion GI
La plupart des modèles de digestion GI simulent la digestion successive de l’estomac et de l’intestin (Mainville
et al. 2005; Rioux & Turgeon 2012). Dans ces modèles, les paramètres suivants reproduisent les données in
vivo : évolution du pH au cours de la digestion GI, sécrétion progressive de l’HCl et de la pepsine au cours de
la digestion gastrique, addition progressive de suc pancréatique, de bicarbonate de sodium et/ou de bile au
cours de la digestion duodénale, et la vidange gastrique. D’autres modèles comme le modèle SHIME
(Simulator of the human intestinal microbial ecosystem) comportent des paramètres supplémentaires par
exemple la microflore intestinale. Ce modèle est utilisé pour étudier les bactéries probiotiques dans
l’environnement intestinal, par exemple, l’effet de leur présence sur la microflore intestinale (Molly et al. 1993).
Les détails de ce modèle ne sont pas présentés ici.
Le modèle TIM-1 (TNO1 intestinal model) un modèle relativement complet (Minekus et al. 1995). Ce modèle
reproduit la plupart des événements de digestion dans le tractus digestif chez l’humain. Il simule
l’environnement digestif de l’estomac et de l'intestin grêle (duodénum, jéjunum et iléon) en considérant tous
66
les paramètres suivants : température, évolution du pH au cours de la digestion GI, addition séquentielle des
jus digestifs, mouvements péristaltiques durant la digestion GI, déplacements des nutriments au sein de
l’estomac et de l’intestin, temps de transit, et absorption d'eau et des petites molécules par un système de
dialyse. Mais, ce modèle TIM-1 ne reproduit pas tout l’environnement digestif exact de l’humain. Il ne
comporte pas : la microflore intestinale, le système immunitaire, les hormones, etc. (Guerra et al. 2012).
L’absorption des nutriments se fait par une membrane à dialyse mais cela ne peut simuler les transports actifs
qui sont faits par le tapis cellulaire intestinal. Le modèle TIM-1 a été utilisé pour de nombreuses études
nutritionnelles, toxicologiques, pharmaceutiques, et microbiologiques (Blanquet-Diot et al. 2012; Brouwers et
al. 2011; Dickinson et al. 2012; Kheadr et al. 2010; Krul et al. 2004; Torres-Escribano et al. 2011). Cependant,
le modèle TIM-1 n’a pas souvent été utilisé pour les aliments solides comme le fromage car ils doivent être
broyés avec de l’eau pour former un mélange homogène avant d’y être transférés (Lvova et al. 2012)
empêchant toute information quant au lien entre la microstructure des fromages et la libération des nutriments.
Cette étude a utilisé le modèle TIM-1 pour digérer le fromage Mozzarella et un fromage expérimental (Figure
1-28, Tableau 1-9) (Lvova et al. 2012). L’objectif de cette étude est d’étudier la cinétique de la libération du sel
(Na+, Cl-) du fromage au cours de la digestion GI. La digestion buccale était réalisée dans un bécher à double
paroi (150 mL) placé dans un rhéomètre (RM 180s DIN 2 :2, Rheometric Scientific) (Figure 1-28 A). La
digestion buccale était amorcée par l’ajout de fromage et de salive collectée auprès d’humains. En considérant
la variabilité des individus (Repoux et al. 2012), quatre ratios fromage (g) : salive (mL) ont été étudiés : 80 : 20,
80 : 30; 60 : 30, 50 : 62.5. Durant la digestion buccale, l’agitation, réalisée par une hélice entrainée par le
rhéomètre, permet de mélanger le fromage avec la salive. La vitesse de cisaillement était de 200 s-1 basée sur
une étude précédente (Decourcelle et al. 2004). La digestion GI a été réalisée en utilisant le modèle TIM-1
(Figure 1-28 B). Le fromage était d’abord mélangé avec l’eau distillée dans un BagMixer (stomacher) pendant
30 s. Ensuite, ce mélange était déplacé dans l’estomac artificiel du modèle TIM-1 pour amorcer la digestion
gastrique. Pendant la digestion GI in vitro, l’acide, la pepsine, le jus pancréatique et la bile étaient ajoutés
progressivement par des pompes contrôlées par l’ordinateur. Les mouvements péristaltiques au sein des
organes GI étaient simulés par compressions et détentes des parois flexibles en utilisant une variation de la
pression d’eau. La cinétique du déplacement du digestat au sein de l’estomac et de l’intestin était modélisée
par la formule exponentielle suivante :
𝑓 =1−2
𝑡
−𝛽( )
𝑡1
2
Où f représente la fraction de contenu digestif déplacé
t représente le temps de déplacement du digestat
t1/2 représente le mi-temps de déplacement du digestat
67
β est une constante qui décrit la forme de la courbe de déplacement du digestat
La durée de la digestion GI totale était de 300 min dans cette étude. Le demi-temps de la vidange gastrique
était de 85 min (Tableau 1-9).
Figure 1-28 Le modèle TIM-1 utilisé pour la digestion des fromages.
Tirée intégralement de Lvova (2012).
A présente le système artificiel de la digestion buccale. B est le modèle TIM-1 dans
lequel la digestion gastro-intestinale des fromages s’effectue.
68
Tableau 1-9 Les paramètres de modèle TIM-1 pour la digestion gastro-intestinale du fromage.
Tiré intégralement de Lvova (2012).
La comparaison des modèles statiques et dynamiques de digestion est résumée dans le Tableau 1-10.
69
Tableau 1-10 Les caractères des modèles communs de digestion statiques et dynamiques.
Tiré intégralement de Guerra et al. (2012).
DGM : Dynamic Gastric Model; HGS : Human Gastric Simulator; TIM : TNO
gastro-intestinal tract model
GJ : jus gastrique; PJ : jus pancréatique; S : salive
NA : pas applicable
70
1.5.3 Résumé des paramètres de digestion utilisés dans les différents modèles
La température durant la digestion GI est toujours de 37 °C dans tous les modèles de digestion présentés afin
de simuler la température corporelle chez l’humain. Le pH de la digestion gastrique varie de 1 à 3, et le pH
durant la digestion intestinale varie de 6 à 7. Ces pH permettent de conserver l’activité des enzymes
digestives. La durée de la digestion GI dépend de la nature de l’échantillon (composition, texture, structure et
quantité ingérée) et de l’objectif de l’étude. Généralement, le temps de digestion gastrique varie de 1 à 3 h, et
le temps de digestion duodénale varie de 5 min à 3 h. La digestion GI mise en place est généralement 2 - 3
fois plus longue pour les aliments solides (Lamothe et al. 2012; Lvova et al. 2012) que pour les aliments
liquides et semi-liquides (Dupont et al. 2010c; Rioux & Turgeon 2012).
La mastication transforme l’aliment en particules. La taille des particules alimentaires varie en fin de digestion
buccale et devrait affecter la cinétique de digestion au cours de la digestion GI. Dans deux études qui avaient
pour but d’étudier la désintégration au cours de la digestion gastrique (Chen et al. 2011; Kong & Singh 2009),
les aliments sont d’abord coupés en particules ayant une taille similaire à celle obtenue in vivo (taille des
particules alimentaires en fin de digestion buccale chez l’humain) (Jalabert-Malbos et al. 2007). Ensuite les
particules alimentaires sont ajoutées dans les modèles de digestion. La désintégration des particules
alimentaires au sein de l’estomac est réalisée soit par une force continue réalisée par agitation, soit par une
combinaison de forces continues et discontinues. Les informations sont fournies précisément dans le chapitre
1.5.1.
La vidange gastrique est négligée dans la plupart des études. Certaines études ont simulé la vidange
gastrique par un déplacement du contenu gastrique en discontinu avec un intervalle du temps fixe (Wickham
et al. 2012). D’autres études ont étudié la désintégration des aliments solides en utilisant la méthode de
tamisage pour simuler la vidange gastrique (Kong & Singh 2010; Vardakou et al. 2011). Pour le modèle TIM-1,
la cinétique de déplacement du digestat au sein du système GI est réalisée, mais pas la vidange gastrique.
Les informations sont fournies précédemment.
Les enzymes (type et activité) jouent un rôle majeur sur les résultats de digestion. Les enzymes les plus
souvent utilisées sont: α-amylase pour la digestion buccale; la pepsine pour la digestion gastrique; la
pancréatine (ou trypsine et chymotrypsine), la lipase et le bile pour la digestion duodénale (Adt et al. 2011;
Demott et al. 1984; Dupont et al. 2010a; Dupont et al. 2010b; Dupont et al. 2010c; Parrot et al. 2003; Rinaldi et
al. 2014; Rioux & Turgeon 2012). Récemment, la lipase gastrique est ajoutée durant la digestion gastrique
dans certaines études qui visent à étudier la digestion des lipides. Il faut mentionner que certaines des
enzymes présentées précédemment sont parfois négligées selon l’objectif de l’étude. Par exemple, une étude
de Adt et al. (2011) sur la digestion des protéines (libération des caséinophosphopeptides) ont choisi
71
seulement la pepsine et la pancréatine pour la digestion gastrique et duodénale, respectivement. La
concentration des enzymes digestives influence l’activité des enzymes et par conséquent les résultats de
digestion. Pour les études qui ont pour but d’étudier l’effet des caractéristiques des aliments sur la digestibilité
des macronutriments, les enzymes digestives sont souvent ajoutées en excès pour éliminer l’effet de l’activité
des enzymes sur les résultats de digestion. Minekus et al. (2014) ont développé un modèle normalisé statique
où les concentrations des enzymes ont été sélectionnées à partir des mesures réelles in vivo (Figure 1-29).
Par exemple, les résultats démontrent que environ 25 % - 50 % d’amidon dans le pain et les pâtes sont
hydrolysé par l’amylase in vivo (Hoebler et al. 2002). Basé sur ces résultats, les chercheurs recommandent de
choisir la concentration de 75 U.mL-1 pour l’amylase pour la digestion buccale (2 min). Les activités de la
pepsine durant la digestion gastrique sont très variées dans les littératures, probablement dû à des calculs
différents (Armand et al. 1995; DiPalma et al. 1991; Ulleberg et al. 2011). La concentration proposée de la
pepsine (porcine) est de 2000 U.mL-1 en considérant toutes les valeurs dans la littérature. L’activité des
enzymes varie aussi selon le pH, les activateurs et les inhibiteurs présents dans les jus digestifs. Par exemple,
la lipase duodénale est plus active quand il y du calcium et des sels biliaires (Boisen & Eggum 1991; Kimura et
al. 1982; Zangenberg et al. 2001). Le calcium et les sels biliaires favorisent la libération des acides gras situés
à la surface des globules gras, ce qui accroît l’accessibilité de la lipase aux globules gras. La source
d’enzymes varie aussi selon les études. Certaines études utilisent des jus digestifs collectés auprès de sujets
humains (Almaas et al. 2006; Chatterton et al. 2006; Kitabatake & Kinekawa 1998). Mais, la plupart des
études remplacent les enzymes humaines par les enzymes de source animale (porc, bœuf, rat et lapin).
Aucune étude, à ce jour, ne porte sur les avantages et les désavantages des enzymes provenant de
différences sources.
Une recette de jus digestifs artificiels (buccale, gastrique, duodénale) est présentée dans le Tableau 1-11
(Versantvoort et al. 2005). Cette étude a pour but de reproduire les éléments chimiques d’un système complet
de digestion.
72
Figure 1-29 Le modèle normalisé statique de digestion.
Tirée intégralement de Minekus et al. (2014).
SSF : salive artificielle; SGF : jus gastrique artificiel; SIF : jus intestinal artificiel.
L’activité des enzymes est présentée en unité par mL de digestat au cours de la
phase de digestion correspondante.
Tableau 1-11 Les constituent et leurs concentrations des jus digestifs artificiels (buccale,
gastrique et duodénale).
Tiré intégralement de Versantvoort et al. (2005).
73
Hypothèse et objectifs
La qualité nutritionnelle des protéines dépend de leur composition en AAs essentiels et de leur digestibilité.
Récemment, il a été mis en évidence que la cinétique de digestion des protéines avait un impact potentiel sur
leur utilisation postprandiale influençant par exemple les réponses anaboliques et l’effet satiétogène. Les
chercheurs ont proposé que pour les aliments solides, les forces internes qui structurent la matrice alimentaire
déterminent la cinétique de rupture des particules alimentaires (désintégration) pendant la digestion gastrique
influençant la cinétique de la digestion des protéines sous deux aspects: la libération de la matrice et la
dégradation des protéines. Les forces internes des aliments sont liées aux caractéristiques structurales et
texturales des aliments solides. Néanmoins, il n’a pas été démontré quels caractères structuraux et texturaux,
liés à ces forces internes, étaient corrélés avec les cinétiques de désintégration et de digestion des protéines
alimentaires.
Le fromage est un produit laitier traditionnel qui fournit des protéines de haute qualité. La texture du fromage
est l'un des paramètres importants influençant les préférences des consommateurs. Les différentes variétés
de fromages présentent des caractères texturaux variant de souple à ferme selon les processus
technologiques mis en œuvre au cours de leur fabrication. Les traitements technologiques appliqués, tels que
la préparation du lait (standardisation, chauffage, homogénéisation), la coagulation, l’égouttage, le filage
(fromages à pâte filée), le salage, le moulage et l’affinage, modifient la composition en macronutriments
(protéines, matières grasses, eau et minéraux) et l’arrangement de ces macronutriments dans les fromages.
Les caractéristiques structurales et texturales des fromages devraient affecter les cinétiques de désintégration
du fromage et la digestion des protéines. Néanmoins, à notre connaissance, l’impact de la structure et de la
texture du fromage sur les cinétiques de désintégration et de digestion des protéines n’a jamais été étudié.
Cependant, il est connu que la dégradation de la matrice des aliments solides s’effectue par les réactions
ayant lieu simultanément pendant la digestion GI telles l’absorption d’eau et les hydrolyses enzymatiques et
acides. Les modifications de la matrice alimentaire qui influencent la texture de l’aliment doivent forcément
influencer les cinétiques de désintégration et de digestion des protéines. Néanmoins, ceci n’a pas été pris en
compte dans la plupart des études qui ont considéré l’évolution de la structure et de la texture des aliments
durant la digestion GI comme une ‘boite noire’. La connaissance du changement textural des fromages
pendant la digestion GI et son impact sur la désintégration et la digestion protéique sont nécessaires pour
prédire la bioaccessibilité des protéines et leur utilisation postprandiale.
75
L’hypothèse de cette étude est :
Les caractéristiques structurales et texturales des fromages et leurs modifications pendant la digestion GI
modulent la cinétique de désintégration du fromage, ce qui affecte la libération et la dégradation des protéines.
Afin de répondre à cette hypothèse, l’objectif général de ce travail est :
Identifier les paramètres structuraux et texturaux du fromage qui affectent les cinétiques de désintégration et
de digestion des protéines des fromages commerciaux et suivre leurs modifications lors de la digestion GI.
Les objectifs spécifiques s’énoncent comme :
1) Caractériser la désintégration de la matrice fromagère et la digestion des protéines (libération et
dégradation) des fromages commerciaux ayant des textures variées induites par différents
traitements technologues (ex. maturation, processus de filage), afin de comprendre si et comment les
paramètres texturaux influencent la désintégration et la digestion des protéines des fromages.
2) Déterminer l’effet de la texture, induite par la réduction de la teneur en lipides du fromage, sur la
désintégration et la digestion des protéines (libération et dégradation) des fromages commerciaux en
utilisant les fromages Cheddar et Mozzarella comme modèles.
3) Comparer la digestibilité (désintégration, libération et dégradation des protéines) des fromages
Cheddar avec celle des fromages Mozzarella, afin de comprendre l’effet des traitements
technologiques sur la digestibilité des fromages.
4) Quantifier le changement textural des fromages pendant la digestion gastrique et étudier son impact
sur la désintégration, en utilisant les fromages commerciaux Cheddar et Mozzarella ayant une
composition et une texture initiales similaires.
76
Chapitre 2.
Comparison of in vitro digestibility
of commercial cheeses: Impact of cheese
texture
Xixi Fang • Laurie-Eve Rioux • Steve Labrie • Sylvie L. Turgeon*
Centre de recherche en sciences et technologie du lait (STELA), Institut sur la nutrition et les aliments
fonctionnels (INAF)
Université Laval, Québec, Québec, Canada
Sera soumis au journal International Dairy Journal
L’objectif du chapitre 2 était de caractériser la désintégration et la digestion des protéines (libération et
dégradation) des fromages commerciaux ayant des textures variées induites par différents traitements
technologiques, afin de comprendre comment les paramètres texturaux influencent la désintégration et la
digestion des protéines des fromages (objectif 1 de la thèse).
77
Résumé
Des travaux récents ont démontré que la désintégration de la matrice d’alimentaire dans l’estomac est
influencée par la texture des aliments solides et de son changement pendant la digestion. Ce phénomène
devrait affecter la cinétique de digestion de protéines au cours de la digestion gastro-intestinale, y compris la
libération et la dégradation des protéines. Le fromage est très complexe. En effet, sa teneur en protéine, en
lipide, en minéraux, ainsi que sa texture, varient entre les différentes variétés en fonction des processus
technologiques appliqués pour leur fabrication. Dans cette étude, la relation entre la texture du fromage, la
désintégration de la matrice et la digestion protéique a été analysée afin de comprendre le mécanisme de
dégradation des protéines.
Cinq fromages commerciaux de différentes textures ont été choisis et caractérisés par analyses
physicochimiques et texturales. Les fromages ont été broyés en particules ayant une distribution des tailles
représentant la désintégration subie à l’étape buccale chez l’humain. Les fromages ont été soumis à un
modèle de digestion in vitro afin d’étudier la digestibilité protéique selon trois aspects : la désintégration du
fromage, la libération des nutriments azotés et l’hydrolyse protéique.
La désintégration du fromage pendant la digestion gastrique était influencée non seulement par la texture,
mais aussi par la composition du fromage. A la fin de la digestion gastrique, la désintégration de la matrice
fromagère était plus faible pour les fromages élastiques (Mozzarella) par rapport aux fromages riches en gras,
affinés et/ou mous (Camembert, Cheddar vieilli). La digestion des protéines variait entre les fromages,
associée à la cinétique de la désintégration. Ces résultats suggèrent que la maîtrise des paramètres de
procédés, dirigeant les caractéristiques structurales et texturales des fromages permettra la modulation de la
digestion des protéines présentes dans le fromage.
79
Abstract
Recent results showed that solid food disintegration in stomach is affected by food texture which was
demonstrated to change during digestion. This phenomenon is likely to affect the kinetics of protein digestion
in gastro-intestinal tract and therefore postprandial protein metabolic responses. Cheese is very complex as,
depending on the variety, its protein, lipid and minerals contents, as well as its texture could be modulated. A
research linking cheese texture, cheese disintegration and protein digestion is essential to understand the
bioaccessibility of cheese's nutritional compounds. Five commercial cheeses, covering a range of textural
properties, have been selected and were characterized by physico-chemical and textural analysis. Cheeses
were milled into particles having a size distribution similar to the one obtained after human oral mastication
and were submitted to an in vitro digestion model. Cheese disintegration, protein release and protein
degradation kinetics were measured. Results showed that the kinetic of cheese disintegration was affected by
cheese texture but also cheese composition. At the end of gastric digestion, elastic cheeses (Mozzarella) were
less disintegrated when compared to ripened and soft cheeses with a high fat content (Camembert, aged
Cheddar cheese). The protein digestion in stomach was different among cheese varieties, related to their
different disintegration rates. The adjustment of cheese processing parameters, resulting in structural and
textural changes in cheese, can be used to modulate the gastrointestinal digestion of cheese proteins.
81
2.1
Introduction
Milk is an important source of protein and essential amino acids (AAs). Nevertheless, the dynamics of food
digestion may affect the kinetics of release and subsequent absorption of AAs in the gastrointestinal (GI) tract.
This could affect postprandial protein anabolic response and some physiological functions as satiety (Boirie &
Léger-Guist’hau 2011; Breen & Phillips 2011; Dangin et al. 2003; Lacroix et al. 2006). Casein and whey
proteins represent the two main proteins in milk. Human trials show that their digestion is different (Lacroix et
al. 2006). Casein presented a delayed gastric emptying as it coagulates in stomach while whey protein
showed a rapid gastric emptying as it remains soluble in stomach. The AAs appearance in blood plasma was
thus slower after casein ingestion than after the ingestion of the same quantity of whey proteins (Lacroix et al.
2006).
Processing treatments may affect the kinetic of milk protein digestion. The ultra-high temperature treatment
(140 °C, 15 s) of milk has accelerated the in vivo digestion of dairy proteins as shown by a higher transfer of
dietary nitrogen to serum AA, protein and body urea after the ingestion of ultra-high temperature treated milk
compared to pasteurised milk and microfiltered milk (Lacroix et al. 2008). This may be related to a change in
casein coagulation in the stomach. Some authors (Anema & Klostermeyer 1997; Guyomarc'h et al. 2003;
Lacroix et al. 2008) have shown that heat induced interaction of whey proteins on casein micelles modifies
casein clotting properties at acidic pH. This may facilitate protein hydrolysis in the stomach and accelerate
gastric emptying. Using a miniature pig model, yogurt slightly delayed the AAs absorption compared to milk
and this effect was explained by a delayed gastric emptying due to the yogurt high viscosity (Gaudichon et al.
1994). Also, rennet gelation of milk delayed markedly protein digestion. After 12 h digestion, only 24.7% of the
proteins in rennet gel were recovered in the plasma, while up to 90% were traced for ingested milk and acid
gel (yogurt model) (Feunteun et al. 2013). This result was explained by the very long half gastric emptying time
for ingested rennet gel (352 min) compared to milk (114 min) and acid gel (159 min) (Feunteun et al. 2013).
The authors hypothesized that the longer gastric retention for rennet gel was related to the formation of firm
aggregates upon acidification in stomach (Le Feunteun & Mariette 2008). The delayed protein digestion for
rennet gel may also be explained by the limited accessibility of digestive enzymes to proteins in a solid
substrate (Morris & Gunning 2008). The physico-chemical state of the dairy matrix may affect the behaviours
of ingested meals, which should affect the kinetic of protein digestion (Feunteun et al. 2013; Parada & Aguilera
2007; Turgeon & Rioux 2011).
Cheese is a traditional dairy product with a complex matrix constituted of a casein network, with open spaces
occupied by fat and serum (Everett & Auty 2008; Gunasekaran & Ak 2003b). Cheese texture is one of the
most important parameters that affect consumer preference. From hard to soft, each cheese type has an
83
expected dominant textural character, induced by different composition and manufacturing steps associated
with each cheese varieties (Foegeding et al. 2003; Gunasekaran & Ak 2003b). The manufacturing processes
affect cheese pH and cheese macronutrients organisation in the cheese matrix (Gunasekaran & Ak 2003a;
Gunasekaran & Ak 2003b). The pressing applied in the course of hard cheese manufacturing (Cheddar for
example) increases cheese hardness due to the decrease of water content leading to a more compact protein
network (Lacroix et al. 2006). The kneading and stretching processes during pasta-filata cheese fabrication
(Mozzarella for example) create a characteristic elastic, fibrous texture (Kindstedt et al. 2004). The proteolytic
breakdown of cheese protein matrix during ripening (Cheddar, smear cheese, Camembert for example)
decreases cheese firmness (Gunasekaran & Ak 2003b; McSweeney 2004). For mould-ripened cheese like
Camembert, the hydrolysis of lactate during ripening softens cheese because the increased cheese pH
favours caseins water holding capacity (McSweeney 2004; Spinnler & Gripon 2004). The bacterial surface
ripening process applied for smear cheeses leads to a high proteolytic breakdown of the protein matrix,
resulting in a decrease of the firmness but an increase of the cohesiveness of cheese (Brennan et al. 2004;
Gunasekaran & Ak 2003a).
Cheese structural and textural properties may modify cheese protein digestion as it may affect cheese
disintegration. According to its solid state, cheese particles should be broken down in the digestive tract,
defined as a disintegration step by Kong and Singh (Kong & Singh 2008a). This process increases the
enzymes accessibility to nutrients as the disintegration contributes to their nutrient release. Besides, solid food
disintegration results in a decrease of food particle size, which may influence the gastric emptying process.
Only liquids and small particles (<1-2 mm) can be emptied from stomach into duodenum (Dressman 1986).
The disintegration of solid food starts from chewing in the mouth (Kong & Singh 2008a). Mastication converts
ingested food pieces into a cohesive mixture consisting of small food particles, with varying particle size (0.82 3.04 μm) depending on food structure (Jalabert-Malbos et al. 2007). The mean particle size reported for
Emmental cheese after mastication was 2.4 mm (Jalabert-Malbos et al. 2007). The disintegration of solid food
in the stomach is complicated and is still unknown for cheese. Kong and Singh (2009) reported that solid
materials (carrot, beef, etc.) disintegration is realized by the physical forces generated by the contraction of the
stomach wall on food. The disintegration rate has been related to the internal cohesive forces of the food
matrix, which depend on food texture and structure (Kong & Singh 2009). When the foods with internal
cohesive forces stronger than the physical forces acting on food in stomach, food showed slow disintegration
acting mainly through erosion (wearing away of food surface by gastric fluid). The opposite case consisted in a
fast disintegration dominated by fragmentation, when a solid food was broken apart into several pieces. Food
disintegration rate may change during gastric digestion as the cohesive forces that hold the matrix together
evolve during digestion, due to various factors like water adsorption, acidic and enzymatic hydrolysis (Kong &
Singh 2009; Lentle & Janssen 2011a). The disintegration process in the stomach could affect the release of
84
proteins and their accessibility to pepsin. After gastric digestion, proteins are further hydrolyzed by pancreatic
enzymes (trypsin, chymotrypsin and exopeptidases etc.) in the small intestine. The digested products are
dissolved in duodenal juices and adsorbed through the intestinal wall (Ganapathy et al. 2001). The undigested
residues are excreted through the colon and it is estimated that almost 8% proteins, 5% fat, 1% carbohydrate
and most fibres are excreted in healthy people when a typical diet is consumed (Smil 2008). Cheese
disintegration during digestion and its effect on the dissolution of nutrients and protein digestion remain largely
unknown. A previous study showed that the structural and textural properties of mild Cheddar, aged Cheddar,
light Cheddar and Mozzarella have modulated the kinetics of cheese matrix degradation and fat release
(Lamothe et al. 2012). Recently, light Cheddar showed to be slowly degraded during digestion compared to
milk and yogurt and may therefore be used to protect sensitive molecules in the GI environment (Lamothe et
al. 2014). A research linking cheese texture, cheese disintegration and protein digestion within GI tract is
essential to understand the bioaccessibility of nutritional compounds in cheese. The aim of the present study
was to study the digestion profiles of commercial cheeses varying in texture in conditions mimicking GI
conditions, on cheese matrix degradation and nutrients release.
2.2
Material and methods
2.2.1 Cheeses and cheese characterization
Camembert, smear cheese, young Cheddar, aged Cheddar, and Mozzarella cheeses were chosen to
represent a variety of textural properties induced by different manufacturing factors. Cheeses were purchased
from a local grocery store (Métro, Quebec, QC, Canada) and analyzed 30 ± 7 days before the expiry date
except aged Cheddar cheese for which it was 6 ± 1 months before.
The cheese composition in terms of total solids (AOAC 1990), fat (ISO 2004), total nitrogen (ISO 2008), ash
(AOAC 2000) and proteolysis (Christensen et al. 1991) were analyzed and presented in Table 2-1. Total
nitrogen was converted to protein using a factor of 6.38. Water soluble nitrogen (WSN) is expressed as a
percentage of total nitrogen and is used as a ripening index since intact para-casein remains insoluble when
cheese is dispersed in water.
85
Table 2-1 Composition of commercial cheeses.
Camembert
Aged Cheddar
Smear cheese
Young Cheddar
Mozzarella
Moisture (%)
42.9 ± 0.8c
30.4 ± 1.5a
37.6 ± 4.7bc
36.1 ± 0.5b
44.6 ± 1.4d
Fat (%)
35.2 ± 0.4c
35.8 ± 0.4d
30.6 ± 1.5b
30.5 ± 0.3b
18.7 ± 0.6a
Protein (%)
19.3 ± 0.1a
24.6 ± 0.0b
23.6 ± 0.4b
24.2 ± 0.0b
28.0 ± 0.1c
Proteolysis
40.5 ± 3.5c
22.0 ± 0.1b
17.6 ± 0.2b
4.5 ± 0.4a
(WSN, %TN)
Lines with different letters represented significant differences among cheeses.
8.1 ± 0.3a
Cheese texture was evaluated by Texture Profile Analysis technique (TPA). The measurement was performed
using TA-XT2 Texture Analyzer (Texture Technologies Corp., Hamilton, MA, USA) at room temperature (25
°C). Cylindrical cheese samples (1 cm high, 1 cm diameter) were compressed twice to 50% of their original
height at a speed of 1 mm.s-1. Textural parameters were determined from the TPA curve using Texture
Exponent Software (Texture Technologies Corp., Hamilton, MA, USA). The definitions of these textural
parameters were given by the International Dairy Federation (1991). For each cheese sample, the analysis
was repeated 11 times and 9 of them were chosen to measure the mean value of each repetition.
2.2.2 In vitro digestion
2.2.2.1
Cheese particles preparation
Studied cheeses were firstly cut into pieces weighting 15 or 20 g and then milled in a coffee grinder for
different durations in order to produce cheese particles with a median size of 2.4 ± 0.5 mm (Table S2-1, Annex
1) (Jalabert-Malbos et al. 2007). The preparation was realized at 10 °C to limit cheese particles aggregation.
The determination of cheese particle size was based on the study of Jalabert-Malbos et al. (2007) with minor
adjustments according to the available instruments in our laboratory. Cheese particle size was determined
using sieve stacks with apertures of 4.00, 2.36, 2.00, 1.00, 0.50 and 0.30 mm (Canadian Standard Sieve
Series, WS Tyler, Saint-Catharines, ON, Canada). Cheese particles were sifted through the sieve stacks, by
shaking at a speed of 70 (arbitrary units found on the system) for 20 min (model 41314, Retsch Inc., Newtown,
PA, USA). Cheese particle size distribution was presented in Figure S2-1 (Annex 1) and the approximate
median cheese particle size was defined as the theoretical sieve through which 50% particle weight can pass.
For Camembert cheese, the measurement of sample size couldn’t be done due to its viscous character. A
grinding time of 20 s was selected (Table S2-1, Annex 1) to obtain a homogenous sample.
86
2.2.2.2
2.2.2.2.1
In vitro digestion model
Study 1: the digestion profile of cheeses at the end of oral, gastric and
duodenal digestion
In vitro digestion was based on the yoghourt model of Rinaldi et al. (2014) with several modifications (Figure 21). The gastric digestion time was prolonged to 2 h to consider cheese solid state (Lamothe et al. 2012). HCl
and NaHCO3 were added at the beginning of gastric and duodenal digestion, respectively, in order to reach
the targeted digestion pH for each cheese type (Table S2-2, Annex 1). The target gastric pH was between 2
and 3 and the duodenal pH was 6-7. The speed of orbital shaking movement during GI digestion was
increased to 200 rpm, with glass beads addition into the beaker to ensure adequate disintegration of the
cheese matrix. Composition of digestion fluids were described by Rinaldi et al. (2014). All the enzymes used
were purchased from Sigma-Aldrich (Oakville, ON, Canada): α-Amylase (A3176), pepsin (P7000), lipase
(L3126), bile (B8631) and pancreatin (P7545). The activities of the enzymes used (unit/g sample) were
described by Rioux and Turgeon (2012).
87
Figure 2-1 Schematic representation of the in vitro digestion model used in this study.
9.00 ± 0.05 g cheese samples with 2.00 ± 0.05 g glass beads were added into a beaker (8.5 cm high, 5.5 cm
diameter) in a water bath to maintain digestion temperature at 37 ± 1 °C. Oral digestion started by adding 6
mL simulated saliva in cheese samples, mixing 2 min at 75 rpm using a caframo overhead stirrer (Caframo,
Georgian Bluffs, ON, Canada) equipped with a dual blade paddle (1 cm high, 3.8 cm diameter). Gastric
digestion started by adding 6 mL gastric juice, and mixing realized by orbital movement. Another 6 mL gastric
juice was added after 1 h gastric digestion to simulate the dynamic gastric juice secretion in vivo. At the end of
gastric digestion, 18 mL duodenal juice was added, and mixing was performed for 3 h by orbital movement.
Three digestions were performed to obtain digested samples at the end of the oral, gastric and duodenal
digestion, respectively (Study 1, Figure 2-1). In order to analyze the protein digestion kinetic during duodenal
88
digestion (SDS-page analysis), the following duodenal digestion time points: 5, 15, 30, 120 min were realized.
All digestion samples were first neutralized (7.00 ± 0.05) with NaOH/HCl. Then, the gastric and duodenal
samples were centrifuged (9800 g, 20 min, 4 °C). After the centrifugation of each sample, three layers were
observed: fat, supernatant and pellet. The fat and pellet layers were weighed. Supernatants were aliquoted
and kept on ice 10 min before freezing (-80 °C) for later analysis. A specific treatment was applied to each
sample to stop enzymatic activity. The oral digestion samples were heated (92 °C, 10 min) before
centrifugation, as the activity of amylase is not inhibited at pH 7. The enzymes found in the gastric sample
were inactivated during the pH adjustment to 7. For the duodenal samples, a trypsin-chymotrypsin inhibitor
(Sigma-Aldrich, Oakville, ON, Canada) solution was added in the supernatant (24 μg/mL supernatant) before
freezing to inhibit pancreatin activity.
Control digestions were performed under the same conditions but without enzymes (amylase, pepsin, lipase,
bile and pancreatin), to differentiate the role of enzymatic reactions and other factors of GI environment (water
penetration, acidic hydrolysis etc.) on cheese digestion.
2.2.2.2.2
Study 2: the kinetics of Camembert and Mozzarella cheese digestion
This study was only designed for Camembert and Mozzarella using the same digestion model to explore their
behaviours during cheese gastric digestion. Gastric digestion time points 15, 30, 60 and 120 min were studied.
Moreover, the following digestion time points, oral (2 min) and duodenal (5 and 180 min), were also studied to
obtain additional digestion information before and after gastric digestion (Figure 2-1).
2.2.3 Sample analysis
2.2.3.1
Cheese disintegration
The disintegration, representing the dispersion of cheese into the water phase during digestion, was calculated
as:
y (%) =
W0 − W𝑃
× 100
W0
Where W0 is the weight of initial cheese added at the beginning of the digestion, g
and Wp is the pellet layer weight after digestion time t.
In order to determine the influence of sample moisture on the disintegration result in the study 2, the pellet
layer was dried before being weighed. W0 was thus the initial dry weight of cheese for study 2.
89
2.2.3.2
Fat release
The fat release was calculated as:
𝑦 (%) =
Wf
× 100
W0 × f0
Where W0 is the initial cheese weight before digestion (g), f0 is the fat content in initial cheese (g/g) and Wf is
the fat layer weight (g) after time t.
2.2.3.3
Protein release
The concentration of protein in supernatant was determined using a bicinchoninic acid protein assay (BCA)
following the supplier recommendation (http://www.piercenet.com/instructions/2160412.pdf).
The protein release was calculated as:
𝑦 (%) =
Cs × (Ws /𝜌)
× 100
W0 × P0
Where Cs is the concentration of protein in supernatant after time t, g.L-1
Ws is the supernatant weight after time t, g
W0 is the initial cheese weight before digestion, g
P0 is the protein content in initial cheese, g/g
ρ is the density of supernatant. It is considered as 1 g.L-1
2.2.3.4
Sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE)
The profile of protein released in the supernatant was visualised by SDS-PAGE on a 4% acrylamide stacking
gel and a 12.5% acrylamide separating gel as described previously (Rioux & Turgeon 2012).
2.2.4 Statistical analysis
Experiments were repeated twice under a completely randomized design for study 1 and 2. The significance of
difference among cheeses was tested using LSD test by ANOVA (SAS version 9.3, SAS Institute, Cary, NC,
USA) and a significant level of 0.05 was used. The relationships between cheese textural parameters and
cheese disintegration were evaluated using Kendall’s tau-b correlation analysis at 0.05 significance level. The
correlations between cheese initial fat content and cheese disintegration were also determined using the same
method.
90
The effect of enzymatic reactions on cheese digestion (disintegration, fat release and protein release) for each
digestion step was represented by the differences of cheese digestion values in simulated GI environments
with and without enzymes. The enzymatic reactions induced cheese digestion was significantly different
among cheeses with P value < 0.05, using LSD test by ANOVA.
2.3
Results and discussion
2.3.1 Study 1: the digestion profile of cheeses at the end of oral, gastric and
duodenal digestion
2.3.1.1
Cheese disintegration
In this study, controlled mixing conditions were used to study cheese particle disintegration. When a food
particle is added in digestive juices, a process involving water absorption and enzymatic hydrolysis begins
allowing the food particles to solubilize and nutrients to be digested by enzymes. Cheese disintegration profiles
in simulated GI environment with/without enzymes were compared to differentiate the effect of dissolution and
enzyme actions on cheese disintegration. Sometimes, negative values were observed for the disintegration
which was attributed to the difference in the moisture contents between initial cheeses and the pellet. The
latter being more hydrated resulting in a negative value.
At the end of oral digestion without enzymes, the disintegration values were significantly higher for aged
Cheddar (17%) and Camembert cheeses (34%) compared to the other cheese matrices where limited
disintegration was observed (negative values) (Figure S2-2, Annex 1). This may be explained by the lower
capacity of Camembert and Cheddar cheese to retain water after the centrifugation step compared to the other
cheese matrices, since their matrices should be easier to be deformed and/or compressed during the
centrifugation step attributed to their lower springiness (Table 2-2). After 2 h of gastric digestion without
enzymes, the disintegration was statistically similar for all cheeses (Figure 2-2 a). Acidic conditions contributed
to poorly disrupt the cheese matrix as shown by disintegration values lower than 31%. The dilution and pH
change associated with the duodenal step did not affect the matrix disintegration (Figure 2-2 a). However,
Camembert cheese was more disintegrated than the other cheeses (Camembert 35%, other cheeses 0-7%). It
may be related to its textural properties as hardness, springiness, gumminess and chewiness showing the
lowest values among cheeses (Table 2-2). However, the disintegration at the end of duodenal digestion
without enzymes was not statistically correlated to cheese textural parameters (Table 2-4). All cheeses were
slowly disintegrated no matter the cheese textural profile ranging from soft to hard cheeses (Table 2-2).
91
Figure 2-2 The disintegration (a), fat release (b) and protein release (c) of cheeses varying in
texture after in vitro digestion with (black bars)/without enzymes (grey bars).
Figures on the left and on the right represented respectively the digestion profiles at
the end of gastric digestion (120 min) and at the end of duodenal digestion (180
min).
Different letters within the bars of the same colors were significantly different.
92
Table 2-2 Texture profile analysis (TPA) of commercial cheeses.
Camembert
Aged Cheddar
Smear cheese
Young Cheddar
Mozzarella
Hardness (N)
2.32 ± 0.37a
8.82 ± 0.02c
3.52 ± 0.83ab
13.30 ± 0.36d
4.60 ± 0.64b
Springiness
0.44 ± 0.01a
0.45 ± 0.02a
0.73 ± 0.01b
0.85 ± 0.02c
0.76 ± 0.03b
Cohesiveness
0.40 ± 0.04b
0.28 ± 0.01a
0.66 ± 0.00c
0.64 ± 0.02c
0.69 ± 0.02c
Adhesiveness
(N.s)
-0.16 ± 0.07a
-0.35 ± 0.08a
-0.18 ± 0.01a
-0.20 ± 0.06a
-0.26 ± 0.02a
Resilience
0.13 ± 0.01b
0.07 ± 0.00a
0.24 ± 0.01c
0.29 ± 0.03d
0.26 ± 0.02cd
Gumminess
(N)
0.93 ± 0.24a
2.47 ± 0.05b
2.34 ± 0.57b
8.50 ± 0.01c
3.20 ± 0.54b
Chewiness (N)
0.42 ± 0.12a
1.10 ± 0.08ab
1.73 ± 0.46bc
7.19 ± 0.17d
2.44 ± 0.51c
When enzymes were added to the in vitro digestion model, the addition of amylase had no effect on cheese
disintegration. Similar values were obtained at the end of the oral digestion without and with enzymes (Figure
S2-1 a, Annex 1). Pepsin hydrolyzes proteins, which could degrade cheese casein matrix and may accelerate
cheese disintegration. The addition of pepsin has increased the disintegration of Camembert and aged
Cheddar cheese when compared to the digestion without enzymes (38.7 and 43.5%) (Table 2-3). Few
differences were observed for smear cheese, young Cheddar and Mozzarella. For example, the disintegration
of Mozzarella (-1.4%, Table 2-3) was similar with pepsin and this may be due to its compact protein matrix
limiting the accessibility of pepsin to cheese proteins. At the end of gastric digestion with pepsin, cheese
matrices exhibited different level of disintegration (Figure 2-2 a). Camembert and aged Cheddar Cheese
disintegration was significantly higher than for smear cheese, young Cheddar and Mozzarella cheeses (Figure
2-2 a). Cheese disintegration at the end of gastric digestion with pepsin was negatively correlated to cheese
springiness, cohesiveness and chewiness (Table 2-4). Springiness and cohesiveness were related to cheese
composition and structure (O'Callaghan & Guinee 2004). Cheese springiness was defined as the rate at which
the deformed matrix returns to its initial form. Cheese cohesiveness was the strength of internal bonds that
hold cheese matrix together (IDF 1991; O'Callaghan & Guinee 2004). These parameters are important since
they are related to cheese disintegration. When the cohesiveness and the springiness are elevated stronger
force needs to be directed on the cheese sample to disintegrate it. Therefore, young Cheddar, smear cheese
and Mozzarella were harder to disintegrate as their springiness and cohesiveness were significantly higher
than Camembert and aged Cheddar cheese. Cheese disintegration was lower when initial cheese chewiness
was higher. This was expected since cheese chewiness is calculated as hardness × cohesiveness ×
springiness (IDF 1991; O'Callaghan & Guinee 2004). Cheese hardness was not correlated to cheese
disintegration and aged Cheddar is a good example of this phenomenon. This cheese has an elevated
93
hardness but low springiness and cohesiveness that favor the friability of the matrix and its subsequent
disintegration. Cheese disintegration at the end of gastric digestion with enzyme was also positively correlated
to cheese initial fat content (Table 2-4). Cheese fat is entrapped in cheese casein matrix by some weak
interactions (fat membrane coating-casein) (Cano-Ruiz & Richter 1997; Everett & Auty 2008; Lopez 2005; Vliet
& Dentener-Kikkert 1982) and during digestion the fat may be easily dispersed into the acidic juice under
agitation without the disruption of casein matrix. The release of liquefied fat at physiological temperature can
directly contribute to the cheese disintegration. Cheese proteolysis level was also positively correlated to
cheese disintegration at the end of gastric digestion with enzymes. We suggest that it could be easier for the
water soluble nitrogen to be released into liquid phase compared to the intact caseins.
The duodenal proteolytic enzymes trypsin and chymotrypsin hydrolyze proteins and peptides and they could
further contribute to the degradation of the cheese matrix. The increase of cheese disintegration due to
enzyme addition was statistically similar among cheeses except for Camembert, ranging from 17-69% (Table
2-3). The addition of duodenal enzymes decreased the disintegration value of Camembert. The negative value
suggests an increase of insoluble matter (Table 2-3). This phenomenon may be explained by the aggregation
of peptides generated during GI digestion, which may form small and large complexes (Bøgh et al. 2012) that
we believe could precipitate and contribute to increase the weight of the fraction associated to the undigested
matrix. Also, some water absorption occurred during digestion which may increase water content of the pellet
(undisrupted casein matrix) resulting in a decrease of cheese disintegration value. Cheese disintegration at the
end of duodenal digestion with enzymes correlated positively to cheese hardness and gumminess (hardness ×
cohesiveness). These correlations may be strongly influenced by the negative disintegration value for
Camembert. Therefore, the dry pellet weight should be considered to accurately determine the disintegration
and this was performed in the study 2.
2.3.1.2
Nutrients release
Matrix disintegration during GI digestion induces reduction in the cheese particle size and nutrients can be
released and available for the enzymes. When no enzymes were present, cheese disintegration was
associated to fat and protein release. Significantly higher amounts of fat and proteins were released from the
matrix at the end of the oral digestion for Camembert cheese suggesting that mixing alone was enough to
partially disrupt the matrix and allow nutrients release (Figure S2-2, Annex 1). At the end of the gastric
digestion without enzyme, the fat release tended to be the highest for Camembert (137%) while the protein
release was significantly higher for Camembert (24%) compared to smear cheese, young Cheddar and
Mozzarella cheeses (6-10%). For aged Cheddar, the protein release (16%) is similar to all other cheeses. This
result could be explained by the disintegration rate and the proteolysis state in initial cheeses (Figure 2-2 a,
94
Table 2-1). The proteolysis of caseins during ripening converted insoluble caseins into soluble peptides, which
were easier to disperse into water phase. Summation of the weight of released fat and proteins gave higher
values than the weight of disintegrated cheese. The fat release may be overestimated in this study as fat
globules membrane proteins were observed in the fat layer. Besides, the released proteins and peptides
resulting from proteolysis may surround the released fat droplets to form a stable emulsion and therefore be
found in the fat layer after the centrifugation treatment. Furthermore, water in fat layer may also contribute to
the overestimation of the fat release. When duodenal juice was added without the enzymes, the highest fat
release values were observed for Camembert cheese as explained by its higher fat content and its soft texture
(Figure 2-2 b). The higher fat release level in Camembert may contribute to its high disintegration level. The
protein release was also higher for Camembert than for other cheeses at the end of duodenal digestion without
enzyme (Figure 2-2 c), explained by its high disintegration level (Figure 2-2 a) and high initial cheese
proteolysis state (Table 2-1). Although cheese disintegration was low when no enzymes were present,
elevated amounts of nutrients were released (5-25% of protein and 10-100% of fat).
Amylase addition to the in vitro digestion model did not further improve the amount of nutrients released
(Figure S2-2 b and c) while, the addition of pepsin increased the protein release for all Camembert and aged
cheddar cheeses when compared to the digestion without enzyme (Table 2-3). Proteolysis resulted in cheese
protein matrix degradation. The fat release level was not affected at this step (Table 2-3), indicating that the
cheese protein matrix degradation did not affect the fat release rate. The fat is entrapped within the cheese
matrix and weakly bound (Cano-Ruiz & Richter 1997; Everett & Auty 2008; Lopez 2005; Vliet & DentenerKikkert 1982). During digestion, cheeses mixed in acidic juice and higher temperature (37°C) may release fat
droplets without the dissociation of cheese casein matrix. This result allowed us to postulate that fat is
preferentially released compared to protein during digestion. The fat found in cheese ‘fills’ the cheese protein
matrix network and influences cheese textural properties (Gunasekaran & Ak 2003c). Fat release during
digestion should affect cheese textural change and subsequently cheese disintegration rate. During duodenal
digestion, the addition of pancreatin, lipase and bile has affected lipid and protein release since lipolysis and
proteolysis occurs at this step (Table 2-3).
The addition of enzymes has also modulated the level of nutrients release between each cheese. The release
of fat was the highest for Camembert followed by aged Cheddar cheeses compared with smear cheese, young
Cheddar and Mozzarella cheeses (Figure 2-2 b), explained by their higher disintegration level. The higher fat
release made cheese matrix more porous and improved the accessibility of pepsin toward cheese caseins.
The increase of protein release due to pepsin addition was similar among cheeses with different textural
properties, ranging from 9 - 17% (Table 2-3). When duodenal enzymes were added, the fat release was
decreased (Table 2-3), because the fat droplets (triglyceride) were hydrolyzed by lipase into
95
monoacylglycerols and free fatty acids. This decrease was higher for Camembert cheese (-107%) than for
other cheeses (-41% to -58%) (Table 2-3). The accessibility of lipase to lipid droplets was higher for
Camembert cheese than for other cheeses, as more fat could be dispersed into water phase according to the
fat release results at the end of duodenal digestion without enzymes. Moreover, Camembert cheese may
release more peptides during digestion, which are surface active substances. These peptides may decrease
the fat droplets size under agitation (Lamothe et al. 2012) and therefore facilitate the lipolysis. At the end of
duodenal digestion, the total protein release was similar among studied cheeses (Figure 2-2 c). Trypsin and
chymotrypsin hydrolyzed proteins and solubilized peptic fragments quickly. It is worthwhile to note that the
BCA assay used in the experiment may underestimate the true protein release since di-, tri-, and tetrapeptides and AAs were hardly detected except if they contained a cysteine, tyrosine and/or tryptophan residue
(Wiechelman et al. 1988).
The content in nutrients found in cheese affect the matrix degradation since the initial fat content positively
affects cheese disintegration. However during the duodenal digestion of Camembert cheese, the pellet weight
increased. High calcium concentration in cheese may reduce the bioavailability of specific fatty acids by
precipitation as calcium soap as observed for Cheddar cheese (Lamothe et al. 2012). Stabilized Camembert
cheese is known to have higher level of calcium and contained high level of lipids that may favor the formation
of calcium soap. The lipid bioaccessibility might thus be altered and additional work will be necessary to
determine the pellet composition.
Table 2-3 The differences of cheese digestion values in simulated gastro-intestinal environments
with and without enzymes.
Camembert
Aged Cheddar Smear cheese Young Cheddar
Mozzarella
∆ disintegration
Gastric
38.7b
43.5b
12.1ab
16.1ab
-1.4a
(%)
Duodenal
-97.2a
38.0b
17.0b
68.5b
25.5b
∆ fat release
Gastric
-8.7
6.0
-0.9
-0.6
-14.7
(%)
Duodenal
-107.3a
-48.5b
-57.8b
-40.6b
-48.2b
9.9
9.7
17.0
9.2
11.8
9.9abc
15.2bc
8.0ab
16.2c
3.5a
△ protein release Gastric
(%)
Duodenal
The differences of cheese digestion values in simulated gastro-intestinal environments with and
without enzymes aimed to represent the effect of enzymatic reactions on cheese digestion.
96
Table 2-4 Kendall Tau b correlation between cheese disintegration and cheese initial textural
parameters and cheese initial chemical compositional properties.
Disintegration G1
without enzymes
Disintegration G1
with enzymes
Disintegration D2
without enzymes
Hardness
-0.333
-0.156
-0.289
Springiness
-0.244
-0.511*
-0.378
Cohesiveness
-0.200
-0.644*
-0.156
Adhesiveness
0.333
-0.022
-0.067
Resilience
-0.067
-0.422
-0.200
Gumminess
-0.333
-0.422
-0.378
Chewiness
-0.289
-0.556*
-0.422
Fat content
0.644*
0.689*
0.422
Proteolysis
0.333
0.511*
0.378
1 G: at the end of gastric digestion.
2 D: at the end of duodenal digestion.
* Correlation significant at the 0.05 level.
The correlation analysis was carried out for all studied cheeses (n=10).
2.3.1.3
Disintegration D2
with enzymes
0.689*
0.422
-0.067
-0.156
0.244
0.511*
0.467
0.511*
-0.422
Protein degradation
At the end of oral digestion without enzymes, the released proteins consisted not only in intact caseins but also
in peptide fragments for extensively-ripened cheeses such as Camembert and aged Cheddar cheeses (Figure
2-3 a and b, lane ND). A comparatively higher ratio of intact proteins was observed for young Cheddar and
Mozzarella cheeses as no ripening process is usually applied (Figure 2-3 c and e, lane ND). At the end of
gastric and duodenal digestion without enzymes, the relative composition of released proteins was similar to
the end of oral digestion, indicating that little protein hydrolysis occurred when no enzymes were added.
The addition of amylase has not modified the protein profile except for Mozzarella cheese where lower amount
of caseins could be visualized on the gel. This may be attributed to the heat treatment, which aimed to inhibit
the activity of the amylase that may have precipitated the released proteins. At the end of gastric digestion with
pepsin (Figure 2-3, gel on the right), no bands corresponding to intact soluble caseins were visible for
Camembert and aged Cheddar cheeses. Results were in accordance with previous work showing that caseins
in Emmental water-soluble extract were rapidly hydrolyzed by pepsin at pH 2 (Parrot et al. 2003). The bands of
caseins were still weakly visible for young Cheddar and smear cheeses while they were still intense for
Mozzarella cheese, indicating that the caseins were not totally hydrolyzed at the end of gastric digestion. This
result may be explained by their slow disintegration which gradually releases cheese proteins. Trypsin and
chymotrypsin have quickly degraded the released proteins and peptides into AAs during duodenal digestion.
All bands corresponding to caseins and peptides were not visualised for all cheeses during duodenal
97
digestion. The faint residual bands corresponded to the enzymes added in our model of in vitro digestion
(Rioux & Turgeon 2012).
All cheeses were slowly disintegrated during GI digestion without enzymes. The addition of gastric enzyme
(pepsin) increased cheese disintegration rate during gastric digestion. At the end of gastric digestion with
pepsin, the disintegration level of Camembert and aged Cheddar cheeses was higher compared to the other
cheeses, in relation to their softer texture (lower springiness, cohesiveness and chewiness) and their higher fat
content. During duodenal digestion the presence of enzymes increased cheese disintegration rate except for
Camembert. The addition of duodenal enzymes decreased Camembert disintegration value, which may be
because that the peptides (produced by hydrolyzing released proteins by proteolytic enzymes) could be
aggregated to complexes under agitation (Bøgh et al. 2012). In addition the fatty acids which were generated
by duodenal lipase action may contribute to insoluble calcium-fatty acid soap formation. The disintegration
speed affected protein digestion profile. The slow disintegration of Mozzarella cheese may lead to a slow
gradual protein release during gastric digestion. Therefore the bands of released caseins were still intense at
the end of gastric digestion of Mozzarella. For rapidly disintegrated cheeses (Camembert and aged Cheddar
cheeses) all released caseins were hydrolyzed at the end of gastric digestion. During duodenal digestion the
proteins were quickly degraded for all studied cheeses, explained by the efficiency of duodenal proteolytic
enzymes (trypsin and chymotrypsin). Our results showed that cheese disintegration varied among cheeses
during gastric digestion, which affected the protein digestion profile during this step. Gastric digestion profile is
important for the subsequent digestion steps since it controls the speed at which the partially digested
nutrients appear in the intestinal tract (Feunteun et al. 2013; Gaudichon et al. 1994; Lacroix et al. 2006).
Therefore, an additional study was proceeded to explore cheese digestion profile during gastric digestion.
98
99
Figure 2-3 The protein degradation during in vitro gastro-intestinal digestion for Camembert (a),
aged Cheddar (b), young Cheddar (c), Smear cheese (d) and Mozzarella (e)
cheeses.
The protein degradation profiles during the digestion without (left) and with (right)
enzymes were presented. Lane ND corresponded to the composition of the proteins
in initial undigested cheese. Lane O2 showed the relative composition of released
proteins at the end of oral digestion. Lane G120 showed the relative composition of
released proteins at the end of gastric digestion. Lanes D5, D15, D30, D120 and
D180 showed the relative composition of released proteins after 5, 15, 30, 120, 180
min duodenal digestion. Lane STD corresponded to protein standards. β-lac: βlactoglobulin; α-lac: α-lactalbumin
2.3.2 Study 2: the kinetics of Camembert and Mozzarella cheese digestion
In order to get a clearer picture of cheese disintegration and protein digestion rates during gastric digestion,
Camembert and Mozzarella, which presented two opposite disintegration and nutrient release rates at the end
of gastric digestion, were further studied in this part using several time points during the course of digestion.
The digestion without enzymes was omitted for this study because the cheese disintegration was negligible
until the end of duodenal digestion without enzymes (Figure 2-2 a).
In this study, the disintegration values were presented on dry matter basis, which aimed to eliminate the effect
of water content (in pellet and in initial cheese) on disintegration value. The disintegration of Mozzarella was
slow and gradual during gastric digestion, while Camembert was disintegrated quickly and reached 78% after
2 min oral digestion. At the end of gastric step, Mozzarella and Camembert reached disintegration values of 27
and 83% respectively (Figure 2-4 a). The protein release kinetics during gastric digestion was in accordance
with their disintegration kinetics (Figure 2-4 b). For Camembert cheese, proteins were mostly released within
the first 15 min, and were slowly released during the rest of gastric digestion. Unlike Camembert, proteins in
Mozzarella were released continuously during the whole gastric digestion process corresponding to the slow
disintegration process.
100
The fast protein for Camembert release provided sufficient time to complete the hydrolysis of the soluble
proteins at G120. SDS-page showed that caseins hydrolysis was fast and continuous during the gastric
digestion for Camembert (Figure 2-4 c). At the end of gastric digestion, no bands corresponding to caseins
were visible. Few changes in caseins bands intensity were observed during gastric digestion for Mozzarella
(Figure 2-4 c). The slow and continuous release of cheese proteins from the casein matrix led to a continued
cheese protein hydrolysis during the whole gastric digestion. During duodenal digestion, proteins were
hydrolyzed once they were released. This is attributable to the efficacy of duodenal proteolytic enzymes.
Again, the faint residual bands corresponded to the enzymes added in our model of in vitro digestion (Rioux &
Turgeon 2012). As observed in study 1, the disintegration value of Camembert was reduced at the end of the
duodenal digestion caused by an increase of the pellet weight. Since the data are presented on a dry basis,
the increase pellet weight is not induced by water uptake. Our hypothesis that calcium soaps are insolubilized
during duodenal digestion must be examined since it may reduce fatty acids absorption in vivo (Lorenzen &
Astrup 2011). Further research is needed to confirm this hypothesis.
101
Figure 2-4 The disintegration (a), protein release (b) and protein degradation (c) profiles for
Camembert and Mozzarella cheese during in vitro gastro-intestinal digestion.
Lane O2 showed the relative composition of released proteins at the end of oral
digestion. Lanes G15, G30, G60, G120 showed the related composition of released
proteins after 15, 30, 60, and 120 min gastric digestion. Lanes D5, D180 showed the
related composition of released proteins after 5, 180 min duodenal digestion. Lane
STD corresponded to the standard proteins. β-lac: β-lactoglobulin; α-lac: αlactalbumin.
Significant differences were presented by different letters at each time point.
2.3.3 Role of cheese texture on the disintegration rate
Cheese textural characters are expected to play an important role in cheese disintegration rate. Kong and
Singh (2009) has tested this hypothesis for a variety of common food (peanut, beef jerky, almond, fried dough,
ham, carrot, etc.) using an in vitro digestion model. The food products exhibited different disintegration rates
and profiles depending on their initial texture and their textural change during digestion. Several factors were
shown to impact food disintegration. For example, ham steak with initial low hardness was disintegrated very
quickly while almonds with initial high hardness were disintegrated slowly (Kong & Singh 2009). The change of
food texture during digestion has influenced the food disintegration rate. During a static soaking process, the
102
water absorption phenomenon (the humidity of almond was increased from 3.3 to 30.7%) contributed to a
significant decrease of almond hardness resulting in an increase of the disintegration rate. These authors also
demonstrated that acidity and temperature have a significant effect on food disintegration rate related to their
texture softening. Results showed that the half time of carrot disintegration was decreased from 3.3 to 1.5 h
when the digestion pH was modified (from 5.5 to 1.8). The half time of disintegration and the hardness of
carrots were correlated under the mentioned digestion conditions, suggesting that changing the food texture
influenced food disintegration. The addition of pepsin (1%) increased the disintegration rate of beef jerky by
21%. However, in the case of carrots the pepsin addition did not improve the disintegration rate, indicating the
pepsin hydrolysis had limited effect on carrot disintegration since carrots contain only few proteins (< 1% while
~50% protein for beef jerky). The model of Kong and Singh (2009) was also used by Bornhorst and Singh
(2013) to describe the disintegration of different types of bread samples. They demonstrated that different
types of bread exhibited different disintegration, related to their water absorption capacity (Bornhorst & Singh
2013). The acid had limited effect on disintegration while the amylase hydrolysis softened breads and have
accelerated the disintegration. Therefore, the food disintegration mechanism may change during gastric due to
various factors like water adsorption, acidic and enzymatic hydrolysis (Kong & Singh 2009; Lentle & Janssen
2011b).
Our results showed that commercial cheeses varying in texture presented different disintegration profiles
during gastric digestion. When no enzymes were added in the digestion model, the disintegration was mainly
governed by the stirring in presence of glass beads and by the acidic juice. The acidic pH and water poorly
contributed to disrupt the cheese matrix (less than 31% of disintegration) and the disintegration was
statistically similar for all cheeses. However, the disintegration mechanism may be different among cheeses
but could not be confirmed when no enzymes were present in the digestion model.
When pepsin was added to the digestion model, cheese disintegration level at the end of gastric digestion was
negatively correlated to cheese springiness, cohesiveness and chewiness. Cheese disintegration may be
dominated by different mechanisms depending on their texture (Figure 2-5). Camembert cheese presented the
lowest springiness and chewiness among cheeses (Table 2-2). Its cohesiveness was higher than aged
Cheddar cheese but lower than young Cheddar, smear cheese and Mozzarella cheeses (Table 2-2). The
disintegration of Camembert was faster from the beginning of the digestion. The disintegration of Mozzarella
cheese was slow and continuous during gastric digestion due to its compact and elastic matrix (Table 2-2).
The disintegration kinetic during gastric digestion was not followed for aged Cheddar, smear cheese and
young Cheddar cheeses. The disintegration results at the end of gastric digestion showed that these cheeses
were barely disintegrated while no pepsin was present. The addition of pepsin increased the disintegration
level and this increase tended to be different among these cheeses (12-44%, Table 2-3). We suggested that
103
pepsin hydrolysis was involved in the cheese texture modification during digestion and decreased the forces
that hold cheese matrix together..
Our results allow us to postulate that the fat content and proteolysis state in cheese may affect cheese
disintegration rate. At the end of gastric digestion with/without enzymes the disintegration was positively
correlated to cheese fat content. The cheese fat could be released into the water phase without the
dissociation of casein matrix, when cheese is mixed with gastric juice at acidic pH. This phenomenon has
contributed to cheese disintegration. Besides, the fat content in cheese influences cheese textural properties
(Gunasekaran & Ak 2003b; Lucey et al. 2003), which was demonstrated in this study to affect cheese
disintegration rate during gastric digestion. In addition, the release of the liquefied fat could lead to a more
‘porous’ protein matrix, which should favor the accessibility of enzymes to proteins and the degradation of
protein matrix. The aforementioned reasons explained why cheese disintegration was affected by cheese fat
content. Cheese proteolysis state may also influence cheese disintegration because water soluble nitrogen
was easy to disperse in water phase. Besides a higher proteolysis state led to a softer cheese matrix
(Gunasekaran & Ak 2003b) which should be disintegrated more quickly. Our results confirmed this hypothesis.
Camembert and aged Cheddar cheeses, presenting the higher proteolysis state than other cheeses, were
rapidly disintegrated (Table 2-1). Mozzarella cheese, presenting the lowest proteolysis state, was resistant to
gastric environment (Table 2-1). Both cheese texture and cheese composition affect cheese disintegration.
2.4
Conclusions
Commercial cheeses varying in texture exhibited different cheese disintegration and protein digestion patterns
during gastric digestion. Both cheese texture and cheese composition affect cheese digestibility. Cheese
disintegration at the end of gastric digestion was higher when initial cheese springiness, cohesiveness and
chewiness were lower. Soft cheese like Camembert needed less force to break apart cheese matrix. The
disintegration of Camembert was fast from the beginning of digestion while aged Cheddar, young Cheddar and
smear cheeses were disintegrated during gastric digestion without pepsin. Pepsin hydrolysis contributed to the
decrease of the cohesive forces that hold matrix together, resulting in an increase of cheese disintegration.
Mozzarella, with a higher springiness, cohesiveness and chewiness, was disintegrated slowly and
continuously during gastric digestion. Erosion may be the main disintegration mechanism. Fat and water
soluble nitrogen in cheese matrix could release into water phase during digestion, without changes in the
degradation values of cheese matrix. This contributed directly to cheese disintegration. Besides, fat and
proteolysis state affect cheese textural character, which was demonstrated to affect cheese disintegration. In
addition, during digestion fat and nitrogen release may help degrade cheese matrix and accelerate cheese
104
disintegration. The disintegration rate of cheeses during gastric digestion had a positive effect on the rates of
protein release and degradation. During duodenal digestion, the addition of duodenal juice along with
enzymatic reactions played an important role on the disintegration and protein digestion, limited the effect of
cheese texture on the digestibility of cheeses. The adjustment of cheese processing parameters, resulting in
structural and textural changes of cheese, can be used to modulate the digestion of cheese proteins.
2.5
Acknowledgements
The authors would like to thanks the ‘Canadian Agri Science Clusters Initiative’ (Dairy Farmers of Canada,
Agriculture and Agri-Food and the Canadian Dairy Commission) for financial support. The authors also wish to
thank Diane Gagnon and Diana Buchner Sanchez Olivera for technical support.
105
Chapitre 3. Effect of fat reduction on the
digestibility of Cheddar and Mozzarella cheeses
fonctionnels (INAF)
Sera soumis au journal Food Research International
Le chapitre précédent a montré que la désintégration et la digestion des protéines variaient entre les différents
types de fromages et que ces différences étaient associées à leurs caractères texturaux et à leur teneur en
lipides. La texture des fromages étudiés était associée aux différents traitements technologiques appliqués
durant leur fabrication. Dans le présent chapitre, les travaux réalisés correspondent aux objectives 2 et 3 de la
thèse visant à 1) déterminer l’effet de la texture, induite par la réduction de la teneur en lipides du fromage, sur
la désintégration et la digestion des protéines (libération et dégradation) des fromages commerciaux en
utilisant les fromages Cheddar et Mozzarella comme modèles; 2) comparer la digestibilité (désintégration,
libération et dégradation des protéines) des fromages Cheddar avec celle des fromages Mozzarella, afin de
comprendre l’effet des traitements technologiques sur la digestibilité des fromages.
107
Résumé
Les fromages légers sont très demandés par les consommateurs soucieux de leur apport en matières
grasses. Les textures différentes de ces fromages pourraient affecter la cinétique de la désintégration (bris des
particules fromagères au cours de la digestion), qui peut influencer la solubilisation et la dégradation des
protéines. Cette étude vise à comparer la digestibilité des protéines des fromages réguliers et légers, et
d’explorer l’effet de la texture fromagère.
Les fromages Cheddar, Cheddar léger, Mozzarella et Mozzarella léger ont été coupés en particules ayant une
taille médiane similaire à celle normalement obtenue après une digestion buccale chez l’humain. Les
particules fromagères ont été digérés in vitro sous une force fixe et continue, en utilisant un rhéomètre équipé
d’une géométrie de type ancre. La désintégration du fromage et la libération des protéines ont été analysées
en fin de digestion gastrique et duodénale. La composition des protéines solubilisées et des protéines
insolubles ont été suivie au cours de la digestion par SDS-page.
La désintégration du fromage Cheddar était plus rapide comparativement aux autres fromages étudiés. Ce
phénomène était lié à sa teneur en lipides plus haute qui entrainait une libération des lipides plus rapide. La
désintégration à la fin de digestion gastrique et duodénale était aussi corrélée négativement à la texture du
fromage (fermeté, cohésion, résilience, capacité gommante, et masticabilité). La désintégration des fromages
Mozzarella et Mozzarella léger était similaire en raison de la faible différence du contenu en lipides entre les
deux fromages (6%) qui ont peu d’effet sur la texture du fromage. Une rapide désintégration était associée à
une rapide libération des protéines. Les résultats de SDS-page ont montré que toutes les protéines dans le
fromage Cheddar étaient solubilisées et hydrolysées en fin de digestion duodénale, cependant il restait les
peptides insolubles pour les autres fromages. Les résultats suggèrent que les teneurs en lipides des fromages
affectant leur microstructure et leur texture, pourraient réguler le relargage et la dégradation des protéines et
conséquemment affecter les réponses physiologiques associées.
109
Abstract
Reduced fat cheeses are in great demand as increased consumer awareness of dietary fat intake. They also
present a more compact cheese matrix than regular cheeses with less open spaces occupied by fat globules.
This structure is associated with hard texture. Our previous study reported that cheese composition and
texture affected cheese disintegration rates and the protein digestion in stomach. This study aimed to compare
the digestibility of proteins in reduced fat cheeses to regular cheeses, and to explore its relationship with
cheese texture.
Cheddar, light Cheddar, Mozzarella and light Mozzarella were characterized. The cheese samples were cut
into particles with a median size similar to that at the end of oral digestion in vivo. The cheese particles were
digested in vitro under a continuous fixed force, using a rheometer equipped with an anchor. Cheese
disintegration and protein release were studied at the end of gastric and duodenal digestion. The composition
of the solubilized proteins and the insoluble protein was followed during digestion using SDS-page to explore
the protein degradation profile.
Cheddar cheese disintegration was the highest among cheeses. This phenomenon was related to its initial
higher fat content which resulted in a faster fat release during digestion. The disintegration at the end of gastric
and duodenal digestion was also correlated to cheese textural parameters (hardness, cohesiveness,
resilience, gumminess and chewiness). Mozzarella and light Mozzarella presented similar disintegration
profiles because of the small fat reduction applied (6%) which had limited effect on cheese texture. The faster
disintegration led to a faster solubilisation of proteins in Cheddar cheese than in the other cheeses. The results
of SDS-page showed that all proteins in Cheddar were hydrolyzed after duodenal digestion, while there were
peptides that remained insoluble for other cheeses. Cheeses with different fat contents exhibited different
protein digestibility, which was related to their fat content and textural characters. The modification of fat
content in cheese, affecting cheese texture and microstructure, regulated cheese disintegration and protein
digestion. This may further affect protein anabolic response and their physiological functions.
111
3.1
Introduction
Recently, the food structure and its change during digestion were reported to play an important role on the
kinetic of protein digestion. The protein digestion profile influences amino acids (AAs) release and their
subsequent adsorption in plasma. This could affect the postprandial utilisations of proteins for example protein
anabolic response and protein satiating effect (Boirie & Léger-Guist’hau 2011; Breen & Phillips 2011; Dangin
et al. 2003; Lacroix et al. 2006). Caseins, for example, coagulate in the acidic environment in stomach, while
whey proteins remain soluble. The protein digestion and the subsequent AAs absorption are slower for
ingested caseins than that of whey proteins. The postprandial protein anabolism was more important for
caseins than whey proteins, because the release of AAs from ingested whey proteins was too fast to sustain
the anabolic requirement during the postprandial period (Lacroix et al. 2006). Feunteun et al. (2013)
investigated the effect of the dairy matrix structure on the kinetics of milk protein digestion using mini-pig
model. Only 25% of the AAs were recovered in plasma after 12 h ingestion of rennet gel (cheese type), while ~
90% of the AAs recovered for milk and acid gel (yogurt type). The authors hypothesized that rennet gel may
exert the formation of firm aggregates in stomach’s acidic environment which subsequently delayed gastric
emptying and protein digestion. Besides, the compact matrix of rennet gel may limit the accessibility of
enzymes to proteins, which should slow protein hydrolysis (Morris & Gunning 2008). Our previous study
showed that the kinetic of protein digestion in stomach was different among cheeses varying in texture, using
in vitro digestion model (Chapter 2). For mould-ripened cheese Camembert, caseins were hydrolyzed into
peptides gradually during gastric digestion. In contrast, the hard elastic cheese Mozzarella was resistant to
gastric digestion. Caseins remained intact even after 2 hours of gastric digestion. The different kinetic of
protein digestion was related to their different disintegration rates, defined as the breakdown of cheese
particles during digestion. Cheeses which were disintegrated rapidly presented a fast release of proteins. The
protein release process may increase the accessibility of proteolytic enzymes to proteins.
Our previous study also revealed that cheese disintegration rate during gastric digestion was affected by
cheese textural and compositional properties. The disintegration at the end of gastric digestion was correlated
negatively to cheese springiness, cohesiveness and chewiness. Cheese springiness represents the rate at
which the deformed cheese returns to its original position after the removal of the compression force. Cheese
cohesiveness represents the force that holds cheese matrix together. Cheese chewiness is a secondary
textural parameter which was calculated as hardness × springiness × cohesiveness (Gunasekaran & Ak
2003b). This observation further confirmed the disintegration model proposed by Kong and Singh (2009). They
compared the disintegration profiles of a variety of solid foods (ex. peanut, carrot), and proposed that the
disintegration of solid food in stomach was determined by the forces that hold food matrix together and the
113
forces applied on food in stomach. The forces that hold food matrix together were related to food
microstructure and texture. When the forces that hold food matrix together were lower than the forces applied
on food in stomach, food disintegration may be fast and dominated by fragmentation. Food was broken apart
into relatively large-size pieces. While the forces that hold food matrix together were higher than the forces
applied on food in stomach, solid food was disintegrated slowly by shearing away of food surface (erosion).
Our previous study also explored cheese disintegration at the end of gastric digestion and the results were
correlated positively to the initial cheese fat content, since an appreciable quantity of fat was solubilized in the
water phase during stirring in acidic juice without a change in the degradation value of the cheese matrix.
Besides, fat solubilization helped the degradation of cheese matrix, which could increase the accessibility of
the enzymes to proteins. In addition, the proteolysis during cheese ripening converts water insoluble casein
into the water soluble nitrogen, which could improve protein release. Therefore, both cheese textural and
compositional characters affected cheese disintegration.
Reduced fat cheeses are in great demand as increased consumer awareness of dietary fat intake. The
excessive fat intake is reported to relate to the risk of obesity, coronary heart disease and elevated blood
pressure (Guinee & McSweeney 2006). Reduced fat cheeses present different texture properties compared to
regular cheeses, because fat reduction in cheese increases the content in caseins which constitute cheese
matrix. Compared to full-fat Cheddar cheese, reduced fat Cheddar cheese presents a more compact protein
matrix with less space occupied by fat globules (Bryant et al. 1995; Gunasekaran & Ak 2003b). This structure
is related to a hard cheese texture and may affect its disintegration rate. Cheddar cheese springiness
increases when the fat content decreases, since the cheese microstructure shows more casein with less
space occupied by fat globules per unit volume improving its capacity to resist to deformation. Therefore,
Cheddar cheese with lower fat content is more cohesive because reduced fat Cheddar cheese is more difficult
to be deformed (springiness) and to be ruptured (hardness) (Bryant et al. 1995; Gunasekaran & Ak 2003b).
Cheddar cheese adhesiveness increases with the decrease of the fat content. This may be due to an alteration
of the casein matrix leading to a more compact structure that reduces the adhesiveness (Bryant et al. 1995).
Mozzarella cheese presents a special stretchy and laminar texture because of the stretching process
(Gunasekaran & Ak 2003b). Fat reduction in Mozzarella cheese increases its protein content resulting in a
denser protein network and higher hardness, cohesiveness and springiness (Rudan et al. 1999). These
textural and structural changes in cheese with decreasing fat content should affect cheese disintegration and
protein digestion during gastro-intestinal (GI) digestion.
This study aimed to compare the digestibility of proteins in similar cheeses with different fat contents, and to
explore the relationship with cheese texture. Cheddar and Mozzarella were chosen as cheese examples
because they are the most popular cheeses in Canada. These cheeses were digested under a controlled
114
agitation condition, using a novel in vitro model of human digestion developed by our team: the digestion was
conducted in a rheometer equipped with a customized geometry. The rotation of the geometry created a fluid
flow providing a continuous force to disintegrate cheese particles.
3.2
Materials and methods
3.2.1 Cheeses studied
Two commercial Cheddar cheeses with different fat content were purchased from a local grocery store (Metro,
Quebec, QC, Canada). One cheese with target fat content of 34% was identified as Cheddar cheese and the
other with target fat content of 22% identified as light Cheddar cheese. Two Mozzarella cheeses with 20% and
14% target fat content were purchased from the same store. All cheeses were analyzed 60 ± 15 days before
the expiry date. The fat contents in these cheeses were confirmed in duplicate (ISO 2004). Other
compositional parameters in terms of moisture (AOAC 1990), protein (ISO 2008) and ash (AOAC 2000)
contents in cheese were also analyzed in duplicate. The protein content was converted by total nitrogen
content with a factor 6.38. The proteolysis state in cheeses was analyzed base on the method of Christensen
et al. (1991). The fraction of the water soluble proteins in cheese was chosen to represent the degree of the
ripening of the cheeses. The water soluble fraction contains the proteins excluding the intact caseins and the
large peptides.
3.2.2 Cheese texture
Cheese texture was evaluated by Texture Profile Analysis (TPA) at room temperature (25 °C) (IDF 1991). The
test conditions were as follows: Cylinder samples (1 cm diameter, 1 cm height); compression, 50%; test speed,
1 mm.s-1). Each cheese sample was measured 11 times. The 2 distant values were discarded before statistical
analysis.
3.2.3 Cheese microstructure
The central part of the cheese was cut into blocks of approximately 5 x 2 x 2 mm. These blocks were fixed for
1-2 h in a 2.5% glutaradehyde solution (pH 7.3, solubilized in 0.1 M sodium cacodylate) at room temperature.
The samples were subsequently washed for 30 min in cacodylate buffer (the buffer was changed 3 times),
post-fixed for 90 min in a 1% osmium tetroxide solution, dehydrated using a graded series of ethanol (50%,
75%, 95% and 100%), immersed in 100% ethanol for 50 min, immersed for 60 min in 2 changes of
115
hexamethyldisilazane, and finally air-dried. The dried samples were fractured to expose an uncut plane. The
exposed surface was coated using a sputter coater (Nanotech semprep II, Manchester, UK). The obtained
samples were examined by scanning electron microscopy (JSM 6360LV, JEOL, Tokyo, Japan). The
glutaradehyde and the hexamethyldisilazane were obtained from Sigma Aldrich (Oakville, ON, Canada). The
osmium tetroxide and the sodium cacodylate were purchased from Canemco and Marivac (Gore, QC,
Canada).
3.2.4.1
Details of cheese particles preparation had been described previously (Chapter 2). Cheeses were cut into
pieces (15 ± 0.5 g), then the pieces were milled in a coffee grinder to produce cheese particles with median
size of 2.4 ± 0.5 mm (Jalabert-Malbos et al. 2007). The size of prepared cheese particles was confirmed by
sieving and presented in Table S3-1 and Figure S3-1, Annex 2.
3.2.4.2
Artificial digestion model
The digestion process involves three steps simulating digestive processes in mouth, stomach and small
intestine. Detailed design for the digestion model was presented in other articles by our team (Rinaldi et al.
2014; Rioux & Turgeon 2012). The composition of the artificial digestive juices was presented previously
(Rinaldi et al. 2014). Enzymes α-amylase (A3176), pepsin (P7000), lipase (L3126), bile (B8631) and
pancreatin (P7545) were purchased from Sigma Aldrich (Oakville, ON, Canada).
The in vitro digestion was realized in a rheometer (AR-G2, TA Instruments, New Castle, DE, USA) equipped
with a thermostated jacketed beaker (52 mm internal diameter, 74 mm internal height, Adams & Chittenden,
Berkeley, CA, USA) and a mixing geometry (custom anchor, 38 mm height and 44 mm diameter, TA
Instruments, New Castle, DE, USA, Figure 3-1). The cheese sample (18 ± 0.1 g) was added into the jacketed
beaker. Twelve mL of saliva was added to start oral digestion that lasted 2 min. Gastric digestion started with
the addition of 21 mL gastric juice and lasted 2 h. As opposed to the original protocol proposed by
Versantvoort et al. (2005), in this study, pepsin was added twice (vs once) during the gastric phase (Rinaldi et
al. 2014) since preliminary experiment with milk showed that the proteolysis was too fast. Pepsin (30 mg
pepsin which was solubilized in 3 mL gastric solution) was re-added after 1 h gastric digestion. Then, 36 mL of
duodenal juice was added to start the duodenal digestion that lasted 1 h. The mechanical disintegration of the
cheese matrix during GI digestion was realized by the fluid flow generated by the agitation of an anchor (gap
1000 μm, 30 s-1). The temperature during the whole digestion was maintained at 37 ± 1 °C. The gastric pH
116
was adjusted to pH 2-3 with HCl at the beginning of gastric digestion (Table S3-2, Annex 2). The initial pH of
duodenal digestion step was adjusted to 6 – 7 by NaHCO3, which was added at the beginning of duodenal
digestion (Table S3-2, Annex 2).
Figure 3-1 The custom mixing geometry that was used in cheese digestion model.
The digestion procedure was carried out 3 times and stopped at different digestion time points, to obtain the
digesta samples at the end of oral, gastric and duodenal digestion, respectively. For the oral and gastric
117
digestion trials, the quantities of the cheese samples and the digestive juices used were doubled because the
anchor-type geometry needs to be fully immersed to measure the viscosity. Information about the cheese
samples and the digestive juices used for each digestion was provided in Table S3-3, Annex 2. At the end of
digestion, the digesta was firstly neutralized (7.00 ± 0.05) with NaOH/HCl then centrifuged (9800 g, 20 min, 4
°C). The upper layer was composed mainly of fat, while two other layers were the supernatant and pellet. The
weights of the fat and pellet layers were recorded before the pellet layers were freezed at -20 °C for future
analysis. The supernatants were aliquoted before cooling in ice for 10 min. The cooled supernatants were then
freezed at -80 °C for later analysis. Considering that the duodenal enzymes are still active after pH
neutralization, a trypsin-chymotrypsin inhibitor (Sigma Aldrich, Oakville, ON, Canada) solution was added in
the duodenal supernatant samples (24 μg/mL supernatant) once the supernatants were aliquoted.
To differentiate the role of enzymes action and other factors (water adsorption, acidic hydrolysis etc.) occurring
during digestion on cheese digestion, the control digestions were carried out under similar conditions but
without enzymes (amylase, pepsin, lipase, bile and pancreatin).
3.2.4.3
3.2.4.3.1
Cheese disintegration and nutrients release
Disintegration analysis
The disintegration represented the dispersion of cheese solid into the water phase. It was calculated as the
percentage of cheese solid that was not retained in the pellet:
𝑦 (%) =
(W0 × S0 ) − (Wp × Sp )
W0 × S0
× 100
Where W0 is the weight of initial cheese that added for digestion, g
Wp is the pellet layer weight at digestion time t, g
S0 is the solid content in the initial cheese, g/g
Sp is the solid content in the pellet at digestion time t, g/g
The solid content in the pellet was analyzed in duplicate (AOAC 1990).
118
3.2.4.3.2
Fat release analysis
The fat release was calculated as:
𝑦 (%) =
Wf
× 100
W0 × f0
Where W0 is the initial cheese weight before digestion (g), f0 is the fat content found initially in cheese (g/g)
and Wf is the fat layer weight (g) at digestion time t.
3.2.4.3.3
Protein release analysis
The protein release was calculated as:
𝑦 (%) =
(W0 × P0 ) − (Wp × Cp × SP )
Wtotal protein in cheese − Winsoluble protein
× 100 =
× 100
Wtotal protein in cheese
W0 × P0
Where Winsoluble protein is the weight of the insolubilized protein in the pellet at time t, g
Wtotal protein in cheese is the weight of the total protein in initial cheese, g
W0 is the initial cheese weight before digestion, g
Wp is the pellet weight at time t, g
P0 is the protein content in the initial cheese, g/g
Cp is the protein content in the dried pellet at time t, g/g
SP is the solid content in the pellet at time t, g/g
The solid content in the pellet (SP) was analyzed by drying the pellet samples at 100°C for 16 h in an air-forced
oven (AOAC 1990). After drying, the protein content in the dried pellet (Cp) was measured by the Dumas
combustion method (Leco, Saint-Joseph, MI, USA) (IDF 2002).
3.2.5 Sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-page)
The solubilized protein (in the supernatant), the insoluble proteins (in the pellet), and the protein in the
undigested cheese (control) were characterized by SDS-page. Before SDS-page analysis, the pellet samples
and the undigested cheese samples were pre-treated due to their solid character. Two hundred mg pellet
samples were solubilized in 3 mL Tris/EDTA/SDS solution (10 mmol.L−1 Tris, 10 mmol.L−1 EDTA-Na2, 25 g.L−1
SDS) before SDS-page analysis (Famelart et al. 2004). The undigested cheese samples were pre-treated as
follow. Nine mL deionised water was added into 4.5 ± 0.05 g cheese particles (median size 2.4 ± 0.5 mm).
The sample was homogenised for 30 s (UltraturraxT25, IKA Works Inc., Wilmington, NC, USA) then
119
neutralized (pH 7.00 ± 0.05). The neutralized sample was centrifuged (9800 g, 20 min, 4°C) and the
supernatant was frozen at -80°C for later SDS-page analysis.
The protein content in the samples was determined to normalize the quantity of the protein that was loaded per
well during SDS-page analysis. The protein content in the supernatant samples and in the pre-treated
undigested
cheese
samples
was
determined
using
BCA
protein
assay
kit
(Chapter
2)
(http://www.piercenet.com/instructions/2161296.pdf). The protein content in the pellet samples was determined
by the Dumas combustion method (Leco, Saint-Joseph, MI, USA) (IDF 2002).
SDS-page was performed using 4% acrylamide stacking gel and a 12.5% acrylamide separating gel (Rioux &
Turgeon 2012). A mixture of α-casein, β-casein, κ-casein, α-lactalbumin and β-lactoglobulin (Sigma Aldrich,
Oakville, ON, Canada) was used as protein standard. 10 µg (digestion samples and initial cheese samples) or
5 µg (protein standard) protein was loaded per well. The gels were stained with Coomassie bleu overnight at
room temperature.
3.2.6 Optical microscope
A solution containing 30 μL of fast green FCF (0.1% in water), 15 μL deionised water, and 15 μL of Nile red
(0.2% in methanol) was prepared. The upper suspension layer of the digestion samples were aliquoted (1mL)
while agitating (30 s-1) during digestion. The sampling time points were: at the end of oral digestion, after 15,
30, 60 and 120 min gastric digestion, and after 5, 60 min duodenal digestion. 40 μL of the digestion samples
were mixed with the FCF/Nile red/deionised water solution then incubated for 10 min in an incubator set at 37
°C, in order to stained the lipid (Nile red) and the protein (fast green FCF). Five μL of the mixture was placed
on a microscope slide and covered by a cover slip. The optical microscope (Nikon Eclipse E600, Tokyo,
Japan) fitted with the optical fluorescent filters (Chroma Technology Corp, Rockingham, NC, USA) and the
dichroic mirrors (Chroma Technology Corp, Rockingham, NC, USA) and a monochromatic camera (Nikon,
DX1200, Tokyo, Japan) was used. The images were analysed by ImageJ FIJI software (version 1.48,
http://fiji.sc/ImageJ1) and the brightness and the contrast were adjusted. The Nile red and the fast green FCF
were obtained from Sigma Aldrich (Oakville, ON, Canada).
All experiments were carried out with 3 repetitions under a randomized complete design. The significance of
the variation among cheeses was evaluated using LSD test with an ANOVA at 0.05 of significance level (SAS
version 9.3, SAS Institute, Cary, NC, USA). The significant difference was represented by different letters. The
correlations between cheese initial characters (TPA parameters and cheese fat content) and cheese
120
disintegration were determined by Kendall’s tau-b correlation analysis using the SAS software (version 9.3,
SAS Institute, Cary, NC, USA). The significance level was set at a P value of 0.05.
3.3
Results and discussion
3.3.1 Compositional and textural properties of cheeses
Two different types of commercial Cheddar cheeses were chosen for the experiments, and their measured fat
contents were 32.8% and 20.8% respectively (Table 3-1). The moisture and protein contents of light Cheddar
cheese were higher than that of Cheddar cheese, explained by its lower fat content. The texture of those two
cheeses was measured (Table 3-2). The hardness, springiness and cohesiveness of light Cheddar cheese
were higher than for Cheddar cheese, explained by its more compact protein matrix with less fat embedded
(Bryant et al. 1995; Gunasekaran & Ak 2003b) and its higher protein to moisture ratio (66 vs 60%). Scanning
electron micrographs results (Figure 3-2) confirmed that Cheddar had a loose protein matrix. The size and the
shape of fat globules were variable, because the fat globules are clumping and the coalescence phenomena
are more important when the fat content increases (Guinee et al. 2000). The protein matrix of light Cheddar
cheese was more compact compared to Cheddar cheese, with less space occupied by fat globules. The size
of fat globules in light Cheddar cheese was relatively smaller and more uniform compared to Cheddar cheese.
All these results were in accordance with the results of Bryant et al. (1995). The reduction of fat in cheese
increased cheese hardness, springiness, cohesiveness, resilience, gumminess and chewiness. The fat
content in studied Mozzarella and light Mozzarella cheeses was 19.5% and 13.7% respectively. The moisture
and protein content in Mozzarella and light Mozzarella were similar. Cheese springiness was similar for
Mozzarella and light Mozzarella cheeses due to their similar protein network density (Everett & Auty 2008;
Lucey et al. 2003). The hardness and the cohesiveness of light Mozzarella were higher than those of
Mozzarella cheeses (Table 3-2). This may be attributed to the lower fat content and smaller fat droplets in
lower-fat Mozzarella cheese which may be coated with more proteins like casein fragments per volume
(Everett & Auty 2008; Gunasekaran & Ak 2003b). The proteins found on the surface of fat droplets could
interact with caseins that constituted the cheese protein matrix and affect cheese texture (Everett & Auty
2008). Rudan et al. (1999), also found that the removal of fat in Mozzarella cheese was associated with an
increase in cheese hardness and cohesiveness but reported that cheese springiness increased as the fat
content decreased. A higher fat reduction (from 25% to 15%) was applied in this study, which therefore
increased cheese protein content resulting in higher cheese springiness. The microstructure of studied
cheeses confirmed a fibrous and compact protein matrix, due to the stretching process applied during
Mozzarella cheese making (Figure 3-2) (Kindstedt et al. 2004). The fat found in Mozzarella cheese was highly
121
coalesced and trapped between the protein fibres, explained by the disruption of fat globule membrane during
curd manufacture and plasticization. The removal of fat in light Mozzarella cheese has created a denser
protein matrix, with many small fat-serum pockets through the casein matrix (Figure 3-2).
The proteolysis level in cheese, which plays an important role on cheese disintegration and protein digestion,
was evaluated by the proportion of soluble nitrogen (WSN/TN) in this study. For both types of cheese, the
proteolysis in regular and light cheese was similar. The proteolysis was significantly higher in Cheddar than in
Mozzarella (Table 3-1).
Table 3-1 Chemical compositional properties of regular and reduced fat Cheddar and Mozzarella
cheeses
Cheddar
Light Cheddar
Mozzarella
Light Mozzarella
Moisture (%)
38.2 ± 0.2c
42.5 ± 1.9b
46.4 ± 0.8a
48.5 ± 2.2a
Fat (%)
32.8 ± 0.4a
20.8 ± 0.5b
19.5 ± 0.5c
13.7 ± 1.0d
Protein (%)
22.9 ± 0.7b
27.8 ± 0.6a
27.7 ± 1.9a
28.8 ± 1.4a
Minerals%
3.8 ± 0.1b
4.3 ± 0.3a
4.1 ± 0.6ab
4.0 ± 0.2ab
14.9 ±1.3a
13.0 ±1.5a
7.3 ±0.6b
6.0 ±0.7b
Proteolysis (WSN, % TN)
Lines with different subscripts (a-d) were significantly different.
WSN (% TN): the water soluble protein fraction (based on the percentage of the total protein
found in cheese).
Table 3-2 Texture profile of regular and reduced fat Cheddar and Mozzarella cheeses
Cheddar
Light Cheddar
Mozzarella
Light Mozzarella
Hardness (N)
7.88 ± 0.30c
18.69 ± 0.29a
13.27 ± 1.35b
18.60 ± 3.91a
Springiness
0.65 ± 0.03b
0.85 ± 0.02a
0.78 ± 0.01a
0.83 ± 0.01a
Cohesiveness
0.54 ± 0.04c
0.66 ± 0.05a
0.68 ± 0.03b
0.72 ± 0.01a
Adhesiveness (N.s)
0.29 ± 0.04b
0.28 ± 0.07b
0.41 ± 0.02a
0.33 ± 0.04ab
Resilience
0.19 ± 0.02c
0.32 ± 0.02b
0.30 ± 0.03b
0.36 ± 0.01a
Gumminess (N)
4.24 ± 0.34c
12.37 ± 1.02a
8.99 ± 1.14b
13.35 ± 2.72a
Chewiness (N)
2.80 ± 0.34c
10.54 ± 1.10a
7.01 ± 0.99b
11.05 ± 2.29a
Rows with different subscripts were significantly different.
122
Figure 3-2 Scanning electron micrograph of regular Cheddar (C), reduced fat Cheddar (LC),
regular Mozzarella (M) and reduced fat Mozzarella (LM) cheeses.
Bar = 10 μm.
3.3.2 Cheese disintegration and nutrients release during gastric digestion
Cheese disintegration, represented by the percentage of cheese solid that was dispersed, was significantly
higher for Cheddar cheese (32%) than for light Cheddar cheese (15%) at the end of gastric digestion without
enzymes (Figure 3-3 a). The disintegration was low and similar for both Mozzarella cheeses (Figure 3-3 a).
Cheese disintegration at the end of gastric digestion without pepsin was correlated positively to the cheese
initial fat content. Fat droplets are entrapped in cheese initial casein matrix by some interactions between
globule membrane coating (casein micelle fragments) and the surrounding casein matrix (Cano-Ruiz & Richter
1997; Everett & Auty 2008; Lopez 2005; Vliet & Dentener-Kikkert 1982). During digestion, the fat membrane
coating-casein interactions may be more easily disrupted under agitation compared to the casein-casein bonds
of the cheese matrix, consequently the fat droplets could be preferentially released in the acidic juice before
the disruption of cheese protein network. Besides, the fat should be liquefied at the digestion temperature (37
°C) and may easily leak from the protein matrix (Chapter 2). For higher fat cheese like Cheddar, the fat pools
of free fat (fat of large areas > 10 µm in size resulting from clumping and coalescence of the fat globules)
(Everett & Auty 2008; Guinee et al. 2000) may facilitate the fat release during digestion. Hence, for Cheddar
cheese the fat release was higher than that for the other cheeses. Results showed that 61% of the fat was
released from Cheddar cheese at the end of gastric digestion without enzymes, which correspond to 34% of
123
the total solid found in Cheddar cheese (Figure 3-3 b). Meanwhile, 32%, 17% and 6% of the fat found in light
Cheddar, Mozzarella and light Mozzarella cheeses were released, respectively (Figure 3-3 b). This correspond
to 13%, 7% and 5% of the solid found in light Cheddar, Mozzarella and light Mozzarella cheeses, respectively.
Values of the sum of fat and protein releases are higher than disintegration percentage for several conditions
and this may be related to an overestimation of fat and protein release as the value are humid based. Future
studies should consider fat extraction and the use of dry content values to correct this bias.
Figure 3-3 Cheese disintegration (a) and nutrients release (fat (b) and protein (c)) at the end of
gastric and duodenal digestion without (grey bars) and with enzymes (black bars).
Figures on the left represented the digestion profiles at the end of gastric digestion.
Figures on the right represented the digestion profiles at the end of duodenal
digestion. Different letters within the bars of the same colors were significant
different.
124
Table 3-3 Kendall Tau b correlation between cheese disintegration and cheese initial textural
parameters and cheese initial chemical compositional properties.
Disintegration G1
without enzymes
Disintegration G1
with enzymes
Disintegration D2
without enzymes
Hardness
-0.121
-0.576*
Springiness
-0.121
-0.212
Cohesiveness
-0.272
-0.485*
Adhesiveness
0.455*
0.364
Resilience
-0.242
-0.515*
Gumminess
-0.121
-0.455*
Chewiness
-0.121
-0.455*
*
Fat content
0.545
0.636*
Proteolysis
0.333
0.667*
1 G: at the end of gastric digestion.
2 D: at the end of duodenal digestion.
* Correlation significant at the 0.05 level.
The correlation analysis was carried out for all studied cheeses.
-0.455*
-0.455*
-0.606*
-0.121
-0.636*
-0.576*
-0.576*
0.515*
0.606*
Disintegration D2
with enzymes
-0.576*
-0.515*
-0.667*
0.121
-0.637*
-0.576*
-0.576*
0.394
0.485*
Cheese disintegration at the end of gastric digestion without enzymes was positively correlated to cheese
adhesiveness (Table 3-3). Cheese adhesiveness is highly related to cheese fat content. It represent the work
necessary to overcome the attractive forces between the surface of cheese and the surface of other materials
with which it comes in contact (Gunasekaran & Ak 2003b). The other textural characters of cheese had no
impact (no correlation) on cheese disintegration, which may be explained by the compact casein matrix that
did not rupture/deform during gastric digestion without enzymes for all studied cheeses. The dispersion of
cheese caseins may be realized by wearing away of the surface of casein matrix by friction and shear force
acting on cheese particles provided by gastric juice flow (erosion) (Chapter 2). Hence all cheeses were
disintegrated slowly no matter the cheese textural profile. This hypothesis was further supported by the protein
release results. The protein release at the end of gastric digestion was similar among all studied cheeses (3443%) (Figure 3-3 c). The results showed that the weight of the released cheese solid was lower than the sum
of the released fat and proteins. This may be explained by an overestimation of fat release since the proteins
fragments surrounding the fat droplets (Everett & Auty 2008) may be solubilized concomitantly and contribute
to the fat layer.
Proteolytic activity of pepsin should favor the protein degradation and accelerate cheese disintegration. At the
end of gastric digestion, the disintegration of Cheddar cheese was higher than that of light Cheddar cheese
(Figure 3-3 a). The 6% fat reduction had no effect on the disintegration of Mozzarella cheeses. Cheese
disintegration at the end of gastric digestion was correlated positively to the cheese initial fat content (Table 33). 63% of the fat found in Cheddar was released at the end of gastric digestion with pepsin, meanwhile 36%,
24% and 12% of the fat found in light Cheddar, Mozzarella and light Mozzarella cheeses were released,
125
respectively (Figure 3-3 b). Higher fat release for Cheddar cheese than light Cheddar and Mozzarella cheeses
was also observed by Lamothe et al. (2012). Cheese disintegration at the end of gastric digestion with pepsin
was correlated positively to cheese initial proteolysis level (Table 3-3). During ripening, proteolysis may occur
and therefore peptides may be found in the water soluble nitrogen fraction and may be easily released into the
liquid phase. In our previous study, proteins (24%) were easily released from the Camembert cheese (40.5%
of proteolysis) matrix although the matrix was poorly disintegrated when no pepsin was added in the in vitro
digestion model (Chapter 2). These data suggests that small peptides resulting from cheese proteolysis are
easily bioaccessible to the digestive enzyme even if the disintegration is small. Unlike the results obtained at
the end of gastric digestion without pepsin, the disintegration at the end of gastric digestion with pepsin was
related negatively to cheese hardness, cohesiveness and resilience (Table 3-3). These correlations suggested
that cheese texture began to affect cheese disintegration kinetic after the cheese texture softening resulting
from the pepsin hydrolysis. The hardness, the cohesiveness and the resilience are modulated by the cheese
composition and structure (Gunasekaran & Ak 2003b). They reflect different textural characters of cheeses.
Cheese hardness represents the forces needed to rupture the cheese matrix while, the cohesiveness
represents the internal forces that hold cheese matrix together. Cheese resilience represents the capacity of a
sample to recover after the deformation in relation to the speed and the forces derived. These three textural
characters should affect the stability of cheese particles under the applied force during gastric digestion.
Therefore the cheese particles disintegration varied according to cheese texture. Cheese disintegration at the
end of gastric digestion with pepsin was also negatively correlated to cheese gumminess and chewiness
(Table 3-3). This was expected since the gumminess and the chewiness of cheeses were the secondary
textural parameters calculated as ‘hardness × cohesiveness’ and ‘hardness × cohesiveness × springiness’,
respectively (Gunasekaran & Ak 2003b). Cheese springiness was not correlated statistically to cheese
disintegration. However, Cheddar cheese presented a higher springiness compared to other cheeses and was
disintegrated more rapidly. Cheese springiness represented the rate at which a deformed cheese sample
returns to its original form after the deforming force.
The correlations found between cheese textural parameters and cheese disintegration were not in accordance
with our previous study (Chapter 2). Cheese disintegration at the end of gastric digestion was correlated to
cheese springiness, cohesiveness and chewiness (Chapter 2). These differences may be attributed to the
different cheese brands that were used in both studies resulting in different manufacturing processes and thus
different texture. In the current study, the textural difference between Mozzarella and Cheddar cheeses may
be related to the filage process, during which cheese fat was removed from the casein matrix and caseins
were re-organised into elastic fibers. In our previous study, different types of cheeses were studied and the
differences in the texture of studied cheeses were induced by all the processing parameters associated with
each cheese making process (pressing force, filage, maturation duration, surface ripening process, etc.).
126
String Mozzarella cheese for example, has a low amount of calcium which disfavored the interactions of paracaseins resulting in low cheese hardness (Chapter 2). Its low hardness did not result in fast cheese
disintegration since its compact casein matrix (as a consequence of its high protein content resulted from the
filage process) reduced the deformability of cheese. In addition, pepsin has less access to the proteins found
in Mozzarella cheeses due to its compact protein matrix. Therefore, unlike in the current study, cheese
hardness was not correlated to cheese disintegration in the previous study (Chapter 2).
Cheese disintegration speed affected cheese protein release. In the current study, the protein release at the
end of gastric digestion with pepsin was 61% (for Cheddar) compared to lower values ranging from 44-48% for
light Cheddar, Mozzarella and light Mozzarella (Figure 3-3 c). We suggest that the higher fat content and the
softer texture of Cheddar cheese facilitate the disintegration resulting in a more efficient protein release. The
higher protein release for aged Cheddar cheese compared to Mozzarella cheese has also been observed in
our previous study (Chapter 2).
3.3.3 Cheese disintegration and nutrients release during duodenal digestion
Duodenal digestion was conducted for 60 min after the 120 min gastric digestion. At the end of duodenal
digestion without enzymes, the disintegration tended to be higher for Cheddar cheese (47%) compared to light
Cheddar cheese (34%) which showed more variability. The disintegration of Mozzarella cheese (25%) also
tended to be higher than that of light Mozzarella cheese (14%) (Figure 3-3 a). Cheese disintegration at the end
of duodenal digestion without enzymes was correlated positively to cheese initial fat content and proteolysis
level (Table 3-3), which may affect cheese fat and protein release, respectively. As shown previously, cheese
textural parameters other than the adhesiveness did not affect cheese disintegration during gastric digestion
without enzymes (Table 3-3) since the initial texture of all cheeses was hard enough to resist the applied force
during digestion. This resulted in slow disintegration regardless their differences in texture. However, cheese
disintegration at the end of duodenal digestion without enzymes was correlated negatively to cheese textural
parameters (hardness, springiness, cohesiveness, gumminess and chewiness). These correlations indicated
that cheese texture began to affect cheese disintegration after 3 h cheese texture softening that was induced
by the water absorption and acidic hydrolysis.
The percentage of released fat increases at the end of the duodenal step (without enzymes) to a value similar
among studied cheeses (Figure 3-3 b). Obviously, the quantity of released fat was not the same among
cheeses since their initial fat content was different, and this should result indifferent cheese disintegration
level. The fat release at the end of duodenal digestion without enzymes was 71% for Cheddar and light
Cheddar cheeses, which contributed to 39% and 28% of cheese disintegration, respectively. 68% and 56% of
the fat found in Mozzarella and light Mozzarella cheeses were released corresponding to 26% and 17% of
127
cheese solid found respectively. Even through the fat release values were similar among cheeses with
different initial fat contents, these results indicate that the composition of the remaining cheese matrix should
be different, and this should contribute to cheese disintegration speed. Further experiments based on
extracted fat would be more precise and allow to confirm this behaviour. The liberation of protein was similar
for all studied cheeses at the end of duodenal digestion without enzymes, ranging from 40% to 47% (Figure 33 c). Comparing the protein and fat release values at the end of gastric and at the end of duodenal digestion
without enzymes (Figure 3-3 c), there is only slight difference for the protein level while the amount of fat is
increased. This indicates that few proteins were released during the duodenal step. We hypothesized that the
main casein matrix may be too hard to rupture for all studied cheeses varying in texture. However, the liquefied
fat was able to get out of the cheese matrix under the duodenal condition.
In the presence of the duodenal enzymes (lipase, pancreatin and bile), the hydrolysis of cheese proteins and
fat led to the further breakdown of the cheese matrix. At the end of the duodenal digestion with enzymes, 94%
of Cheddar cheese was disintegrated, which was higher than that of light Cheddar (64%), Mozzarella (69%)
and light Mozzarella (67%) cheeses. The disintegration at the end of duodenal digestion was correlated
negatively to cheese initial hardness, springiness, cohesiveness, gumminess and chewiness. The soft texture
made Cheddar cheese easy to rupture. Besides, proteins in Cheddar cheese should be more susceptible to
enzymes due to its less compact matrix compared to light Cheddar cheese. Cheese disintegration at the end
of duodenal digestion was correlated to cheese proteolysis level (Table 3-3). Cheese disintegration at the end
of duodenal digestion was not correlated to the cheese fat content. We suggested that the casein matrix
became highly disintegrated during duodenal digestion as a consequence of the enzymatic actions, therefore
the fat release was no longer the only main factor of cheese disintegration. This hypothesis was proved by the
protein liberation results where 63-93% of the proteins were solubilized at the end of duodenal digestion with
enzymes (Figure 3-3 c). The protein release at the end of duodenal digestion with enzymes was significantly
higher for Cheddar cheese than for the other cheeses, which could be explained by the higher disintegration
value of Cheddar cheese. Besides compared to the other cheeses, the less compact casein matrix of Cheddar
may have favored the accessibility of enzymes to caseins resulting in a more rapid protein release. In addition,
compared to the other cheeses, the higher fat release for Cheddar cheese may have contributed to a higher
disruption of the casein matrix surrounding the fat droplets. The fat release was measured at the end of
duodenal digestion with enzymes and was higher for Cheddar cheese than for light Cheddar cheese. This
result may be induced by the initial fat content for Cheddar cheese that was higher than light Cheddar cheese.
In addition, the large fat pools of free oil in Cheddar cheese do not integrate to the casein matrix, while the
small fat droplets in light Cheddar cheese may be interacting with the surrounding casein matrix (Everett &
Auty 2008). It may be also for these 2 reasons that the percent of fat release tended to be higher for
Mozzarella cheese than for light Mozzarella cheese (Figure 3-3 b).
128
Additional information about the nutrients (fat and proteins) dispersion behavior was provided by optical
microscopy (Figure 3-4). The upper layer collected at the end of the gastric and duodenal digestion of Cheddar
cheese was presented. At the end of gastric digestion without enzymes, the dispersed proteins were in the
form of clusters within which the fat droplets were trapped (Figure 3-4 a), indicating that the solubilized casein
matrix was still well-structured after 2 h gastric digestion without enzymes. Besides the fat droplets that were
trapped within the dispersed casein matrix, there were also relatively larger fat droplets that were dispersed in
the soluble phase. This observation confirmed our previous hypothesis that fat may be preferentially released
without the disruption of the cheese casein matrix since it is liquefied. At the end of duodenal digestion without
enzymes (Figure 3-4 c), similar results were obtained as observed at the end of gastric digestion without
enzymes (Figure 3-4 a), suggesting that the force that holds the casein matrix may be still strong enough to
resist the applied force after 3 h of GI digestion without enzymes. At the end of gastric digestion with enzymes
(Figure 3-4 b), more proteins clusters varying in size were dispersed compared to the one found at the end of
gastric digestion without enzymes (Figure 3-4 a). We hypothesize that the pepsin hydrolysis favored the
degradation of the casein matrix resulting in a more rapid disruption of the casein matrix under the applied
force during digestion. The results at the end of duodenal digestion with enzymes (Figure 3-4 d) showed
smaller proteins clusters more evenly distributed in the soluble phase compared to the end of gastric digestion
with enzymes (Figure 3-4 b). The degradation of the cheese protein matrix was pursued due to the enzymatic
reactions during duodenal digestion, resulting in an increase in the casein matrix disintegration and protein
release. Similar phenomena were also observed for light Cheddar, Mozzarella, and light Mozzarella cheeses
(data not shown).
129
Figure 3-4 Fat and the protein dispersion of Cheddar cheese at the end of gastric digestion
(without enzymes a, with enzymes b) and at the end of duodenal digestion (without
enzymes c, with enzymes d).
The soluble phases of the digestion samples were collected during shearing. The
proteins were colored using Fast green FCF and the fat was colored by Nile red
before micrograph analysis.
3.3.4 Protein degradation
The composition of the released proteins and the retained proteins (insoluble proteins in the pellet) was
analyzed by SDS-page to gain future insight into the kinetics of cheese protein digestion (Figure 3-5 and 3-6).
The insoluble proteins profiles during digestion with enzymes were studied, in order to represent the
undigested proteins profiles after the digestion in human. At the end of oral and gastric digestion with
enzymes, the bands of caseins were intense for all studied cheeses, indicating that the cheese caseins could
not be totally released after gastric digestion (Figure 3-5). The hard texture of the initial cheeses may limit the
disintegration process. Therefore the disintegration at the end of gastric digestion was low, which resulted in
low protein release (Figure 3-3 c).
130
The band corresponding to β-lactoglobulin was only visible for Mozzarella cheeses at the end of oral and
gastric digestion with enzymes (Figure 3-5). Also, SDS-page results showed that higher content in βlactoglobulin was initially found in Mozzarella cheeses compared to Cheddar cheeses (data not shown). βlactoglobulin is not usually found in cheese. However in Canada, whey protein concentrate are often added
during the fabrication of cheeses. Under the form of aggregates those proteins may be hardly digested and
found in the insoluble cheese fraction found in the pellet. So we hypothesize that some whey protein
ingredients were used during Mozzarella cheese fabrication but not with the Cheddar cheese studied. At the
end of duodenal digestion, no band corresponding to proteins was observed for Cheddar cheese, indicating
that the proteins in Cheddar cheese matrix were totally released. This result was not in accordance with the
protein release results which showed that 7% proteins in Cheddar cheese remained insoluble in the pellet at
the end of duodenal digestion (Figure 3-3 c). We hypothesized that during GI digestion the cheese proteins
may be hydrolyzed into small peptides fragments and amino acids which could not be observed by SDS-page
(range ~ 10-70 KDa). The small peptide fragments may aggregate during digestion under agitating to form
complexes (Bøgh et al. 2012) which may be present in the pellet layer. The bands of caseins were not visible
for light Cheddar cheese at the end of duodenal digestion, indicating that the main casein matrix was fully
disrupted. Some bands corresponding to the peptides were still intense for light Cheddar cheese at the end of
duodenal digestion. The bands of caseins were slightly visible for Mozzarella and light Mozzarella cheeses at
the end of duodenal digestion. The band of β-lactoglobulin was still intense, indicating β-lactoglobulin in
Mozzarella cheeses (probably originating from protein enrichment) has not been totally solubilized and
digested even after 60 min duodenal digestion with enzymes suggesting that the presence whey protein
aggregates may be resistant to digestion.
Figure 3-5 The composition of cheese proteins that remained insoluble at the end of oral (O),
gastric (G) and duodenal (D) digestion with enzymes.
Lane STD corresponded to the standard proteins.
C: cheddar cheese; LC: reduced fat Cheddar cheese; M: Mozzarella cheese and
LM: reduced fat Mozzarella cheese.
β-lac: β-lactoglobulin; α-lac: α-lactalbumin
131
The composition of the soluble proteins was determined (Figure 3-6). Similar phenomenon were observed for
all studied cheeses, therefore only the composition of the released protein in Cheddar cheese during digestion
will be discussed in this chapter. Before digestion, Cheddar cheese contains caseins, whey proteins and
peptides that resulted of the ripening process (Figure 3-6). After oral digestion with/without enzymes, the
composition of the released proteins was similar to that in initial cheeses. During gastric digestion without
enzyme the bands of caseins were more intense, indicating that the caseins were released continuously into
the water phase. A faint band corresponding to β-lactoglobulin was observed at all gastric sampling time points
(lanes G30, G60 and G120) suggesting that whey protein ingredients were also used during Cheddar
cheesemaking. After pepsin addition, larger β-lactoglobulin bands were observed throughout the gastric
digestion. Since this protein was not observed in the insoluble pellet, these aggregates may me more easily
released in Cheddar cheese compared to Mozzarella cheese. The latter processing involves a cookingstretching step which may have changed the interactions of whey protein aggregates with the casein matrix. It
should also be considered that the type of whey protein ingredient may be different and as this is confidential
information we cannot conclude on this aspect. Pepsin hydrolyzed the proteins into peptides during gastric
digestion. The bands of caseins were still visible at the end of gastric digestion with enzyme, indicating that the
dispersed caseins were not totally hydrolyzed by pepsin. We suggested that the release of the proteins in
cheese was not completed at the end of gastric digestion. Therefore, the dispersed proteins are gradually
hydrolyzed by pepsin and the intact caseins found in the remaining cheese matrix continued to be released.
This hypothesis could be confirmed by the protein release results where only 61% proteins in Cheddar cheese
were liberated at the end of gastric digestion with enzymes (Figure 3-3 c). The SDS-page results of the
insoluble proteins (in the pellet) also suggested that the caseins were not completely released since the bands
of caseins were still intense (Figure 3-5). During the duodenal digestion without enzymes, the appearance of
the bands of caseins and the whey proteins (α-lactalbumin and β-lactoglobulin) indicated the release of the
cheese proteins. After 5 min duodenal digestion with enzymes, the bands corresponding to cheese proteins
were not visible, indicating the protein hydrolysis induced by the duodenal enzymes were very efficient. The
observed protein band during duodenal digestion with enzymes (lane D5 and D60) corresponds to the
enzymes added in the digestion model (Rioux & Turgeon 2012).
132
Figure 3-6 The composition of released proteins from Cheddar cheese during gastro-intestinal
digestion without (left)/with enzymes (right).
Lane O2 showed the composition of released proteins at the end of oral digestion.
Lanes G30, G60, G120 showed the composition of released proteins after 30, 60,
and 120 min gastric digestion. Lanes D5, D60 showed the composition of released
proteins after 5 and 60 min duodenal digestion. Lane STD corresponds to the dairy
proteins standard. Lane C corresponded to the composition of the proteins in initial
undigested cheese.
β-lac: β-lactoglobulin; α-lac: α-lactalbumin
3.4
Conclusions
This study showed that the reduction of the fat in cheese is affecting cheese disintegration and protein
digestion. The increased cheese initial fat content was associated with higher cheese disintegration at the end
of gastric digestion with enzyme since the fat droplets in cheese may be preferentially released during
digestion without the disruption of the casein matrix. Cheese fat content was not correlated to cheese
disintegration at the end of duodenal digestion with enzyme. The main casein matrix disintegration may be
highly improved by the duodenal enzymes, which may relatively reduce the effect of the fat on cheese
disintegration. Cheese texture did not affect cheese disintegration during the gastric phase without enzymes.
The initial cheeses may be too hard to be disintegrated no matter which cheese texture was. Cheese textural
parameters (hardness, cohesiveness, resilience, gumminess and chewiness) were negatively correlated to
cheese disintegration at the end of gastric and duodenal digestion with enzymes. Cheese texture began to
affect cheese disintegration after the texture softening induced by the enzymatic reactions. Increased cheese
disintegration was associated with faster protein liberation which should improve the accessibility of the
proteins to enzymes. All proteins in Cheddar cheese were completely digested after duodenal digestion while
only some peptides remained insoluble for light Cheddar cheese, confirming a high bioaccessibility of cheese
133
proteins. The β-lactoglobulin in Mozzarella cheese remained insoluble in the pellet at the end of duodenal
digestion with enzymes, which may be because that the heating in hot water strengthens the interactions
between β-lactoglobulin and caseins.
The modification of fat content in cheese, affecting cheese texture and microstructure, could regulate the
protein digestion, which may further affect acute protein metabolic response and some physiological functions.
134
Chapitre 4. Effect of cheese textural change
during gastric digestion on cheese
disintegration
fonctionnels (INAF)
Sera soumis au journal Food Research International
Les travaux réalisés aux deux premiers chapitres ont montré que le changement de texture du fromage durant
la digestion, induite par les réactions enzymatiques, accélérait la désintégration du fromage mais cette
augmentation de la désintégration variait entre les fromages. De plus, la littérature nous indique qu’outre les
réactions enzymatiques, l’absorption d’eau et l’hydrolyse acide entraînent également une dégradation de la
matrice fromagère, ce qui pourrait affecter la cinétique de désintégration.
Les travaux réalisés au présent chapitre, correspondant au quatrième objectif de la thèse, visent à quantifier le
changement textural des fromages pendant la digestion gastrique et étudier son impact sur la désintégration,
en utilisant les fromages commerciaux Cheddar et Mozzarella ayant une composition et une texture initiales
similaires.
135
Résumé
Les matrices fromagères du Cheddar et du Mozzarella sont différentes dues au processus de filage appliqué
durant la fabrication du fromage Mozzarella. Le filage conduit à une réorganisation des agrégats de paracaséines en fibres de caséines orientées parallèlement entre elles. Par ailleurs, les matières grasses sont
concentrées dans les colonnes longitudinales qui séparent les fibres de para-caséines. Au cours de la
digestion gastrique, la matrice fromagère pourrait être dégradée par les conditions présentes dans l’estomac.
Ceci pourrait affecter la texture durant la digestion. Nos études précédentes ont montré que la désintégration
du fromage (le bris des particules fromagères) variait entre les fromages selon leurs caractères texturaux
initiaux. De plus, nous avons supposé que les changements texturaux du fromage au cours de la digestion
pourraient affecter la cinétique de désintégration. Cette étude vise à quantifier les changements texturaux des
fromages Cheddar léger et Mozzarella régulière durant la digestion gastrique et à définir leur impact sur la
désintégration. Ces fromages ont été choisis parce que leur composition et leur texture initiales étaient
similaires. La fracture du fromage a été mesurée après immersion des échantillons de fromage dans le jus
gastrique à différents temps afin de déterminer les conditions nécessaires (force et déformation) pour sa
rupture. La digestion du fromage a été réalisée dans un rhéomètre sous agitation contrôlée afin d’étudier la
désintégration et la libération des nutriments présents dans le fromage. Les résultats ont été ajustés au
modèle exponentiel de Siegel afin de comparer la vitesse de désintégration du fromage et la libération des
nutriments. Le type du fromage affecte significativement la cinétique de la désintégration du fromage pendant
la digestion gastrique. Pour le fromage Cheddar léger, la diminution du taux de rétention de la masse se faisait
principalement pendant les premières 15 min de digestion alors que pour le fromage Mozzarella, la diminution
se faisait rapidement et progressivement jusqu’à la fin de digestion. Le paramètre κ (diminution de la rétention
de la masse par minute) est faible pour toutes les conditions testées, mais était presque 10 fois plus élevé
pour le fromage Mozzarella ce qui indique une vitesse de désintégration plus rapide par rapport au fromage
Cheddar léger. Les différentes cinétiques de désintégration ont été attribuées aux changements texturaux du
fromage pendant la digestion. Pour le fromage Cheddar, la force de fracture était fortement diminuée pendant
les premières 15 min de trempage alors que pour le fromage Mozzarella, le point de fracture ne pouvait être
mesuré qu’après 60 min de trempage en raison de sa matrice initiale élastique. Les cinétiques de libération
des nutriments étaient différentes entre les fromages Mozzarella et Cheddar léger, même si leur composition
initiale était similaire. La rétention des protéines diminuait à la même vitesse que la désintégration. Une
quantité plus élevée de matières grasses était libérée pour le fromage Mozzarella que pour le fromage
Cheddar léger, en raison des plus grands globules gras qui n’étaient pas bien liés avec la matrice de caséines.
Cette étude a fourni des données quantitatives sur les cinétiques de digestion des fromages (désintégration,
libération des protéines et des matières grasses) et leur relation avec la texture des fromages durant la
137
digestion gastrique. Ces connaissances sont importantes afin de pouvoir bien comprendre le mécanisme de la
digestion du fromage qui affecte les réponses métaboliques postprandiales des nutriments.
138
Abstract
The initial matrices of Mozzarella and Cheddar cheeses are different due to the stretching process applied
during Mozzarella cheese fabrication. During the stretching process the aggregated para-caseins are
reorganized into strong parallel fibers and fat is concentrated and entrapped between the protein fibers. During
gastric digestion, the cheese matrices may be degraded by the reactions occurring in the stomach. These
should affect the cheese textural properties during the digestion. Our previous studies suggested that cheese
disintegration during gastric digestion varied among cheeses according to their initial textural characteristics.
Besides we hypothesized that cheese textural changes due to gastric physicochemical conditions may also
affect their disintegration during digestion. This study aimed to explore how the texture of light Cheddar and
Mozzarella cheeses changes during in vitro gastric digestion and affects cheese disintegration. Light Cheddar
and Mozzarella cheeses were chosen due to their similar composition and texture. Fracture analysis was
carried out after immersing cheese samples in gastric juice in order to determine applied force (deformation)
needed to rupture the cheese matrix. Cheeses particles were digested under controlled agitation conditions to
follow cheese disintegration and nutrients release kinetics. The mass, protein and fat retention data were fitted
to Siegel exponential model to compare the rate at which the cheese matrix is disintegrated and the nutrients
are released. Cheese types significantly affected cheese disintegration kinetics during gastric digestion. For
light Cheddar, the main decrease in mass retention ratio occurred within the first 15 min digestion while for
Mozzarella cheese, the decrease was sharp and steady throughout the 120 min gastric digestion. The κ
parameter (decrease in mass retention per minute) was low for all the conditions tested but was almost 10
times higher for Mozzarella cheese indicating a faster disintegration rate compared to light Cheddar cheese.
The differences in cheese disintegration kinetic were attributed to cheese textural change profile during gastric
digestion. For light Cheddar, the fracture force decreased to minimum within the first 15 min soaking while for
Mozzarella cheese, the fracture point could not be detected until after 60 min static soaking in gastric juice due
to the initial cheese elastic structure. The nutrients (fat and protein) release profile was different between
Mozzarella and light Cheddar cheeses, although both cheeses had initially the same protein and fat contents.
The protein retention ratio decreased at the same rate as the disintegration. A higher amount of fat was
released from the Mozzarella cheese during digestion compared to Cheddar cheese, in relation to the large fat
pools in Mozzarella cheese which did not bind well with the protein matrix. This study provided quantitative
evidence regarding cheese digestion kinetics (disintegration, protein and fat release) and their relationship with
cheese real-time texture. This knowledge is important to deeply understand the mechanism of cheese
digestion, which affects the post-prandial metabolic responses of the nutrients like fat and protein.
139
4.1
Introduction
The kinetic of digestion may affect the postprandial utilisation of the ingested nutrients such as protein (Boirie
& Léger-Guist’hau 2011; Breen & Phillips 2011; Dangin et al. 2001; Dangin et al. 2002; Dangin et al. 2003;
Lacroix et al. 2006). Caseins for example, are digested more slowly compared to whey protein, because they
remain in the stomach longer due to their coagulation in acidic environment. The slow-digested casein led to
delayed appearance dietary nitrogen in plasma compared to the fast-digested whey protein. The postprandial
protein deposition was more important after the ingestion of casein than whey protein in young adults’
subjects, which may be because the nitrogen delivery was too fast to support the metabolic requirement
throughout the postprandial period after the whey protein ingestion (Boirie et al. 1997; Lacroix et al. 2006).
Cheese is an important source of nutrients for humans (protein, calcium, phosphorus, etc.) (O'Brien &
O'Connor 2004). Knowledge of cheese digestion kinetics is essential for predicting the utilization of cheese
nutrients after-meal. The kinetics of cheese digestion may be affected by the cheese disintegration (cheese
particle breakdown) profile during gastric digestion. Our previous studies revealed that the protein digestion
patterns varied among commercial cheeses, in relation to their disintegration kinetics during in vitro gastric
digestion (Chapter 2 and 3). Soft Camembert cheese, for example, was disintegrated more rapidly during
gastric digestion compared to Mozzarella cheese, resulting in faster protein release. The SDS-PAGE results
showed that all caseins in Camembert cheese were degraded at the end of gastric digestion, while the intact
caseins still existed for Mozzarella cheese. Lamothe et al. (2012) showed that the free oil release was strongly
correlated to cheese matrix degradation during in vitro cheese gastric digestion. The free oil release may
improve the accessibility of lipase to cheese fat (Morris & Gunning 2008). The disintegration process may
modulate the dispersion of the nutrients like the fat and the protein, and may affect the accessibility of the
digestive enzymes to the nutrients (Morris & Gunning 2008). Besides, the disintegration process may affect the
gastric emptying rate. Only food particles with diameters < 1-2 mm can be delivered to duodenum for further
digestion as a consequence of the sieving effect of the pylorus (Dressman 1986).
Despite that the mechanism of the cheese disintegration during gastric digestion remains mostly unknown, the
mechanism of solid food disintegration has been proposed to be divided into 2 modes: surface erosion and
fragmentation (Kong & Singh 2009). These 2 disintegration mechanisms were proposed after testing the
disintegration kinetics of a variety of solid foods (peanut, beef jerky, almond, fried dough, bread crouton,
broiled beef steak, etc.) using an in vitro gastric system (Kong & Singh 2009). Surface erosion is the wearing
away of food surface by the flowing of the gastric juice around the food particles. This mechanism dominates
food disintegration when food internal cohesive force, which is closely related to food texture, is higher than
the force applied during digestion (Kong & Singh 2008b; Kong & Singh 2009). Fragmentation is the breakage
141
of food particles into large pieces, and it occurs only when food internal cohesive force is lower than the force
applied during the digestion process (Kong & Singh 2009).
Cheese disintegration mechanism and kinetics should, therefore, be influenced by cheese texture. Our
previous studies demonstrated that cheese disintegration at the end of gastric digestion was negatively
correlated to cheese initial springiness, cohesiveness and chewiness, using Camembert, smear cheese,
young Cheddar, aged Cheddar and Mozzarella cheeses as models (Chapter 2). This result was in accordance
with the observations of Lamothe et al. (2012), who observed that cheeses presenting increased cohesiveness
and elasticity resulted in slower cheese matrix degradation during in vitro gastric digestion, using Cheddar,
light Cheddar, aged Cheddar and Mozzarella cheeses as models. Our other study (Chapter 3) showed that,
when cheese texture difference is induced mainly by the fat reduction, cheese disintegration at the end of
gastric digestion was negatively correlated not only to cheese initial cohesiveness and chewiness, but also to
cheese hardness, resilience, and gumminess, using Cheddar, light Cheddar, Mozzarella and light Mozzarella
cheeses as models (Chapter 3). Cheese textural characters may change during gastric digestion and this
change should also affect cheese disintegration. Cheese depending on its texture may be considered as a soft
solid. When cheese is soaked in saliva and subsequently in gastric juice, several phenomena will take place. A
mass transfer may happen due to the absorption of gastric juice or the solid loss from the cheese in the
stomach. The diffusion of gastric juice within the matrix will soften the overall texture and allow pepsin to
degrade the casein matrix (Chapter 2 and 3). Also at 37 °C, the fat found in cheese will be liquefied, easily
released out of the matrix increasing the mass loss and therefore, resulting in cheese softening (Ak et al. 1993;
Guinee & McSweeney 2006; Lucey et al. 2003; Park et al. 1984). These phenomena will contribute to the
cheese texture modification happening during the digestion process and consequently may influence the food
disintegration mechanism (Kong & Singh 2009).
Cheddar and Mozzarella cheeses present different matrix characters (Fox & McSweeney 2004). For Cheddar
cheese, caseins are aggregated by the hydrophobic and the electrostatic forces to form the protein matrix.
There are fat droplets varying in size dispersed within the protein matrix (Guinee et al. 2000) (Chapter 3). The
protein matrix of Mozzarella cheese is compact and fibrous, because the stretching process that applied during
Mozzarella cheese fabrication reorganised the aggregated para-caseins into roughly uni-directional protein
fibers. Besides during the stretching process the fat globules are redistributed. The fat is concentrated
between the protein fibers. This re-distribution of fat favors the coalescence of the fat globules during the stock
of Mozzarella cheese, resulting in the formation of the pools of free oil entrapped between the long strands of
para-caseins (Kindstedt et al. 2004; Tunick et al. 1993). During gastric digestion the cheese matrix may be
degraded due to the physiochemical environment in the stomach, which was proposed to affect cheese realtime texture and cheese disintegration. The goal of this project was to explore how the texture of Cheddar and
142
Mozzarella cheeses changes during gastric digestion and its effect on cheese disintegration kinetic. To limit
the effect of cheese initial composition and texture on cheese disintegration, Mozzarella and light Cheddar
cheeses were chosen for their similar compositional and textural characters but different microstructure,
according to the results that were obtained in our previous study (Chapter 3). Cheeses were digested in vitro
under 2 controlled agitation conditions that produce 2 different physical forces to disintegrate cheese. This
design aimed to understand the cheese disintegration profile for a range of applied forces. The real-time
viscosity was followed during the in vitro gastric digestion because the viscosity may influence the accessibility
of enzymes to chyme (Burton-Freeman 2000; Delzenne et al. 2010) resulting in different cheese texture
change during digestion (Chapter 2 and 3). The disintegration of cheese was calculated as the percentage of
cheese solid with particle size < 1mm in this study. This was because only particles < 1-2 mm could pass
through from the stomach to the duodenum for further digestion (Dressman 1986).
4.2
Materials and methods
4.2.1 Materials
Light cheddar and Mozzarella cheeses were purchased from a local grocery store (Metro, Quebec, QC,
Canada). All cheeses were analyzed 60 ± 15 days before the expiry date.
The saliva and the gastric juice were prepared artificially. The compositions of these digestive juices were
based on the study of Versantvoort et al. (2005). The enzymes α-amylase (A3176) and pepsin (P7000) were
purchased from Sigma Aldrich (Oakville, ON, Canada). The concentrations of the enzymes that used during
artificial digestion were described in the study of Rioux and Turgeon (2012).
4.2.2 Cheese composition and cheese texture
The moisture content of cheese was determined by drying cheese samples in a forced air oven at 100 °C for 4
h (AOAC 1990). The fat content was analyzed by Mojonnier extraction method (ISO 2004). The protein content
was determined by Kjeldahl method (ISO 2008). The nitrogen-to-protein conversion factor was 6.38. The ash
content was determined by the ashing method that carried out at 550 °C (AOAC 2000). All analyses were
determined in duplicate.
Cheese hardness, cohesiveness, springiness, gumminess, chewiness, resilience and adhesiveness were
determined at room temperature (25 °C) and 37 °C by Texture Profile Analysis (TPA, International Dairy
Federation, 1991). Cylindrical samples (1 cm diameter and 1 cm height) were compressed 2 times to 50% of
143
their original height with a test speed of 1 mm.s-1. Eleven samples were measured; distant values (2) were
discarded from the average value.
Cheese fracture was determined by the uniaxial compression test at 37 °C and at room temperature (25 °C)
separately. Cylindrical cheese samples (1 cm diameter and 1 cm height) were compressed to 90% of their
original height using a 50 kg load cell with a test speed of 0.5 mm.min-1. In order to eliminate the frictional
effects, the platens were covered with non-stick protective film and the surface was lubricated with mineral oil
(Casiraghi et al. 1985). The analysis was repeated six times. Cheese samples were kept in a closed container
at the fracture analysis temperature (room temperature or 37 °C) for 1 h before the corresponding fracture
analysis was performed.
The uniaxial compression test data were analyzed using Excel software to build the stress-strain curve. The
stress (σ, kPa) and the strain (ε, m/m) were calculated following the equations of Casiraghi et al. (1985):
σt =
ht
2 (h )
πR 0
0
εt =
Ft
× 10−3
h0 − ht ∆ht
=
h0
h0
Where F is the force applied to the platen at compression time t, N
R0 is the radius of the initial cheese sample, m
h0 is the height of the initial cheese sample, m
ht is the height of the cheese sample at compression time t, m
∆ht is the deformation of the cheese sample at compression time t, m
The point of the maximum stress on the stress-strain curve, which was followed by a downward trend, was
identified as the fracture point of cheese: where cheese sample displays macroscopic failure (Gunasekaran &
Ak 2003d). The stress at the fracture point was named fracture stress, representing the pressure needed to
rupture the cheese matrix (Watkinson et al. 1997). The deformation (strain) at the fracture point was named
fracture deformation. The fracture deformation described the deformability of cheese: the higher value of the
fracture deformation, the greater deformability of cheese.
144
4.2.3.1
A coffee grinder was used to mimic oral mastication, in order to produce cheese particles with median size of
2.4 ± 0.5 mm, which is the value reported for Emmental cheese median size of particles after mastication in
vivo (Jalabert-Malbos et al. 2007). Details of cheese particles preparation were described previously (Chapter
3).
4.2.3.2
In vitro digestion model
The digestion was carried out using a rheometer (AR-G2, TA Instruments, New Castle, DE, USA) equipped
with a jacketed beaker (52 mm internal diameter, 74 mm internal height, Adams & Chittenden, Berkeley, CA,
USA) maintained at 37 °C and a mixing geometry (anchor, 38 mm height and 44 mm diameter, gap 1000 µm,
TA Instruments, New Castle, DE, USA).
The digestion procedures were described in our previous study (Chapter 3). Cheese particles (36 ± 0.1 g)
were placed in the jacketed beaker. Then, 24 mL saliva were added and mixed with cheese particles (shear
rate 30 s-1, gap 1000 µm) for 2 min. After the oral digestion, 43 mL gastric juice were added into the beaker to
start the gastric digestion and it lasted 2 h. The addition of pepsin was carried out in two steps as described
previously (Chapter 3). During the gastric digestion, the agitation of the anchor relative to the wall of the
jacketed beaker created a continuous force to disintegrate cheese particles. As the real force applied on food
particles in the stomach varies among the individuals (Kong & Singh 2008b; Marciani et al. 2001a; Vassallo et
al. 1992), the cheese gastric digestion were conducted under two different controlled agitation conditions to
explore the disintegration profile of cheeses under certain range of applied forces. These two controlled
agitation conditions were: 1) shear rate 30 s-1, 2) shear rate 150 s-1. The viscosity of the gastric digesta was
recorded using the rheometer AR-G2. The real-time viscosity curves were smoothed to reduce the impact of
very large particles (a peak value of viscosity will be measured when the very large particles hit the geometry)
and focus on the trend of the curve. The smoothing treatment was performed using the manufacturer supplied
software (TRIOS software, version 3.0.0.3156, TA Instruments, New Castle, DE, USA) The parameters for the
smoothing treatment were set as follow: 1) smoothing technique: least-square moving window; 2) derivate
technique: least-squares moving window; 3) moving window type: percentage of curve; 4) smooth window:
100; 5) derivative window: 44; 6) second derivative window, 44; 7) reduction technique: equal curve path
spacing.
Cheese digestion procedures were repeated 5 times and each digestion was stopped at different gastric
digestion time points, to completely collect the digesta after 0, 15, 30, 60 and 120 min of gastric digestion,
145
respectively. The digesta after 0 min of gastric digestion was collected once the gastric juice was added. Each
digesta was transferred immediately onto a metallic sieve basket (pore size ~ 1 mm) to mimic human gastric
emptying process. In vivo studies have shown that only food particles of size < 1 - 2 mm could pass through to
the duodenum from the stomach for further digestion (Dressman 1986; Thomas 2006). The samples were
filtered 3 min at room temperature, turning gently and frequently using a spatula to drain away the liquid. Then
the filtration was continued in an incubator set at 37 °C for 5 min. After filtration, the large particles that
retained on the sieve and the filtrate were weighed immediately. The solid content of the retained large
particles and the filtrate were analyzed (AOAC 1990). The fat content in the filtrate was determined by the
Mojonnier extraction method (ISO 2004) and the protein content was determined by Kjeldahl method (ISO
2008).
Control digestions without cheeses were carried out under the same conditions to eliminate the effect of the
solids (fat and proteins) from digestive juices. However, their amounts were too small to be considered in the
following equations and therefore, considered as zero.
4.2.3.3
4.2.3.3.1
Mass and nutrients retention
Cheese mass retention ratio
Cheese mass retention ratio (MR), defined as the percentage of cheese solid retained by the metallic sieve
basket (mesh size ~ 1 mm), was calculated at each time point:
MR =
Mt WP × SP
=
M0 W0 × S0
Where M0 is the dry solids in initial cheese sample, g
Mt is the retained dry solids after digestion time t, g
W0 is the weight of the initial cheese sample, g
Wp is the weight of the retained large particles at digestion time t, g
S0 is the solid content in initial cheese sample, g/g
SP is the solid content in retained large particles at digestion time t, g/g
4.2.3.3.2
Fat retention ratio
Fat retention ratio (FR) was calculated as below:
FR =
146
Ft (W0 × f0 ) − (Wf × ff )
=
F0
W0 × f0
Where F0 is the fat in initial cheese sample, g
Ft is the retained fat after digestion time t, g
Wf is the weight of the filtrate at digestion time t, g
f0 is the fat content in initial cheese sample, g/g
ff is the fat content in the filtrate at time t, g/g
4.2.3.3.3
Protein retention ratio
Protein retention ratio (PR) was calculated as below:
PR =
Pt (W0 × p0 ) − (Wf × pf )
=
P0
W0 × p0
Where P0 is the protein in the initial cheese sample, g
Pt is the retained protein after digestion time t, g
Wf is the weight of the filtrate at digestion time t, g
p0 is the protein content in initial cheese sample, g/g
pf is the protein content in the filtrate at time t, g/g
4.2.3.3.4
Mass and nutrients retention ratio modeling
The digestion curves (mass, fat and protein retention) were built using a Siegel’s modified power exponential
equation, which has been developed to fit the in vivo stomach emptying data (Siegel et al. 1988). This
equation was also used to describe the in vitro mass retention decrease for ham and carrot (Kong & Singh
2008b).
𝑦𝑡 = 1 − (1 − 𝑒 −𝜅𝑡 )𝛽
When fitting the in vivo gastric emptying data,
yt is the fractional meal retention at digestion time t, g/g
κ is a constant representing the speed of gastric emptying, min-1.
β is a shape factor related to the initial gastric emptying rate. A small β value (< 1.0) indicated a rapid
gastric emptying at the beginning of digestion like for the liquid products, while a larger β value (> 1.0)
indicated a delayed gastric emptying at the beginning of digestion like for the solid products.
147
In our study, the mass retention value at each digestion time point (at gastric digestion time 0, 15, 30, 60 and
120 min) was firstly normalized by the initial mass retention value (the starting value at the gastric digestion
time 0 min). Then the normalized mass retention ratio data were used to build the mass retention curve using
the Siegel’s modified power exponential equation. For each repetition, the parameters (β and κ) were
determined by NLIN procedure using SAS (version 9.3, SAS Institute, Cary, NC, USA). Also, the fat and
protein retention curves were built by this Siegel’s modified power exponential equation. The fat and protein
values were firstly normalized by their initial values at gastric digestion time 0 before the Siegel’s modified
power exponential equation fitting treatment. The parameters (κ and β) and the correlations coefficients were
determined for each repetition (Table S4-1, Annex 3). Based on the study of Kong and Singh (2008b), κ is a
constant representing the decrease in mass retention per minute and β is a constant representing the delay or
a lag-phase observed during digestion.
4.2.3.4
Cheese water holding capacity during digestion
Cheese water holding capacity (WHC) at each digestion time point was defined as the weight of water per
gram of dry cheese large particles:
WHC =
WP × (1 − SP )
WP × SP
Where Wp is the weight of retained large particles at digestion time t, g
SP is the solid content in retained large particles at digestion time t, g/g
4.2.4 Cheese fracture during digestion
Cheese fracture was measured at 5 gastric digestion time points (0, 15, 30, 60, and 120 min) to explore how
cheese fracture changes during gastric digestion. Considering that cheese particles which were used during
digestion were too small for the fracture analysis, the soaking procedure was carried out as follow. Cheese
samples (cylinder form; 1 cm diameter and 1 cm height) were kept in a closed container at 37 °C for 1 h. Then,
the samples were soaked sequentially into digestive juices which were preheated to 37 °C: 1) 16 mL of saliva
during 2 min; 2) 18 mL of gastric juice. At each time point (after soaking in gastric juice for 0, 15, 30, 60 or 120
min), six cheese samples were removed for fracture analysis. For the cheese samples that were removed after
soaking in gastric juice for 0 min, cheese samples were removed once the gastric juice was added. For the
samples that were removed after 120 min of gastric digestion, pepsin that was previously solubilized in 4 mL of
gastric solution was re-added 1 h after the addition of 18 mL gastric juice. The static soaking process was
completed in an incubator set at 37 °C.
148
After the soaking procedure, the cheese samples were recovered for the uniaxial compression test. The
compression test conditions were: 90% compression of their original height; test speed of 0.5 mm.min-1,
lubricated sample-platen interface by covering the platen using non-stick protective film and by lubricating the
surfaces using mineral oil (Casiraghi et al. 1985). The compression analysis was repeated six times.
The composition and the texture of cheese were analyzed under a randomised design and 3 repetitions were
realized. Differences between individual treatment averages were determined using least significant difference
(LSD) test with a significance level of p < 0.05 using SAS (version 9.3, SAS Institute, Cary, NC, USA). The
digestions of cheeses were carried out in 3 repetitions under a split-plot design. Cheese type (light Cheddar
and Mozzarella) and the shear rate that was applied during gastric digestion (30 and 150 s-1) were the two
factors. Cheese was milled into particles then digested for each experimental unit, independently and
respectively. The effects of cheese type and shear rate on the Siegel model parameters (β and κ) were
analyzed with SAS GLM procedure (version 9.3, SAS Institute, Cary, NC, USA) with a significance level of p <
0.05.
4.3
Results
4.3.1 Cheese composition and texture
The composition was similar for both of light Cheddar and Mozzarella cheese (Table 4-1) as observed
previously (Chapter 3).
Table 4-1 Composition of light Cheddar and Mozzarella cheeses.
Water (%) Protein (%) Fat (%)
Light Cheddar 41.8 ± 1.3 27.5 ± 0.9
Mozzarella
46.3 ± 1.2 27.2 ± 0.4
Ash (%)
21.4 ± 0.5 4.4 ± 0.1
20.0 ± 1.1 4.2 ± 0.2
The hardness, the cohesiveness, the gumminess and the chewiness were similar between the studied
cheeses at 37 °C. The springiness and the resilience of light Cheddar at 37 °C was slightly lower than for
Mozzarella cheese, while light Cheddar adhesiveness was slightly higher compared to Mozzarella (Table 4-2).
149
Table 4-2 Textural properties of light Cheddar and Mozzarella cheeses measured at 37°C.
Cheese
Light Cheddar
Hardness (N)
4.47 ± 0.43
Springiness
0.72 ± 0.01b
Cohesiveness
0.77 ± 0.01
Adhesiveness (N.s)
-0.15 ± 0.01a
Resilience
0.25 ± 0.02b
Gumminess (N)
3.47 ± 0.35
Chewiness (N)
2.51 ± 0.30
The values in the same row with different subscripts
0.05).
Mozzarella
4.90 ± 0.34
0.76 ± 0.00a
0.75 ± 0.01
-0.10 ± 0.03b
0.33 ± 0.01a
3.68 ± 0.28
2.81 ± 0.19
were significantly different (p <
The fracture force of light Cheddar cheese at room temperature (25 °C) was 19.0 N while the fracture for
Mozzarella was not observed even at 90% deformation (data not shown). The fracture is a failure mechanism,
describing the propagation of the flaw (ex. crack for Cheddar cheese) within cheese structure (Gunasekaran &
Ak 2003d). Soft solid may be strongly deformed but remains a continuous mass (Walstra 2002). This seems to
be the case with cheese under the conditions used in this study (Figure 4-1). Visual observations of the
cheese samples after the uniaxial compression test showed that light Cheddar cheese was cracked into pieces
after compression, while Mozzarella cheese could be removed from the platens in one piece. When the
temperature was increased to 37 °C, no fracture point could be detected for both cheeses at 90% deformation
(data not shown) and both cheese samples were still in one piece (Figure 4-1).
Figure 4-1 Visual observations of the initial cheese samples after 90% compression.
The uniaxial compression test was performed at 25 and 37 °C.
4.3.2 Real-time viscosity of cheese chyme during gastric digestion
The viscosity flow curves follow a similar pattern for both cheeses at 30 and 150 s -1. However, the viscosity
was always lower at 150 s-1 when the same cheese was used. During gastric digestion, the viscosity of
Mozzarella cheese chyme decreased exponentially over time, while it remained relatively stable for light
150
Cheddar cheese (linear with small negative slope). At the end of gastric digestion, the viscosity was similar for
Mozzarella and light Cheddar cheeses.
Figure 4-2 Real-time viscosity throughout in vitro gastric digestion.
4.3.3 Cheese fracture change during digestion
Samples were soaked in gastric juice to study the impact of gastric digestion condition (water, acid and
enzymes diffusion) on the fracture properties of cheeses. The fracture of cheese after 0 min soaking (G0) was
analyzed once the gastric juice was added. The fracture force of light Cheddar cheese was 13.6 N at G0
(Figure 4-3 b). During the first 15 min of soaking, the light Cheddar cheese fracture force greatly decreased
from 13.6 to 8.8 N (Figure 4-2 b). From 15 to 120 min of soaking, the fracture forces of light Cheddar cheese at
all the measurement time points were not significantly different (Figure 4-2 b) suggesting that water absorption
phenomena was proceeding fast.
For Mozzarella cheese, the fracture point was not observed during the first 30 min of soaking (G0, G15, G30)
(Figure 4-3 b). The fracture forces of Mozzarella cheese after 60 min (G60) and after 120 min (G120) of
soaking were lower than that of light Cheddar cheese measured at the same time points (Figure 4-3 b). The
observations showed that light Cheddar cheese samples were cracked into small pieces after the
compression, but Mozzarella cheese samples were broken into large pieces/layers (Figure 4-3 a, G60 and
G120).
151
Figure 4-3 Cheese fracture change after immersing cheese samples in gastric juice for 0 (G0),
15 (G15), 30 (G30), 60 (G60) and 120 min (G120), measured using the uniaxial
compression test.
Panel a) was the visual observations of the cheese samples after 90% compression;
b) was the fracture force that needed to rupture the cheese matrix.
Panel b): lines with different letters represent significant differences.
The fracture points of Mozzarella cheese were not observed until 60 min soaking. The stress-strain curves for
Mozzarella cheese, which represent the conditions needed (pressure and deformation) to rupture cheese
matrix, were presented in Figure 4-4 for further information. At soaking time point G0, the stress-strain curve
for Mozzarella cheese was smooth without fluctuations. At soaking time points G15 and G30, the stress did
increase and then decreased during the compression procedure. However, the fracture point could not be
identified by the software at these 2 time points under the condition used. At soaking time points G60 and
G120, the fracture points could be identified as outlined in Figure 4-3 b.
152
Figure 4-4 The stress-strain curves of Mozzarella after soaking cheese samples in gastric juices
for 0 (G0), 15 (G15), 30 (G30), 60 (G60) and 120 min (G120).
The uniaxial compression test was performed for cheese fracture analysis.
4.3.4 Cheeses mass and nutrients retention
4.3.4.1
Mass retention
During gastric digestion cheese particles were disintegrated during the agitating procedure. Two different
shear rates (30 and 150 s-1) were applied to study cheese disintegration mechanism. Different behaviour could
be visualized between Mozzarella and light Cheddar cheese (Figure 4-5). A sharp decrease in the mass
retention ratio is observed for Mozzarella cheese while for light Cheddar, the decrease is fast within the first 15
min and reached a plateau during the rest of the digestion. Also, the mass retention ratio was lower when a
higher shear rate was applied at the end of the gastric digestion for both cheeses (Figure 4-5). The mass
retention data were fitted to an exponential model and the cheese types significantly affects the β (p = 0.0035)
and κ (p < 0.0001) parameters (Table 4-3). For the β parameter, the value was also significantly higher for
Mozzarella cheese 0.43 and 0.28 at a shear rate of 30 and 150 s-1 respectively. All values were below 1,
suggesting no lag-phase or delay in the disintegration of the cheese matrix. Also, the intensity of the shearing
seems to affect this parameter almost significantly (p = 0.0531). This parameter affects the slope of the model
curve. This phenomenon is more obvious with Mozzarella cheese showing a faster disintegration at 150 s-1
preventing the formation of a lag-phase (Figure 4-5). The κ parameter was low for all the conditions tested but
153
was almost 10 times higher for Mozzarella cheese suggesting a faster disintegration rate compared to light
Cheddar cheese (Figure 4-5).
For light Cheddar cheese, the mass retention ratio decreased relatively faster for repetition 2 compared to
repetition 1 and 3 (Figure 4-5). This may be related to its lower initial solid content (results not shown) resulting
in a higher mass retention value at G0.
Table 4-3 Modified power exponential model parameters describing cheese digestion kinetics
during gastric digestion.
Mozzarella
Light Cheddar
30 s -1
150 s -1
30 s -1
150 s -1
0.43 ± 0.02
0.28 ± 0.02
0.21 ± 0.06
0.19 ± 0.03
Mass retention
β
κ
9.93E-04 ± 8.57E-05 7.45E-04 ± 1.38E-04 2.44E-07 ± 1.32E-06 7.03E-05 ± 3.60E-05
Fat retention
β
0.30 ± 0.03
0.19 ± 0.01
0.25 ± 0.02
0.20 ± 0.01
κ
4.01E-04 ± 1.72E-04 3.39E-04 ± 9.05E-05 8.52E-05 ± 3.19E-05 1.11E-05 ± 8.86E-06
β
0.57 ± 0.04
0.48 ± 0.02
0.31 ± 0.04
0.32 ± 0.03
1.13E-03 ± 2.24E-04 1.97E-03 ± 1.76E-04 2.93E-05 ± 3.69E-05 3.82E-04 ± 1.56E-04
Protein retention
κ
154
Figure 4-5 Cheese mass retention ratio during gastric digestion.
The experimental data of 3 repetitions were shown with different markers (repetition
1: □; repetition 2: ○; and repetition 3: ∆) and their respective modeled curves
(repetition 1: black; repetition 2, blue; and repetition 3, red) are presented.
4.3.4.2
Fat retention
During the gastric digestion, fat was released from the cheese matrices. The fat retention ratio over time was
similar for both cheeses although less fat was retained when a shear rate of 150 s-1 was applied (Figure 4-6).
The curve modeling revealed that only shear rate applied during digestion significantly affect β parameter (p =
0.0024). This data shows no delay in the fat release since this parameter decreases when the shear rate is
increased. The κ parameter however, was significantly modulated by the cheese type (p = 0.0115) suggesting
a faster fat release for Mozzarella cheese (4.01E-04 vs 8.52E-05 for respectively Mozzarella and Light
155
Cheddar at 30 s-1). Mozzarella has bigger fat pools that may be easily released within the same digestion time
compared to light Cheddar cheese.
Figure 4-6 Cheese fat retention ratio during gastric digestion.
The experimental data of 3 repetitions were shown with different markers (repetition 1: □;
repetition 2: ○; and repetition 3: ∆) and their respective modeled curves (repetition 1: black;
repetition 2, blue; and repetition 3, red) are presented.
4.3.4.3
Protein retention
The protein retention ratio with the cheese matrix was measured overtime (Figure 4-7). During the first 30 min
of gastric digestion at 30 s-1, the protein retention value decreased rapidly for both Mozzarella and light
Cheddar cheeses, but the protein retention value for light Cheddar decreased at a relatively high speed
156
compared to Mozzarella. From 30 to 120 min of gastric digestion, the protein retention value reached a plateau
for light Cheddar cheeses while for Mozzarella cheese, the protein retention value continuously decreased
(Figure 4-7). When a shear rate of 150 s-1 was applied, the protein retention value decreased rapidly for both
Mozzarella and light Cheddar cheeses. The modeled parameter β significantly affected by the cheese type (p
= 0.0003) while both the cheese type (p < 0.0001) and the intensity of the shear rate (p = 0.0063) significantly
affect κ parameter. This parameter affects the slope of the model curve (1.13E-03 vs 2.93E-05 for Mozzarella
and light cheddar respectively) and suggests a faster protein release although similar amounts of protein
remained at the end of the gastric digestion.
Figure 4-7 Cheese protein retention ratio during gastric digestion.
The experimental data of 3 repetitions were shown with different markers (repetition
1: □; repetition 2: ○; and repetition 3: ∆) and their respective modeled curves
(repetition 1: black; repetition 2, blue; and repetition 3, red) are presented.
157
4.3.4.4
Cheese water holding capacity
Light Cheddar and Mozzarella cheeses contained before digestion 0.72 and 0.87 g of water per g of dry
cheese respectively. At the beginning of gastric digestion t = 0 min, the water holding capacity of light Cheddar
and Mozzarella increase sharply where the amount of water has doubled for each cheese matrix. Therefore,
the bolus formation during the oral phase significantly contributes to the incorporation of water within the
cheese matrix. Also at this step, Mozzarella cheese still contained more water per g of dry residual matrix.
When a shear rate of 30 s-1 was applied during gastric digestion, the water holding capacity of Mozzarella
cheese increased rapidly to maximum during the first 15 min gastric digestion, while for light Cheddar cheese
the water holding capacity remained stable throughout the gastric digestion. At digestion time point 120 min,
the water holding capacity was higher for Mozzarella cheese compared to light Cheddar.
When a shear rate of 150 s-1 was applied during gastric digestion, the water holding capacity of Mozzarella
increased during the first 15 min gastric digestion, and then slightly decreased over time. For light Cheddar
cheese the water holding capacity remained stable during the whole gastric digestion. The water holding
capacity values were higher or tended to be higher for Mozzarella and light Cheddar cheeses at all digestion
time points.
Figure 4-8 Cheese water holding capacity during digestion.
Water holding capacity was calculated as the weight of water per gram of dry cheese
large particles (> 1 mm).
158
4.4
Discussion
The kinetics of food disintegration and nutrients release during food digestion involves many factors. After the
ingestion of the food in the mouth, solid foods are chewed and a bolus is formed with the saliva. When the
food particles are small enough ( 2.4 mm for Emmental cheese (Jalabert-Malbos et al. 2007), the bolus is
swallowed and delivered in the stomach. Then, the stomach wall movements (peristalsis, retropropulsion) in
presence of gastric juice and pepsin will disintegrate the food particle to a size averaging 1 mm allowing food
to be emptied into the small intestine (Dressman 1986). Bigger particles will be retained in the stomach until
the appropriate size is obtained. Therefore, gastric emptying is the limiting step controlling the release and
absorption of nutrients in the duodenal part.
4.4.1 Physicochemical parameters affecting cheese disintegration during gastric
digestion
Cheeses should be disintegrated at different rates depending on their initial texture and the textural change
during digestion. We hypothesized that the viscosity of cheese chyme during gastric digestion may highlight
some differences in the cheese matrix disintegration mechanism as it will be influenced by the particle size and
the dissolution of the cheese solids. The viscosity of light Cheddar cheese chyme remained relatively stable
during gastric digestion (linear with small negative slope) while for Mozzarella cheese chyme, the viscosity
decreased exponentially over time. At the end of gastric digestion, the viscosity was similar for Mozzarella and
light Cheddar cheeses chyme. Also, the tendencies were similar at both shear rates. These results may be
attributed to different factors: 1) the average particle size was slightly higher for Mozzarella cheese compared
to light Cheddar (2.7 vs 2.4 μm respectively) (Table S3-1, Annex 2, Chapter 3) and therefore, may have
contributed to the higher viscosity; 2) the fracture behavior of both cheeses under gastric condition were
different. For the two cheese types studied, the viscosity results did not fully explain the disintegration kinetics
and additional work will be necessary.
When light Cheddar and Mozzarella cheese cylinders were soaked in saliva and subsequently in gastric juice
overtime, different behaviors were observed. Light cheddar cheese was easily fractured at the beginning of the
digestion while 60 min of soaking was necessary for Mozzarella cheese to observe a fracture point. The
different behaviors may be attributed to two factors: water absorption and cheese structure. We suggest that
the light Cheddar cheese quickly absorbed the gastric juice weakening the matrix structure. The level of gastric
juice adsorption could be reflected by the water holding capacity of the cheese particles, which was measured
before and during the in vitro digestion. The light Cheddar and Mozzarella cheese particles have gained
respectively 0.98 and 0.94 g of water per g of dry residual cheese at t = 0. Besides, the water holding capacity
of Mozzarella cheese was or tended to be higher at all measured digestion time points compared to light
159
Cheddar cheese. Therefore, the water absorption is not the solely factor contributing to cheese fracture. Also,
the structure in relation to the initial texture of the cheese matrix may be important and subsequently affect the
deformation mode during the compression. For light Cheddar cheese, the protein matrix was homogenous with
open spaces occupied by the fat droplets (Figure 3-2, Chapter 3). During compression to determine the
fracture point, the force acted perpendicularly to the crack found in the cheese, making the crack pulling open.
Mozzarella has strong and dense elastic protein fibers with fat entrapped as pools between the protein fibres
(Figure 3-2, Chapter 3) that allow a good resistance to cheese rupture. During the compression, the force
acting on the protein fibres in Mozzarella cheese may tear and slide the protein fibers along themselves, as
observed for separating strings from string cheese (Gunasekaran & Ak 2003d; Izutsu et al. 1991). Due to its
more elastic nature, Mozzarella cheese may be able to reform the broken bonds when a stress is applied.
Also, Walstra (2002) suggests that when a soft solid is strongly deformed, it may remain as a continuous mass
since the liquid present in the matrix may leak in the cracks. Therefore, the liquefied fat pools may contribute to
hold the matrix together during the compression and also modulate the matrix disintegration mechanism.
Due to its fracture properties, Mozzarella may be more prone to an erosion disintegration mechanism which
would explain the viscosity exponential decrease and contribute to the reduction of the mass during gastric
digestion. Also, the decrease in the mass retention and chyme viscosity for Mozzarella cheese suggests a
reduction in the particle size during the gastric digestion. It may be hypothesized that during the first 60 min of
the digestion of Mozzarella cheese, the disintegration is realized throughout an erosion mechanism while
between 60-120 min, the matrix is capable of fracturing suggesting a fragmentation mechanism. For the light
Cheddar cheese, fragmentation may be present from the beginning of the digestion explaining the fast
decrease in the mass retention ratio. Complementary visual and microscopic observations of the cheese
particles during digestion would allow to precisely determine which mechanisms happen. Finally, it must be
considered that the pre-shear applied just before the viscosity measurement (to homogenize the chyme), could
have contributed to reduce the particle size very quickly and consequently preventing us in seeing any
variation in the chyme viscosity during gastric digestion.
Other reactions occurring during gastric digestion (acid hydrolysis and enzymatic reaction) should contribute in
the degradation of the cheese matrix (Chapter 2 and 3) however, they may be not sufficient to change cheese
rheological properties. For light Cheddar and Mozzarella cheese, the viscosity results were similar in presence
or not of pepsin (data not shown). However, it may influence the release of the nutrients found in cheese as
proteins and lipids. For light Cheddar cheese, the release of fat and protein was happening at the same rate as
the disintegration. However for Mozzarella cheese, the proteins are not released at the same rate as the fat.
Also, higher amount of fat was released for Mozzarella cheese as compared to light Cheddar cheese. The fat
in Mozzarella cheese is concentrated as pools between the protein fibers, while the relatively small discrete fat
160
globules are distributed relatively evenly in light Cheddar cheese protein matrix. The large fat pools in
Mozzarella cheese did not bind well with the protein matrix compared to the fat droplets in light Cheddar
cheese, resulting in easier fat release (Chapter 3) (Gunasekaran and Ak 2003b; Lucey et al. 2003;
O'Callaghan and Guinee 2004).
The shear rates applied during digestion have modulated the rate of cheese disintegration and nutrients
release. However, increasing the shear rate did not modify the disintegration mode. Kong and Singh (2008b)
showed that higher force applied on the food matrix led to shorter half time (‘the time when 50% of the sample
weight was lost’) which indicated faster disintegration. To change the disintegration mode, higher force will be
needed and the way the force is applied on the food matrix is critical. In the stomach, the force varies in
intensity but also on the mode of action (peristalsis, retropropulsion). Therefore, other in vitro model should be
combined to gain more information on the disintegration mechanism (Chen et al. 2011; Ferrua et al. 2011;
Kong & Singh 2010). For example, monitoring the force applied on the cheese particles during digestion could
allow to determine which force can affect the disintegration mode of cheeses during digestion. Also, studying
the change in the particle number and size during digestion could allow to determine when the fragmentation
mode occurs (increase in the particle number associated with a decrease in the particle size). Also, the water
holding capacity should be measured on the cheese cylinder during the soaking in the gastric juice since it can
affect the fracture properties.
4.4.2 Experimental data modeling
The exponential model proposed by Siegel et al. (1988) well described the disintegration kinetic of cheeses
particles during digestion and a good correlation coefficient was obtained. Another linear-exponential model
was proposed to track the initial increase in mass retention value caused by the absorption of water (Kong &
Singh 2009). This model was developed to take into account a delayed-sigmoidal disintegration profile which
was not observed in our study. This model was tested with our experimental data but the convergence criterion
could not be met with the NLIN procedure in SAS. In our study, the mass retention data are expressed on dry
matter basis but the absorbed water in the cheese particles did not result in the increase of mass retention
values as observed in the study of Kong and Singh (2008b). More samples especially within the first hour
should be analyzed during gastric digestion to build the corresponding mass retention curve. Bornhorst and
Singh (2013) was capable of using the linear-exponential model for bread experiencing an exponential
decrease in the mass retention but 11 samples were analyzed. In a future study, more digestion time points
should be chosen to further confirm whether this linear-exponential model is applicable or not for cheese
disintegration pattern.
161
The mass retention data were fitted to Siegel exponential model and the cheese types significantly affects the
β and κ parameters (Table 4-3). These parameters were compared to the mass retention data of other food
products that were fitted to the same model (Table 4-4). Egg sandwich, chicken liver and raw carrot all have a
β value > 1 suggesting a delay or a lag phase in the disintegration of the food matrix (Kong & Singh 2008b;
Siegel et al. 1988). Kong and Singh (2008b) proposed that the delay in the disintegration of raw carrot was
related to its rigid texture. The hardness of raw carrot was high initially (42.3 N) and it remained high (27.9 N)
after 40 min soaking in gastric juice. When the hardness of carrot was decreased by a cooking treatment for 6
min (hardness: 5.3 N initially and 3 N after 40 min of soaking), the β value for the cooked carrot was decreased
to below 1 (β = 0.82), indicating that the mass retention decreased exponentially without an initial delay. The
accordant changing trends in carrot hardness and β value showed that carrot texture and its change during
soaking were the key factors determining the disintegration profile (Kong & Singh 2008b).
Like cheese, ham has also a β value < 1 suggesting no delay in the disintegration. Ham is also an elastic
matrix although the authors have not measured its complete textural behavior before digestion but the
hardness was measured over the 60 min of soaking in gastric condition. The hardness remained similar
throughout the digestion. The data also showed that β and κ parameters depend on the force applied during
the in vitro digestion and it modifies the slope of the curve. Similar observations were made when the shear
rate was increased in our model.
Table 4-4 Modified power exponential model parameters comparison between cheeses and
other food products.
Food
Gastric condition
κ
β
Ham
Simulated gastric fluid, applied force 0.013 N
2.10E-02
0.90
Ham
1.08E-01
0.74
Raw carrot
3.90E-02
2.37
Raw carrot
9.20E-02
1.95
Cooked carrot
5.40E-02
0.82
Light Cheddar
Simulated gastric fluid, shear rate 30 s-1
2.44E-07
0.21
Mozzarella
Simulated gastric fluid, shear rate 30 s-1
9.93E-04
0.43
4.5
Reference
Kong and Singh
(2008b)
Our study
Conclusions
The mass, protein and fat retention data were fitted to Siegel exponential model and the cheese types had
significantly affected the β and κ parameters which indicate the rate at which the cheese matrix is disintegrated
162
and the nutrients are released. Cheese type has significantly affected cheese disintegration kinetic during
gastric digestion, resulting from different cheese textural properties and water holding capacity during gastric
digestion. For light Cheddar, the fracture force quickly decreased due to the quick water absorption enhancing
the fragmentation mode and resulting in a fast disintegration. Conversely, Mozzarella elastic nature led to a
higher resistance to rupture, enhancing erosion at the beginning of the digestion. Mozzarella disintegration
mode may be shifted from erosion to fragmentation after 60 min gastric digestion, because the gastric
reactions (water absorption, calcium release and fat release) weakened the interactions between the nutrients
(especially for para-caseins) in Mozzarella cheese resulting in the change of the cheese fracture properties.
The nutrients (fat and protein) release during gastric digestion was different for Mozzarella and light Cheddar
cheeses, although both cheeses had initially the same protein and fat contents. The protein retention decrease
was in accordance with the cheese textural change and cheese disintegration kinetics during digestion. A
higher proportion of fat was released for Mozzarella cheese during digestion compared to light Cheddar
cheese due to the large fat pools in Mozzarella cheese that did not bind well to the protein matrix.
This study provided quantitative evidence regarding cheese digestion kinetics (disintegration, protein and fat
release) and their relationship with cheese real-time texture. This knowledge is important to better understand
the mechanism of cheese digestion, which affects the post-prandial metabolic responses of the nutrients like
fat and protein.
163
Conclusion et perspectives
Le but principal de ce projet était d’étudier l’impact de la texture et de la structure sur la désintégration et la
digestion des protéines des fromages commerciaux. L’hypothèse principale de ce projet était que les
caractéristiques texturales et structurales des fromages déterminent la cinétique de désintégration du fromage
au cours de la digestion GI, influençant la libération et la dégradation des protéines des fromages. Cette
hypothèse a été validée grâce aux travaux réalisés permettant de démontrer que la texture initiale du fromage
et ses changements pendant la digestion gastrique, ont influencé la cinétique de désintégration des fromages
commerciaux, et la cinétique de la digestion des protéines.
Les travaux de recherche de cette thèse ont été réalisés en 3 étapes. La première étape, présentée dans le
chapitre 2 visait à explorer si et comment la digestibilité (désintégration et digestion protéique) des fromages
commerciaux varie selon leurs caractéristiques texturales et structurales. Différents types de fromages
commerciaux (Camembert, Cheddar jeune, Cheddar vieux, fromage à croûte lavée et Mozzarella) ont donc
été choisis. Les traitements technologiques appliqués pendant le procédé de fabrication spécifique à chaque
variété de fromage varient et conduisent à des caractères texturaux différents. Le principal résultat de cette
étude était que l’élasticité, la cohésion et la masticabilité du fromage initial étaient corrélées négativement à la
désintégration de ce dernier en fin de digestion gastrique. La désintégration du fromage affectait la libération
et la dégradation des protéines. Pour le fromage Camembert par exemple, la désintégration était la plus
élevée à la fin de la digestion gastrique en raison de sa texture molle et en conséquence, la libération des
protéines était plus rapide que pour tous les autres fromages. Toutes les caséines du fromage Camembert
libérées étaient dégradées. Au contraire, le fromage Mozzarella était peu désintégré en raison de sa texture
élastique et ferme. Peu de caséines étaient libérées en fin de digestion gastrique. Il a également été démontré
que la teneur en lipides du fromage initial était corrélée positivement à la désintégration du fromage en fin de
digestion gastrique et duodénale. Les matières grasses liquéfiées à la température de digestion sont libérées
rapidement de la matrice protéique du fromage, et ce, même si elle n’est pas dégradée. Des études de
digestion, mais sans ajout des enzymes, ont permis de différencier les effets respectifs des enzymes et des
autres conditions de digestions (agitation, température, pH) sur la digestion des fromages. Les résultats ont
démontré que la désintégration en fin de digestion gastrique était plus rapide pour tous les fromages étudiés
quand les enzymes étaient ajoutées. L’augmentation de la désintégration induite par l’ajout des enzymes était
plus importante pour certains fromages, tel le fromage Cheddar vieilli, que pour les autres fromages
(Mozzarella). De plus, la dégradation de la matrice du fromage Mozzarella induite par les réactions
enzymatiques était plus faible que celle du fromage Cheddar vieilli. L’accessibilité protéines par les enzymes,
pour le fromage Mozzarella était moindre comparativement au fromage Cheddar vieilli, en raison d’une matrice
protéique plus compacte.
165
Dans un deuxième temps, des fromages commerciaux Cheddar, Cheddar léger, Mozzarella et Mozzarella
léger ont été choisis afin de déterminer l’effet de la texture, induite par la réduction de la teneur en lipides du
fromage, sur la digestibilité des fromages (chapitre 3). Un système de digestion différent, utilisant une agitation
contrôlée par un rhéomètre équipé d’une géométrie de type ancre, a été utilisé afin de suivre l’évolution de la
viscosité du chyme au cours de la digestion GI. Les résultats ont démontré que pour les fromages de textures
différentes (résultant de la teneur en lipide), les caractères texturaux suivants étaient corrélés négativement
avec la désintégration en fin de digestions gastrique et duodénale : dureté, cohésion, capacité gommante,
masticabilité et résilience du fromage initial. De plus, la teneur en lipides du fromage initial était corrélée
positivement à la désintégration. Ces phénomènes conduisaient à une désintégration plus importante pour le
fromage Cheddar que pour les autres fromages : fromages Cheddar léger, Mozzarella et Mozzarella léger. La
désintégration du fromage affectait la libération et la dégradation des protéines. Les résultats ont démontré
que presque toutes les protéines du fromage Cheddar étaient libérées (93 %) et hydrolysées en fin de
digestion GI, tandis que la libération des protéines des autres fromages était moins importante.
La dernière partie de la thèse (chapitre 4 qui correspond à l’objectif 4 de la thèse) a permis de quantifier le
changement textural du fromage pendant la digestion gastrique et définir son impact sur la désintégration du
fromage. Les fromages Cheddar léger et Mozzarella régulier ont été choisis pour cette troisième étude parce
que leur composition et leur texture initiales étaient similaires. Ceci limite l’effet de la composition et de la
texture du fromage initial sur sa désintégration. Les résultats principaux de cette étude montrent que le
changement textural du fromage pendant la digestion gastrique varie pour les fromages Mozzarella et
Cheddar. Le changement de texture du fromage lors de la digestion gastrique joue un rôle majeur sur sa
désintégration. Pour le fromage Cheddar, la force nécessaire à la fracture du fromage était fortement diminuée
pendant les premières 15 minutes de trempage et sa désintégration était extrêmement rapide. Pour le fromage
Mozzarella, la force à la fracture du fromage ne pouvait être mesurée qu'après 60 minutes d’immersion, en
raison de la texture initiale ferme et élastique. La désintégration du fromage Mozzarella se faisait
progressivement jusqu'à la fin de la digestion gastrique. Plus la désintégration était importante, plus la
libération des protéines était élevée. Les matières grasses des fromages étaient libérées principalement au
cours des premières 30 minutes de digestion gastrique pour les deux fromages. Les matières grasses du
fromage sous forme de ‘fat pool’, sont peu connectées à la matrice protéique. Par conséquent, les matières
grasses pourraient être libérées sans bris de la matrice protéique du fromage. Cette troisième étude a fourni
des données quantitatives des changements texturaux des fromages durant la digestion gastrique. Ces
changements texturaux varient selon les caractères structuraux initiaux du fromage et affectent la libération
des protéines et en conséquence l’accessibilité des enzymes digestives aux protéines.
166
Le mécanisme de désintégration des fromages est encore inconnu. Basé sur les résultats de cette thèse, un
modèle préliminaire de désintégration du fromage a été proposé (Figure 5-1).
Deux mécanismes de désintégration, soit l’érosion et la fragmentation, ont été proposés dans la littérature,
après avoir étudié la désintégration de différentes catégories d’aliments solides (viandes rouges, noix, fruits,
produits de boulangerie et produits frits) (Kong & Singh 2009). L’érosion est un phénomène d’usure en surface
de la matrice alimentaire par le fluide gastrique. Ce mécanisme se produit lorsque la force interne de la
matrice alimentaire expliquant la structure de l’aliment solide et sa texture, est supérieure aux forces
appliquées sur l’aliment par les contractions de l’estomac. La fragmentation est la rupture des particules
alimentaires en morceaux, et elle a lieu quand la force interne de la matrice alimentaire est inférieure que la
force appliquée durant la digestion. Le mécanisme de désintégration (érosion ou fragmentation) peut
influencer la cinétique de désintégration. La désintégration est plus rapide lorsque la fragmentation domine.
Pour les fromages, nous suggérons que ces deux mécanismes de désintégration sont applicables pour la
désintégration des fromages commerciaux, selon nos observations visuelles. Le mode de désintégration des
fromages dépend des interactions entre les nutriments qui structurent la matrice fromagère et déterminent sa
texture. Pour les fromages mous tels que le fromage Camembert, les interactions qui structurent la matrice
fromagère sont faibles et par conséquent, la force appliquée peut briser les particules fromagères en gros
fragments (mode fragmentation). Pour les fromages fermes tels que le fromage Mozzarella, les interactions
qui structurent la matrice fromagère sont résistantes à la force appliquée, et par conséquent l’érosion est le
mécanisme principal de désintégration. Les différents mécanismes appliqués peuvent être la raison pour
laquelle les fromages Camembert et Mozzarella ont présentés différents profils de désintégration (Chapitre 2).
Pour le fromage Camembert, 77 % du fromage était désintégré après 15 min digestion gastrique, tandis que
peu de fromage Mozzarella était désintégré après 120 min digestion gastrique (Figure 2-4, Chapitre 2).
Pendant la digestion, les réactions digestives (ex. absorption d’eau, libération des nutriments, dégradation des
protéines) affaiblissent la texture des fromages. Quand les forces structurant la matrice fromagère
(précisément les interactions entre les composants) sont réduites en dessous de la force appliquée, le mode
de désintégration du fromage peut changer de l’érosion à la fragmentation (ex. Mozzarella, chapitre 4).
167
Figure 5-1 Modèle préliminaire de désintégration des fromages pendant la digestion gastrique,
sous l’influence de la texture et la composition des fromages.
Le mécanisme de désintégration (érosion ou fragmentation) peut influencer la cinétique de désintégration. La
désintégration est plus rapide lorsque la fragmentation domine (ex. Camembert, Chapitre 2), conduisant à une
libération plus rapide des protéines. Ce phénomène n’est pas observé pour les matières grasses, la libération
était rapide pour tous les fromages, peu importe le mode de désintégration appliqué. Les matières grasses
sont peu connectées à la matrice protéique du fromage, tandis que les interactions entre les caséines sont
relativement plus importantes. Durant la digestion, les matières grasses liquéfiées peuvent être libérées sous
agitation sans briser les interactions entre les caséines. La cinétique de la libération des nutriments peut
affecter l’accessibilité des enzymes aux nutriments et par conséquent la dégradation des nutriments. Les
résultats ont démontré que la libération des protéines est plus rapide quand la désintégration du fromage est
rapide (ex. Cheddar régulier comparativement au fromage Cheddar léger, Chapitre 3), conduisant à une
dégradation des protéines plus rapide. En fin de digestion gastro-intestinale, les protéines du fromage
Cheddar régulier étaient toutes libérées et hydrolysées, tandis qu’il restait les peptides insolubles pour le
fromage Cheddar léger.
Cette thèse présente les résultats de recherches systématiques sur la désintégration des fromages, et permet
de mieux comprendre les mécanismes de désintégration des fromages de caractères texturaux et structuraux
différents. La contribution des propriétés structurales et texturales ont été mis en lumière. Cependant, la
désintégration du fromage est un processus très complexe. D’autres études seront nécessaires afin, par
exemple, de préciser le mécanisme de désintégration, la cinétique de libération des nutriments, etc. La
cinétique de la digestion des protéines pourrait moduler l’absorption et l’apparition des nutriments dans le
168
sang. Elle pourrait également affecter la réponse postprandiale des protéines et certaines réponses
physiologiques, par exemple l’effet satiétogène des protéines. Des études cliniques chez l’humain seront
nécessaires pour déterminer la biodisponibilité des nutriments (protéines, lipides, etc.) après l’ingestion de
fromages ayant des caractéristiques structurales et texturales différentes.
Il serait aussi intéressant d’étudier la désintégration des fromages en utilisant d’autres modèles de digestion
afin d’obtenir plus d’informations sur la désintégration des fromages. Par exemple, pendant la digestion
gastrique chez l’humain, les forces appliquées sur les particules fromagères varient en intensité et selon le
type de mouvement (ex. péristaltisme et rétropropulsion). Dans cette thèse, une force continue sur les
particules fromagères était produite dans des conditions contrôlées (régime laminaire). Cependant, il sera
nécessaire d’étudier également d’autres types d’agitation mimant la rétropropulsion et le péristaltisme afin de
pouvoir déterminer les conditions requises pour chaque mode de désintégration. L’étape de déstructuration de
l’aliment en bouche devrait aussi être mieux documentée, car elle influence la désintégration de la matrice.
Dans cette thèse, tous les fromages ont été broyés en particules d’une taille moyenne similaire à celle d’un
bolus de fromage Emmental (après mastication chez l’humain) afin de minimiser l’influence de la taille des
particules sur la désintégration. Par contre, cela ne reflète pas la réalité notamment pour le fromage
Camembert. Il serait donc intéressant d’étudier pour chaque type de fromage l’influence de la taille des
particules dans le bolus après l’étape orale sur la désintégration de la matrice dans les étapes de digestion
subséquentes.
Plusieurs analyses complémentaires pourraient aussi être ajoutées à l’approche expérimentale de futures
études. Ainsi, les analyses de la destruction des particules de fromages à l’échelle microscopique
permettraient de visualiser les modes de désintégration et la répartition des nutriments (libération rapide des
lipides). Dans la dernière partie de cette thèse, la désintégration du fromage était représentée par le
pourcentage de poids de particules fromagères qui ont une taille supérieure à 1 mm. Le choix de cette
méthode visait à simuler la vidange gastrique chez l’humain où seulement le liquide et les petites particules
( 1 - 2 mm) sont vidangés de l’estomac chez l’humain. Aussi dans cette thèse, la viscosité du chyme était
aussi suivie pendant la digestion pour avoir une image plus détaillée sur la désintégration du fromage, parce
que la viscosité devait être plus haute quand de plus grandes particules de fromage frappent la géométrie.
Néanmoins, ces deux types de mesures présentent des cinétiques de désintégration différentes,
probablement en raison de la distribution des tailles des particules. La mesure de la distribution des tailles des
particules (nombre des particules, et rayon moyen des particules) pendant la digestion permettrait de mieux
comprendre le processus de désintégration et d’identifier à quel moment la fragmentation survient au cours de
la digestion. La microstructure des particules serait étudiée pendant la digestion, afin de caractériser le
169
changement de la microstructure du fromage et son rôle sur le mode de la désintégration. Il serait intéressant
d’approfondir les connaissances sur l’effet des caractères physico-chimiques des fromages sur la
désintégration des fromages. Par exemple pour le chapitre 3 (objectif 2 et 3 de la thèse), il serait intéressant
d’explorer quel niveau de la réduction de la teneur en lipides est critique pour moduler la cinétique de la
désintégration. Aussi, au chapitre 3, nous avons observé que la désintégration des fromages Mozzarella et
Mozzarella léger était similaire, probablement en raison de la faible réduction de la teneur en lipides (6 %) qui
a peu d’effet sur la texture du fromage. Il serait intéressant de vérifier si la même réduction de la teneur en
lipides du fromage initial, réalisée pour les fromages Cheddar et Mozzarella, aurait le même impact sur leur
cinétique de désintégration.
Ces travaux permettent de révéler l’impact du processus de désintégration des fromages et de la cinétique de
libération des protéines sur leur bioaccessibilité et potentiellement sur leur biodisponibilité. La bioaccessibilité
et la biodisponibilité des protéines, ou plus précisément la cinétique d’apparition des éléments azotés dans le
plasma, devraient affecter l’utilisation postprandiale des protéines par exemple la synthèse des protéines
musculaires et la satiété protéique. Ces connaissances sont essentielles afin de tenter de prédire/moduler
l’efficacité de l’utilisation postprandiale des protéines basé sur leurs caractéristiques structurales et texturales.
Ces travaux pourraient contribuer à mieux positionner les fromages nutritionnellement. De telles approches
basées sur des modèles de digestion in vitro permettent de tester plusieurs matrices fromagères et sont
préparatoires à une meilleure planification des études cliniques chez l'humain essentielles pour démontrer les
effets nutritionnels et physiologiques.
170
Bibliographie
ACD (2009) Un tsunami économique: le coût du diabète au Canada. Association canadienne du diabète,
Toronto, Canada.
Adt I, Dupas C, Boutrou R, Oulahal N, Noel C, Mollé D, Jouvet T, Degraeve P (2011) Identification of
caseinophosphopeptides generated through in vitro gastro-intestinal digestion of Beaufort cheese.
International Dairy Journal 21:129-134.
Agrawal K, Lucas P, Prinz J, Bruce I (1997) Mechanical properties of foods responsible for resisting food
breakdown in the human mouth. Archives of Oral Biology 42:1-9.
Aguilera JM, Stanley DW (1999) Microstructural principles of food processing and engineering. Springer,
Gaithersburg.
Ak M, Bogenrief D, Gunasekaran S, Olson N (1993) Rheological evaluation of Mozzarella cheese by uniaxial
horizontal extension. Journal of Texture Studies 24:437-453.
AlAwar R, Obeid O, Hwalla N, Azar S (2005) Postprandial acylated ghrelin status following fat and protein
manipulation of meals in healthy young women. Clinical Science 109:405-411.
Almaas H, Cases AL, Devold TG, Holm H, Langsrud T, Aabakken L, Aadnoey T, Vegarud GE (2006) In vitro
digestion of bovine and caprine milk by human gastric and duodenal enzymes. International Dairy
Journal 16:961-968.
Amiot J, Fournier S, Lebeuf Y, Paquin P, Simpson R (2002) Composition, propriétés physicochimiques, valeur
nutritive, qualité technologique et technique d'analyse du lait. In: Lapointe-Vignola C (ed) Science et
technologie du lait: transformation du lait. Presses Internationales Polytechnique, Montreal, pp 1-74.
Anderson GH, Moore SE (2004) Dietary proteins in the regulation of food intake and body weight in humans.
The Journal of Nutrition 134:974S-979S.
Anema SG, Klostermeyer H (1997) Heat-induced, pH-dependent dissociation of casein micelles on heating
reconstituted skim milk at temperatures below 100 °C. Journal of Agricultural and Food Chemistry
45:1108-1115.
Anson NM, Selinheimo E, Havenaar R, Aura A-M, Mattila I, Lehtinen P, Bast A, Poutanen K, Haenen GR
(2009) Bioprocessing of wheat bran improves in vitro bioaccessibility and colonic metabolism of
phenolic compounds. Journal of Agricultural and Food Chemistry 57:6148-6155.
AOAC (1990) Loss on drying (moisture) in Cheese. Method 926.08. Association of Official Analytical Chemists
International, Arlington, VA,USA.
AOAC (2000) Ash of Cheese. Method 935.42. Association of Official Analytical Chemists International.
Gaithersburg, MD,USA.
Armand M, Hamosh M, DiPalma JS, Gallagher J, Benjamin SB, Philpott JR, Lairon D, Hamosh P (1995)
Dietary fat modulates gastric lipase activity in healthy humans. The American Journal of Clinical
Nutrition 62:74-80.
Astrup A (2005) The satiating power of protein - a key to obesity prevention? The American Journal of Clinical
Nutrition 82:1-2.
Banks JM (1990) Improving cheese yield by the incorporation of whey powder. Dairy industries international
55:37-41.
Barbé F, Ménard O, Gouar YL, Buffière C, Famelart M-H, Laroche B, Feunteun SL, Rémond D, Dupont D
(2014) Acid and rennet gels exhibit strong differences in the kinetics of milk protein digestion and
amino acid bioavailability. Food Chemistry 143:1-8.
Barbé F, Ménard O, Le Gouar Y, Buffière C, Famelart M-H, Laroche B, Le Feunteun S, Dupont D, Rémond D
(2013) The heat treatment and the gelation are strong determinants of the kinetics of milk proteins
digestion and of the peripheral availability of amino acids. Food Chemistry 136:1203-1212.
Barrett KE, Malley J, Naglieri C (2006) Gastrointestinal physiology. Lange Medical Books/McGraw-Hill, New
York.
Bender DA (2008) Protein nutrition and metabolism In: Bender DA (ed) Introduction to nutrition and
metabolism. CRC Press, Boca Raton, pp 241-270.
171
Berthoud H-R (2002) Multiple neural systems controlling food intake and body weight. Neuroscience &
Biobehavioral Reviews 26:393-428.
Berthoud Hr (2008) Vagal and hormonal gut-brain communication: from satiation to satisfaction.
Neurogastroenterology & Motility 20:64-72.
Blanquet-Diot S, Denis S, Chalancon S, Chaira F, Cardot J-M, Alric M (2012) Use of artificial digestive
systems to investigate the biopharmaceutical factors influencing the survival of probiotic yeast during
gastrointestinal transit in humans. Pharmaceutical Research 29:1444-1453.
Blanquet-Diot S, Soufi M, Rambeau M, Rock E, Alric M (2009) Digestive stability of xanthophylls exceeds that
of carotenes as studied in a dynamic in vitro gastrointestinal system. The Journal of Nutrition
139:876-883.
Blom WA, Lluch A, Stafleu A, Vinoy S, Holst JJ, Schaafsma G, Hendriks HF (2006) Effect of a high-protein
breakfast on the postprandial ghrelin response. The American Journal of Clinical Nutrition 83:211220.
Blundell J (1991) The biology of appetite. Clinical and Applied Nutrition 1:21-31.
Blundell J (1999) The control of appetite: basic concepts and practical implications. Schweizerische
medizinische Wochenschrift 129:182-188.
Bøgh KL, Barkholt V, Madsen CB (2012) The sensitising capacity of intact β-lactoglobulin is reduced by coadministration with digested β-lactoglobulin. International Archives Of Allergy And Immunology
161:21-36.
Boirie Y, Dangin M, Gachon P, Vasson MP, Maubois JL, Beaufrere B (1997) Slow and fast dietary proteins
differently modulate postprandial protein accretion. Proceedings of the National Academy of Sciences
of the United States of America 94:14930-14935.
Boirie Y, Léger-Guist’hau J (2011) La diversité de l’apport protéique et son impact anabolique. Nutrition
Clinique et Métabolisme 25, Supplement 1:S1-S3.
Boisen S, Eggum B (1991) Critical evaluation of in vitro methods for estimating digestibility in simple-stomach
animals. Nutrition research reviews 4:141-162.
Bornhorst GM, Singh RP (2013) Kinetics of in vitro bread bolus digestion with varying oral and gastric
digestion parameters. Food Biophysics 8:50-59.
Boulby P, Moore R, Gowland P, Spiller R (1999) Fat delays emptying but increases forward and backward
antral flow as assessed by flow-sensitive magnetic resonance imaging. Neurogastroenterology and
Motility 11:27-36.
Bowen J, Noakes M, Clifton PM (2006a) Appetite regulatory hormone responses to various dietary proteins
differ by body mass index status despite similar reductions in ad Libitum energy intake. The Journal
of Clinical Endocrinology & Metabolism 91:2913-2919.
Bowen J, Noakes M, Trenerry C, Clifton PM (2006b) Energy intake, ghrelin, and cholecystokinin after different
carbohydrate and protein preloads in overweight men. The Journal of Clinical Endocrinology &
Metabolism 91:1477-1483.
Breen L, Phillips S (2011) Skeletal muscle protein metabolism in the elderly: interventions to counteract the
'anabolic resistance' of ageing. Nutrition & Metabolism 8:1-11.
Brennan NM, Cogan TM, Loessner M, Scherer S (2004) Bacterial surface-ripened cheeses. In: Fox PF,
McSweeney PLH, Cogan TM, Guinee TP (eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol 2.
Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp 199-225.
Brouwers J, Anneveld B, Goudappel G-J, Duchateau G, Annaert P, Augustijns P, Zeijdner E (2011) Fooddependent disintegration of immediate release fosamprenavir tablets: in vitro evaluation using
magnetic resonance imaging and a dynamic gastrointestinal system. European Journal of
Pharmaceutics and Biopharmaceutics 77:313-319.
Brownlow S, Cabral JHM, Cooper R, Flower DR, Yewdall SJ, Polikarpov I, North ACT, Sawyer L (1997)
Bovine β-lactoglobulin at 1.8 Å resolution - still an enigmatic lipocalin. Structure 5:481-495.
Brûlé G, Lenoir J, Remeuf F (2009) La micelle de caséine et la coagulation du lait. In: Eck A, Gillis J-C (eds)
Le fromage: de la science à l'assurance-qualité. Lavoisier Tec & Doc, Paris, pp 7-39.
172
Bryant A, Ustunol Z, Steffe J (1995) Texture of Cheddar Cheese as Influenced by Fat Reduction. Journal of
Food Science 60:1216-1219.
Burton-Freeman B (2000) Dietary fiber and energy regulation. The Journal of Nutrition 130:272S-275S.
Byler MD, Farrell JrHM, Susi H (1988) Raman spectroscopic study of casein structure. Journal of Dairy
Science 71:2622-2629.
Cano-Ruiz M, Richter R (1997) Effect of homogenization pressure on the milk fat globule membrane proteins.
Journal of Dairy Science 80:2732-2739.
Cardot J, Beyssac E, Alric M (2007) In vitro - in vivo correlation: importance of dissolution in IVIVC. Dissolution
Technologies 14:15.
Casiraghi EM, Bagley EB, Christianson DD (1985) Behavior of Mozzarella, Cheddar and processed cheese
spread in lubricated and bonded uniaxial compression. Journal of Texture Studies 16:281-301.
Cassilly D, Kantor S, Knight L, Maurer A, Fisher R, Semler J, Parkman H (2008) Gastric emptying of a nondigestible solid: assessment with simultaneous SmartPill pH and pressure capsule, antroduodenal
manometry, gastric emptying scintigraphy. Neurogastroenterology & Motility 20:311-319.
Cayot P, Lorient D (1998) La micelle de caséine. In: Cayot P, Lorient D (eds) Structures et technofonctions
des protéines du lait. Arilait Recherches, Paris, pp 51-79.
Cervantes MA, Lund DB, Olson NF (1983) Effects of salt concentration and freezing on Mozzarella cheese
texture. Journal of Dairy Science 66:204-213.
Chatterton DE, Smithers G, Roupas P, Brodkorb A (2006) Bioactivity of β-lactoglobulin and α-lactalbumin technological implications for processing. International Dairy Journal 16:1229-1240.
Chatterton DEW, Rasmussen J, Heegaard CW, Sørensen ES, Petersen TE (2004) In vitro digestion of novel
milk protein ingredients for use in infant formulas: research on biological functions. Trends in Food
Science & Technology 15:373-383.
Chen A, Larkin J, Clark C, Irwin W (1979) Textural analysis of cheese. Journal of Dairy Science 62:901-907.
Chen J, Gaikwad V, Holmes M, Murray B, Povey M, Wang Y, Zhang Y (2011) Development of a simple model
device for in vitro gastric digestion investigation. Food & Function 2:174-182.
Chen J, Khandelwal N, Liu Z, Funami T (2013) Influences of food hardness on the particle size distribution of
food boluses. Archives of Oral Biology 58:293-298.
Choi Y-H, Fletcher PJ, Harvey Anderson G (2001) Extracellular amino acid profiles in the paraventricular
nucleus of the rat hypothalamus are influenced by diet composition. Brain Research 892:320-328.
Christensen T, Bech A-M, Werner H (1991) Methods for crude fractionation (extraction and precipitation) of
nitrogen components in cheese. Bulletin of the International Dairy Federation 261:4-9.
Clare DA, Swaisgood HE (2000) Bioactive milk peptides: a prospectus. Journal of Dairy Science 83:11871195.
Cota D, Proulx K, Smith KAB, Kozma SC, Thomas G, Woods SC, Seeley RJ (2006) Hypothalamic mTOR
signaling regulates food intake. Science 312:927-930.
Creamer LK, Olson NF (1982) Rheological evaluation of maturing Cheddar cheese. Journal of Food Science
47:631-636.
Cuthbertson D, Smith K, Babraj J, Leese G, Waddell T, Atherton P, Wackerhage H, Taylor PM, Rennie MJ
(2005) Anabolic signaling deficits underlie amino acid resistance of wasting, aging muscle. The
FASEB Journal 19:422-424.
Dalgleish D (1993) The enzymatic coagulation of milk. In: Fox PF (ed) Cheese: chemistry, physics and
microbiology, vol 1. Chapman & Hall, London, pp 69-100.
Dangin M, Boirie Y, Garcia-Rodenas C, Gachon P, Fauquant J, Callier P, Ballèvre O, Beaufrère B (2001) The
digestion rate of protein is an independent regulating factor of postprandial protein retention.
American Journal of Physiology - Endocrinology And Metabolism 280:E340-E348.
Dangin M, Boirie Y, Guillet C, Beaufrère B (2002) Influence of the protein digestion rate on protein turnover in
young and elderly subjects. The Journal of Nutrition 132:3228S-3233S.
Dangin M, Guillet C, Garcia-Rodenas C, Gachon P, Bouteloup-Demange C, Reiffers-Magnani K, Fauquant J,
Ballèvre O, Beaufrère B (2003) The rate of protein digestion affects protein gain differently during
aging in humans. The Journal of Physiology 549:635-644.
173
Darcel N, Fromentin G, Raybould HE, Gougis S, Gietzen DW, Tomé D (2005a) Fos-positive neurons are
increased in the nucleus of the solitary tract and decreased in the ventromedial hypothalamus and
amygdala by a high-protein diet in rats. The Journal of Nutrition 135:1486-1490.
Darcel NP, Liou AP, Tomé D, Raybould HE (2005b) Activation of vagal afferents in the rat duodenum by
protein digests requires PepT1. The Journal of Nutrition 135:1491-1495.
Davis JG (1965) Cheese. vol 1. Basic technology. Churchill Livingstone, London.
Decourcelle N, Lubbers S, Vallet N, Rondeau P, Guichard E (2004) Effect of thickeners and sweeteners on the
release of blended aroma compounds in fat-free stirred yoghurt during shear conditions. International
Dairy Journal 14:783-789.
Dejmek P, Walstra P (2004) The syneresis of rennet - coagulated curd. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan
TM, Guinee TP (eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol 1. Elsevier Academic Press,
Amsterdam, pp 71-103.
Delzenne N, Blundell J, Brouns F, Cunningham K, De Graaf K, Erkner A, Lluch A, Mars M, Peters H,
Westerterp-Plantenga M (2010) Gastrointestinal targets of appetite regulation in humans. Obesity
Reviews 11:234-250.
Demott BJ, Hitchcock JP, Sanders OG (1984) Sodium concentration of selected dairy products and
acceptability of a sodium substitute in Cottage cheese. Journal of Dairy Science 67:1539-1543.
Dickinson PA, Rmaileh RA, Ashworth L, Barker RA, Burke WM, Patterson CM, Stainforth N, Yasin M (2012)
An investigation into the utility of a multi-compartmental, dynamic, system of the upper
gastrointestinal tract to support formulation development and establish bioequivalence of poorly
soluble drugs. The AAPS journal 14:196-205.
DiPalma J, Kirk CL, Hamosh M, Colon AR, Benjamin SB, Hamosh P (1991) Lipase and pepsin activity in the
gastric mucosa of infants, children, and adults. Gastroenterology 101:116-121.
Dressman J (1986) Comparison of canine and human gastrointestinal physiology. Pharmaceutical Research
3:123-131.
Dressman JB, Reppas C (2000) In vitro - in vivo correlations for lipophilic, poorly water-soluble drugs.
European Journal of Pharmaceutical Sciences 11:S73-S80.
Dupont D, Boutrou R, Menard O, Jardin J, Tanguy G, Schuck P, Haab B, Leonil J (2010a) Heat treatment of
milk during powder manufacture increases casein resistance to simulated infant digestion. Food
Digestion 1:28-39.
Dupont D, Mandalari G, Molle D, Jardin J, Léonil J, Faulks RM, Wickham MSJ, Clare Mills EN, Mackie AR
(2010b) Comparative resistance of food proteins to adult and infant in vitro digestion models.
Molecular Nutrition & Food Research 54:767-780.
Dupont D, Mandalari G, Mollé D, Jardin J, Rolet-Répécaud O, Duboz G, Léonil J, Mills CEN, Mackie AR
(2010c) Food processing increases casein resistance to simulated infant digestion. Molecular
Nutrition & Food Research 54:1677-1689.
Emmons D, Kalab M, Larmond E, Lowrie R (1980) Milk gel structure X. Texture and microstructure in Cheddar
cheese made from whole milk and from homogenized low-fat milk. Journal of Texture Studies 11:1534.
Erdmann J, Lippl F, Schusdziarra V (2003) Differential effect of protein and fat on plasma ghrelin levels in
man. Regulatory Peptides 116:101-107.
Everett DW, Auty MA (2008) Cheese structure and current methods of analysis. International Dairy Journal
18:759-773.
Faipoux R, Tomé D, Gougis S, Darcel N, Fromentin G (2008) Proteins activate satiety-related neuronal
pathways in the brainstem and hypothalamus of rats. The Journal of Nutrition 138:1172-1178.
Famelart M-H, Tomazewski J, Piot M, Pezennec S (2004) Comprehensive study of acid gelation of heated milk
with model protein systems. International Dairy Journal 14:313-321.
FAO (2013) Dietary protein quality evaluation in human nutrition. Report of the Expert Protein Consultation,
Rome, Italy.
174
Farrell Jr HM, Cooke PH, Wickham ED, Piotrowski EG, Hoagland PD (2003) Environmental influences on
bovine κ-casein: reduction and conversion to fibrillar (amyloid) structures. Journal of protein chemistry
22:259-273.
Farrell Jr HM, Malin EL, Brown EM, Mora-Gutierrez A (2009) Review of the chemistry of αS2-casein and the
generation of a homologous molecular model to explain its properties. Journal of Dairy Science
92:1338-1353.
Farrell Jr HM, Wickham ED, Unruh JJ, Qi PX, Hoagland PD (2001) Secondary structural studies of bovine
caseins: temperature dependence of β-casein structure as analyzed by circular dichroism and FTIR
spectroscopy and correlation with micellization. Food Hydrocolloids 15:341-354.
Favé G, Peyrot J, Hamosh M, Armand M (2007) Digestion des lipides alimentaires : intérêt de la lipase
gastrique humaine ? Cahiers de Nutrition et de Diététique 42:183-190.
Ferrua MJ, Kong F, Singh RP (2011) Computational modeling of gastric digestion and the role of food material
properties. Trends in Food Science & Technology 22:480-491.
Feunteun S, Barbé F, Rémond D, Ménard O, Gouar Y, Dupont D, Laroche B (2013) Impact of the dairy matrix
structure on milk protein digestion kinetics: mechanistic modelling based on mini-pig in vivo data.
Food and Bioprocess Technology:1-15.
Foegeding EA, Brown J, Drake M, Daubert CR (2003) Sensory and mechanical aspects of cheese texture.
International Dairy Journal 13:585-591.
Fontana A, Polverino de Laureto P, De Filippis V, Scaramella E, Zambonin M (1997) Probing the partly folded
states of proteins by limited proteolysis. Folding and Design 2:R17-R26.
Foster K, Woda A, Peyron M (2006) Effect of texture of plastic and elastic model foods on the parameters of
mastication. Journal of Neurophysiology 95:3469-3479.
Fox PF (2009) Lactose: chemistry and properties. In: Fox PF, McSweeney P (eds) Advanced Dairy Chemistry
Volume 3 Lactose, water, salts and minor constituents. Springer, London.
Fox PF, McSweeney PLH (2004) Cheese: an overview. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM, Guinee TP
(eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol 1. Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp
1-18.
Friedman HH, Whitney JE, Szczesniak AS (1963) The texturometer - a new instrument for objective texture
measurement. Journal of Food Science 28:390-396.
Fromentin G, Darcel N, Lesdema A, Rasoamanana R, Chaumontet C, Gaudichon C, Tome D, Marsset-baglieri
A (2011) Protéines laitières et satiété, contrôle du comportement alimentaire. Innovations
Agronomiques 13:57-70.
Ganapathy V, Ganapathy ME, Leibach FH (2001) Intestinal transport of peptides and amino acids. In: Barrett
KE, Donowitz M (eds) Gastrointestinal transport: molecular physiology. Academic Press, San Diego,
pp 379-402.
Ganong WF, Barrett KE (2005) Digestion & absorption. In: Ganong WF, Barrett KE (eds) Review of medical
physiology, vol 21. McGraw-Hill Medical, New York, USA, pp 385-393.
Garnier J, Osguthorpe D, Robson B (1978) Analysis of the accuracy and implications of simple methods for
predicting the secondary structure of globular proteins. Journal of molecular biology 120:97-120.
Gaudichon C, Roos N, Mahé S, Sick H, Bouley C, Tomé D (1994) Gastric emptying regulates the kinetics of
nitrogen absorption from 15N-labeled milk and 15N-labeled yogurt in miniature pigs. The Journal of
Nutrition 124:1970-1977.
Geliebter A, Liang JT, Van Itallie TB (1984) Effects of repeated isocaloric macronutrient loads on daily food
intake of rats. American Journal of Physiology - Regulatory, Integrative and Comparative Physiology
247:R387-R392.
Gervais R, Gagnon F, Kheadr EE, Van Calsteren M-R, Farnworth ER, Fliss I, Chouinard PY (2009)
Bioaccessibility of fatty acids from conjugated linoleic acid-enriched milk and milk emulsions studied
in a dynamic in vitro gastrointestinal model. International Dairy Journal 19:574-581.
Geurts TJ, Walstra P, Mulder H (1972) Brine composition and the prevention of the defect ‘soft rind’ in cheese.
Netherlands Milk and Dairy Journal 26:168-179.
175
Gignac L (1997) Impact spécifique des enzymes pancréatiques protéolytiques sur la cinétique de digestion
des protéines alimentaires. Thèse (M. Sc.), Université Laval.
Gilani G (2012) Background on international activities on protein quality assessment of foods. The British
journal of nutrition 108 (Suppl S2):S168-S182.
Guerra A, Etienne-Mesmin L, Livrelli V, Denis S, Blanquet-Diot S, Alric M (2012) Relevance and challenges in
modeling human gastric and small intestinal digestion. Trends in Biotechnology 30:591-600.
Guh DP, Zhang W, Bansback N, Amarsi Z, Birmingham CL, Anis AH (2009) The incidence of co-morbidities
related to obesity and overweight: a systematic review and meta-analysis. BMC public health 9:88.
Guillet C, Prod’homme M, Balage M, Gachon P, Giraudet C, Morin L, Grizard J, Boirie Y (2004) Impaired
anabolic response of muscle protein synthesis is associated with S6K1 dysregulation in elderly
humans. The FASEB Journal 18:1586-1587.
Guinee TP, Auty MAE, Fenelon MA (2000) The effect of fat content on the rheology, microstructure and heatinduced functional characteristics of Cheddar cheese. International Dairy Journal 10:277-288.
Guinee TP, Fox PF (2004) Salt in Cheese: Physical, Chemical and Biological Aspects. In: Fox PF,
Guinee TP, McSweeney PLH (2006) Significance of milk fat in cheese. In: Fox PF, McSweeney PLH (eds)
Advanced Dairy Chemistry Volume 2 Lipids. Springer, London, pp 377-440.
Gunasekaran S, Ak MM (2003a) Cheese making - an overview. In: Gunasekaran S, Ak MM (eds) Cheese
Rheology and Texture. CRC Press, Boca Raton, pp 1-29.
Gunasekaran S, Ak MM (2003b) Cheese texture. In: Gunasekaran S, Ak MM (eds) Cheese Rheology and
Texture. CRC Press, Boca Raton, pp 299-329.
Gunasekaran S, Ak MM (2003c) Factors affecting functional properties of cheese. In: Gunasekaran S, Ak MM
(eds) Cheese rheology and texture. CRC press, Boca Raton, pp 409-439.
Gunasekaran S, Ak MM (2003d) Fracture properties of cheese. In: Gunasekaran S, Ak MM (eds) Cheese
Rheology and Texture. CRC Press, Boca Raton, pp 185-214.
Guo MR, Fox PF, Flynn A, Kindstedt PS (1995) Susceptibility of β-lactoglobulin and sodium caseinate to
proteolysis by pepsin and trypsin. Journal of Dairy Science 78:2336-2344.
Guo MR, Gilmore JA, Kindstedt PS (1997) Effect of sodium chloride on the serum phase of Mozzarella
cheese. Journal of Dairy Science 80:3092-3098.
Guo Q, Ye A, Lad M, Dalgleish D, Singh H (2014) Effect of gel structure on the gastric digestion of whey
protein emulsion gels. Soft Matter 10:1214-1223.
Guyomarc'h F, Law AJR, Dalgleish DG (2003) Formation of soluble and micelle-bound protein aggregates in
heated milk. Journal of Agricultural and Food Chemistry 51:4652-4660.
Guyomarc’h F (2006) Formation of heat-induced protein aggregates in milk as a means to recover the whey
protein fraction in cheese manufacture, and potential of heat-treating milk at alkaline pH values in
order to keep its rennet coagulation properties. A review. Le Lait 86:1-20.
Hall WL, Millward DJ, Long SJ, Morgan LM (2003) Casein and whey exert different effects on plasma amino
acid profiles, gastrointestinal hormone secretion and appetite. British Journal of Nutrition 89:239-248.
Hardy J (2009) L'activité de l'eau et le salage des fromages. In: Eck A, Gillis J-C (eds) Le fromage: de la
science à l'assurance-qualité. Lavoisier Tec & Doc, Paris, pp 62-84.
Harper AE (1981) Importance of protein quality in the United States diet. In: Bodwell CE, Adkins JS, Hopkins
DT (eds) Protein quality in humans: assessment and in vitro estimation. AVI Pub. Co, Westport, pp
20-23.
Harper AE, Peters JC (1989) Protein intake, brain amino acid and serotonin concentrations and protein selfselection. The Journal of Nutrition 119:677-689.
Hoagland PD, Unruh JJ, Wickham ED, Farrell Jr HM (2001) Secondary structure of bovine αS2-casein:
theoretical and experimental approaches. Journal of Dairy Science 84:1944-1949.
Hoebler C, Lecannu G, Belleville C, Devaux M-F, Popineau Y, Barry J-L (2002) Development of an in vitro
system simulating bucco-gastric digestion to assess the physical and chemical changes of food.
International Journal of Food Sciences and Nutrition 53:389-402.
176
Hoebler M-FD, A. Karinthi, C. Belleville, J.-L. Barry, C (2000) Particle size of solid food after human
mastication and in vitro simulation of oral breakdown. International Journal of Food Sciences and
Nutrition 51:353-366.
Holt SH, Miller JB, Petocz P (1995) A satiety index of common foods. European Journal of Clinical Nutrition
49:675-690.
Home DS, Banks JM (2004) Rennet-induced coagulation of milk. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM,
Guinee TP (eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol 1. Elsevier Academic Press,
Hur SJ, Lim BO, Decker EA, McClements DJ (2011) In vitro human digestion models for food applications.
Food Chemistry 125:1-12.
Iametti S, Gregori B, Vecchio G, Bonomi F (1996) Modifications occur at different structural levels during the
heat denaturation of β-lactoglobulin. European Journal of Biochemistry 237:106-112.
IDF (1991) Rheological and fracture properties of cheese. IDF 268:1991. International Dairy Federation,
Brussels, Belgium.
IDF (2002) Milk and milk products - determination of nitrogen content - routine method using combustion
according to the Dumas principle. IDF 185:2002. International Dairy Federation, Brussels, Belgium.
Inglingstad RA, Devold TG, Eriksen EK, Holm H, Jacobsen M, Liland KH, Rukke EO, Vegarud GE (2010)
Comparison of the digestion of caseins and whey proteins in equine, bovine, caprine and human
milks by human gastrointestinal enzymes. Dairy Science & Technology 90:549-563.
ISO (1992) Sensory analysis - vocabulary. ISO 5492:1992. Geneva, Switzerland.
ISO (2004) Cheese and processed cheese products - determination of fat content - gravimetric method
(Reference method). ISO 1735:2004. Geneva, Switzerland.
ISO (2008) Processed cheese products - determination of nitrogen content and crude protein calculation Kjeldahl method. ISO 17837:2008. International Organisation for Standardisation, Geneva,
Switzerland.
Izutsu T, Shioya T, Fukushima M, Taneya Si (1991) Rheological properties of fibrous structured cheese.
Nippon Kagaku Kaishi 8:1059-1065.
Jack FR, Paterson A (1992) Texture of hard cheeses. Trends in Food Science & Technology 3:160-164.
Jalabert-Malbos ML, Mishellany-Dutour A, Woda A, Peyron MA (2007) Particle size distribution in the food
bolus after mastication of natural foods. Food Quality and Preference 18:803-812.
Jeantet R, Croguennec T, Mahaut M, Schuck P, Brulé G (2008) Fromage. In: Jeantet R, Croguennec T,
Mahaut M, Schuck P, Brulé G (eds) Les produits laitiers. Technique et Documentation, Paris, pp 3754.
Joint FAOWHO (1990) Protein quality evaluation. FAO Food Nutrition Paper 51:1-66.
Kalab M, Allan-Wojtas P, Phipps-Todd B (1983) Development of microstructure in set-style nonfat yoghurt - a
review. Food microstructure 2:51-56.
Kamba M, Seta Y, Kusai A, Ikeda M, Nishimura K (2000) A unique dosage form to evaluate the mechanical
destructive force in the gastrointestinal tract. International Journal of Pharmaceutics 208:61-70.
Kamba M, Seta Y, Kusai A, Nishimura K (2001) Evaluation of the mechanical destructive force in the stomach
of dog. International Journal of Pharmaceutics 228:209-217.
Kheadr E, Zihler A, Dabour N, Lacroix C, Le Blay G, Fliss I (2010) Study of the physicochemical and biological
stability of pediocin PA-1 in the upper gastrointestinal tract conditions using a dynamic in vitro model.
Journal of Applied Microbiology 109:54-64.
Kim S, Ki K, Khan M, Lee W, Lee H, Ahn B, Kim H (2007) Peptic and tryptic hydrolysis of native and heated
whey protein to reduce its antigenicity. Journal of Dairy Science 90:4043-4050.
Kimura H, Futami Y, Tarui S, Shinomiya T (1982) Activation of human pancreatic lipase activity by calcium and
bile salts. Journal of Biochemistry 92:243-251.
Kimura T, Sagara Y, Fukushima M, Taneya S (1992) Effect of pH on submicroscopic structure of string
cheese. Milchwissenschaft 47:547-552.
177
Kindstedt PS, Carić M, Milanović S (2004) Pasta-filata cheeses. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM,
Kindstedt PS, Rowney M, Roupas P (1999) Technology, biochemistry and functionality of pasta filata/pizza
cheese. In: Law BA (ed) Technology of Cheesemaking. Sheffield Academic Press, Sheffield, pp 193221.
Kitabatake N, Kinekawa Y-I (1998) Digestibility of bovine milk whey protein and β-lactoglobulin in vitro and in
vivo. Journal of Agricultural and Food Chemistry 46:4917-4923.
Kong F, Oztop MH, Singh RP, McCarthy MJ (2011) Physical changes in white and brown rice during simulated
gastric digestion. Journal of Food Science 76:E450-E457.
Kong F, Singh RP (2008a) Disintegration of solid foods in human stomach. Journal of Food Science 73:R67R80.
Kong F, Singh RP (2008b) A model stomach system to investigate disintegration kinetics of solid foods during
gastric digestion. Journal of Food Science 73:202-210.
Kong F, Singh RP (2009) Modes of disintegration of solid foods in simulated gastric environment. Food
Biophysics 4:180-190.
Kong F, Singh RP (2010) A human gastric simulator (HGS) to study food digestion in human stomach. Journal
of Food Science 75:E627-E635.
Kopf-Bolanz KA, Schwander F, Gijs M, Vergères G, Portmann R, Egger L (2012) Validation of an in vitro
digestive system for studying macronutrient decomposition in humans. The Journal of Nutrition
142:245-250.
Korhonen H, Pihlanto-Leppälä A (2001) Milk protein-derived bioactive peptides: novel opportunities for health
promotion: dairy nutrition for a healthy future. Bulletin of the International Dairy Federation 363:17-26.
Koziolek M, Görke K, Neumann M, Garbacz G, Weitschies W (2014) Development of a bio-relevant dissolution
test device simulating mechanical aspects present in the fed stomach. European Journal of
Pharmaceutical Sciences 57:250-256.
Krul CA, Zeilmaker MJ, Schothorst RC, Havenaar R (2004) Intragastric formation and modulation of Nnitrosodimethylamine in a dynamic in vitro gastrointestinal model under human physiological
conditions. Food and Chemical Toxicology 42:51-63.
Kumosinski T, Brown E, Farrell Jr HM (1991) Three-dimensional molecular modeling of bovine caseins: αs1casein. Journal of Dairy Science 74:2889-2895.
Kumosinski TF, Brown EM, Farrell Jr HM (1993a) Three-dimensional molecular modeling of bovine caseins: a
refined, energy-minimized κ-casein structure. Journal of Dairy Science 76:2507-2520.
Kumosinski TF, Brown EM, Farrell Jr HM (1993b) Three-dimensional molecular modeling of bovine caseins:
an energy-minimized β-casein structure. Journal of Dairy Science 76:931-945.
Kwiatek MA, Steingoetter A, Pal A, Menne D, Brasseur JG, Hebbard GS, Boesiger P, Thumshirn M, Fried M,
Schwizer W (2006) Quantification of distal antral contractile motility in healthy human stomach with
magnetic resonance imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging 24:1101-1109.
L'Heureux-Bouron D, Tomé D, Bensaid A, Morens C, Lacroix M, Huneau JF, Fromentin G (2004)
Preabsorptive factors are not the main determinants of intake depression induced by a high-protein
diet in the rat. Physiology & Behavior 81:499-504.
Lacroix M, Bon C, Bos C, Léonil J, Benamouzig R, Luengo C, Fauquant J, Tomé D, Gaudichon C (2008) Ultra
high temperature treatment, but not pasteurization, affects the postprandial kinetics of milk proteins in
humans. The Journal of Nutrition 138:2342-2347.
Lacroix M, Bos C, Léonil J, Airinei G, Luengo C, Daré S, Benamouzig R, Fouillet H, Fauquant J, Tomé D
(2006) Compared with casein or total milk protein, digestion of milk soluble proteins is too rapid to
sustain the anabolic postprandial amino acid requirement. The American Journal of Clinical Nutrition
84:1070-1079.
Lamothe S, Azimy N, Bazinet L, Couillard C, Britten M (2014) Interaction of green tea polyphenols with dairy
matrices in a simulated gastrointestinal environment. Food & Function 5:2621-2631.
178
Lamothe S, Corbeil MM, Turgeon SL, Britten M (2012) Influence of cheese matrix on lipid digestion in a
simulated gastro-intestinal environment. Food & Function 3:724-731.
Lang V, Bellisle F, Alamowitch C, Craplet C, Bornet F, Slama G, Guy-Grand B (1999) Varying the protein
source in mixed meal modifies glucose, insulin and glucagon kinetics in healthy men, has weak
effects on subjective satiety and fails to affect food intake. European Journal of Clinical Nutrition
53:959-965.
Lang V, Bellisle F, Oppert J-M, Craplet C, Bornet F, Slama G, Guy-Grand B (1998) Satiating effect of proteins
in healthy subjects: a comparison of egg albumin, casein, gelatin, soy protein, pea protein, and wheat
gluten. The American Journal of Clinical Nutrition 67:1197-1204.
Latham CJ, Blundell JE (1979) Evidence for the effect of tryptophan on the pattern of food consumption in free
feeding and food deprived rats. Life Sciences 24:1971-1978.
Lavie CJ, Milani RV, Ventura HO (2009) Obesity and cardiovascular disease risk factor, paradox, and impact
of weight loss. Journal of the American College of Cardiology 53:1925-1932.
Law A, Banks J, Horne D, Leaver J, West I (1994) Denaturation of the whey proteins in heated milk and their
incorporation into Cheddar cheese. Milchwissenschaft 49:63-67.
Lawrence R, Creamer L, Gilles J (1987) Texture development during cheese ripening. Journal of Dairy
Science 70:1748-1760.
Lawrence R, Gilles J, Creamer L (1983) The relationship between cheese texture and flavour. New Zealand
Journal of Dairy Science and Technology 18:175-190.
Lawrence RC, Gilles J, Creamer LK, Crow VL, Heap HA, Honoré CG, Johnston KA, Samal PK (2004) Cheddar
cheese and related dry-salted cheese varieties. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM, Guinee TP
(eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol 2. Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp
71-102.
Le Feunteun S, Mariette F (2008) Effects of acidification with and without rennet on a concentrated casein
system: a kinetic NMR probe diffusion study. Macromolecules 41:2079-2086.
Leclercq-Perlat M-N, Buono F, Lambert D, Latrille E, Spinnler H-E, Corrieu G (2004) Controlled production of
Camembert-type cheeses. Part I: microbiological and physicochemical evolutions. Journal of Dairy
Research 71:346-354.
Lejeune MP, Kovacs EM, Westerterp-Plantenga MS (2005) Additional protein intake limits weight regain after
weight loss in humans. British Journal of Nutrition 93:281-289.
Lentle RG, Janssen PWM (2010) Manipulating digestion with foods designed to change the physical
characteristics of digesta. Critical Reviews in Food Science and Nutrition 50:130-145.
Lentle RG, Janssen PWM (2011a) The microstructure and digestion of particles. In: Lentle RG, Janssen PWM
(eds) The physical processes of digestion. Springer, New York, pp 11-29.
Lentle RG, Janssen PWM (2011b) Physical aspects of the digestion of protein particles. In: Lentle RG,
Janssen PWM (eds) The physical process of digestion. Springer, New York, pp 47-61.
Lesage L, Sauvageot F, Voilley A, Lorient D (1992) Influence de la teneur en NaCl et de la durée d'affinage
sur les caractéristiques sensorielles d'un fromage type camembert enrichi en magnésium. Le Lait
72:73-85.
Linder M (1991) Nutrition and metabolism of proteins. In: Linder MC (ed) Nutritional biochemistry and
metabolism: with clinical applications. Elsevier, New York, pp 87-109.
Lopez C (2005) Focus on the supramolecular structure of milk fat. Reproduction Nutrition Development
45:497-511.
Lorenzen JK, Astrup A (2011) Dairy calcium intake modifies responsiveness of fat metabolism and blood lipids
to a high-fat diet. British Journal of Nutrition 105:1823-1831.
Lucey J, Horne D (2009) Milk salts: technological significance. In: Fox PF, McSweeney P (eds) Advanced
Dairy Chemistry Volume 3 Lactose, water, salts and minor constituents. Springer, London, pp 351389.
Lucey J, Singh H (1997) Formation and physical properties of acid milk gels: a review. Food Research
International 30:529-542.
179
Lucey JA (2004) Formation, structural properties and rheology of acid-coagulated milk gels. In: Fox PF,
Lucey JA, Johnson ME, Horne DS (2003) Invited review: perspectives on the basis of the rheology and texture
properties of cheese. Journal of Dairy Science 86:2725-2743.
Lvova L, Denis S, Barra A, Mielle P, Salles C, Vergoignan C, Di Natale C, Paolesse R, Temple-Boyer P, Feron
G (2012) Salt release monitoring with specific sensors in 'in vitro' oral and digestive environments
from soft cheeses. Talanta 97:171-180.
Macfarlane GT, Macfarlane S (2007) Models for intestinal fermentation: association between food
components, delivery systems, bioavailability and functional interactions in the gut. Current Opinion in
Biotechnology 18:156-162.
MacGibbon AKH, Taylor MW (2006) Composition and structure of bovine milk lipids. In: Fox PF, McSweeney
PLH (eds) Advanced Dairy Chemistry Volume 2 Lipids. Springer, London, pp 1-42.
Mainville I, Arcand Y, Farnworth E (2005) A dynamic model that simulates the human upper gastrointestinal
tract for the study of probiotics. International Journal of Food Microbiology 99:287-296.
Malagelada J, Longstreth G, Summerskill W, Go V (1976) Measurement of gastric functions during digestion of
ordinary solid meals in man. Gastroenterology 70:203-210.
Mandalari G, Adel-Patient K, Barkholt V, Baro C, Bennett L, Bublin M, Gaier S, Graser G, Ladics GS,
Mierzejewska D, Vassilopoulou E, Vissers YM, Zuidmeer L, Rigby NM, Salt LJ, Defernez M,
Mulholland F, Mackie AR, Wickham MSJ, Mills ENC (2009) In vitro digestibility of β-casein and βlactoglobulin under simulated human gastric and duodenal conditions: a multi-laboratory evaluation.
Regulatory Toxicology and Pharmacology 55:372-381.
Marchin S, Putaux J-L, Pignon F, Léonil J (2007) Effects of the environmental factors on the casein micelle
structure studied by cryo transmission electron microscopy and small-angle x-ray
scattering/ultrasmall-angle x-ray scattering. The Journal of chemical physics 126:045101.
Marciani L, Gowland PA, Fillery-Travis A, Manoj P, Wright J, Smith A, Young P, Moore R, Spiller RC (2001a)
Assessment of antral grinding of a model solid meal with echo-planar imaging. American Journal of
Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology 280:G844-G849.
Marciani L, Gowland PA, Spiller RC, Manoj P, Moore RJ, Young P, Al-Sahab S, Bush D, Wright J, FilleryTravis AJ (2000) Gastric response to increased meal viscosity assessed by echo-planar magnetic
resonance imaging in humans. The Journal of Nutrition 130:122-127.
Marciani L, Gowland PA, Spiller RC, Manoj P, Moore RJ, Young P, Fillery-Travis AJ (2001b) Effect of meal
viscosity and nutrients on satiety, intragastric dilution, and emptying assessed by MRI. American
Journal of Physiology - Gastrointestinal and Liver Physiology 280:G1227-G1233.
Marmonier C, Chapelot D, Louis-Sylvestre J (2000) Effects of macronutrient content and energy density of
snacks consumed in a satiety state on the onset of the next meal. Appetite 34:161-168.
McKenzie HA, Wake RG (1961) An improved method for the isolation of κ-casein. Biochimica et Biophysica
Acta 47:240-242.
McMahon D, Oommen B (2013) Casein micelle structure, functions, and interactions. In: McSweeney PLH,
Fox PF (eds) Advanced dairy chemistry. Springer, Cork, pp 185-209.
McMahon DJ, Fife RL, Oberg CJ (1999) Water partitioning in Mozzarella cheese and its relationship to cheese
meltability. Journal of Dairy Science 82:1361-1369.
McMahon DJ, Oommen B (2008) Supramolecular structure of the casein micelle. Journal of Dairy Science
91:1709-1721.
McSweeney PLH (2004) Biochemistry of cheese ripening: introduction and overview. In: Fox PF, McSweeney
PLH, Cogan TM, Guinee TP (eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol 1. Elsevier
Academic Press, Amsterdam, pp 347-360.
Mellinkoff SM, Frankland M, Boyle D, Greipel M (1956) Relationship between serum amino acid concentration
and fluctuations in appetite. Journal of applied physiology 8:535-538.
Mercuri A, Passalacqua A, Wickham MS, Faulks RM, Craig DQ, Barker SA (2011) The effect of composition
and gastric conditions on the self-emulsification process of ibuprofen-loaded self-emulsifying drug
180
delivery systems: a microscopic and dynamic gastric model study. Pharmaceutical Research
28:1540-1551.
Minekus M, Alminger M, Alvito P, Ballance S, Bohn T, Bourlieu C, Carrière F, Boutrou R, Corredig M, Dupont
D (2014) A standardised static in vitro digestion method suitable for food - an international
consensus. Food & Function 5:1113-1124.
Minekus M, Marteau P, Havenaar R (1995) Multicompartmental dynamic computer-controlled model simulating
the stomach and small intestine. Alternatives to laboratory animals: ATLA 23:197-209.
Miranda G, Hazé G, Scanff P, Pélissier J (1989) Hydrolysis of α-lactalbumin by chymosin and pepsin. Effect of
conformation and pH. Le Lait 69:451-459.
Miranda G, Pelissier J-P (1983) Kinetic studies of in vivo digestion of bovine unheated skim-milk proteins in the
rat stomach. Journal of Dairy Research 50:27-36.
Mistry V, Kasperson K (1998) Influence of salt on the quality of reduced fat Cheddar cheese. Journal of Dairy
Science 81:1214-1221.
Modler H (1985) Functional properties of nonfat dairy ingredients - a review. Modification of products
containing casein. Journal of Dairy Science 68:2195-2205.
Moller H, Siewert M (1995) FIP guidelines for dissolution testing of solid oral products. Pharmazeutische
Industrie 57:362-369.
Molly K, Woestyne MV, Verstraete W (1993) Development of a 5-step multi-chamber reactor as a simulation of
the human intestinal microbial ecosystem. Applied Microbiology and Biotechnology 39:254-258.
Morris VJ, Gunning AP (2008) Microscopy, microstructure and displacement of proteins from interfaces:
implications for food quality and digestion. Soft Matter 4:943-951.
Nieuwenhuizen AG, Hochstenbach-Waelen A, Veldhorst MA, Westerterp KR, Engelen MP, Brummer R-JM,
Deutz NE, Westerterp-Plantenga MS (2009) Acute effects of breakfasts containing α-lactalbumin, or
gelatin with or without added tryptophan, on hunger,'satiety' hormones and amino acid profiles. British
Journal of Nutrition 101:1859-1866.
Norton I, Fryer P, Moore S (2006) Product/process integration in food manufacture: engineering sustained
health. AIChE journal 52:1632-1640.
O'Brien NM, O'Connor TP (2004) Nutritional aspects of cheese. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM,
O'Callaghan DJ, Guinee TP (2004) Rheology and texture of cheese. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM,
O’Mahony J, Lucey J, McSweeney P (2005) Chymosin-mediated proteolysis, calcium solubilization, and
texture development during the ripening of Cheddar cheese. Journal of Dairy Science 88:3101-3114.
Oberg C, McManus W, McMahon DJ (1993) Microstructure of Mozzarella cheese during manufacture. Food
Structre:251-258.
Olson N, Johnson M (1990) Light cheese products: characteristics and economics. Food technology 44:93-97.
OMS (2003) Prévention et prise en charge de l'épidémie mondiale. vol 894. Organisation mondiale de la
Santé, Genève.
Pagana MM, Hardy J (1986) Effect of salting on some rheological properties of fresh Camembert cheese
as measured by uniaxial compression. Milchwissenschaft 41:210-213.
Pal A, Brasseur JG, Abrahamsson B (2007) A stomach road or “Magenstrasse” for gastric emptying. Journal of
biomechanics 40:1202-1210.
Pancoska P, Keiderling TA (1991) Systematic comparison of statistical analyses of electronic and vibrational
circular dichroism for secondary structure prediction of selected proteins. Biochemistry 30:6885-6895.
Pancoska P, Yasui SC, Keiderling TA (1991) Statistical analyses of the vibrational circular dichroism of
selected proteins and relationship to secondary structures. Biochemistry 30:5089-5103.
Parada J, Aguilera JM (2007) Food microstructure affects the bioavailability of several nutrients. Journal of
Food Science 72:R21-R32.
181
Park J, Rosenau J, Peleg M (1984) Comparison of four procedures of cheese meltability evaluation. Journal of
Food Science 49:1158-1170.
Parrot S, Degraeve P, Curia C, Martial-Gros A (2003) In vitro study on digestion of peptides in Emmental
cheese: analytical evaluation and influence on angiotensin I converting enzyme inhibitory peptides.
Food/Nahrung 47:87-94.
Pastorino A, Hansen C, McMahon DJ (2003) Effect of pH on the chemical composition and structure-function
relationships of Cheddar cheese. Journal of Dairy Science 86:2751-2760.
Payne AN, Zihler A, Chassard C, Lacroix C (2012) Advances and perspectives in in vitro human gut
fermentation modeling. Trends in Biotechnology 30:17-25.
Pedersen NL-R, Nagain-Domaine C, Mahé S, Chariot J, Rozé C, Tomé D (2000) Caseinomacropeptide
specifically stimulates exocrine pancreatic secretion in the anesthetized rat. Peptides 21:1527-1535.
Pederson JA, Steele JL, Christensen JE, Dudley EG (1999) Peptidases and amino acid catabolism in lactic
acid bacteria. In: Konings W, Kuipers OP, Veld JHJHIt (eds) Lactic acid bacteria: Genetics,
metabolism and applications. Springer, Veldhoven, pp 217-246.
Pera P, Bucca C, Borro P, Bernocco C, De Lillo A, Carossa S (2002) Influence of mastication on gastric
emptying. Journal of Dental Research 81:179-181.
Pettersen EF, Goddard TD, Huang CC, Couch GS, Greenblatt DM, Meng EC, Ferrin TE (2004) UCSF
Chimera - a visualization system for exploratory research and analysis. Journal of Computational
Chemistry 25:1605-1612.
Peyron M-A, Mishellany A, Woda A (2004) Particle size distribution of food boluses after mastication of six
natural foods. Journal of Dental Research 83:578-582.
Piper D, Fenton BH (1965) pH stability and activity curves of pepsin with special reference to their clinical
importance. Gut 6:506-508.
Poirier P, Després J-P (2003) Obésité et maladies cardiovasculaires. médecine sciences 19:943-949.
Powley TL, Phillips RJ (2004) Gastric satiation is volumetric, intestinal satiation is nutritive. Physiology &
Behavior 82:69-74.
Qi PX, Wickham ED, Farrell Jr HM (2004) Thermal and alkaline denaturation of bovine β-casein. The Protein
Journal 23:389-402.
Qi PX, Wickham ED, Piotrowski EG, Fagerquist CK, Farrell Jr HM (2005) Implication of C-terminal deletion on
the structure and stability of bovine β-casein. The Protein Journal 24:431-444.
Raine KD (2004) Le surpoids et l'obésité au Canada: une perspective de la santé de la population. Institut
Canadien d'Information sur la Santé, Ottawa.
Rand WM, Pellett PL, Young VR (2003) Meta-analysis of nitrogen balance studies for estimating protein
requirements in healthy adults. The American Journal of Clinical Nutrition 77:109-127.
Raybould H, Holzer P, Thiefin G, Holzer H, Yoneda M, Tache Y (1991) Vagal afferent innervation and
regulation of gastric function. In: Costa M, Surrenti C, Gorini S, Maggi C, Meli A (eds) Sensory Nerves
and Neuropeptides in Gastroenterology, vol 298. Advances in Experimental Medicine and Biology.
Springer US, pp 109-127.
Reddy IM, Kella NKD, Kinsella JE (1988) Structural and conformational basis of the resistance of betalactoglobulin to peptic and chymotryptic digestion. Journal of Agricultural and Food Chemistry 36:737741.
Repoux M, Labouré H, Courcoux P, Andriot I, Sémon É, Yven C, Feron G, Guichard E (2012) Combined effect
of cheese characteristics and food oral processing on in vivo aroma release. Flavour and Fragrance
Journal 27:414-423.
Rinaldi L (2013) Impact de l'ajout de polysaccharides dans des matrices laitières gélifiées acides sur la
digestion gastro-intestinale des protéines et des réponses métaboliques associées. Université Laval.
Rinaldi L, Gauthier SF, Britten M, Turgeon SL (2014) In vitro gastrointestinal digestion of liquid and semi-liquid
dairy matrixes. LWT - Food Science and Technology 57:99-105.
Rioux L-E, Turgeon SL (2012) The ratio of casein to whey protein impacts yogurt digestion in vitro. Food
Digestion 3:25-35.
182
Ropelle ER, Pauli JR, Fernandes MFA, Rocco SA, Marin RM, Morari J, Souza KK, Dias MM, GomesMarcondes MC, Gontijo JAR, Franchini KG, Velloso LA, Saad MJA, Carvalheira JBC (2008) A central
role for neuronal AMP-activated protein kinase (AMPK) and mammalian target of rapamycin (mTOR)
in high-protein diet–induced weight Loss. Diabetes 57:594-605.
Rowney M, Hickey M, Roupas P, Everett D (2003) The effect of homogenization and milk fat fractions on the
functionality of Mozzarella cheese. Journal of Dairy Science 86:712-718.
Rudan MA, Barbano DM, Joseph Yun J, Kindstedt PS (1999) Effect of fat reduction on chemical composition,
proteolysis, functionality, and yield of Mozzarella cheese. Journal of Dairy Science 82:661-672.
Samloff I (1980) Pepsins, peptic activity, and peptic inhibitors. Journal of clinical gastroenterology 3:91-94.
Sanz T, Handschin S, Nuessli J, Conde-Petit B (2007) Effect of thickening agent and fat in custard
microstructure upon in vitro enzymatic digestion. Food Science and Technology International 13:381388.
Sawyer L (2013) β-lactoglobuline. In: McSweeney PLH, Fox PF (eds) Advanced dairy chemistry, vol Volume
1A: Proteins: Basic Aspects. vol 7. Springer, New York, pp 211-259.
Schaafsma G (2000) The protein digestibility - corrected amino acid score. The Journal of Nutrition 130:18651867.
Schaafsma G (2012) Advantages and limitations of the protein digestibility-corrected amino acid score
(PDCAAS) as a method for evaluating protein quality in human diets. British Journal of Nutrition
108:S333-S336.
Schlienger J-L (2010) Conséquences pathologiques de l’obésité. La Presse Médicale 39:913-920.
Schlienger J-L, Luca F, Vinzio S, Pradignac A (2009) Obésité et cancer. La Revue de Médecine Interne
30:776-782.
Schroeder C, Bodyfelt F, Wyatt C, McDaniel M (1988) Reduction of sodium chloride in Cheddar cheese: effect
on sensory, microbiological, and chemical properties. Journal of Dairy Science 71:2010-2020.
Siddiqui A, Provost A, Schwarz W (1991) Peristaltic pumping of a second-order fluid in a planar channel.
Rheologica acta 30:249-262.
Siegel J, Urbain J, Adler L, Charkes N, Maurer A, Krevsky B, Knight L, Fisher R, Malmud L (1988) Biphasic
nature of gastric emptying. Gut 29:85-89.
Silk D, Grimble G, Rees R (1985) Protein digestion and amino acid and peptide absorption. Proceedings of the
Nutrition Society 44:63-72.
Skov A, Toubro S, Rønn B, Holm L, Astrup A (1999) Randomized trial on protein vs carbohydrate in ad libitum
fat reduced diet for the treatment of obesity. International Journal of Obesity 23:528-536.
Smil V (2008) Human energetics: people as simple heterotrophs. In: Smil V (ed) Energy in nature and society:
general energetics of complex systems. The MIT Press, Cambridge, pp 119-139.
Spinnler H-E, Gripon J-C (2004) Surface mould-ripened cheeses. In: Fox PF, McSweeney PLH, Cogan TM,
Sugama S, Yang L, Cho BP, DeGiorgio LA, Lorenzl S, Albers DS, Beal MF, Volpe BT, Joh TH (2003) Agerelated microglial activation in 1-methyl-4-phenyl-1, 2, 3, 6-tetrahydropyridine (MPTP)-induced
dopaminergic neurodegeneration in C57BL/6 mice. Brain Research 964:288-294.
Tharakan A (2009) Modelling of physical and chemical processes in the small intestine. University of
Birmingham.
Thomas A (2006) Gut motility, sphincters and reflex control. Anaesthesia & Intensive Care Medicine 7:57-58.
Timasheff SN, Susi H (1966) Infrared investigation of the secondary structure of β-lactoglobulins. Journal of
Biological Chemistry 241:249-251.
Timasheff SN, Townend R, Mescanti L (1966) The optical rotatory dispersion of the β-lactoglobulins. Journal of
Biological Chemistry 241:1863-1870.
Tome D (2012) Criteria and markers for protein quality assessment–a review. British Journal of Nutrition
108:S222-S229.
Torres-Escribano S, Denis S, Blanquet-Diot S, Calatayud M, Barrios L, Vélez D, Alric M, Montoro R (2011)
Comparison of a static and a dynamic in vitro model to estimate the bioaccessibility of As, Cd, Pb and
183
Hg from food reference materials Fucus sp. (IAEA-140/TM) and Lobster hepatopancreas (TORT-2).
Science of the Total Environment 409:604-611.
Townend R, Herskovits TT, Timasheff SN, Gorbunoff MJ (1969) The state of amino acid residues in βlactoglobulin. Archives of Biochemistry and Biophysics 129:567-580.
Tunick MH, Mackey KL, Shieh JJ, Smith PW, Cooke P, Malin EL (1993) Rheology and microstructure of lowfat Mozzarella cheese. International Dairy Journal 3:649-662.
Turgeon SL, Rioux L-E (2011) Food matrix impact on macronutrients nutritional properties. Food Hydrocolloids
25:1915-1924.
Uhe AM, Collier GR, O'Dea K (1992) A comparison of the effects of beef, chicken and fish protein on satiety
and amino acid profiles in lean male subjects. The Journal of Nutrition 122:467-472.
Ulleberg EK, Comi I, Holm H, Herud EB, Jacobsen M, Vegarud GE (2011) Human gastrointestinal juices
intended for use in in vitro digestion models. Food Digestion 2:52-61.
Upadhyay VK, McSweeney PLH, Magboul AAA, Fox PF (2004) Proteolysis in cheese during ripening. In: Fox
PF, McSweeney PLH, Cogan TM, Guinee TP (eds) Cheese: chemistry, physics and microbiology, vol
1. Elsevier Academic Press, Amsterdam, pp 391-435.
Vachon C, Gauthier S, Charbonneau R, Savoie L (1986) Relationship between in vitro digestion of proteins
and in vivo assessment of their nutritional quality. Reproduction, Nutrition, Development 27:659-672.
Van Dyke R (1993) Mechanisms of digestion and absorption of food. In: Sleisenger MH, Fordtran JS,
Scharschmidt BF, Feldman M (eds) Gastrointestinal disease: pathophysiology, diagnosis,
management. Saunders, Toronto, pp 1062-1088.
Vardakou M, Mercuri A, Barker SA, Craig DQ, Faulks RM, Wickham MS (2011) Achieving antral grinding
forces in biorelevant in vitro models: comparing the USP dissolution apparatus II and the dynamic
gastric model with human in vivo data. Aaps Pharmscitech 12:620-626.
Vassal L, Gripon J (1984) L'amertume des fromages à pâte molle de type Camembert: rôle de la présure et de
Penicillium caseicolum, moyens de la contrôler. Le Lait 64:397-417.
Vassal L, Monnet V, Le Bars D, Colette R, Gripon J (1986) Relation entre le pH, la composition chimique et la
texture des fromages de type Camembert. Le Lait 66:341-351.
Vassallo MJ, Camilleri M, Prather CM, Hanson R, Thomforde G (1992) Measurement of axial forces during
emptying from the human stomach. American Journal of Physiology 263:G230-G239.
Vatier J, Célice‐Pingaud C, Farinotti R (1998) Interests of the 'artifical stomach' techniques to study antacid
formulations: Comparison with in vivo evaluation. Fundamental & Clinical Pharmacology 12:573-583.
Veldhorst MAB, Nieuwenhuizen AG, Hochstenbach-Waelen A, Westerterp KR, Engelen MPKJ, Brummer RJM, Deutz NEP, Westerterp-Plantenga MS (2009) A breakfast with alpha-lactalbumin, gelatin, or
gelatin +TRP lowers energy intake at lunch compared with a breakfast with casein, soy, whey, or
whey-GMP. Clinical Nutrition 28:147-155.
Versantvoort C, Rompelberg C (2004) Development and applicability of an in vitro digestion model in
assessing the bioaccessibility of contaminants from food. RIVM report 320102002. Available from:
http:/www.rivm.nl/en/. National Institute for Public Health and the Environment, Bilthoven.
Versantvoort CHM, Oomen AG, Van de Kamp E, Rompelberg CJM, Sips A (2005) Applicability of an in vitro
digestion model in assessing the bioaccessibility of mycotoxins from food. Food and Chemical
Toxicology 43:31-40.
Vertzoni M, Dressman J, Butler J, Hempenstall J, Reppas C (2005) Simulation of fasting gastric conditions and
its importance for the in vivo dissolution of lipophilic compounds. European Journal of Pharmaceutics
and Biopharmaceutics 60:413-417.
Vliet Tvan, Dentener-Kikkert A (1982) Influence of the composition of milk fat globule membrane on the
rheoloigcal properties of acid milk gels. Netherlands Milk and Dairy Journal 36:261-265.
Volpi E, Mittendorfer B, Rasmussen BB, Wolfe RR (2000) The response of muscle protein anabolism to
combined hyperaminoacidemia and glucose-induced hyperinsulinemia is impaired in the elderly 1.
The Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism 85:4481-4490.
Walstra P (1999) Casein sub-micelles: do they exist? International Dairy Journal 9:189-192.
184
Walstra P (2002) Soft solids. In: Walstra P (ed) Physical chemistry of foods. CRC Press, New York, pp 608683.
Watkinson P, Boston G, Campanella O, Coker C, Johnston K, Luckman M, White N (1997) Rheological
properties and maturation of New Zealand Cheddar cheese. Lait 77:109-120.
Westerterp-Plantenga M, Rolland V, Wilson S, Westerterp K (1999) Satiety related to 24 h diet-induced
thermogenesis during high protein/carbohydrate vs high fat diets measured in a respiration chamber.
European Journal of Clinical Nutrition 53:495-502.
Westerterp-Plantenga MS (2008) Protein intake and energy balance. Regulatory Peptides 149:67-69.
WHO/FAO/UNU (2007) Protein and amino acid requirements in human nutrition, No 935. Joint
WHO/FAO/UNU Expert Consultation.
Wickham M, Faulks R, Mann J, Mandalari G (2012) The design, operation, and application of a dynamic
gastric model. Dissolut Technol 19:15-22.
Widmaier EP, Raff H, Strang KT (2011) Vander's human physiology: the mechanisms of body function.
McGraw-Hill Higher Education, New York.
Wiechelman KJ, Braun RD, Fitzpatrick JD (1988) Investigation of the bicinchoninic acid protein assay:
identification of the groups responsible for color formation. Analytical Biochemistry 175:231-237.
Williams SH, Wright BW, Truong Vd, Daubert CR, Vinyard CJ (2005) Mechanical properties of foods used in
experimental studies of primate masticatory function. American Journal of Primatology 67:329-346.
Woda A, Foster K, Mishellany A, Peyron M (2006) Adaptation of healthy mastication to factors pertaining to the
individual or to the food. Physiology & Behavior 89:28-35.
Yancy WS, Olsen MK, Guyton JR, Bakst RP, Westman EC (2004) A low-carbohydrate, ketogenic diet versus a
low-fat diet to treat obesity and hyperlipidemia: a randomized, controlled trial. Annals of Internal
Medicine 140:769-777.
Yoshida A (1990) Nutrition: proteins and amino acids. Japan Scientific Societies Press, Tokyo.
Yvon M, Beucher S, Scanff P, Thirouin S, Pelissier JP (1992) In vitro simulation of gastric digestion of milk
proteins: comparison between in vitro and in vivo data. Journal of Agricultural and Food Chemistry
40:239-244.
Zangenberg NH, Müllertz A, Kristensen HG, Hovgaard L (2001) A dynamic in vitro lipolysis model: I. controlling
the rate of lipolysis by continuous addition of calcium. European Journal of Pharmaceutical Sciences
14:115-122.
185
Annexe 1 Les informations supplémentaires pour
le chapitre 2
Table S2-1 Conditions of preparation of cheese particles for digestion.
Camembert
Total weight
of cheese
pieces (g)
15 ± 0.5
Aged Cheddar
15 ± 0.5
4
16
2.9 ± 0.3
Smear cheese
15 ± 0.5
4
40
2.3 ± 0.2
Young Cheddar
15 ± 0.5
4
22
2.6 ± 0.1
Cheese
Number of
cheese pieces
Coffee grinder
(s)
Mean particle
size (mm)
4
20
-
Mozzarella
20 ± 0.5
8
40
2.5 ± 0.1
Cheese particles preparation steps preceded in order (from left to right) as mentioned above.
The rind of Camembert cheese was removed before the production procedures of cheese
particles.
187
Figure S2-1 The size distribution of cheese particles before their introduction into the digestion model.
188
Table S2-2 Constituents added for the pH adjustment at the beginning of the in vitro gastric and
duodenal digestion for each cheese type.
Cheeses
Gastric digestion a
Duodenal digestion b
Volume of
Volume of
pH at the
Volume of
Weight of
pH at the
gastric
HCl 12M
end of
NaHCO3 1M
NaHCO3
end of
solution at
(µL)
digestion
(µL)
powder
digestion
(g)
(rep 1, 2)
pH 0.0
(rep 1, 2)
(μL)
Camembert
100
250
3.2, 3.2
2000
0.30
6.6, 6.6
Aged Cheddar
750
250
3.1, 3.2
2000
0.60
6.5, 6.6
Smear cheese
1000
250
2.9, 3.2
2000
0.57
6.5, 6.3
Young Cheddar
500
250
2.9, 2.9
2000
0.60
6.4, 6.9
Mozzarella
500
250
3.2, 2.7
2000
0.50
6.7, 6.5
The gastric solution at pH 0.0 was obtained by adding HCl 12M in gastric solution.
a To obtain a gastric pH between 2 and 3.
b To obtain a duodenal digestion pH between 6 and 7.
189
Figure S2-2 The disintegration (a), fat release (b) and protein release (c) of cheeses varying in
texture at the end of oral digestion with (black bars)/without enzymes (grey bars).
Error bars depict the standard deviation (see Material & method section for details).
Different letters within the bars of the same colors were significantly different.
190
le chapitre 3
Table S3-1 The fabrication of cheeses particles for digestion.
Total weight of
Cheese
cheese pieces
(g)
Number of cheese
Coffee grinder
Mean particle size
pieces
(s)
(mm)
Cheddar
15 ± 0.5
4
20
2.4 ± 0.2
Light Cheddar
15 ± 0.5
4
30
2.4 ± 0.0
Mozzarella
15 ± 0.5
4
22
2.7 ± 0.2
Light Mozzarella
15 ± 0.5
4
34
2.5 ± 0.2
Cheese particles preparation steps preceded in order (from left to right) as mentioned above.
191
Figure S3-1 The size distribution of cheese particles before their introduction into the digestion model.
192
Table S3-2 Constituents added for the pH adjustment at the beginning of the in vitro gastric and
duodenal digestion for each cheese type.
Cheeses
(18 g)
Gastric digestion a
Duodenal digestion b
Volume of
Volume of
Measured
Volume of
Weight of
Measured
gastric
HCl 12M
pH during
NaHCO3 1M
NaHCO3
pH during
solution at
(µL)
digestion
(µL)
powder
digestion
pH 0.0
(g)
(μL)
Cheddar
800
500
1.7 - 3.3
4000
1.00
6.5 – 6.7
Light Cheddar
1500
500
1.9 - 3.2
4000
1.00
6.2 – 6.6
Mozzarella
1250
500
1.7 - 3.2
4000
1.20
6.4 – 6.5
Light Mozzarella
1500
500
1.8 - 3.1
4000
1.20
6.2 – 6.3
The gastric solution at pH 0.0 was obtained by adding HCl 12M in gastric solution.
a To obtain a gastric pH between 2 and 3.
b To obtain a duodenal digestion pH between 6 and 7.
193
Table S3-3 Parameters used for the digestion trails which aimed to obtain the digested samples
at different time during the in vitro GI digestion process.
Oral a
Gastric b
Duodenal c
36 ± 0.5
36 ± 0.5
18 ± 0.5
pH
6.8
6.8
6.8
Saliva (mL)
T0min = 24
T0min = 24
T0min = 12
Pre shear speed d (s-1)
100
100
100
Shear speed e (s-1)
30
30
30
Duration (min)
2
2
2
pH
2-3
2-3
Gastric juice (mL)
T0min = 42
T0min = 21
T60min = 6
T60min = 3
HCl 12 M (mL)
T0min = 0.5
T0min = 0.5
100
100
Shear speed e (s-1)
30
30
Duration (min)
120
120
Cheese samples (g)
Oral phase
Gastric phase
Duodenal phase
pH
6-7
Duodenal juice (mL)
T0min = 36
NaHCO3 1M (mL)
T0min = 4
NaHCO3 powder (g)
T0min = 1.00 – 1.20 f
100
Shear speed e (s-1)
30
Duration (min)
60
The digestion trails performed to obtain the digested samples at the end of oral digestion.
The digestion trails performed to obtain the digested samples at the end of gastric digestion.
C The digestion trails performed to obtain the digested samples at the end of duodenal digestion.
d The pre-shear was applied for 30 s to homogenize digestion samples.
e The shear rate used during each digestion step.
f The weight of NaHCO powder added varied according to cheese types to obtain a duodenal
3
digestion pH between 6-7.
a
b
194
le chapitre 4
Table S4-1 Textural properties of Cheddar and Mozzarella cheeses.
Test temperature
25 °C
Cheese
Mozzarella
Cheddar
b
Hardness (N)
12.70 ± 0.37
15.75 ± 0.86a
Springiness
0.80 ± 0.03b
0.86 ± 0.02a
Cohesiveness
0.69 ± 0.03
0.70 ± 0.01
Adhesiveness (N.s)
-0.27 ± 0.13
-0.27 ± 0.02
Resilience
0.33 ± 0.04
0.34 ± 0.01
b
Gumminess (N)
8.77 ± 0.48
11.02 ± 0.73a
Chewiness (N)
7.02 ± 0.63b
9.44 ± 0.67a
Cheese texture was measured at room temperature (25 °C).
The values in the same row with different subscripts were significantly different (P < 0.05).
195

impact de la structure et de la texture des fromages

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